Диссертация Бойко Т.В. - ФГБОУ ВО «Южно

1
Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение
высшего профессионального образования
«Омский государственный аграрный университет имени П.А.Столыпина»
На правах рукописи
БОЙКО ТАТЬЯНА ВЛАДИМИРОВНА
ТОКСИКОЛОГИЧЕСКАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА НЕОНИКОТИНОИДОВ,
РАЗРАБОТКА ДИАГНОСТИЧЕСКИХ И ЛЕЧЕБНЫХ МЕРОПРИЯТИЙ
ПРИ ОТРАВЛЕНИИ ЖИВОТНЫХ
06.02.03 – ветеринарная фармакология с токсикологией;
06.02.01 – диагностика болезней и терапия животных, патология,
онкология и морфология животных
Диссертация на соискание ученой степени доктора ветеринарных наук
Научные консультанты:
доктор ветеринарных наук,
профессор Л.К. ГЕРУНОВА;
доктор ветеринарных наук,
профессор В.И. ГЕРУНОВ
Омск – 2014
2
ОГЛАВЛЕНИЕ
1.
1.1.
1.2.
1.3.
1.4.
1.5.
1.6.
1.7.
2.
2.1.
2.2.
2.2.1.
2.2.1.1.
2.2.1.2.
2.2.1.3.
2.2.1.4.
2.2.1.5.
2.2.1.6.
2.2.1.7.
2.2.2.
ВВЕДЕНИЕ……………………………………………………..
ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ…………………………………………
Ассортимент неоникотиноидов и их применение в сельском
хозяйстве………………………………………………………..
Краткая токсикологическая характеристика имидаклоприда
и тиаклоприда………………………………………………….
Механизм токсического действия неоникотиноидов……….
Токсикокинетика неоникотиноидов………………………….
Клиническая картина отравления неоникотиноидами и
средства симптоматической терапии…………………………
Методы детоксикации кормов и воды при загрязнении
пестицидами…………………………………………………….
Заключение к обзору литературы……………………………..
СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ………………………...
Материал и методы исследований……………………………
Результаты собственных исследований………………………
Токсикологическая характеристика Конфидора экстра® и
Калипсо®………………………………………………………..
Определение параметров токсичности Конфидора экстра® и
Калипсо® при внутрижелудочном введении крысам………..
Раздражающее действие Конфидора экстра® и Калипсо®…...
Кумулятивные свойства Конфидора экстра® и Калипсо®…...
Иммунотоксическое действие Конфидора экстра® и
Калипсо®………………………………………………………..
Оценка поведения крыс в тесте «Открытое поле» при
хронической интоксикации Конфидором экстра® и
Калипсо®……………………………………………………….
Репродуктивная токсичность имидаклоприд- и
тиаклопридсодержащих неоникотиноидов…………………
Особенности накопления и распределения Конфидора
экстра® и Калипсо® в организме животных и птиц………..
Диагностика отравлений неоникотиноидами в условиях
эксперимента…………………………………………………..
4
14
14
17
23
28
29
32
33
37
37
47
47
47
49
49
50
65
67
90
116
3
2.2.2.1.
2.2.2.2.
2.2.2.3.
2.2.3.
2.2.4.
2.2.5.
2.2.6.
2.2.7.
3.
4.
5.
6.
Клиническая диагностика острого и хронического
отравлений животных Конфидором экстра® и Калипсо®……
Лабораторная диагностика острого и хронического
отравлений животных Конфидором экстра® и Калипсо®……
Патоморфологическая диагностика острого и хронического
отравлений животных Конфидором экстра® и Калипсо®…...
Поиск средств патогенетической терапии при остром
отравлении неоникотиноидами………………………………..
Токсикологическая оценка кормов, обработанных
Конфидором экстра®…………………………………………..
Ветеринарно-санитарная оценка продуктов убоя кроликов
при включении в рацион кормов, обработанных
Конфидором экстра®…………………………………………..
Влияние дезинсекции имидаклопридсодержащим
препаратом на клинический статус и биохимические
показатели сыворотки крови свиней…………………………..
Испытание детоксицирующих свойств озон/NОсодержащей газовой смеси в сочетании с низкочастотным
ультразвуком при обработке воды, содержащей остатки
Конфидора экстра® и Калипсо®………………….……………
ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ ИССЛЕДОВАНИЙ………
ЗАКЛЮЧЕНИЕ………………………………………………...
ВЫВОДЫ……………………………………………………….
ПРАКТИЧЕСКИЕ ПРЕДЛОЖЕНИЯ………………………...
ЛИТЕРАТУРА………………………………………………….
ПРИЛОЖЕНИЯ………………………………………………..
116
122
145
201
211
222
227
232
244
284
288
293
295
333
4
ВВЕДЕНИЕ
Актуальность темы исследования. Химический метод защиты растений,
животных и человека является наиболее эффективным и экономически
оправданным способом контроля численности вредителей в растениеводстве,
животноводстве и санитарии (В.И. Долженко 2005; Е.Ю. Торопова, В.А. Чулкина,
Г.Я. Стецов, 2008; В.Г. Коваленков, Н.М. Тюрина, С.В. Казадаева, 2009;
В.А. Захаренко, 2012; В.И. Долженко, В.А. Захаренко, 2013; В.В. Михайликова,
Н.С. Стребкова, Д.Н. Говоров, А.В. Живых, 2013).
В настоящее время в Государственный каталог пестицидов и агрохимикатов
Российской Федерации (2013) внесено более тысячи пестицидных препаратов, из
которых более 200 препаратов составляют инсекто-акарициды на основе 53
действующих веществ. До 2000 года в структуре мирового производства
инсектицидов 80% занимали фосфорорганические соединения, пиретроиды и
карбаматы. Необходимость преодоления резистентности, экономические и
экологические причины привели к созданию в начале 90-х годов препаратов с
новым механизмом действия – неоникотиноидов, которые уже зарегистрированы
в 89 странах и разрешены к использованию для 60 видов полезных культур
(K. Morij, 1992; I. Yamamoto,1993; С.Р. Белан, А.Ф. Грапов, Г.М. Мельникова,
2001; В.Г. Коваленков, Н.М. Тюрина, 2002; А.Ф. Гримов, 2003; К.В. Новожилов,
2003; Ю.Н. Карякина, 2004; О.Ю. Еремина, Ю.В. Лопатина, 2005; О.Ю. Еремина,
Ю.В. Лопатина, 2009; В.И. Долженко, 2009; Д.Н. Говоров, А.В. Живых,
Е.В. Бородина, 2013).
Список разрешенных к применению инсектицидов этой группы в
Российской Федерации включает более 30 препаративных форм на основе пяти
действующих
веществ:
имидаклоприда,
тиаклоприда,
тиаметоксама,
ацетамиприда и клотианидина. Для расширения спектра инсектицидного действия
неоникотиноиды комбинируют с синтетическими пиретроидами, авермектинами,
фенилпиразолами и др. (Государственный каталог пестицидов и агрохимикатов,
2013).
5
Увеличение
объемов
производства
и
использования
новых
групп
химических средств защиты растений, активное внедрение их в практическое
животноводство и ветеринарию при высоком их экономическом потенциале
препаратов повышает риск воздействия остаточных количеств пестицидов,
накапливающихся в кормах, воде, воздухе, продуктах питания, на организм
животных и человека (A.B. Иванов, 2005, 2006, 2007; В.А. Захаренко, 2008, 2009).
В связи с этим разработка принципов диагностики острого и хронического
отравлений животных неоникотиноидами, определение патогенеза интоксикации
и потенциальной опасности пестицидов для будущих поколений, установление
особенностей накопления и распределения остаточных количеств препаратов в
органах и тканях животных, а также поиск наиболее эффективных средств
терапии
и
профилактики
отравлений
являются
актуальными
задачами
современной ветеринарной токсикологии.
Степень разработанности проблемы. Неоникотиноиды изучены, прежде
всего, с позиции эффективности применения в растениеводстве, ветеринарии и
санитарии, а также установлен механизм их инсектицидного действия (K. Morij,
1992, I. Yamamoto,1993; K. Matsuda, 2001; А.Ф. Гримов, 2003; О.Ю. Еремина,
Ю.В. Лопатина, 2005, 2009; В.И. Долженко, 2009; A.K. Jones, D.B. Sattelle, 2010;
Государственный каталог пестицидов и агрохимикатов и дополнения к нему,
2012). Токсикологическая характеристика неоникотиноидов представлена в
соответствии
с
требованиями,
предусмотренными
регистрационными
испытаниями химических средств защиты, при этом определена токсичность,
прежде
всего,
действующих
веществ,
а
не
их
препаративных
форм
(Л.В. Ермолова, Н.Г. Проданчук П.Г. Жминько и др., 2004). Отсутствие методов
обнаружения остаточных количеств неоникотиноидов в биологических объектах,
а также критериев диагностики и средств антидотной терапии при отравлениях не
позволяет своевременно и точно поставить диагноз на отравление животных
имидаклоприд-
и
тиаклопридсодержащими
пестицидами,
оценить
их
потенциальную опасность, а также контролировать содержание остаточных
количеств этих препаратов в продуктах питания животного происхождения.
6
Отсутствие
сведений
о
патогенезе
интоксикации
затрудняет
разработку
эффективных лечебных и профилактических мероприятий при отравлении
животных неоникотиноидами.
В связи с этим дальнейшее изучение токсикологической характеристики
неоникотиноидов, разработка диагностических, лечебных и профилактических
мероприятий при отравлении животных представляют актуальную проблему для
ветеринарной медицины.
Цель и задачи исследования. Цель работы – установить клиникотоксикологические
параметры
неоникотиноидов
и
разработать
методы
диагностики и лечения животных при отравлении.
Для достижения поставленной цели были определены следующие задачи:
 определить клинико-токсикологическую характеристику Конфидора Экстра® и
Калипсо® (параметры
токсичности,
токсикокинетику
и
токсикодинамику,
отдаленные эффекты действия);
 разработать методы клинической, лабораторной и посмертной диагностики
отравлений
животных
неоникотиноидами
и
установить
патогенетически
значимые изменения в организме животных;
 доказать эффективность средств патогенетической терапии при остром
отравлении имидаклоприд- и тиаклопридсодержащими пестицидами;
 экспериментально обосновать возможность использования озон/NO- газовой
смеси и низкочастотного ультразвука для детоксикации воды, содержащей
остатки неоникотиноидов;
 оценить влияние имидаклопридсодержащих препаратов на организм животных
при использовании в производственных условиях для обработки кормовых
культур и животноводческих помещений;
 разработать методические рекомендации для специалистов ветеринарной
службы
«Диагностика,
лечение
и
профилактика
отравлений
животных
неоникотиноидами».
Научная новизна результатов исследования. В отличие от проведенных
ранее
исследований
неоникотиноидов
(Л.В.
Ермолова,
Н.Г.
Проданчук,
7
П.Г. Жминько и др., 2004) получены новые данные об иммунотоксическом,
нейротоксическом, эмбриотоксическом и тератогенном действии нитрозо- и
циансодержащих
препаратов
данной
группы.
Обоснована
потенциальная
опасность длительного скармливания животным кормов, обработанных в период
вегетации
культур
имидаклопридсодержащими
пестицидами.
Разработаны
клинические, патоморфологические и лабораторные критерии диагностики
острого и хронического отравлений животных и птиц неоникотиноидами.
Установлено,
что
патогенетически
значимыми
признаками
интоксикации
являются атония желудочно-кишечного тракта, тахикардия, диспноэ и судороги.
Патоморфологическая картина острого отравления характеризуется застойной
гиперемией печени, почек и селезенки, острым расширением желудка и слепой
кишки; при хроническом отравлении имидаклопридсодержащими пестицидами
отмечается
гидропическая
дистрофия
печени
и
почек,
при
отравлении
циансодержащими неоникотиноидами – зернистая дистрофия, лейкоцитарная
инфильтрация и разрастание соединительной ткани.
Доказана способность имидаклоприда и тиаклоприда проникать через
гематоплацентарный и гематоэнцефалический барьеры у млекопитающих и
накапливаться в тканях эмбрионов и плодов. Экспериментально обосновано
эмбриотоксическое и тератогенное действие неоникотиноидов, подтверждено
негативное влияние пестицидов на рост и развитие потомства с увеличением
постнатальной смертности и развитием у крысят синдрома «эмоциональной
тревожности».
Разработаны методы определения остаточных количеств имидаклоприда и
тиаклоприда
в
биологических
объектах.
Новизна
полученных
данных
подтверждена патентами: «Способ определения имидаклоприда в биологических
объектах с использованием тонкослойной хроматографии» (Патент RU 2467323)
(приложение А); «Способ определения имидаклоприда в биологических объектах
с
использованием
высокоэффективной
жидкостной
хроматографии»
(Патент RU 2484458) (приложение Б); положительным решением о выдаче
патента на изобретение «Способ определения тиаклоприда в биологических
8
объектах с использованием высокоэффективной жидкостной хроматографии» по
заявке № 2012143258/15(069410) (приложение В).
В экспериментальных условиях доказано положительное влияние унитиола
в сочетании с диазепамом на клинический статус животных при остром
отравлении неоникотиноидами. Так, при отравлении Конфидором экстра® и
Калипсо® последовательное введение унитиола и диазепама повышает показатель
выживаемости животных до 75-80% и снижает концентрацию имидаклоприда в
крови на 70% (Р<0,05) и тиаклоприда – на 50% (Р<0,05). Новизна результатов,
полученных в данной серии опытов, подтверждена патентом на изобретение
«Способ
лечения
острых
отравлений
животных
неоникотиноидными
инсектицидами» (Патент RU 2505298) (приложение Г).
Установлена высокая детоксицирующая активность озон/NO-содержащей
газовой смеси и низкочастотного ультразвука в отношении неоникотиноидов.
Поение
птиц
предварительно
водными
растворами
обработанными
Конфидора
экстра®
озон/NO-содержащей
и
газовой
Калипсо®,
смесью
и
низкочастотным ультразвуком, приводит к снижению концентрации пестицидов в
организме по сравнению с группой птиц, получавших тот же раствор без
обработки.
Теоретическая
значимость
работы.
Установлены
клинико-
токсикологические параметры инсектицидов новой группы – неоникотиноидов,
чем обусловлен вклад в развитие токсикологии пестицидов. Результаты
исследований позволили уточнить патогенез отравлений препаратами данной
группы, что является теоретической основой для разработки принципов
диагностики, лечения и профилактики отравлений животных. Результаты
научных исследований включены в коллективные монографии «Наука сегодня:
теория, практика, инновации» (Ростов-на-Дону, 2014) и «Актуальные вопросы
медицинских морфологических дисциплин» (Новосибирск, 2014) (приложения Д
и Е).
Практическая значимость состоит в разработке принципов диагностики
острого и хронического отравлений животных и птиц имидаклоприд- и
9
тиаклопридсодержащими
неоникотиноидами.
Разработанные
методы
определения имидаклоприда и тиаклоприда в органах и тканях животных
повышают эффективность диагностических мероприятий, а также позволяют
осуществлять контроль за содержанием их остаточных количеств в продукции
животного
происхождения.
определенную
ценность
Материалы
для
исследований
оптимизации
представляют
гигиенических
регламентов
применения Конфидора экстра® и Калипсо®.
Выявленные эмбриотоксические и тератогенные эффекты неоникотиноидов
необходимо
учитывать
при
интенсивном
использовании
пестицидов
в
растениеводстве, животноводстве и ветеринарной медицине.
Установленные особенности накопления и распределения имидаклоприда и
тиаклоприда в организме животных и птиц позволяют определить органы-депо
препаратов и обосновать выбор проб для химико-токсикологического анализа.
Положительное влияние унитиола и диазепама на состояние животных при
остром отравлении имидаклоприд- и тиаклопридсодержащими препаратами
позволяет
рекомендовать
их
в
качестве
средств
патогенетической
и
симптоматической терапии. Доказано, что сочетанное введение унитиола в дозе
0,025
г/кг
и
диазепама
в
дозе
0,5
мг/кг
способствует
ускорению
биотрансформации пестицидов, приводит к снижению концентрации их
остаточных количеств в организме и повышает выживаемость животных до
75-80%.
Экспериментально установлена высокая детоксицирующая активность
озон/NO-содержащей газовой смеси в сочетании с низкочастотным ультразвуком
при обработке воды, содержащей остаточные количества неоникотиноидов.
На основании полученных результатов изданы методические рекомендации
для специалистов ветеринарной службы «Диагностика, лечение и профилактика
отравлений животных неоникотиноидами», которые одобрены на секции
«Патология, фармакология и терапия» отделения ветеринарной медицины
Россельхозакадемии (протокол №3 от 08.07.2013 г.) (приложение Ж), а также
учебное пособие «Токсикология пестицидов», которое допущено Учебно-
10
методическим объединением высших учебных заведений Российской Федерации
по образованию в области зоотехнии и ветеринарии в качестве учебного пособия
для студентов высших учебных заведений, обучающихся по направлению
подготовки (специальности) 111801 – Ветеринария (квалификация (степень)
«специалист») (2013) (приложение З). Материалы диссертационной работы
используются при чтении лекций и проведении практических занятий по
ветеринарной токсикологии и патологической анатомии в ФГБОУ ВПО ОмГАУ
им. П.А.Столыпина.
Основные положения диссертации, выносимые на защиту:
экстра®
1. Конфидор
относится
к
среднетоксичным,
Калипсо® –
к
высокотоксичным соединениям с отдаленным неблагоприятным действием
на организм животных.
2. При отравлении животных имидаклоприд- и тиаклопридсодержащими
препаратами
ведущими
синдромами
являются
центральный
холинергический, экстрапирамидный, периферический никотиноподобный,
периферический
адренергический.
Показатели
крови
и
патоморфологические изменения в органах и тканях указывают на
снижение
неспецифической
морфофункциональных
резистентности
изменений
в
и
паренхиматозных
развитие
органах
с
нарушением моторно-эвакуаторной функции желудочно-кишечного тракта.
3. Наиболее эффективными средствами патогенетической терапии при остром
отравлении неоникотиноидами являются унитиол и диазепам. Обработка
питьевой
воды,
содержащей
остатки
неоникотиноидов,
озон/NO-
содержащей газовой смесью и низкочастотным ультразвуком уменьшает
накопление пестицидов в организме животных.
Степень
достоверности
и
апробация
результатов
научных
исследований.
Апробация.
Основные
результаты
исследований
доложены
на
международной научно-практической конференции «Ветеринарная медицина –
11
теория, практика, обучение», Санкт-Петербург, 2010; международной научнопрактической конференции, посвященной памяти выдающего организатора
Сибирской
ветеринарной
науки
А.В.
Копырина
«Актуальные
проблемы
инфекционных и незаразных патологий животных», Омск, 2010; международной
научно-практической конференции «Актуальные проблемы болезней обмена
веществ у сельскохозяйственных животных в современных условиях», Омск,
2010; III и IV съездах фармакологов и токсикологов России «Актуальные
проблемы ветеринарной фармакологии, токсикологии и фармации», СанктПетербург, 2011; Москва, 2013; Московском международном ветеринарном
конгрессе, Москва, 2011; международной научно-практической конференции
«Актуальные проблемы современной ветеринарии», посвященной 65-летию
ветеринарной науки Кубани, Краснодар, 2011; Х международной конференции
«Фундаментальные проблемы лимфологии и клеточной биологии», Новосибирск,
2011; II всероссийской научно-практической конференции с международным
участием «Ученые Урала и Сибири – развитию отечественной фармации:
инновационных лекарственных средств», Новосибирск, 2011; международной
научно-практической
конференции,
посвященной
90-летию
СибНИВИ-
ВНИИБТЖ, Омск, 2011; 2-ом международном конгрессе «Эффективные и
безопасные лекарственные средства», Санкт-Петербург, 2012; международной
научно-практической конференции «Аграрная наука – основа успешного развития
АПК и сохранения экосистем», Волгоград, 2012; международной научнопрактической интернет-конференции «Современные тенденции в ветеринарной
медицине», Ставрополь, 2012; фармакологической научной конференции,
посвященной 90-летию академика М.И. Рабиновича, Троицк, 2012; VIII
международной
научно-технической
конференции
«Динамика
систем,
механизмов и машин», Омск, 2012; научной интернет-конференции «Актуальные
проблемы
ветеринарии»,
практической
конференции
Новосибирск,
2012;
«Инновационные
международной
технологии
в
научно-
ветеринарии,
биологии и экологии», Троицк, 2013; международной научно-практической
конференции, посвященной памяти заслуженного деятеля науки РФ, доктора
12
ветеринарных наук, профессора Э.Ф. Ложкина «Ветеринарная патология и
экология
млекопитающих»,
Караваево,
2013;
Всероссийской
научно-
практической конференции «Современные научно-практические достижения в
ветеринарии», Киров, 2013; на международной научно-практической интернетконференции «Научный поиск – животноводству России», Ставрополь, 2013;
международной научно-практической конференции «Инновационные технологии
в ветеринарии, биологии и экологии», Троицк, 2013; Втором международном
научно-техническом форуме «Реализация государственной программы развития
сельского хозяйства и регулирование рынков сельскохозяйственной продукции,
сырья и продовольствия: инновации, проблемы, перспективы», посвященном 95летию ФГБОУ ВПО ОмГАУ им. П.А.Столыпина, Омск, 2013; III международном
конгрессе ветеринарных фармакологов и токсикологов «Эффективные и
безопасные лекарственные средства в ветеринарии», Санкт-Петербург, 2014.
Реализация.
Основные
результаты
научно-исследовательской
работы
внедрены в ОАО «Омский бекон» Омского района Омской области и учебный
процесс ФГБОУ ВПО ОмГАУ им. П.А.Столыпина (приложения И, К, Л, М).
13
1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
1.1. Ассортимент неоникотиноидов и их применение в сельском хозяйстве
Инсектициды играют важную роль в жизни человечества, обеспечивая
защиту посевов и урожая в сельском хозяйстве, сдерживая распространение
вредных членистоногих, вызывающих болезни людей и животных. При этом для
решения
проблемы
резистентности
вредителей
к
хлорорганическим,
фосфорорганическим инсектицидам и пиретроидам ведется поиск новых
эффективных
(С.Г.
и
Жемчужин,
безопасных
И.Н.
веществ
Яковлева,
с
иными
М.А.Куприянов,
механизмами
2008;
Д.Н.
действия
Говоров,
А.В. Живых, Е.В. Бородина, 2013).
Длительное
время
в
практике
защиты
растений
применяли
никотинсодержащие препараты – никотиноиды, действующие как агонисты
никотин-ацетилхолиновых рецепторов. Однако, применение никотина и никотинсульфата было запрещено из-за их высокой токсичности для теплокровных
животных и ограниченной инсектицидной активности (П.В. Попов, 1956).
В конце 80-х годов ХХ-столетия начали широко изучать в качестве
инсектицидов производные пиридина – нитроимидазолидины. В Японии, в
Университете г. Гифа, в результате синтеза и испытания более двух тысяч
веществ была обнаружена высокая инсектицидная активность соединений,
содержащих 6-хлорникотиниловую группу (Sh. Kagabu, 1996). Эти соединения
получили название неоникотиноиды. Нитиазин был первым инсектицидом из
этой группы и не имел коммерческого значения. Введение фрагмента молекулы
алкалоида эпибатидина, выделенного у лягушки древолаза Epipedobates tricolor,
значительно повысило инсектицидную активность соединений и привело к
созданию имидаклоприда и тиаклоприда – инсектицидов с «уникальным»
механизмом действия. Вскоре были синтезированы соединения, содержащие
открытое пирролидиновое кольцо (нитенпирам, ацетамиприд, клотианидин). В
ходе экспериментов было показано, что оксидиазины, содержащие кислород,
14
более стабильны в окружающей среде, чем амины, в результате чего был
синтезирован тиаметоксам (Ю.В. Лопатина, О.Ю. Еремина, 2006).
В настоящее время во многих странах мира неоникотиноиды являются
важным компонентом схем ротации инсектицидов селективного действия в
системе
интегрированной
борьбы
с
вредителями,
имеющими
сельскохозяйственное значение (Г.И. Сухорученко, К.В. Новожилов, 2004;
О.Ю. Еремина, Ю.В. Лопатина, 2005; О.Ю. Еремина, Ю.В. Лопатина, 2009;
В.И. Долженко, 2009; J.B. Oliver, 2012). Спектр действующих веществ и
препаративных форм на основе инсектицидов из группы неоникотиноидов,
используемых
в
сельском
хозяйстве,
достаточно
широк.
В
России
зарегистрировано более 50 препаратов на основе 5-и действующих веществ:
имидаклоприда, тиаклоприда, тиаметоксама, ацетамиприда и клотианидина
(Государственный каталог пестицидов и агрохимикатов Российской Федерации,
2012 г.; Государственный реестр лекарственных средств для ветеринарного
применения, 2012).
На основе имидаклоприда в растениеводстве зарегистрировано более 20
препаратов: Конфидор Экстра®, Искра Золотая®, Зубр®, Командор®, Биотлин®,
Табу® Танрек®, Муссон®, Имидж®, Калаш® и др. (Государственный каталог
пестицидов и агрохимикатов, разрешенных к применению на территории
Российской Федерации, 2012 г.). С целью создания более эффективных
инсектицидных средств производители пестицидов комбинируют токсические
вещества с разными механизмами действия. Неоникотиноиды наиболее часто
сочетают с синтетическими пиретроидами (имидаклоприд+бета-цифлутрин;
имидаклоприд+лямбда-цигалотрин),
фенилмочевинами
(имидаклоприд+
пенцикурон) и авермектинами (имидаклоприд+моксидектин) (О.Ю. Еремина,
И.В. Ибрагимхалилова, 2010; M.A. Ahmed, F.Matsumura, 2012 и др.). На основе
тиаклоприда в России зарегистрированы два инсектицида: Калипсо® и Биская 240
ОД®. На основе тиаметоксама разработаны препараты: Доктор®, Актара®,
Круйзер®;
комбинированные
препараты
(тиаметоксам+мефеноксам+флудиоксонил),
Эфория®
Круйзер
и
Форс
Рапс®
Зеа®
15
(тиаметоксам+лямбда-цигалотрин). На основе ацетамиприда – Моспилан® и
Гринда®. На основе клотианидина был разработан монопрепарат – Апачи®,
комбинированные препараты с бета-цифлутрином – Модесто® и Пончо Бета®, а
также Спенник Комби®, в состав которого включено 4-е действующих вещества:
клотианидин + флуоксастробин + протиоконазол + тебуконазол.
В мировой ветеринарной практике применяют препараты на основе двух
действующих веществ неоникотиноидов — нитенпирама (таблетки Capstar®,
фирма «Новартис», Швейцария) и имидаклоприда. В Реестр лекарственных
препаратов для ветеринарного применения (2012) включены следующие
препараты, содержащие имидаклоприд: Адвантейдж® (10% имидаклоприд, Байер
КропСайенс АГ, Германия), Адвантикс® (10% имидаклоприд+50% перметрин,
Байер
КропСайенс
моксидектин,
Байер
АГ,
Германия), Адвокат® (10% имидаклоприд+2,5%
КропСайенс
АГ,
Германия),
рекомендуемые
для
уничтожения блох, вшей, власоедов, паразитирующих на кошках и собаках.
Для применения в быту, ветеринарной и медицинской дезинсекции
зарегистрировано 14 средств, содержащих в качестве действующих веществ
имидаклоприд или тиаметоксам. Для борьбы с мухами в животноводческих
помещениях разрешено применение гранулированных приманок: Квик Байт®,
ВГ10, (Квизда Агро ГмбХ, Австрия); Агита® (10% тиаметоксам, Новартис,
Швейцария); Адамант приманка от мух® (1% тиаметоксам, Россия). Для борьбы с
тараканами и муравьями зарегистрированы следующие гели: Макс-форс ИК®
(ранее зарегистрированный как «Ультра-гель») и Блаттанекс-гель® (2,15%
имидаклоприд, Байер КропСайенс АГ, Германия); Идеал-гель®, Тройной удар® и
другие (Россия), содержащие имидаклоприд или смесь последнего с карбаматами
и/или пиретроидами. Зарегистрированы также препараты Имидаклоприд 95%®
(фирма «Нью-Агро БЭЗ», Китай) как субстанция для производства инсектицидных
средств и Конфидант® (20% имидаклоприд, Россия) для борьбы с комплексом
синантропных
членистоногих
силами
профессионального
(Ю.В. Лопатина 2005; Ю.В. Лопатина, О.Ю. Еремина, 2009; 2010).
контингента
16
1.2. Краткая токсикологическая характеристика имидаклоприда и
тиаклоприда
По химической структуре неоникотиноиды подразделяют на две группы –
нитрозосодержащие
(имидаклоприд,
клотианидин,
динотефуран)
и
циансодержащие (тиаклоприд, ацетамиприд) соединения. Общим в химической
структуре имидаклорида, тиаклоприда и ацетамиприда является наличие
пиридинового кольца с одним атомом хлора в 6 положении, которое с помощью
метиленового мостика связывается с терминальной (конечной) группой для этих
всех соединений: сильной электронодонорной группировкой различного строения
– этеновой или иминовой. Терминальная группа обусловливает особенности
биологического действия молекул (О.Ю. Еремина, Ю.В. Лопатина, 2005).
Имидаклоприд – один из наиболее эффективных и широко используемых
инсектицидов, не уступающий по эффективности пиретроидам и превосходящий
по
этому
показателю
фосфорорганические
и
карбаматные
инсектициды
(С.А. Рославцева, 2000).
Имидаклоприд
–
1-(6-хлор-3-пиридилметил)-N-нитроимидазолидин-2-
илиденамин по классификации IUPAC и 1-[(6-хлор-3-пиридинил)метил]-N-нитро2-имидазолидинимин по классификации CAS. Представляет собой бесцветные
кристаллы со слабым характерным запахом.
Химическая формула C9H10ClN5O2.
Структурная формула:
Молекулярная масса 255,7. Температура плавления – 144º С. Растворимость
(г/л) при 20º С в воде – 0,61 (высокая); дихлорметане – 55; изопропаноле – 1,2;
толуоле – 0,68; н-гексане <0,1. Коэффициент распределения в системе
17
октанол/вода при pH=7, t=20oC ; Р=3,72 × 1000; Log P=0,57. Стабилен к гидролизу
при рН 5-11. Острая пероральная токсичность (ЛД50) для крыс – 450 мг/кг. Острая
дермальная токсичность (ЛД50 24 часа) для крыс – более 5000 мг/кг. Не ирритант
для глаз и кожи (кролики). Острая ингаляционная токсичность LC50 (4 часа) для
крыс – более 5323 мг/ м3, 69 мг/м3 воздуха (аэрозоль). LC50 (96 часов) для рыб –
211 (237) мг/л. Согласно официальной информации имидаклоприд практически не
токсичен для птиц, пчел, дождевых червей, водорослей (Имидаклоприд: основная
информация о пестициде, http://rupest.ru/ppdb/imidacloprid.html). Однако, в
исследованиях
по определению токсичности неоникотиноидов для
пчел
А.И. Илларионов (2010) указывает, что гибель пчел-сборщиц отмечалась при
контакте
насекомых
с
растениями,
обработанными
тиаметоксамом
или
имидаклопридом в производственных нормах расхода, в день применения
препаратов. Результаты, полученные зарубежными исследователями, также
свидетельствуют о потенциальной опасности неоникотиноидов для пчел. При
этом наиболее опасными для них считают нитрозамещенные соединения –
клотианидин, динотефуран, имидаклоприд и его метаболиты, тиаметоксам,
нитенпирам (A. Decourtye, J. Devillers, 2010; 2011).
При
проведении
регистрационных
испытаний
имидаклоприда
было
установлено, что он не обладает аллергизирующим и раздражающим действием
на дыхательные пути. Мутагенной, тератогенной и канцерогенной активности в
стандартных тестах также не обнаружено, эмбриотоксический эффект отмечали
только при высоком уровне доз. Группа токсичности по ЕРА – II, ВОЗ – II –
умеренно
опасен
(Имидаклоприд:
основная
http://rupest.ru/ppdb/imidacloprid.html).
информация
Гигиенические
о
пестициде,
нормативы
для
имидаклоприда в России: ПДК в почве – 0,04 мг/кг, ПДК в воде водоемов –
0,03 мг/дм3. МДУ для имидаклоприда в огурцах и томатах – 0,1 мг/кг, в картофеле
– 0,05 мг/кг. Для зерновых колосовых и плодовых семечковых культур
гигиенические нормативы в России не установлены (Гигиенические нормативы
содержания
пестицидов
в
объектах
Гигиенические нормативы ГН 1.2.2701-10).
окружающей
среды
(перечень).
18
Область применения. Имидаклоприд – системный инсектицид нервнопаралитического действия, который эффективно уничтожает насекомых на
хлопчатнике, рисе, картофеле, кукурузе, сахарной свекле, овощных культурах,
цитрусовых, косточковых и семечковых плодовых в течение вегетационного
периода. Применяют пестицид для обработки почвы и наземных органов
растений. Приманки на основе имидаклоприда используют для борьбы с
муравьями и термитами. В ветеринарии имидаклоприд используют в форме
капель для нанесения на холку животным против экто- и эндопаразитов, а также
для обработки животноводческих помещений (N. Mencke, P. Jeschke, 2002;
О.Ю. Еремина, Ю.В. Лопатина, 2005; 2005; 2010; W. Basso, 2013). Пестициды на
основе имидаклоприда и их комбинированные формы, зарегистрированные для
применения в России, представлены в таблице 1.
Таблица 1 – Имидаклопридсодержащие неоникотиноиды, разрешенные для
применения в России (2012 г.)
Действующее
вещество
1
Имидаклоприд
Торговые названия
2
Конфидор, 20%-ный
водорастворимый
концентрат (ВРК)
Конфидор экстра, 700 г/л, ВГ
Когинор, 20%-ный ВРК
Варрант, 20%-ный ВРК
Зубр, 20%-ный ВРК
Корадо, 20%-ный ВРК
Имидж, 20%-ный ВРК
Калаш, ВРК(200 г/л)
Муссон, ВРК(200 г/л)
Имидор, ВРК(200 г/л)
Имидж, ВРК(200 г/л)
Цветолюкс Бау, ВР (0,1 г/л)
Табу, ВСК (500 г/л)
Командор Макси, ВДГ(700
г/кг)
Командор, ВРК (200 г/л)
Колорадо, ВРК (200 г/л)
Производитель
3
Байер КропСайенс АГ, Германия
Байер КропСайенс АГ, Германия
Мактешим-Аган Индастриз Лтд.,
Израиль
Кеминова А/С, Дания
ООО «Зеленая аптека садовода», Россия
ООО «Ваше хозяйство», Россия
Агротрейд Лтд., Россия
ООО «Кирово-Чепецкая химическая
компания», Россия
ООО «АГРУСХИМ», ООО
«Сибагрохим», ООО «Форвард», Россия
ЗАО «Щелково Агрохим», Россия
ООО «Агрорус и Ко», Агротрейд Лтд., РФ
ЗАО Фирма «Август», Россия
ЗАО Фирма «Август», Россия
ЗАО «ТПК Техноэкспорт», Россия
ЗАО «ТПК Техноэкспорт», Россия
ООО «Агро Эксперт Груп», Россия
19
1
Имидаклоприд
2
Биотлин Бау, ВР (0,1 г/л)
Биотлин, ВРК (200 г/л)
Танрек, ВРК (200 г/л)
Квик Байт, ВД (10 г/л)
Чинук 20%-ный СК
Имидаклоприд +
Р-цифлутрин
Имидаклоприд + Имидалит, ТПС (500+50 г/л)
бифентрин
Имидаклоприд + Борей, СК (150 + 50 г/л)
лямбда-цигалотрин
Имидаклоприд + Престиж, КС (140 + 150 г/л)
пенцикурон
Эфория, КС (106 + 141 г/л)
Лямбдацигалотрин +
тиаметоксам
Круйзер Рапс, КС(280 + 32,3 +
Тиаметоксам +
8 г/л)
мефеноксам +
флудиоксонил
Продолжение таблицы 1
3
ЗАО «Август», Россия
ЗАО «Август», Россия
ЗАО «Август», Россия
«Квизда Агро ГмбХ», Австрия
Байер КропСайенс АГ, Германия
ЗАО «ФМРус», Россия
ЗАО «Август», Россия
Байер КропСайенс АГ, Германия
ООО «Сингента», Швейцария
ООО «Сингента», Швейцария
По данным лабораторных исследований Евросоюза, период полураспада
(ДТ50) имидаклоприда в почве составляет от 77 до 341 дней, в полевых условиях
ДТ50 – 104-228 дней (Имидаклоприд, http://rupest.ru/ppdb/imidacloprid.html).
Водный гидролиз пестицида при 20o C и pH – 5-7 происходит в течение 1 года.
Водное осаждение препарата длится в течение 129 дней. Основными продуктами
разложения пестицида в почве являются 1-[(6-хлор-3-пиридинил)метил]N-нитро1H-имидазол-2-амин и 6-хлорникотиновая кислота. Другие известные продукты
разложения имидаклоприда представлены в таблице 2 (http://rupest.ru).
Таблица 2 – Метаболиты имидаклоприда
Название метаболита
Другие названия
1
2
[(6-Chloro-3-pyridinyl)methyl]-4,5Imidaclopric; Метаболит M01
dihydro-2-(nitroamino)-1H-imidazol-5-ol
1-[(6-chloro-3-pyridinyl)methyl]-,
Imidaclopric; Метаболит M07;
oxohydrazone
NTN33893-nitrosimine
1-[(6-chloropyridin-3yl)methyl]imidazolidin-2-one
1-[(6-chloropyridin-3yl)methyl]imidazolidin-2-imine
6-chloropyridine-3-carboxylic acid
Imidaclopric; Метаболит M12;
NTN33893-urea
Imidaclopric; Метаболит M09;
NTN33893-desnitro
imidaclopric Метаболит M14
Среда образования
3
Крыса, вода, растение
Растение, Животное
Растение, Животное
Растение, животное
Растение
20
1
1[(6-Chloro-3-pyridinyl)methyl]-4,5dihydro-2-(nitroamino)-1H-imidazol-4-ol
Продолжение таблицы 2
2
3
Imidaclopric; Метаболит M02
Животное
Тиаклоприд (YRC 2894) – N-[3-(6-хлорпиридин-3-метил)-тиазолидин-2илидин]-цианамид по классификации IUPAC и [3-[(6-хлор-3-пиридинил)метил]-2тиазолидинилидин]цианамид название по CAS – кристаллическое вещество
желтоватого цвета без запаха.
Химическая формула: C10H9CIN4S.
Структурная формула:
Молекулярная масса 252,8. Температура плавления 136º С. Растворимость
(г/л) при температуре 20º С: в воде – 0,185; гептане – менее 0,1; дихлорметане –
160; ацетоне – 64; ацетонитриле – 52; пропаноле – 3,0; ксилоле – 0,3.
Коэффициент распределения в системе октанол/вода при pH=7, t=20°C;
Р=1,82×1001; Log P=1,26. Вещество устойчиво к гидролизу и относительно
стабильно на свету (фотолиз более 100 дней). Тиаклоприд относительно слабо
передвигается по почвенному профилю и быстро разрушается в почве в аэробных
условиях
(период
полураспада
0,4-2,7
дня).
В
растениях
соединение
метаболизируется медленно (О.Ю. Еремина, 2005). ЛД50 для крыс составляет 440840 мг/кг, острая дермальная токсичность для крыс – более 2000 мг/кг
(С.Р. Белан, 2001). У кроликов тиаклоприд не вызывает раздражение слизистой
оболочки глаз и кожи (Л.В. Ермолова, Н.Г. Проданчук, П.Г. Жминько и др., 2004).
Однако установлен гормональный механизм возникновения опухолей у крыс. По
одним данным, тиаклоприд практически не токсичен для пчел, птиц, дождевых
червей, водорослей (http://rupest.ru/ppdb/thiacloprid.html), по другим – тиаклоприд
21
в рекомендуемых для защиты растений нормах расхода представляет большую
опасность для медоносных пчел в случае попадания насекомых под обработку
токсикантом. Гибель пчел-сборщиц в семьях в зависимости от нормы расхода
составляла от 11,3 до 21,3% от числа особей, попавших под обработку препаратом
(А.И. Илларионов, 2009).
Гигиенические нормативы тиаклоприда: ОБУВ в воздухе рабочей зоны
0,4 мг/м3; ОБУВ в атмосферном воздухе 0,002 мг/м3; ОДК в почве – 0,07 мг/кг;
ПДК в воде водоемов – 0,004 мг/дм3; МДУ в яблоках – 0,02 мг/кг; винограде –
0,02; рапсе (зерно, масло) – 0,3; в импортной продукции (ягодах) – 1,0. NOАEL
тиаклоприда в хроническом эксперименте на крысах-самцах составляет 1,2 мг/кг,
на самках – 1,6 мг/кг. Допустимая суточная доза для человека (ДСД) составляет
0,005
мг/кг
массы
тела
(http://rupest.ru/ppdb/thiacloprid.html).
По
данным
украинских исследователей, в Украине ДСД тиаклоприда составляет 0,006 мг/кг
(Л.В. Ермолова, Н.Г. Проданчук, П.Г. Жминько и др., 2004).
Область применения. Тиаклоприд применяют в качестве инсектицида и
акарицида
системного,
кишечного
и
контактного
действия.
В
России
зарегистрированы препараты на основе тиаклоприда – Калипсо® (концентрат
суспензии 48%, Байер КропСайенс АГ, Германия) против вредителей яблони
(яблонной плодожорки, листоверток, щитовок, яблонного цветоеда), рапса
(рапсового цветоеда), винограда (гроздевой листовертки), а также Биская®
(масляный концентрат, 240 г/л) для обработки картофеля и рапса. В
растениеводстве других стран препараты на основе тиаклоприда применяют
против тли, цветоеда, минеров, трипсов, плодожорки, колорадского жука на
хлопчатнике, табаке, картофеле, рисе, овощных, цитрусовых, косточковых и
семечковых плодовых культурах в течение всего вегетационного периода. Срок
ожидания после обработки тиаклопридом яблонь составляет 7 дней, рапса – 36
дней, винограда – 40 дней (Калипсо. Регламенты применения в сельском
хозяйстве, http://www.pesticidy.ru/pesticide/kalipso/regulations_of_using).
Основными метаболитами тиаклоприда в почве являются тиаклопридамид и
тиаклопридсульфоновая кислота.
22
1.3. Механизм токсического действия неоникотиноидов
Механизм
действия
неоникотиноидов
изучен
для
насекомых.
Имидаклоприд, взаимодействуя с никотин-ацетилхолиновыми рецепторами,
вызывает
гиперполяризацию
мембраны
нейронов,
что
приводит
к
пролонгированному открытию натриевых каналов и гибели насекомых от
конвульсий и паралича (K. Matsuda, 2001; A.K. Jones, D.B. Sattelle, 2010). Высокое
сродство
неоникотиноидов
к
рецепторам
насекомых
обусловливает
избирательность пестицидов по отношению к целевым объектам (K. Matsuda,
S.D. Buckingham, 2001; M. Tomisava, J.E. Casida, 2005). Однако публикации
последних лет свидетельствуют о серьезной опасности неоникотиноидов для пчел
(А.И. Илларионов, 2009; A. Decourtye, J. Devillers, 2011; T. Farooqui, 2012;
K. Derecka, 2013).
При
изучении
действия
семи
коммерческих
неоникотиноидных
инсектицидов и никотина на проведение токов в изолированных ганглиях
американских тараканов было установлено, что все неоникотиноиды по действию
на Н-ХР и способности передавать токи делятся на две группы. Никотин,
имидаклоприд и тиаклоприд являются относительно слабыми «частичными»
агонистами Н-ХР. Возбуждение рецепторов от их воздействия составляет 20-25%
в сравнении с возбуждением, вызываваемым ацетилхолином. Напротив,
ацетамиприд, денотефуран, нитемпирам и клотианидин относят к группе более
«полных» агонистов Н-ХР, их эффективность воздействия на специфические
рецепторы составляет от 60 до 100%. При этом особенности взаимодействия
неоникотиноидов с рецепторами определяли развитие клинической картины
отравления у американских тараканов. При воздействии инсектицидами с низкой
эффективностью связывания с Н-ХР превалировали возбуждающие эффекты, и,
наоборот, воздействие высокоэффективных агонистов этих рецепторов приводило
к угнетению и параличу насекомых (J. Tan, J.J. Galligan, R.M. Hollingworth, 2007).
Следует отметить, что тиаметоксам не является конкурентным агонистом или
антагонистом Н-ХР. На основании данных о преобразовании тиаметоксама в
23
клотианидин в организме насекомых и растений высказывают предположение,
что он является проинсектицидом (X. Shi, R.A. Dick, K.A. Ford, J.E. Casida, 2010).
Сведений о механизме действия тиаметоксама в источниках литературы нет.
Данных
о
токсикокодинамике
неоникотиноидов
в
организме
млекопитающих также не найдено, но вследствие химического сродства
неоникотиноидов с никотином можно говорить и о сходстве их токсических
эффектов, степень выраженности которых может варьировать.
Для
токсического
двухфазное
действие,
действия
никотиноидов
проявляющееся
сначала
(никотина)
характерно
деполяризацией
мембран
ганглионарных нейронов – первая фаза возбуждения, которая сменяется второй
фазой – угнетением. На синтез, высвобождение и гидролиз ацетилхолина никотин
не влияет. В малых дозах никотин оказывает выраженное стимулирующее
влияние на хеморецепторы синокаротидной зоны и Н-ХР хромаффинных клеток
надпочечников, следствием чего является выделение адреналина в кровь, что
сопровождается
рефлекторным
возбуждением
дыхательного
и
сосудодвигательного центров. При действии токсических доз никотиноидов
происходит угнетение жизненноважных центров и нервно-мышечной передачи.
Выраженное влияние никотиноиды оказывают на центральную нервную
систему. При этом также наблюдается двухфазность действия: при действии
малых доз преобладает возбуждающий эффект, при действии больших –
торможение. В больших дозах никотиноиды вызывают судороги. Наблюдаемый у
никотиноидов
антидиуретический
эффект
связывают
с
их
центральным
действием вследствие увеличения выделения антидиуретического гормона задней
долей гипофиза.
Влияние никотиноидов на различные органы и системы зависит как от
периферического, так и от центрального действия. Возбуждение центра
блуждающего нерва и интрамуральных парасимпатических ганглиев приводит
сначала к снижению частоты сердечных сокращений, а затем к увеличению за
счет стимулирующего действия никотиноидов на симпатические ганглии и
выделение из мозгового слоя надпочечников адреналина. В низких дозах
24
никотиноиды повышают артериальное давление, что обусловлено возбуждением
симпатических ганглиев и сосудодвигательного центра, повышением выделения
адреналина и прямым сосудосуживающим миотропным влиянием вещества, а
также повышают моторику кишечника, появляется рвота. Высокие дозы
никотиноидов снижают тонус кишечника. Секреторная функция слюнных и
бронхиальных желез сначала повышается, затем угнетается.
Известны работы, посвященные изучению влияния неоникотиноидов на
функцию щитовидной железы. V. Seceroglu, Z.A. Seceroglu, E.S. Demirhan (2012)
установлено, что токсические дозы тиаклоприда (112,5 мг/кг) и в виде смеси
тиаклоприда с дельтаметрином (112,5 мг/кг +15 мг/кг соответственно), введенные
перорально однократно в организм крыс, а также введение тиаклоприда в дозе
22,5 мг/кг в день и смеси тиаклоприда с дельтаметрином в дозах 22,5+3 мг/кг
массы соответственно в течение 30 дней, вызывают повышение свободного
трийодтиронина и свободного тироксина в сыворотке крови. Нарушение функции
щитовидной
железы
при
испытании
токсических
доз
тиаклоприда
характеризовалось понижением уровня трийодстимулирующего гормона и
гипертрофией фолликулярного эпителия (Л.В. Ермолова, Н.Г. Проданчук,
П.Г. Жминько и др., 2004).
J. Kim (2013) в некоторых публикациях высказывает мнение о роли
неоникотиноидов в возникновении сахарного диабета II типа. Автором в
экспериментах, проведенных на культуре клеток печени, мышц и адипоцитов,
обработанных
имидаклопридом
с
последующей
обработкой
инсулином,
установлено сокращение поглощения глюкозы клетками, что свидетельствует о
развитии резистентности клеток к действию гормона.
Группой турецких исследователей при изучении действия низких доз
имидаклоприда (0,5; 2; и 8 мг/кг массы в течение трех месяцев) на органы
репродуктивной
системы
крыс-самцов
было
установлено
нарушение
подвижности и морфологии сперматозоидов, а также значительное снижение
уровня
тестостерона
по
сравнению с
группой контрольных
животных.
Регистрируемые в хроническом эксперименте (имидаклоприд в дозе 8 мг/кг
25
массы в течение 3 месяцев) увеличение индекса апоптоза в половых клетках
семенных канальцев крыс, а также фрагментация ДНК клеток, истощение
антиоксидантов и изменение состава жирных кислот свидетельствуют о снижении
репродуктивной функции яичек (R. Bal et аll., 2012).
Авторами также получены результаты, доказывающие негативное влияние
клотианидина на репродуктивную функцию самцов, что подтверждается
значительным снижением абсолютного веса правого придатка семенника и
семенных пузырьков, снижением концентрации сперматозоидов, тестостерона и
глутатиона в органе, а также увеличением количества аномальных форм половых
клеток, фрагментацией ДНК у крыс, подвергнутых интоксикации клотианидином
в дозе 32 мг/кг/сутки. Авторами сделан вывод о том, что воздействие низких доз
клотианидина во время критических этапов полового созревания может оказывать
умеренно вредное воздействие на репродуктивную систему органов самцов. Более
серьезные последствия, вероятно, будут наблюдаться на более высоких уровнях
доз. Однако, репродуктивная система может быть более чувствительна к
воздействию клотианидина в пренатальный и ранний постнатальный периоды,
поэтому более серьезные последствия можно будет наблюдать, если поступление
пестицида произойдет внутриутробно или в раннем послеродовом периоде
(R. Bal, 2012). В более поздней публикации, эти же авторы указывают на низкую
репродуктивную токсичность клотианидина для самцов крыс (R. Bal, 2013).
Об эмбриотоксическом действии имидаклоприда и тиаклоприда указано в
работе украинских исследователей, однако авторы не описывают характер
изменений органов репродукции самцов и самок, коротко упоминая только о том,
что пестициды провоцируют аборты у беременных самок (Л.В. Ермолова,
Н.Г. Проданчук, П.Г. Жминько и др., 2004).
В экспериментальной работе M.E. Calderon-Segura (2012), выполненной на
лимфоцитах периферической крови человека методом анализа ДНК-комет и
жизнеспособности клеток, было показано генотоксическое и цитотоксическое
действие тиаклоприда, клотианидина и имидаклоприда. Более значительное
повреждение
ДНК
регистрировали
при
воздействии
имидаклоприда
в
26
концентрации 9,5×10-6 М в течение 2-х часов. Цитотоксичность наблюдали при
действии имидаклоприда в концентрации 18×10-3 М, тиаклоприда – 2,0×10-1 М и
1,07 М клотианидина, гибель клеток отмечали при действии имидаклоприда в
концентрации 30×10-3 М, тиаклоприда – 2,8×10-1 М и клотианидина – 1,42 М.
Авторы в своей работе указывают на существующий риск генетической
опасности, которую представляют неоникотиноиды, и подчеркивают важность
защитных мер и правил техники безопасности при работе с ними. При изучении
V. Sekeroglu, Z.A. Sekeroglu, H. Kefelioglu, (2011) влияния смеси дельтаметрина и
тиаклоприда на клетки костного мозга крыс установлено значительное
увеличение образования микроядер и двуядерных клеток при сочетанном их
воздействии,
что
свидетельствует
об
усилении
генотоксического
и
цитотоксического действия бинарной смеси дельтаметрина с тиаклопридом.
Следует отметить, что исследованиями X. Shi et all. (2010), тиаметоксам
классифицирован как вероятный канцероген для человека на основании
увеличения числа заболеваемости гепатоцеллюлярной аденомой и карциномой
самцов и самок мышей в хроническом эксперименте. При этом авторы считают,
что гепатоканцерогенность могла быть следствием действия метаболита
тиаметоксама.
Считают, что канцерогенной активности имидаклоприд не проявляет
(4 класс опасности), тиаклоприд и ацетамиприд имеют гормональный механизм
возникновения опухолей у крыс, получавших действующие вещества в высоких
концентрациях, по этому критерию их относят к 3 классу опасности. Установлена
слабая мутагенная активность имидаклоприда в двух цитогенетических тестах
in vitro. В тестах по исследованию влияния на ДНК, на индукцию генных
мутаций, в цитогенетических тестах in vivo мутагенная активность тиаклоприда
не выявлена. При субхроническом и хроническом воздействии действующих
веществ на лабораторных животных характерным является общетоксическое
действие с преимущественно гепатотоксическим эффектом (Л.В. Ермолова,
Н.Г. Проданчук, П.Г. Жминько и др., 2004).
27
1.4. Токсикокинетика неоникотиноидов
Возможными путями поступления остаточных количеств неоникотиноидов
в организм животных являются пероральный с кормами или водой, а также
перкутанный – при обработке животных против эктопаразитов. О влиянии
дезинсекций с использованием неоникотиноидов в присутствии животных на
физиологический статус животных, а также о накоплении препаратов в их
организме данных нет.
Сведения о всасывании, распределении и накоплении неоникотиноидов в
организме
животных
крайне
ограничены
и
противоречивы.
Например,
Ю.В. Лопатина, О.Ю. Еремина (2005) инсектицидную активность нитенпирама
(таблетки Capstar®, фирма «Новартис», Швейцария) в отношении блох при
пероральном введении связывают именно с быстрой абсорбцией препарата
кровью животного. В других исследованиях этих же авторов показано, что
имидаклоприд проникает в тело блохи не с кровью прокормителя, а через
межсегментные
мембраны
насекомого
при
контакте
с
обработанными
животными, у которого препарат локализуется в водорастворимом жировом слое,
шерсти, не поступая в кровь. При этом инсектицидная активность препарата
сохраняется от 14 дней при однократной обработке и до 2-х месяцев при
многоразовых обработках (Ю.В. Лопатина, О.Ю. Еремина, 2005).
В
результате
регистрационных
испытаний
действующих
веществ
установлено, что у крыс имидаклоприд быстро и почти полностью всасывается
(>92%) из желудочно-кишечного тракта. Пик концентрации в плазме наблюдают
в течение ~ 2,5 часов, при этом 10-16% дозы выводится в неизмененном виде. В
процессе биотрансформации неоникотиноиды подвергаются гидроксилированию
и образуют конъюгаты с глюкуроновой кислотой, период полувыведения из крови
(Т50) имидаклоприда составляет 3 ч. Основными метаболитами неоникотиноидов
являются гидрокси- и олефин-производные, 6-хлорникотиновая и гиппуровая
кислоты, конъюгат 6-хлорникотиновой кислоты с глюкозой (T. Roberts, D. Huston,
1999). При этом высказывается мнение о том, что метаболиты, образующиеся в
28
результате биотрансформации неоникотиноидов, могут быть более токсичными
соединениями для млекопитающих, чем исходные вещества (M.Tomizawa,
J.E. Casida, 2005).
В работе К.И. Михайлопуло с соавт. (2008) приведены данные о связывании
имидаклоприда и его структурных аналогов с сывороточным альбумином
человека в плазме крови, что приводит к существенному снижению концентрации
указанных соединений, способных оказывать физиологическое действие, а также
изменению их метаболизма.
T. Roberts, D. Huston (1999) установили, что основной путь выведения
имидаклоприда происходит через почки (60%), экскреция с фекалиями составляет
от 10 до 37%, при этом после перорального и внутривенного введения препарата
через 48 ч выводится 90-97% (73-80% с мочой и 17-25% с фекалиями).
Установлено накопление имидаклоприда в молоке, мышечной ткани
млекопитающих, почках и жире, рыбе. Так, при пероральном введении препарата
козам в молоке регистрировали 0,23% от примененной дозы. В яйцах птиц
отмечали до 0,8 мг/кг имидаклоприда и его метаболитов (Insecticide Factsheet.
Imidacloprid, 2001; L.P. Sheets: Imidacloprid: a neonicotinoid In., 2001).
1.5. Клиническая картина отравления неоникотиноидами и средства
симптоматической терапии
При анализе научной литературы следует отметить, что статистики по
отравлению неоникотиноидами животных и людей в России нет, так как данную
группу пестицидов не контролируют в объектах окружающей среды (Мониторинг
пестицидов в объектах природной среды Российской Федерации в 2010 г.
Ежегодник, 2010). Данные статистики по отравлениям людей в других странах
свидетельствуют
о
существовании
проблемы,
связанной
с применением
неоникотиноидов в сельском хозяйстве (I.W. Wu, J.L. Lin, E.T. Cheng, 2001;
M. Tamura, Y. Endo, 2002; P. Proenca, H. Teixeira, 2005; N.C. Huang, S.L. Lin, 2006;
R. Agarwal, R. Srinivas, 2007; M. Todani et all., 2008; S. Shadnia, H.H. Moghaddam,
29
2008; F. Mohamed, 2009; G. Zeng, 2013). В частности, авторы публикации
F. Mohamed (2009) приводят данные по 68 случаям острого отравления
имидаклопридом людей (61 случай перорального употребления и 7 – кожного
воздействия), проанализированные в трех госпиталях Шри-Ланки. В госпиталь
люди попадали в среднем через 4 часа (2,3-6,0) после отравления, при этом
среднее количество пестицида, попавшего в организм, составляло 15 мл
(10-50 мл). У большинства пациентов регистрировали легкие симптомы
отравления: тошноту, рвоту, головную боль и диарею. У некоторых пациентов
развилась дыхательная недостаточность, требующая проведения искусственной
вентиляции легких, а также длительная седация и снижение артериального
давления.
I.W. Wu, J.L. Lin, E.T. Cheng (2001), M. Tamura, Y. Endo, (2002), P. Proenca,
H. Teixeira, 2005, N.C. Huang, S.L. Lin, 2006, R. Agarwal, R. Srinivas, (2007),
S. Shadnia, H.H. Moghaddam (2008), описывая клиническую картину острого
отравления имидаклопридом у людей при легкой степени отмечали тахикардию,
артериальную гипертензию, расширение зрачков, тошноту и рвоту, в тяжелых
случаях регистрировали дыхательную недостаточность, судорожные припадки и
высокую летальность. При отравлении ацетамипридом у людей наблюдали
нарушение
сознания,
гипотонию,
тошноту,
рвоту,
гипергликемию
и
пароксизмальную мерцательную аритмию (M. Todani et аll., 2008).
В литертуре описаны клинические случаи острого отравления разной
степени
тяжести
трех
собак
комплексным
препаратом,
содержащим
имидаклоприд и моксидектин. Концентрация имидаклоприда в крови составила
1,4-7,5 мг/кг, моксидектина – 1,9-2,8 мг/кг, при этом у животных отмечали
атаксию, тремор мышц, парезы, слюнотечение и дезориентацию. В двух случаях
наблюдали временную потерю зрения. Результат генетического анализа на
определение
гена,
отвечающего
за
повышенную
чувствительность
к
моксидектину, был отрицательным (A.M. See, 2009). При отравлении крыс
тиаклопридом указывают на кровянистые выделения из носа и блефароспазм
(Справочник по пестицидам, 2011).
30
Поступление
в
течение
двух
лет
имидаклоприда,
тиаклоприда
и
ацетамиприда с кормом в концентрациях от 0 до 1000 ррm приводило к снижению
потребления воды и уменьшению прироста массы тела только при скармливании
имидаклоприда крысам, мышам и собакам. В плазме крови регистрировали
незначительное повышение холестерина и цитохрома Р-450 в печени, а также
увеличение массы печени. При концентрации 900 ррm отмечали нарушение
функции щитовидной железы. Недействующая доза (NOEL) имидаклоприда в
хроническом эксперименте на крысах-самцах составила 5,7 мг/кг, на самках –
24,9 мг/кг (Л.В. Ермолова, Н.Г. Проданчук, П.Г. Жминько и др., 2004).
Общетоксическое действие с преимущественно гепатотоксическим эффектом
установлено при включении в рацион животных тиаклоприда и ацетамиприда.
NOАEL тиаклоприда в хроническом эксперименте на крысах самцах составила
1,2 мг/кг, на самках – 1,6 мг/кг (Pesticide Factsheet of EPA. Acetamiprid).
Лечение животных и человека при остром отравлении неоникотиноидами
основано на применении средств реанимационной и симптоматической терапии.
Как правило, при остром отравлении назначают рвотные средства, атропин,
пралидоксим, галоперидол (L.P. Sheets, N.J. Totowa, 2002). Для профилактики
пневмонии применяют противомикробные средства, например, цефуроксим и
метронидазол. При гипотензии проводят внутривенное вливание допамина. При
остановке дыхания подключают аппарат ИВЛ, для интубации трахеи используют
атракурий, имидазолам (D. David, I.A. George, J.V. Peter, 2007; F. Mohamed, 2009;
A.D. Karatas, 2009; D.H. Phua, 2009; T. Imamura, 2010; I.J. Yeh, 2010).
У собак, интоксицированных комплексным препаратом, содержащим
имидаклоприд и моксидектин, лечение включало энтеросорбцию, внутривенное
введение инфузионных растворов, при мышечном треморе – назначение
бензодиазепинов. При этом животные выздоравливали в течение 48 ч после
введения препаратов (A.M. See, 2009).
Таким образом, неоникотиноиды представляют потенциальную опасность
не только для вредных насекомых, но и для нецелевых объектов живой природы,
включая животных и человека.
31
1.6. Методы детоксикации кормов и воды при загрязнении пестицидами
На
современном
приоритетных
этапе
направлений
развития
сельского
хозяйства
ветеринарно-профилактических
одним
из
мероприятий
отравлений животных является разработка и внедрение в животноводство новых
средств и методов детоксикации кормов и воды (К.Х. Папуниди и др., 2005;
А.И.
Петренко,
В.А.
Ярошенко,
А.Г.
Кощаев,
2006;
A.M.
Смирнов,
В.И. Дорожкин, Г.А. Таланов, 2007; А. Брылин, 2008; A.B. Иванов, 2009).
Одним из перспективных методов детоксикации является окислительный
метод, который получил широкое применение в медицинской и ветеринарной
практике
для
снижения
степени
тяжести
эндогенной
интоксикации,
развивающейся у животных и людей при заболеваниях инфекционной и
незаразной этиологии (И.Э. Идов 1994; A.A. Glukhov, N.V. Shapovalova, 1998;
S.A. Ivanchenko, 1999; V.I. Bulynin, A.A. Glukhov, 1999; Iu. A. Parkhisenko,
S.V. Bil'chenko, 2003; Применение озона в ветеринарии, 2003; I.K. Gazin, 2008;
I.K. Gazin, 2008; M. Davatdarova, A. Kazimov, 2008; Klin Khir., 2013; U. Cernigoj et
all, 2010 и др.).
Озонирование зерновых культур как метод защиты от насекомых, грибков,
бактерий, микотоксинов и пестицидов используют в растениеводстве многих
стран мира (M. Dubois et аll., 2006). В работе E. Kusvuran, D. Yildirim, F. Mavruk,
M. Ceyhan (2012) приводятся данные об удалении остаточных количеств
хлорпирифосэтила, тетрадифона и хлороталонила из лимона, апельсина и
грейпфрута путем озонирования культур, при этом авторы подчеркивают
перспективу
дальнейшего
использования
озонтехнологий
для
удаления
остаточных количеств пестицидов из растительных объектов.
Для усиления деструктивной активности озон часто комбинируют с
различными физическими факторами. Например, высокий синергический эффект
установлен при использовании озона с ультразвуком для деградации диметоата и
фосфорорганических пестицидов, при этом было отмечено, что диметоат
32
разрушается даже после воздействия одним только ультразвуком (Y.N. Liu,
X.P. Lü, P.F. Han, 2008).
Деструктивную активность озона с UV-излучением установили при
воздействии
физико-химических
факторов
на
остатки
карбаматных,
фосфорорганических соединений и производных 2,4-дихлорфеноксиуксусной
кислоты, содержащихся в проточных водах (T.S. Müller et аll., 1998; F. Javier
Benitez, J.L. Acero, F.J. Real, 2002; W.S. Kuo, 2002).
В работе испанских исследователей F.J. Beltrán et аll. (2000) показана
высокая деструктивная активность озона в комбинации с перекисью водорода в
отношении атразина. При этом авторы отмечают, что в основе механизма
деструктивной активности физико-химических факторов лежат молекулярные и
свободно-радикальные окислительные процессы.
Корейские исследователи J.Y. Kim, S.H. Moon (2002), также изучавшие
сочетанное действие озона с перекисью водорода на пестициды, указывают на то,
что перекись водорода существенно не влияет на деструкцию пентахлорфенола.
Z. Qiang, W. Ling, F. Tian (2013) показана высокая деструктивная
активность озона в комбинации с активированным углем, обогащенным Fe (III), в
отношении ометоата, содержащегося в воде.
Индийскими
учеными
опубликованы
данные
об
использовании
гидродинамической кавитации в сочетании с перекисью водорода в отношении
имидаклоприда.
В
результате
проведенных
исследований
установлена
деструктивная активность физических и химических факторов, при этом полное
разрушение имидаклоприда авторы отмечали через 45 минут (S. Raut-Jadhav,
2013).
1.7. Заключение к обзору литературы
Анализ источников отечественной и зарубежной литературы показал, что
неоникотиноиды входят в первую тройку инсектицидов, широко используемых в
сельскохозяйственном производстве многих стран мира, в том числе и в России.
33
Производители
пестицидов
активно
позиционируют
их
для
ротации
инсектицидов с различными механизмами действия с целью преодоления
резистентности популяций вредителей на злаковых, овощных, плодовых,
семечковых, кормовых культурах, а также для обработки семенного материала. В
ветеринарную практику неоникотиноиды только начинают поступать.
настоящему
времени
в
ветеринарии
разрешены
к
применению
К
только
имидаклопридсодержащие препараты, в том числе и комбинированные с
авермектинами
и
синтетическими
пиретроидами,
рекомендуемые
против
эктопаразитов у собак и кошек, а также тиаметоксам – для инсектицидных
обработок животноводческих помещений.
Наиболее изученными являются вопросы, связанные с эффективностью
применения неоникотиноидов на целевые объекты. Известен механизм действия
пестицидов
на
насекомых,
разработаны
нормы
расхода
и
технологии
использования различных форм препаратов, установлены классы токсичности
действующих
веществ,
проведена
оценка
мутагенной
и
канцерогенной
активности. Установлена биотрансформация неоникотиноидов в организме крыс
и известны метаболиты этих соединений, а также пути выделения их из организма
животных.
Данные
исследования
выполнены
прежде
всего
в
рамках
регистрационных испытаний пестицидов.
Несомненно, разработанные рекомендации по применению пестицидов,
направлены в первую очередь на их безопасное использование в растениеводстве,
ветеринарии и санитарии, однако в практических условиях нередко имеют место
случаи
преднамеренного
увеличения
кратности
завышения
инсектицидных
концентраций
обработок
рабочих
растений,
растворов,
животных
и
животноводческих помещений, а также нарушения сроков ожидания после
обработки растений. Все эти факты могут способствовать накоплению
остаточных количеств пестицидов в объектах окружающей среды, поступлению
их по трофическим цепям в организм теплокровных, что в конечном итоге окажет
влияние на морфофункциональное состояние животных и человека, в том числе
на здоровье следующих поколений.
34
Несмотря на двадцатилетний срок применения неоникотиноидов в сельском
хозяйстве, многие вопросы патогенеза отравления животных этими пестицидами
остаются открытыми. Не разработаны критерии клинической и лабораторной
диагностики отравлений животных неоникотиноидами. В доступной литературе
отсутствуют сведения о характере патоморфологических изменениий в органах и
тканях животных и птиц, что необходимо не только для проведения
дифференциальной диагностики отравлений неоникотиноидами, но и для
понимания процессов, происходящих в их организме при отравлении, с целью
дальнейшей
разработки
эффективных
методов
лечения
и
профилактики
пестицидных токсикозов.
Важным вопросом при изучении новых групп пестицидов является
установление их влияния на репродуктивную систему животных и их потомство.
Анализ источников литературы свидетельствует о низкой степени изученности
данного вопроса. В частности, нет сведений о способности неоникотиноидов,
проникать через плацентарный барьер и накапливаться в тканях и органах
эмбрионов и плодов. Отсутствует информация о тератогенных эффектах
неоникотиноидов, а также о влиянии их на рост и развитие потомства при
интоксикации самок в период беременности.
Одним из основных критериев диагностики отравлений пестицидами
является обнаружение их остаточных количеств в биологическом материале. Для
работы ветеринарным лабораториям необходимы простые в исполнении и
чувствительные
методы
определения
неоникотиноидов
в
биологическом
материале. В настоящее время определение остатков неоникотиноидов возможно
только в растительном материале, воде, почве и воздухе рабочей зоны (МУК
4.1.1390-03; МУК 4.1.1790-03; МУК 4.1.1802-03; МУК 4.1.1399 – 03). Отсутствие
методов идентификации имидаклоприда и тиаклоприда в биологических объектах
не позволяет поставить окончательный диагноз на отравление животных и птиц
имидаклоприд- и тиаклопридсодержащими препаратами.
Важным вопросом для ветеринарно-санитарной экспертизы, а также
доказательности токсического действия пестицидов на органы и ткани является
35
изучение накопления и распределения их остатков в организме животных. В
литературе приведены данные об основных путях выведения остаточных
количеств неоникотиноидов из организма с мочой, калом, молоком и яйцом у
птиц, а также накопление имидаклоприда в мышцах и подкожном жире
экспериментальных животных. Установлен метаболизм и основные метаболиты
неоникотиноидов.
В
доступной
литературе
нет
данных
о
накоплении
имидаклоприда и тиаклоприда в органах и тканях животных, в частности, в
печени, почках, сердце, легких, органах репродуктивной системы самцов и самок,
головном мозге, органах иммунной системы, коже животных, а у птиц – в
мышцах, сердце, печени и перьевом покрове, что необходимо для определения
органов-мишеней и мест депонирования токсических веществ с целью
установления допустимых сроков убоя животных и птиц, перенесших острое
отравление этими препаратами.
Методы
лечения
неоникотиноидами
и
не
профилактики
разработаны.
при
отравлении
Оказание
помощи
животных
людям,
интоксицированным неоникотиноидами, заключается в применении методов и
средств
детоксикационной
и
реанимационной
терапии.
Профилактика
заключается в строгом соблюдении регламентов применения пестицидов.
Способов детоксикации кормов и воды, содержащих остатки неоникотиноидов,
не разработано.
В связи с этим необходимы исследования, дополняющие и расширяющие
сведения о потенциальной опасности неоникотиноидов, что в конечном итоге
будет способствовать безопасному их использованию в растениеводстве и
ветеринарии.
36
2. СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ
2.1. Материал и методы исследования
Тема диссертации является самостоятельным разделом государственной
плановой
научно-исследовательской
работы
№
01.2.00103080
«Фармако-
токсикологическая оценка новых лекарственных средств и пестицидов».
Основная часть экспериментальной работы выполнена в лаборатории
кафедры диагностики, внутренних незаразных болезней, фармакологии, хирургии
и акушерства ФГБОУ ВПО «Омский государственный аграрный университет
имени П.А. Столыпина».
Отдельные серии экспериментов проведены на опытных полях Сибирского
научно-исследовательского
института
сельского
хозяйства,
Бюджетного
учреждения «Омская областная ветеринарная лаборатория», Академического
центра
лабораторной
диагностики
Омской
государственной
медицинской
академии, а также в ООО «Комплекс «Омский бекон» Омской области.
В экспериментальной работе использовали препараты компании Байер
КропСайенс АГ (Германия): Конфидор экстра® (д.в. имидаклоприд, 700 г/л) и
Калипсо® (д.в. тиаклоприд, 480 г/л), а также Квик Байт® (д.в. имидаклоприд,
10 г/л) (организация-производитель завод «Kwizda Agro GmbH»/«Квизда Агро
ГмбХ», Австрия). Выбор препаратов был обусловлен особенностями химического
строения
соединений.
нитрозосодержащих,
а
Имидаклоприд
тиаклоприд
–
является
представителем
представителем
циансодержащих
неоникотиноидов.
Эксперименты проводили на половозрелых беспородных белых крысах,
морских свинках, кроликах, птицах, собаках, свиньях. Содержание, кормление и
уход за животными, выведение их из эксперимента осуществляли в соответствии
с рекомендациями Европейской Конвенции по защите позвоночных животных,
используемых
при
экспериментальных
исследований представлена на рисунке 1.
исследованиях
(2003).
Схема
37
Рисунок 1 – Схема исследований.
38
Параметры токсичности Конфидора экстра® и Калипсо® для лабораторных
животных
определяли
методом
наименьших
Л.З. Шрайбер, 1999). Коэффициент
квадратов
кумуляции
(Ккум)
(Л.К.
Герунова,
рассчитывали
по
Ю.С. Кагану и В.В. Станкевичу (1970) по формуле:
,
Ккум=
где LDn50 – суммарная летальная доза в подостром эксперименте при
введении испытываемого биологически активного вещества равными дозами с
суточным интервалом; LD150 –летальная доза при однократном введении. Для
достижения результата в течение двух месяцев испытывали три дозы, которые
составляли 1/5, 1/10 и 1/20 LD50.
Клинический статус оценивали путем наблюдения за поведением, внешним
видом животных, динамикой массы тела, определяли температуру тела, частоту
сердечных сокращений и дыхательных движений на протяжении всего периода
эксперимента.
Морфологические
и
биохимические
исследования
крови
проводили через 1 и 7 суток после однократного введения препаратов в
токсических дозах, а также через три месяца при изучении хронической
интоксикации
пестицидами.
Гематологические,
биохимические
и
иммунологические исследования крови проводили в АЦЛД ГОУ ВПО «Омская
государственная медицинская академия», часть биохимических исследований
проводили
в
Морфологические
анализаторе
БУ
«Омская
показатели
областная
крови
ветеринарная
определяли
на
лаборатория».
гематологическом
Exel-22, биохимические показатели сыворотки крови
– на
биохимическом анализаторе-автомате «Konelab 20» с использованием реагентов
фирмы «Human», Германия. Для определения поглотительной активности
лейкоцитов периферической крови (ФАЛ) использовали в качестве тест-системы
неокрашенные частицы латекса диаметром 3 мкм (А.Н. Медведев, 1991).
Функциональную активность нейтрофилов оценивали в тесте восстановления
нитросинего тетразолия (НСТ) по методике М.Е. Виксмана, А.Н. Маянского в
39
модификации И.Г. Герасимова, Д.Ю. Игнатова (И.И. Долгушин, О.В. Бухарин,
2001). Для этого к 0,1 мл крови добавляли 0,05 мл 0,2% раствора нитросинего
тетразолия в калий-фосфатном буфере (0,1, рН 7,3) и 0,05 мл того же буфера.
Полученную смесь помещали в термостат 37°С на 30–60 мин, после чего делали
мазки средней плотности, высушивали на воздухе, фиксировали в этиловом
спирте (20 мин), окрашивали водным раствором нейтрального красного
(0,1%-ным р-ом, 20 мин) и микроскопировали под иммерсией. Для определения
спонтанного
уровня
нейтрофилов,
способных
восстанавливать
НСТ
в
нерастворимый темно-синий формазан, вместо зимозана добавляли 0,025 мл
физиологического раствора. Результаты выражали в процентах формазанпозитивных клеток в спонтанном и индуцированном опсонизированным
зимозаном вариантах.
Уровень
циркулирующих
иммунных
комплексов
(ЦИК)
низкой
молекулярной массы в сыворотке крови определяли путем их осаждения в
полиэтиленгликоле 7% концентрации (V. Hashkova, 1978). Для изучения
гуморального
иммунного
использовали
методику
ответа
A.J.
(АОК)
после
Cunningham
воздействия
(1965),
пестицидов
описанную
в
книге
И.И. Долгушина, О.В. Бухарина (2001). Для этого суспензию трижды отмытых в
стерильном физиологическом растворе эритроцитов барана (ЭБ) вводили
внутрибрюшинно по 5×107 на крысу. Для определения АОК крыс подвергали
эвтаназии, извлекали селезенку и готовили клеточную суспензию с помощью
стеклянного гомогенизатора. В пробирки вносили спленоциты (0,2 мл) и ЭБ (7080 млн/мл) и добавляли комплемент. Смесь ресуспендировали, каплю помещали
на предметное стекло и покрывали покровным, смазанным по краям вазелином.
Инкубировали при 37°С 2 часа. В результате синтеза плазматическими клетками
антител
в
присутствии
комплемента
происходит
лизис
эритроцитов.
Образующиеся зоны гемолиза – светлые крупные пятна (бляшки) подсчитывали,
определяя число В-клеток во всех полях зрения. Активность миелопероксидазы
определяли по методу Грэхема-Кнолля в реакции с бензидином. Об активности
40
судили по степени заполнения гранулоцитов коричневыми гранулами, оценку
проводили в крестах (В.В. Меньшиков, 1987).
Аллергизирующие
свойства
пестицидов
изучали
путем
накожной
аппликации и инстилляции на конъюнктиву кролика; гиперчувствительность
замедленного
правилами
типа определяли
методом,
(СП
3.3.2.561-96,
государственных
испытаний
и
иммунологических
препаратов.
Для
рекомендованным Санитарными
http://zakon.law7.ru/legal2/se4/pravo4471/)
регистрации
новых
определения
для
медицинских
гиперчувствительности
замедленного типа использовали феномен изменения массы конечностей белых
крыс. Для этого животных сенсибилизировали путем трехкратного с интервалом в
3 суток внутрибрюшинного введения пестицидов в дозах 1/100 ЛД50. Через 7
суток после заключительной инъекции делали разрешающее введение препаратов
в объеме 0,05 мл в подушечку одной из задних лап, а во вторую – 0,05 мл 0,9%ного раствора натрия хлорида. Уровень специфической воспалительной реакции
оценивали по разнице в массе конечностей (Медицинские иммунологические
препараты. Постановление № 33 от 31 окт.1996).
Ориентировочно-исследовательскую
и
защитно-оборонительную
поведенческие реакции крыс оценивали в тесте «Открытое поле» (Я. Буреш,
О. Бурешова, Д. Хьюстон, 1991). Методика «Открытое поле» относится к
«общеповеденческим»
тестам,
основанным
на
помещении
животного
в
незнакомую ситуацию новизны – открытого поля. Методика позволяет оценить
резистентность центральной нервной системы (ЦНС) к воздействию стрессорных
факторов. Согласно методике крысу помещали в центр яркоосвещенной камеры
размером 200×200×20 см с квадратным полом и стенками белого цвета, и ее
перемещение регистрировали с помощью цифровой видеокамеры. Пол камеры
расчерчен на 25 квадратов, на пересечении квадратов вырезано круглое отверстие
диаметром 3 см (норка). Сверху камера освещалась электрической лампой
накаливания мощностью 100 Вт, расположенной на высоте 1 м от пола. Время
тестирования составляло 4-е минуты. При этом регистрировали следующие
поведенческие
акты:
время
нахождения
в
центре
(с),
горизонтальную
41
двигательную активность (количество пересеченных квадратов); вертикальную
двигательную активность – число вертикальных стоек; время замирания (с);
исследовательскую активность – число обследований отверстий (норковый
рефлекс); эмоциональность: количество умываний (груминг) и актов дефекации и
уринации. Количество пересеченных квадратов, стоек, заглядываний в норку
характеризует двигательно-исследовательскую активность животных, а груминг,
количество дефекаций и уринаций – эмоциональную составляющую поведения.
Камеру протирали после тестирования каждого животного. Исследование
проводили в течение трех дней с 09.00 до 12.00.
По
окончании
экспериментов
проводили
патоморфологическое
исследование внутренних органов и тканей животных. Для этого кусочки органов
и тканей фиксировали в 4%-ном нейтральном растворе формальдегида,
обезвоживали в спиртах восходящей концентрации и заливали в парафин.
Парафиновые срезы толщиной 3-5 мкм получали на ротационном микротоме
LaboCut 4055 (фирма Slee, Германия), окрашивали гематоксилином и эозином.
Микрофотосъемку гистологических препаратов проводили на микроскопе Axio
Scope 40 (Carl Zeiss) и Axio Star (Carl Zeiss) с встроенным ТV-адаптером и
цифровой видеокамерой Carl Zeiss Imager, A1.
Изучение репродуктивной токсичности проводили согласно Методическим
рекомендациям по доклиническому изучению репродуктивной токсичности
фармакологических средств (http:www.medline.ru/ public/fund/pharmacom/4.phtml)
и
Методическим
указаниям
по
изучению
эмбриотоксического
действия
химических веществ при гигиеническом обосновании их ПДК в воде водных
объектов (http://www.law.rufox.ru/9/5163.htm).
Для установления проницаемости плацентарного барьера определяли
остаточные количества имидаклоприда и тиаклоприда в крови и плацентах самок,
тканях эмбрионов, головном мозге и печени плодов методами тонкослойной
хроматографии (Т.В. Бойко, Л.К. Герунова / Патент № 2467323, 2011).
Функциональное состояние гонад оценивали у половозрелых крыс (возраст
90-120 дней) по способности к оплодотворению (фертильности) самок и самцов,
42
выраженной
в
процентном
самок/оплодотворивших
самцов
к
соотношении
общему
забеременевших
количеству
подсаженных
самок/самцов. Самок подсаживали к самцам в соотношении 2:1, беременность
самок подтверждала фертильность самца. В случае, если ни одна из самок не
забеременела,
самец
считался
нефертильным,
а
самки
–
потенциально
Для изучения пренатального развития потомства по
10 самок с
фертильными (Р.У. Хабриев, 2005).
установленным сроком беременности интоксицировали Конфидором экстра® и
Калипсо® в дозах по 1/10 ЛД50. Препараты вводили в критические периоды
беременности: с 1-го по 4-й (период имплантации), с 8-го по 11-й (период
эмбриогенеза), с 15-го по 18-й (период фетогенеза). Две группы самок получали
исследуемые пестициды в дозах по 1/100 ЛД50 с 6-го по 20-й дни беременности.
На 20-й день беременности самок выводили из эксперимента под эфирным
наркозом. При патологоанатомическом исследовании подсчитывали количество
желтых тел в яичниках, количество мест имплантации и мест резорбции,
определяли
число
живых
и
мертвых
плодов,
а
также
их
массу
и
краниокаудальный размер. На основании результатов вскрытия определяли
следующие показатели по формулам:
- общая эмбриональная смертность, %
(В-А)×100
- гибель эмбрионов до имплантации, %
[В-(А+Б)]:В×100
- гибель эмбрионов после имплантации, %
Б:(А+Б)×100
- показатель внутриутробной выживаемости, %
(А:В)×100
- показатель индуцированной гибели эмбрионов,% {I-[(А:Вопыт):(А:Вконтр)]}×100
где А – число живых эмбрионов; Б – число мертвых эмбрионов и число резорбций;
В – количество желтых тел беременности.
После осмотра, измерения и взвешивания часть плодов фиксировали в
жидкости Буэна, состоящей из перенасыщенного раствора пикриновой кислоты,
40%-ного формалина и ледяной уксусной кислоты в соотношении 15:5:1
соответственно. Через 7 суток фиксированные эмбрионы переносили в 70° спирт
для сохранения с последующим использованием для изучения внутренних
43
органов по методу J.G. Wilson (J.G. Wilson, 1965; Р.У. Хабриев, 2005). Перед
проведением исследования плоды вынимали из фиксатора, промывали в воде и
подвергали микроанатомическому сечению по 9-ти поперечным разрезам, после
чего изучали с помощью бинокулярной лупы.
Для
выявления
аномалий
скелета
плода
и
процесса
окостенения
использовали метод A.B. Dawson (A.B. Dawson, 1926; Р.У. Хабриев, 2005), для
этого другую часть плодов фиксировали в 96° спирте этиловом в течение 10-15
дней. После фиксации плоды заливали 1%-ным раствором КОН на 1-2 дня до
просветления тканей и появления видимого скелета. После промывания плодов
водой заливали на 3-5 суток ализариновым красителем до образования сиреневого
оттенка. После прокрашивания скелета в сиреневый цвет плоды фиксировали в
растворах возрастающей концентрации глицерина до 100%. Для сохранения
плодов к глицерину добавляли несколько капель формалина.
Постнатальное развитие потомства F1 оценивали в течение первого месяца
жизни по числу живых и мертвых новорожденных, динамике массы тела и
краниокаудального размера, общему физическому развитию (срокам отлипания
ушей, появления первичного волосяного покрова, прорезывания резцов, открытия
глаз,
опускания
семенников,
открытия
влагалища).
Массу
тела
и
краниокаудальный размер крысят измеряли на 2-е, 10-е, 20-е и 30-е сутки. Кроме
того определяли среднюю величину помета, вычисляли выживаемость с 0 по 5-ый
дни жизни (отношение числа крысят, доживших до 5-го дня, к числу родившихся
живыми) и с 6-го по 30-й дни жизни (отношение числа крысят, доживших до
30-го дня, к числу доживших до 6-го дня). Изучение скорости созревания
сенсорно-двигательных рефлексов в период вскармливания проводили в тестах
«переворачивание на плоскости», «отрицательный геотаксис», «избегание
обрыва», «маятниковый рефлекс».
Особенности накопления имидаклоприда и тиаклоприда в органах и тканях
изучали на белых беспородных крысах-самцах (n=121) с массой тела 230-260 г и
петушках породы белый леггорн (n=90) 4-х месячного возраста, которым вводили
препараты Конфидор экстра® и Калипсо® в дозах по 100 мг/кг с хлебными
44
болюсами, а также в дозе 40 мг/кг в зоб в форме водной суспензии однократно
утром. Взятие биологического материала от крыс (содержимое желудка,
двенадцатиперстной, слепой, прямой кишок, кровь, брыжеечные лимфатические
узлы, печень, почки, сердце, легкие, головной мозг, мышечная ткань, кожа и
семенники) осуществляли через 30 минут, 1, 3, 6, 12 часов, а также через 1, 3, 7,
14, 21 и 30 суток. Пробы органов и тканей петушков (кровь, мускульный желудок,
сердце, белая и красная мышечная ткань) исследовали через 30 минут, 1, 3, 6, 12,
24 часа, а также на 4, 7 и 10 сутки после введения пестицидов. Имидаклоприд и
тиаклоприд из биологического материала, предварительно диспергированного в
лабораторных условиях, экстрагировали ацетоном по разработанной нами
методике (Т.В. Бойко, Л.К. Герунова, Т.В. Урусова, 2013). Количественное
определение исследуемых веществ проводили методом ВЭЖХ на жидкостном
хроматографе «Хромос-ЖХ 301» с детектором спектрофотометрическим UVV
104M.
Расчет
содержания
исследуемых
веществ
осуществляли
методом
сопоставления величины площади пика вещества с площадью пика стандартного
образца известной концентрации, а также по калибровочному графику
зависимости
величины
сигнала
спектрофотометрического
детектора
хроматографа от концентрации стандартного вещества (имидаклоприда и
тиаклоприда).
Обработку
результатов
производили
с
использованием
программного обеспечения «Хромос». Диапазон определяемых концентраций
имидаклоприда и тиаклоприда составлял от 0,0002-0,001 мг/мл. Предел
допустимых значений погрешности результатов измерения (m), выполняемых по
данной методике, не превышает 5%. Для Конфидора Экстра® и Калипсо® были
определены и рассчитаны следующие параметры токсикокинетики: Tmax – время
достижения максимальной концентрации (мин; ч); Cmax – величина максимальной
концентрации (мг/кг); AUCо-t – площадь под токсикокинетической кривой
«концентрация-время» (мг∙ч(или мин. в зависимости от ед. измерения Tmax)/мл);
Cmax/AUCo-t –
относительная
скорость
всасывания
(мин-1).
Для
оценки
интенсивности проникновения пестицидов в ткани использовали показатель
тканевой доступности (ft), определяемый отношением значения площади под
токсикокинетической кривой в ткани (AUCt) к соответствующей величине в
45
плазме крови (AUCp): ft = AUCt/ AUCp. Величину Cmax и время ее достижения
оценивали внемодельным способом как наибольшее из измеренных значений
концентрации токсического вещества. Площадь под токсикокинетической кривой
«концентрация-время» (AUCo-t) рассчитывали при помощи метода трапеций.
Остаточные количества имидаклоприда в пшенице, обработанной в период
вегетации Конфидором экстра®, определяли в лаборатории анализа кормов ФГБУ
«Центр
агрохимической
хроматографии
согласно
службы
«Омский»
Методическим
методом
указаниям
по
тонкослойной
определению
микроколичеств пестицидов в пищевых продуктах, кормах и внешней среде
(2001).
Ветеринарно-санитарную оценку мяса кроликов проводили согласно
Правилам ветеринарного осмотра убойных животных, ветеринарно-санитарной
экспертизы мяса и мясных продуктов (1983). При ветеринарно-санитарной оценке
тушек кроликов использовали ГОСТ 27747-88 «Мясо кроликов. Технические
условия» (http://standartgost.ru); ГОСТ 20235.2-74 «Мясо кроликов. Методы
анализа» (http://vsegost.com/Catalog/17/17131.shtml) и ГОСТ 20235.0-74 «Мясо
кроликов. Методы отбора образцов. Органолептические методы определения
свежести» (http://vsegost.com/Catalog/36/36617.shtml).
Статистическая
обработка
результатов
исследований.
Обработку
цифрового материала проводили при помощи программы STATISTICA 8,0
(«StatSoft», USA). Для описания массива данных, соответствующих нормальному
распределению, использовали значения средней (M) и ошибки среднего (m),
которые представляли как M±m. При этом для сравнения показателей до и после
воздействия применяли t-критерий Стьюдента для зависимых выборок, при
межгрупповых сравнениях использовали t-критерий Стьюдента для независимых
выборок.
В
случае
несоответствия
имеющихся
данных
нормальному
распределению использовали значения медианы (Me) и интерквартильной
широты (P25; P75), а межгрупповое сравнение выполняли при помощи
непараметрического U-теста Манна-Уитни. Во всех сравниваемых случаях
различия считались статистически значимыми при p<0,05.
46
2.2. РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ
2.2.1. Токсикологическая характеристика Конфидора экстра® и Калипсо®
2.2.1.1.Определение параметров токсичности Конфидора экстра® и Калипсо®
при внутрижелудочном введении крысам
Определение среднелетальной дозы Конфидора экстра®. Определение
среднелетальной дозы Конфидора экстра® проводили на 42 белых беспородных
крысах (по 21-му самцу и самке с массой тела 230 – 260 г). Животных содержали
в условиях вивария в соответствии с принятыми санитарными нормами:
свободный доступ к воде, кормление гранулированным кормом, при естественном
световом режиме и температуре 18-20°С.
Конфидор экстра® вводили животным однократно внутрижелудочно через
зонд в дозах 50, 200, 500, 800, 1000, 1100 и 1200 мг/кг массы в форме водной
суспензии, приготовленной непосредственно перед введением, в объеме
3,0-5,0 мл на животное (схема опыта представлена в табл. 3). Длительность
наблюдения за животными составила не менее 14 дней. В ходе эксперимента
следили за поведением, внешним видом, двигательной активностью, реакцией
животных на внешние раздражители.
Таблица 3 – Схема эксперимента по определению среднелетальной дозы
Конфидора экстра®
Группы
Доза,
мг/кг
Количество,
гол.
Пало, гол.
Выжило,
гол.
1
2
3
4
5
6
7
1200
1100
1000
800
500
200
50
6
6
6
6
6
6
6
4
6
4
5
2
3
0
2
2
1
4
3
6
Период
% гибели
наблюдения,
дни
49
67
4
100
14
67
36
83
34
33
16
50
14
0
В результате проведенных исследований установлено, что доза 1100 мг/кг
массы вызывает 100%-ную гибель животных уже в течение 4-х дней наблюдения,
47
доза 50 мг/кг массы является максимально
переносимой, вызывающей
токсический эффект без летального исхода. Используя программу расчета
среднесмертельной дозы (Л.К. Герунова, В.З. Шрайбер, 2000), установлено, что
ЛД50 Конфидора экстра® составляет 536 мг/кг, ЛД0=50 мг/кг, ЛД16=44 мг/кг,
ЛД84=1321 мг/кг, ЛД100=1627 мг/кг.
Таким образом, согласно гигиенической классификации пестицидов
(Л.И. Медведь, Ю.С. Каган, Е.И. Спыну, 1986), Конфидор экстра® относится к
среднетоксичным соединениям.
Определение
среднелетальной
дозы
Калипсо®.
В
эксперименте
использовали 40 лабораторных беспородных белых крыс с массой тела 230,0260,0 г, разделенных на группы по 5 голов в каждой. Калипсо® вводили
внутрижелудочно через зонд в форме водной суспензии, приготовленной перед
введением в объеме 3-5 мл. Испытывали следующие дозы препарата: 50, 70, 100,
125, 140, 150, 200 и 300 мг/кг. Наблюдение за животными вели в течение двух
недель, учитывали поведение животных, поедаемость кормов и воды, внешний
вид животных.
В результате проведенных исследований установлено, что дозы 50, 70, 100,
125 мг/кг массы не являются летальными, так как в этих группах отмечали 100%ную выживаемость крыс. В группе, где испытывали Калипсо® в дозе 140 мг/кг,
регистрировали гибель 75% животных. При внутрижелудочном введении
Калипсо® в дозе 150 мг/кг и выше отмечали 100%-ную гибель крыс в течение
первых двух суток.
Таким образом, доза 125 мг/кг является максимально переносимой,
вызывающей токсический эффект без летального исхода. Используя программу
расчета среднесмертельной дозы
(Л.К. Герунова, В.З. Шрайбер, 2000),
установлено, что ЛД50 Калипсо® для крыс составляет 128 мг/кг, ЛД0=70 мг/кг,
ЛД16=86 мг/кг, ЛД84=185 мг/кг, ЛД100=230 мг/кг.
48
Результаты
гигиенической
исследований
классификации
свидетельствуют
пестицидов
(Л.И.
о
том,
Медведь,
что
согласно
Ю.С.
Каган,
Е.И. Спыну, 1986), Калипсо® относится к высокотоксичным соединениям.
2.2.1.2. Раздражающее действие Конфидора экстра® и Калипсо®
Эксперимент проводили на половозрелых морских свинках и кроликах,
разделенных на группы по 5 голов в каждой. Морским свинкам на выстриженный
участок кожи спины наносили 0,1%-ную водную суспензию Конфидора экстра®
(опыт 1, n=5) или Калипсо® (опыт 2, n=5) в объеме 0,5 мл ежедневно в течение 5ти дней. Животным контрольной группы (n=3) в том же объеме наносили воду
дистиллированную.
Кроликам
опытных
групп
(n=6)
на
конъюнктиву
инстиллировали по 2 капли 1%-ных растворов пестицидов. За животными вели
наблюдение в течение 7 дней.
При осмотре мест нанесения пестицидов у морских свинок и кроликов
отмечали бледность кожи и конъюнктивы. Клинический статус животных
соответствовал животным контрольной группы.
Таким образом, испытуемые пестициды не обладают раздражающим
действием.
2.2.1.3. Кумулятивные свойства Конфидора экстра® и Калипсо®
Определение способности токсических веществ накапливаться и/или
суммировать свое негативное действие в организме имеет важное значение в
токсикологии для оценки степени их потенциальной опасности. Для определения
кумулятивных свойств Конфидора экстра® и Калипсо® было сформировано 5
групп нелинейных белых крыс средней массой 240 – 270 г. Группа 1 (n=6) –
отрицательный контроль, в течение 3-х месяцев перорально (1 раз в день)
получали дистиллированную воду. Группа 2 (n=6) – опытная группа 1, в течение
3-х месяцев перорально (1 раз в день) получали Конфидор экстра® в дозе 1/5 ЛД50
49
(108 мг/кг). Группа 3 (n=6) – опытная группа 2, в течение 3-х месяцев перорально
(1 раз в день) получали Конфидор экстра® в дозе 1/10 ЛД50 (54 мг/кг). Группа 4
(n=6) – опытная группа 3, в течение 3-х месяцев перорально (1 раз в день)
получали Калипсо® в дозе 1/5 ЛД50 (26 мг/кг). Группа 5 (n=6) – опытная группа 4,
в течение 3-х месяцев перорально (1 раз в день) получали Калипсо® в дозе
1/10 ЛД50 (13 мг/кг). Препараты вводили крысам ежедневно индивидуально в
форме водной суспензии.
При пероральном введении пестицидов в дозах по 1/5 и 1/10 ЛД50 в течение
3-х месяцев гибели крыс не регистрировали. У некоторых животных 1-ой
опытной группы в течение первой недели опытного периода отмечали мелкий
тремор отдельных групп мышц спины. У крыс 2-ой и 4-ой опытных групп в
течение двух недель эксперимента регистрировали признаки легкого угнетения,
крысы прикрывали глаза, были «сонливы» в течение часа после введения
препаратов. Питьевой и пищевой рефлексы сохранены.
Таким образом, согласно классификации Л.И.Медведя и соавт (1968)
коэффициент кумуляции Конфидора экстра® и Калипсо® составил больше 5, что
свидетельствует о слабой кумуляции пестицидов по критерию летальности.
2.2.1.4. Иммунотоксическое действие Конфидора экстра® и Калипсо®
Для
оценки
иммунотоксического
действия
имидаклоприд-
и
тиаклопридсодержащих неоникотиноидов были сформированы 8 групп по 5 голов
в каждой. Крысам опытных групп однократно внутрижелудочно вводили водные
суспензии Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 1/10 ЛД50 (54 мг/кг и
13 мг/кг соответственно), животные контрольных групп получали воду
дистиллированную в том же объеме. Иммунологические исследования проводили
через 24 часа и 7 суток после введения пестицидов. Результаты исследований
представлены в таблицах 4 и 5, а также на рисунках 2, 3, 4, 5.
Анализ иммунологических показателей свидетельствует о сохранении
фагоцитирующей способности клеток при действии Конфидора экстра® и
50
Калипсо® в дозах по 1/10 ЛД50 через сутки и неделю после их перорального
введения. Через неделю после введения препаратов наблюдали снижение степени
активации
кислородзависимых
механизмов
киллинга
неактивированных
фагоцитов в НСТ-тесте на 23% (Рm-u=0,04) и 24% (Рm-u=0,012) соответственно.
Добавление активатора реакции не влияло на результат. Снижение показателей
индуцированного
НСТ-теста
на
42%
(Рm-u=0,012)
и
44%
(Рm-u=0,012)
соответственно свидетельствует о недостаточности фагоцитоза в этот период
наблюдений, так как активность фагоцитирующих клеток в присутствии
антигенного раздражителя рассматривается как критерий их готовности к
завершенному фагоцитозу.
При анализе результатов лимфопролиферативного потенциала клеток в
реакции бласттрансформации лимфоцитов отмечено достоверное увеличение
этого показателя на 22% (Рm-u=0,04) и 33% (Рm-u=0,012) соответственно в ответ на
стимуляцию фитогемагглютинином лейкоцитов, полученных из крови животных,
интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах 1/10 ЛД50, что
указывает на активацию клеточного звена иммунного ответа в ответ на действие
пестицидов.
Известно, что циркулирующие иммунные комплексы (ЦИК) формируются
после каждой встречи антигена с антителом и разрушаются усилиями
мононуклеарных фагоцитов по завершении активации комплемента. Результаты
наших исследований свидетельствуют о достоверном повышении ЦИК во все
периоды наблюдения, что указывает на недостаточность системы фагоцитоза.
Так, у крыс, интоксицированных Конфидором экстра® в дозе 54 мг/кг, отмечали
повышение этого показателя более чем в 2 раза (Рm-u=0,012) как через 24 часа, так
и через 7 суток по сравнению с показателями контрольной группы животных
(Рm-u=0,012). У крыс, интоксицированных Калипсо® в дозе 13 мг/кг, отмечали
аналогичную тенденцию. Увеличение ЦИК через 24 часа и 7 суток составило 74%
и 123% (Рm-u=0,012) соответственно.
51
Таблица 4 – Иммунологические показатели крыс, интоксицированных
Конфидором экстра® в дозе 1/10 ЛД50
Показатели
ФИ с
латексом, %
Фагоцитарное
число
НСТ - тест
Спонт,
%
Стим,
%
РБТЛ
Стим,
%
ЦИК по
Хашковой,ед
Группы
Порядковый номер животного
Ме (Р25,Р75)
Рm-u
1
2
3
4
5
Контроль 24 ч
74,7
79,7
72,8
70,6
73,7
73,7 (72,8; 74,7) -
Опыт 24 ч
78,7
83,5
85,2
74,8
72,7
78,7 (74,8; 83,5) 0,2
Контроль 7 сут
75,4
69,7
72,3
81,6
79,4
75,4 (72,3; 79,4) -
Опыт 7 сут
78,2
83,4
86,3
77,1
79,4
79,4 (78,2; 83,4) 0,17
Контроль 24 ч
5,7
6,8
7,1
7,4
6,2
6,8 (6,2; 7,1)
-
Опыт 24 ч
6,8
7,4
7,6
8,4
7,3
7,4 (7,3; 7,6)
0,09
Контроль 7 сут
6,6
7,9
6,2
8,7
7,7
7,7 (6,6; 7,9)
-
Опыт 7 сут
7,3
8,3
7,6
6,9
7,2
7,3 (7,2; 7,6)
1,0
Контроль 24 ч
4,9
5,2
5,8
5,6
5,7
5,6 (5,2; 5,7)
-
Опыт 24 ч
5,6
5,8
6,3
6,5
6,2
6,2 (5,8; 6,3)
0,06
Контроль 7 сут
5,8
5,6
6,2
5,4
5,3
5,6 (5,4; 5,8)
-
Опыт 7 сут
3,4
3,2
4,3
5,6
5,2
4,3 (3,4; 5,2)
0,04
Контроль 24 ч
10,5
10,9
9,6
11,7
11,9
10,9 (10,5; 11,7)
Опыт 24 ч
12,5
13,4
10,7
12,9
10,3
12,5 (10,7; 12,9) 0,29
Контроль 7 сут
11,3
11,7
9,8
10,5
12,1
11,3 (10,5;11,7)
-
Опыт 7 сут
6,6
6,8
7,4
5,6
6,0
6,6 (6,0; 6,8)
0,012
Контроль 24 ч
27,4
33,7
29,2
26,6
32,4
29,2 (27,4; 32,4) -
Опыт 24 ч
36,1
34,6
35,3
30,2
31,7
34,6 (31,7; 35,3) 0,09
Контроль 7 сут
29,8
32,1
27,3
28,4
30,2
29,8 (28,4; 30,2) -
Опыт 7 сут
35,4
37,3
33,2
40,2
36,4
36,4 (35,4; 37,3) 0,012
Контроль 24 ч
12,6
15,2
17,8
13,6
10,1
13,6 (12,6; 15,2) -
Опыт 24 ч
33,1
32,2
30,7
36,9
24,4
32,2 (30,7; 33,1) 0,012
Контроль 7 сут
13,8
13,6
19,5
7,9
8,3
13,6 (8,3; 13,8)
Опыт 7 сут
34,2
28,4
40,1
38,4
30,2
34,2 (30,2; 38,4) 0,012
-
52
Таблица 5 – Иммунологические показатели крыс, интоксицированных
Калипсо® в дозе 1/10 ЛД50
Показатели
ФИ с
латексом, %
Фагоцитарное
число
НСТ - тест
Спонт,
%
Стим,
%
РБТЛ
Стим,
%
ЦИК по
Хашковой,ед
Группы
Порядковый номер животного
Ме (Р25,Р75)
Рm-u
1
2
3
4
5
Контроль 24 ч
72,5
73,2
70,6
68,6
75,7
72,5 (70,6; 73,2)
Опыт 24 ч
76,2
72,5
65,2
64,8
78,5
72,5 (65,2; 76,2) 1,0
Контроль 7 сут
64,8
79,2
76,2
71,3
79,1
76,2 (71,3; 79,1)
Опыт 7 сут
68,1
63,7
76,7
72,1
70,1
70,1 (68,1; 72,1) 0,29
Контроль 24 ч
5,2
5,8
7,6
6,3
6,9
6,3 (5,8;6,9)
Опыт 24 ч
8,8
8,4
6,8
7,9
6,8
7,9 (6,8; 8,4)
Контроль 7 сут
6,7
7,2
8,2
7,1
7,4
7,2 (7,1; 7,4)
Опыт 7 сут
6,3
7,3
7,2
6,4
8,1
7,2 (6,4; 7,3)
Контроль 24 ч
5,6
5,4
4,8
5,7
4,9
5,4 (4,9; 5,6)
Опыт 24 ч
5,8
5,3
6,7
5,3
5,4
5,4 (5,3; 5,8)
Контроль 7 сут
5,9
5,8
6,5
5,7
6,4
5,9 (5,8; 6,4)
Опыт 7 сут
3,6
3,4
4,5
5,4
4,6
4,5 (3,6; 4,6)
Контроль 24 ч
10,1
10,7
9,8
11,9
10,9
10,7 (10,1; 10,9)
Опыт 24 ч
11,8
13,3
11,7
13,1
9,4
11,8 (11,7; 13,1) 0,296
Контроль 7 сут
11,6
12,3
10,2
11,6
13,2
11,6 (11,6; 12,3)
Опыт 7 сут
6,8
6,9
6,4
5,3
5,1
6,4 (5,3; 6,8)
Контроль 24 ч
31,2
35,3
29,6
27,4
33,8
31,2 (29,6; 33,8)
Опыт 24 ч
33,5
34,8
31,6
32,4
34,2
33,5 (32,4; 34,2) 0,4
Контроль 7 сут
28,6
35,2
28,5
28,4
31,2
28,6 (28,5; 31,2)
Опыт 7 сут
38,2
37,8
36,9
40,2
38,7
38,2 (37,8; 38,7) 0,012
Контроль 24 ч
12,8
13,6
19,4
15,2
11,6
13,6 (12,8; 15,2)
Опыт 24 ч
32,7
34,6
36,1
32,3
34,8
34,6 (32,7; 34,8) 0,012
Контроль 7 сут
10,5
11,1
18,6
17,3
18,2
17,3 (11,1; 18,2)
Опыт 7 сут
32,9
38,6
39,1
38,6
40,2
38,6 (38,6; 39,1) 0,012
0,09
0,6
1,0
0,012
0,012
53
Рисунок 2 –Активированные гранулоциты,
содержащие частички формазана. Контроль.
Ув. × 900.
Рисунок 3 – Активизированные
гранулоциты, не содержащие частички
формазана. Конфидор экстра® в дозе 54
мг/кг массы через 7 суток. Ув. × 900.
Рисунок 4 – Фагоцитоз гранулоцитами Рисунок 5 – Фагоцитоз моноцитом
частиц латекса. Контроль. Ув. × 900.
частиц латекса. Конфидор экстра® в
дозе 54 мг/кг массы через 7 суток..
Ув. × 900.
Полученные результаты исследования иммунологических показателей
свидетельствуют о том, что на фоне сохранения механизмов презентации и
регуляции иммунного ответа в целом в организме животных, интоксицированных
неоникотиноидами, происходит блокирование выработки кислородзависимых
бактерицидных факторов и активизация гуморального звена иммунного ответа.
Основной функцией миелопероксидазы в организме является защита от
внешней инфекции, однако в состоянии гиперактивации нейтрофилы способны
повреждать не затронутую патологическим процессом ткань. Как показатель
функционально-метаболической
активности
нейтрофильных
гранулоцитов,
миелопероксидаза служит маркером интенсивности воспалительных процессов
54
(Н.Ю. Рулева, М.А. Звягинцева, С.Ф. Дугин, 2007). Показатели активности
фермента гранулоцитов при однократном пероральном введении Конфидора
экстра® и Калипсо® в дозах по 1/10 ЛД50 представлены в таблице 6.
Таблица 6 – Активность миелопероксидазы при острой интоксикации крыс
Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах по 1/10 ЛД50
Группы
Через 24 ч
6(3;8)
Активность МПО, Ме (Р25,Р75)
+
++
+++
14 (10;16) 23 (18;23)
47 (42;50)
Через 7 сут
4(2;6)
14(12;18)
16 (11;26)
50 (45;52)
16 (16;18)
Через 24 ч
0
0
12(10; 15)
58 (54;65)
34 (32;35)
Рm-u
0,012
0,012
0,036
0,094
0,14
Через 7 сут
0
0
5(3;6)
54 (48;58)
41 (39;50)
Рm-u
0,012
0,012
0,036
0,296
0,016
Через 24 ч
0
0
2(0;3)
52 (46;58)
46 (42;48)
Рm-u
0,012
0,012
0,012
0,296
0,021
Через 7 сут
0
0
0 (0;14)
54 (45;56)
46 (40;54)
Рm-u
0,047
0,012
0,143
0,601
0,012
Контроль
Конфидор
экстра®
Калипсо®
++++
14(8;22)
Результаты свидетельствуют о достоверном повышении активности
фермента как через 24 часа, так и через 7 суток после введения пестицидов, что
указывает на увеличение цитотоксического потенциала гранулоцитов путем
активации кислороднезависимых механизмов детоксикации. Слева сверху вниз
представлены
фотографии
гранулоцитов
с
различным
содержанием
миелопероксидазы (рис. 6).
А
А
Б
55
А1
Б1
А2
Б2
А3
Б3
Рисунок 6 – А-А3– активность МПО в контроле; Б-Б3 – активность МПО в опыте. А –
отсутствие активности фермента; А1 – МПО +; А2 –МПО ++; А3 – МПО ++++.Окраска
бензидином с докраской по Романовскому. Ув. ×1000.
Влияние Конфидора экстра® и Калипсо® на гуморальный иммунитет
(определение числа антителообразующих клеток (АОК) в селезенке в ответ на
иммунизацию эритроцитами барана (ЭБ)). Оценку Т-хелпер-2(Тh2)-зависимого
(гуморального) иммунного ответа, эффекторным звеном которого являются
антигенспецифические
иммуноглобулины,
N.R. Jerne и F.F. Nordin (1963).
проводили,
используя
методику
56
Эксперимент проводили на белых нелинейных крысах-самцах, массой тела
230-250,0 по следующей схеме: группа 1 – контроль отрицательный (n=5): в
течение 5 дней (1 раз в день) крысы получали дистиллированную воду, затем
физиологический раствор внутрибрюшинно, еще через 5 дней определяли АОК.
Группа 2 – контроль положительный (n=5): однократно внутрибрюшинно вводили
ЭБ, через 5 дней определяли АОК. Группа 3 – опытная 1 (n=5): в течение 5 дней
(1 раз в день) крысам внутрижелудочно вводили Конфидор экстра ® в дозе 54
мг/кг (1/10 ЛД50), затем ЭБ внутрибрюшинно, еще через 5 дней определяли АОК.
Группа 4 – опытная 2 (n=5): в течение 5 дней (1 раз в день) крысам
внутрижелудочно вводили Калипсо® в дозе 13 мг/кг (1/10 ЛД50), затем ЭБ
внутрибрюшинно, еще через 5 дней определяли АОК.
В
результате
исследований
было
обнаружено,
что
в
селезенке
неиммунизированных животных (группа 1) АОК не отмечали. Иммунизация ЭБ
способствовала появлению АОК (группа 2). Введение Конфидора экстра® и
Калипсо® животным, иммунизированным ЭБ (группа 3, 4), достоверно повышало
количество АОК более, чем в 2 раза по сравнению с группой контроля. При этом
увеличивалось не только количество АОК, но и размеры зон лизиса, они
становились видны невооруженным глазом (табл. 7; рис. 7, 8, 9, 10).
Таблица 7 – Влияние Конфидора экстра® и Калипсо® на
гуморальный иммунитет
№
Группа (n=5)
Иммунизация
1
Отрицательный контроль
физ. р- р
АОК,
тыс.в селезенке
Ме (Р25,Р75)
0,0
2
Положительный контроль
Рm-u
-
ЭБ
128 (123;137)
-
3
®
Конфидор экстра , 54 мг/кг
ЭБ
294 (289; 312)
0,005
4
Калипсо®, 13 мг/кг
ЭБ
213 (211;264)
0,005
57
Рисунок 7 – АОК через 2 часа. Контроль. Рисунок 8 – АОК через 2 часа. Конфидор
Ув.×100.
экстра® в дозе 54 мг/кг в течение 5 суток.
Ув.×100.
Рисунок 9 – АОК через 2 часа. Введение Рисунок 10 – АОК через 2 часа. Калипсо® в
ЭБ. Ув.×100.
дозе 13 мг/кг в течение 5 суток +ЭБ.
Ув.×100.
Таким образом, многократное поступление Конфидора экстра® и Калипсо®
в дозах по 1/10 ЛД50 вызывает увеличение количества бляшкообразующих клеток
в крови в 2,3 и 1,6 раз соответственно, что указывает на активацию продукции
нормальных аутоантител в организме интоксицированных неоникотиноидами
животных.
Влияние Конфидора экстра® и Калипсо® на клеточный иммунитет (на
реакцию
гиперчувствительности
замедленного
типа
(ГЗТ)).
Для
экспериментальной оценки клеточного Т-хелпер-1(Тn1)-зависимого иммунного
58
ответа при введении в организм имидаклоприд- и тиаклопридсодержащих
пестицидов использовали реакцию гиперчувствительности замедленного типа
(Lagrange et al., 1980), эффекторным звеном которой являются Т-лимфоцитыкиллеры и макрофаги, которые, в свою очередь, и определяют развитие
иммунного
воспаления
сенсибилизированным
сенсибилизировали
при
введении
пестицидами
путем
разрешающей
животным.
многократного
дозы
Нелинейных
антигена
белых
внутрижелудочного
крыс
введения
Конфидора экстра® (n=6) в дозе 5,4 мг/кг и Калипсо® (n=6) в дозе 1,3 мг/кг
(1/100 ЛД50).
Через 7 суток после последнего введения осуществляли разрешающее
введение пестицидов в той же дозе в область предплюсны левой тазовой
конечности. В контрлатеральную лапу вводили 0,05 мл стерильного раствора
NaCl 0,9%-ного («контрольная лапа»). Местную воспалительную реакцию
оценивали через 24 часа визуально. Отсутствие воспалительной реакции на
введение разрешающей дозы пестицида исключило проведение вычисления
индекса реакции по разнице массы опытной и контрольной лап (рис. 11).
О
К
Рисунок 11 – Отсутствие реакции на введение Конфидора экстра® в дозе 5,4 мг/кг массы в
реакции ГЗТ. О – опытная лапка, К – контроль.
59
Таким образом, Конфидор экстра® и Калипсо® в дозах по 1/100 ЛД50 не
обладают сенсибилизирующим действием при повторном введении.
Аллергизирующие
свойства
Конфидора
экстра®
и
Калипсо®.
Аллергизирующие свойства Конфидора экстра® и Калипсо® оценивали, используя
методику
«конъюнктивальная
проба».
Для
этого
морским
свинкам
внутрижелудочно с помощью зонда 1 раз в день в течение 5 дней вводили
Конфидор экстра®, Калипсо® или дистиллированную воду по схеме:
Группа 1, n=3. В течение 5 дней (1 раз в день) перорально вводили
дистиллированную воду (контроль).
Группа 2, n=3. В течение 5 дней (1 раз в день) перорально вводили
Конфидор экстра® в дозе 1/10 ЛД50 (54 мг/кг).
Группа 3, n=3. В течение 5 дней (1 раз в день) перорально вводили
Конфидор экстра® в дозе 1/5 ЛД50 (107 мг/кг).
Группа 4, n=3. В течение 5 дней (1 раз в день) перорально вводили
Калипсо® в дозе 1/10 ЛД50 (13 мг/кг).
Группа 5, n=3. В течение 5 дней (1 раз в день) перорально вводили
Калипсо® в дозе 1/5 ЛД50 (26 мг/кг).
Для выявления сенсибилизации на 6-й день эксперимента 1%-ный раствор
Конфидора экстра® или Калипсо® в объеме 1-ой капли инстиллировали под веко
левого глаза (опыт), под веко правого глаза инстиллировали дистиллированную
воду (контроль). Реакция учитывалась через 15 минут, 24-48 часов и оценивалась
по следующей шкале (в баллах):
1 – легкое покраснение слезного протока;
2 – покраснение слезного протока и склеры в направлении к роговице;
3 – покраснением всей конъюнктивы и склеры.
У всех экспериментальных животных отмечена бледность глазного яблока и
конъюнктивы.
Результаты
исследований
свидетельствуют
об
отсутствии
аллергической реакции при использовании метода «конъюнктивальная проба».
60
Иммунологические показатели крови при хроническом отравлении
крыс Конфидором экстра® и Калипсо®. Результаты иммунологических
исследований через три месяца ежедневного введения пестицидов в дозах по 1/10
и 1/100 ЛД50 представлены в таблицах 8 и 9. Установлено, что длительное
введение Конфидора экстра® (1-ая и 2-ая опытные группы) вызывает снижение
фагоцитарного индекса на 21,4% (Рm-u=0,012) и 11,6% (Рm-u=0,036), а также
фагоцитарного числа на 11% (Рm-u=0,047) и 9% (Рm-u=0,117) соответственно. В
НСТ-тесте отмечено снижение активности реакции восстановления нитросинего
тетразолия у крыс 1-ой опытной группы на 29,8% (Рm-u=0,012), при этом
стимуляция не способствует повышению данного показателя, что свидетельствует
об истощении резервных возможностей внутриклеточных систем фагоцитов.
Тенденцию к снижению показателя активности спонтанного НСТ-теста отмечали
во 2-ой опытной группе на 8,8% (Рm-u=0,143), при этом снижение показателя на
13% (Рm-u=0,016) регистрировали при стимуляции клеток.
Уровень циркулирующих иммунных комплексов повышен в 1-ой опытной
группе на 56% (Рm-u =0,012). Во 2-ой опытной группе отмечали тенденцию к
повышению количества циркулирующих комплексов на 10% (Рm-u=0,25).
Хроническая интоксикация Калипсо® вызывает снижение ФИ на 25%
(Рm-u =0,012) у крыс 3-ей опытной группы и активности стимулированного НСТтеста в обеих опытных группах на 32% (Рm-u=0,012) и 23,4% (Рm-u=0,012)
соответственно. Достоверное повышение ЦИК в 2,4 раза по сравнению с
показателем контрольной группы отмечали у крыс, интоксицированных Калипсо ®
в дозе 13 мг/кг массы (Рm-u=0,012). Тенденцию к повышению регистрировали у
крыс 4-ой опытной группы на 35,3%, однако отклонение не являлось
статистически значимым (Рm-u=0,117). Также отмечали достоверное повышение
числа клеток с низким содержанием миелопероксидазы в лизосомах гранулоцитов
опытных групп животных, при этом увеличение коэффициентов активности
миелопероксидазы более, чем в 2 раза указывает на снижение ее активности
(табл. 10).
61
Таблица 8 – Иммунологические показатели крыс при хронической интоксикации Конфидором экстра®
через 3 месяца
Показатели
Группы
Порядковый номер животного
1
ФИ с латексом, %
Фагоцитарное число
НСТ - тест
Спонт, %
Стим, %
ЦИК по Хашковой,ед
2
3
Ме (Р25,Р75)
4
Рm-u
5
Контроль
66,4
68,2
72,1
72,6
70,5
70,5 (68,2; 72,1)
1/10 ЛД50
53,8
55,4
65,3
54,5
62,8
55,4 (54,5; 62,8)
0,012
1/100 ЛД50
65,4
59,7
62,3
61,6
69,4
62,3 (61,6; 65,4)
0,036
Контроль
8,9
6,6
7,4
7,2
6,8
7,2 (6,8; 7,4)
1/10 ЛД50
5,6
6,4
6,3
7,2
6,4
6,4 (6,3; 6,4)
0,047
1/100 ЛД50
6,8
7,1
5,2
6,4
6,7
6,7 (6,4; 6,8)
0,117
Контроль
5,3
5,6
5,8
6,6
5,7
5,7 (5,6; 5,8)
1/10 ЛД50
3,4
3,8
4,3
4,2
4,0
4,0 (3,8; 4,2)
0,012
1/100 ЛД50
5,4
5,2
6,0
4,6
5,2
5,2 (5,2; 5,4)
0,143
Контроль
10,8
10,4
11,6
12,4
10,2
10,8 (10,4; 11,6)
1/10 ЛД50
8,3
9,3
8,5
9,9
9,3
9,3 (8,5; 9,3)
0,012
1/100 ЛД50
9,5
10,2
9,4
9,1
8,2
9,4 (9,1; 9,5)
0,016
Контроль
13,2
14,3
15,8
14,6
11,8
14,3 (13,2; 14,6)
1/10 ЛД50
22,3
24,8
21,6
24,1
18,6
22,3 (21,6; 24,1)
0,012
1/100 ЛД50
14,2
20,1
14,2
15,8
16,3
15,8 (14,2; 16,3)
0,250
62
Таблица 9 – Иммунологические показатели крыс при хронической интоксикации Калипсо® через 3 месяца
Показатели
Группы
Порядковый номер животного
1
ФИ с латексом, %
Фагоцитарное число
НСТ - тест
Спонт, %
Стим, %
ЦИК по Хашковой,ед
2
3
Ме (Р25,Р75)
4
Рm-u
5
Контроль
62,3
69,6
70,1
61,2
70,2
1/10 ЛД50
56,2
52,2
45,8
54,2
48,3
1/100 ЛД50
64,8
69,2
66,2
61,3
69,0
Контроль
5,2
5,8
7,6
6,3
6,9
6,3 (5,8; 6,9)
1/10 ЛД50
5,3
6,4
6,8
5,1
6,0
6,0 (5,3; 6,4)
0,530
1/100 ЛД50
6,7
6,2
5,2
6,1
5,4
6,1 (5,4; 6,2)
0,464
Контроль
5,6
5,4
5,8
5,7
6,9
5,7 (5,6; 5,8)
1/10 ЛД50
5,8
5,3
6,7
5,3
5,4
5,4 (5,3; 5,8)
0,467
1/100 ЛД50
5,9
5,8
5,5
5,7
6,4
5,8 (5,7; 5,9)
0,676
Контроль
10,1
10,7
9,8
11,9
10,9
10,7 (10,1; 10,9)
1/10 ЛД50
6,6
7,3
8,7
7,1
9,3
7,3 (7,1; 8,7)
0,012
1/100 ЛД50
9,1
8,3
7,2
7,1
8,2
8,2 (7,2; 8,3)
0,012
Контроль
12,8
13,6
17,4
15,2
12,2
13,6 (12,8; 15,2)
1/10 ЛД50
34,1
28,2
30,1
32,3
34,6
32,3 (30,1; 34,1)
0,012
1/100 ЛД50
14,5
13,6
18,6
19,2
18,4
18,4 (14,5; 18,6)
0,117
69,6 (62,3; 70,1)
52,2 (48,3; 54,2)
66,2 (64,8; 69,0)
0,012
0,530
63
Таблица 10 – Активность миелопероксидазы при хроническом отравлении крыс
Конфидором экстра® и Калипсо®, n=5
Группы
Контроль
Активность МПО, Ме (Р25,Р75)
-
+
++
+++
++++
2,0 (0,0;3,0)
2,0 (2,0;3,0)
28,0 (25,0; 31,0)
57,0 (54,0; 59,0)
10,0 (9,0;12,0)
Калипсо®
Конфидор Экстра®
0,48
1/10 ЛД50
0 (0;1,0)
9,0 (8,0;13,0)
39,0 (31,0; 42,0)
51,0 (41,0; 57,0)
5,0 (3,0;7,0)
Рm-u
0,347
0,028
0,117
0,250
0,016
С/В
0,48
1/100 ЛД50
1,0 (0;2,0)
12,0 (6,0;14,0)
42,0 (31,0; 46,0)
48,0 (36,0;48,0)
3,0 (2,0;4,0)
Рm-u
0,676
0,036
0,075
0,094
0,012
С/В
1,1
1/10 ЛД50
3,0 (2,0;4,0)
14,0 (12,0;18,0)
41,0 (37,0;46,0)
36,0 (35,0;41,0)
5,0 (4,0;6,0)
Рm-u
0,464
0,021
0,016
0,012
0,016
С/В
1,4
1/100 ЛД50
2,0 (1,0;2,0)
12,0 (11,0;13,0)
40,0 (36,0;41,0)
41,0 (39,0; 44,0)
4,0(2,0;7,0)
Рm-u
1,0
0,021
0,012
0,021
0,016
С/В
1,2
Примечание: С/В – отношение Ме слабопозитивных клеток (-;+;++) к Ме высокоактивных клеток (+++;++++)
64
2.2.1.5. Оценка поведения крыс в тесте «Открытое поле» при хронической
интоксикации Конфидором Экстра® и Калипсо®
Для оценки эмоционального состояния крыс, получавших Конфидор
экстра® и Калипсо® в дозах по 1/10 ЛД50 и 1/100 ЛД50 в течение месяца,
проводили оценку их поведения в тесте «Открытое поле». Результаты
исследований свидетельствуют об угнетении горизонтальной и вертикальной
двигательной активности крыс всех опытных групп и увеличении времени
нахождения их в центре (табл. 11). При хронической интоксикации крыс
Конфидором экстра® в дозе 54 мг/кг массы горизонтальная двигательная
активность снижена в 5 раз (Рm-u=0,007), при введении Калипсо® в дозе 13 мг/кг –
в 3,6 раза (Рm-u=0,003). Достоверно сниженными на 26% (Рm-u=0,028) и 27%
(Рm-u=0,014) показатели горизонталньной двигательной активности также были в
группах животных, получавших Конфидор экстра® в дозе 5,4 мг/кг и Калипсо® в
дозе 1,3 мг/кг массы.
Снижение вертикальной двигательной активности регистрировали у крыс
как с упором на стенку, так и на весу. Так, у крыс, получавших Конфидор экстра®
в дозе 54 мг/кг массы, вертикальная двигательная активность была снижена в
9 раз (Рm-u=0,01), а при введении Калипсо® в дозе 13 мг/кг массы – в 2,5 раза
(Рm-u=0,028) по сравнению с контрольными значениями. Показатель вертикальной
двигательной активности у крыс, интоксицированных в течение месяца
испытуемыми пестицидами в дозах по 1/100 ЛД50, а также показатель
исследовательского поведения «норки» не имели различий от показателей группы
контроля.
О степени тревожности животных экспериментальных групп судили по
времени их нахождения в центре и времени замирания. Увеличение времени
нахождения в центре отмечали у крыс, получавших Конфидор экстра® в дозе
54 мг/кг массы, на 64% (Рm-u=0,05), а в дозе 5,4 мг/кг – более чем в 2 раза
(Рm-u=0,037). Такой же результат наблюдали у крыс, интоксицированных
Калипсо® в дозе 13 мг/кг массы (Рm-u=0,021).
65
Таблица 11 – Показатели поведения крыс в тесте «Открытое поле» при хронической интоксикации
Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах 1/10 и 1/100 ЛД50, Ме (Р25,Р75)
Группа
№п/п
Время в
центре,
сек
14
Возврат
в центр,
кол-во
1,5
ГДА
(11;21)
(0;3)
(121;165)
(3;7)
(6;9)
(0;4)
(4;7)
(12;18)
(2;4)
(3;11)
(1; 3)
КфЭ
23
0
33
0,5
4,5
1
7,5
105,5
3
18,5
2
1/10 ЛД50, n=10
(17;34)
(0;1)
(26;95)
(0;1)
(4;6)
(0;3)
(3;9)
(50;119)
(1;6)
(16;20)
(2;4)
Р
0,05
0,21
0,007
0,001
0,028
0,7
0,427
0,001
1,0
0,017
1,0
КфЭ
28
0
115
4
3,5
1,5
8
26
4
16,5
3
1/100 ЛД50, n=10
(21;34)
(0;1)
(78;127)
(3;6)
(2;5)
(0;3)
(7;13)
(18;32)
(4;6)
(14; 18)
(3;3)
Р
0,037
0,23
0,028
0,733
0,001
0,677
0,028
0,004
0,017
0,001
0,045
Кл
27,5
0,5
42
3
3
1
6,5
95
4
16
3
1/10 ЛД50, n=10
(22;36)
(0;0,1)
(34;97)
(2;4)
(3;7)
(0;3)
(4;9)
(53; 118)
(3;5)
(13;19)
(2;4)
Р
0,021
0,24
0,003
0,08
0,028
0,623
0,520
0,001
0,075
0,001
0,058
Кл
21
0
109,5
4,5
3
1
7,5
24,5
4
12
3
(0;1)
(106;113)
(3; 5)
(2;3)
(0;2)
(6;9)
(18; 26)
(3;5)
(10; 15)
(2; 3)
0,121
0,014
0,650
0,001
0,307
0,037
0,005
0,045
0,001
0,24
Контроль, n=10
1/100 ЛД50, n=10 (18; 28)
Р
0,104
150
ВДА
С упором На весу
на стенку
4,5
7,5
Норки
2
Замирание
Кол-во
Время,
сек
5,5
14
Груминг
Кол-во Время,
сек
3
7
Дефекации
2
Примечание: КфЭ® – Конфидор экстра; Кл – Калипсо®; ГДА – горизонтальная двигательная активность, кол-во; ВДГ – вертикальная
двигательная активность, кол-во
66
Время замирания также увеличилось у крыс всех опытных групп.
Наименьшим показатель был у крыс, интоксицированных Конфидором экстра® в
дозе 5,4 мг/кг массы – на 85% (Рm-u=0,04), наибольшим – у крыс,
интоксицированных Конфидором экстра® в дозе 54 мг/кг (Рm-u=0,001). При
длительном введении животным Калипсо® в дозах 13 мг/кг и 1,3 мг/кг время
замирания увеличивалось более, чем в 6 раз (Рm-u=0,001) и 1,8 раз (Рm-u=0,005)
соответственно. Несмотря на отсутствие статистической достоверности, следует
отметить и снижение показателя «выход в центр» крыс всех опытных групп,
который, по мнению О.Ю. Майорова (2011), рассматривается как показатель
робости.
Хроническая интоксикации Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах по 1/10
и 1/100 ЛД50 способствовала изменению эмоциональности и вегетативного
баланса животных опытных групп. Так, время, затраченное на груминг у крыс
опытных групп, в 2 раза превышало показатель животных контрольной группы.
Увеличение
актов
дефекации
наблюдали
у
крыс,
интоксицированных
Конфидором экстра® в дозе 5,4 мг/кг (Рm-u=0,045) массы и Калипсо® в дозе
13 мг/кг массы.
Таким образом, хроническая интоксикация Конфидором экстра® и Калипсо®
в дозах по 1/10 и 1/100 ЛД50 в течение месяца, приводит к снижению
горизонтальной и вертикальной двигательной активности у крыс, повышает время
нахождения в центре, время замирания, а также груминга, что является
проявлением тревожно-депрессивного синдрома.
2.2.1.6. Репродуктивная токсичность имидаклоприд- и
тиаклопридсодержащих неоникотиноидов
Накопление имидаклоприда и тиаклоприда в тканях эмбрионов,
плодов и органах репродукции самок при интоксикации Конфидором
Экстра® и Калипсо®. Для подтверждения прямого токсического действия
неоникотиноидов на потомство проведены исследования по определению их
67
способности мигрировать через гематоплацентарный барьер и накапливаться в
тканях эмбрионов и плодов. С этой целью самкам на 5-й (период имплантации)
или 15-й (период фетогенеза) дни беременности однократно в форме хлебного
болюса скармливали Конфидор экстра® и Калипсо® в дозах по 100 мг/кг массы.
Через час в крови, яичниках и плацентах самок, а также тканях эмбрионов или
плодов определяли остаточные количества имидаклоприда и тиаклоприда
методом ТСХ (Т.В. Бойко, Л.К. Герунова, 2011). Результаты исследований
представлены в таблице 12 и на рисунках 12, 13, 14 и 15.
Таблица 12 – Накопление имидаклоприда и тиаклоприда в тканях эмбрионов,
плодов и органах репродукции самок при интоксикации Конфидором
Экстра® и Калипсо® в дозах по 100 мг/кг массы через 1 час, М±m
Пробы
Кровь беременных
самок
Матка
Яичники
Плацента
Плодное яйцо
Эмбрионы
Головной мозг плодов
Печень плодов
Имидаклоприд, мг/кг
5-й день
15-й день
беременности, беременности,
n=5
n=5
15,9±1,5
11,9±0,5
Тиаклоприд, мг/кг
5-й день
15-й день
беременности, беременности,
n=5
n=5
12,6±1,2
14,2±0,8
32,7±1,1
19,0±0,9
44,9±2,5
22,3±0,9
56,9±1,7
Не определяли
Не определяли
29,6±2,5
25,8±1,7
49,0±2,8
21,8±1,4
53,2±3,8
Не определяли
Не определяли
34,0±0,9
47,7±5,6
13,3±0,6
Не определяли
Не определяли
13,4±0,8
13,3±0,6
28,8±1,4
43,1±3,9
14,3±1,1
Не определяли
Не определяли
11,7±0,9
11,4±0,8
Обнаружение имидаклоприда и тиаклоприда в испытуемых пробах
свидетельствуют о трансплацентарном поступлении пестицидов и накоплении их
остаточных количеств как в тканях 5-ти дневных эмбрионов, так и в головном
мозге и печени 15-ти дневных плодов при интоксикации беременных самок
Конфидором экстра® и Калипсо® в дозе 100 мг/кг массы. Наибольшее накопление
остатков пестицидов в плаценте происходит на 5-й день беременности, так как
высокие концентрации наблюдали в тканях 5-ти дневных эмбрионов. Во втором
периоде беременности большее накопление пестицидов происходит в плаценте,
при этом снижаются концентрации имидаклоприда и тиаклоприда в головном
мозге
и
печени
плодов.
Следует
отметить
о
высоких
концентрациях
68
имидаклоприда и тиаклоприда в яичниках и мышечной ткани матки беременных
самок, подвергнутых интоксикации Конфидором экстра® и Калипсо® (табл. 13).
1
2
3
4
Рисунок 12 – Остаточные количества
имидаклоприда в крови (2), плаценте (3) и
эмбрионе (4) от самок крыс,
интоксицированных на 5-й день
беременности Конфидором экстра® в дозе
100 мг/кг массы однократно. 1- стандарт
Конфидора экстра®, 1 мкг.
1.1.
10
11
12
Рисунок 14 – Остаточные количества
тиаклоприда в матке (10), плоде (11) и
яичниках (12) крыс, интоксицированных
на 5-й день беременности Калипсо® в дозе
100 мг/кг массы однократно. 1.1. –
стандарт Калипсо®, 1 мкг.
1
5
6
7
8
9
Рисунок 13 – Остаточные количества
имидаклоприда в головном мозге (5) и
печени плодов(6), плацентах (7,8) и
яичниках (9) крыс, интоксицированных на
15-й день беременности Конфидором
экстра® в дозе 100 мг/кг массы однократно.
1.1
13
14
15
16
Рисунок 15 – Остаточные количества
тиаклоприда в головном мозге (13) и печени
плода (14), плаценте (15) и яичниках (16)
крыс, интоксицированных на 15-й день
беременности Калипсо® в дозе 100 мг/кг
массы однократно.
69
Таким образом, установлена способность исследуемых инсектицидов
проникать через гематоплацентарный барьер, тем самым создавать прямую угрозу
для здоровья потомства. Временное накопление имидаклоприда и тиаклоприда в
яичниках может оказывать влияние на гормональный статус самок.
Влияние Конфидора экстра® и Калипсо® на генеративную функцию
крыс. Для оценки состояния репродуктивной системы крыс были изучены
генеративная функция гонад, пренатальное и постнатальное развитие потомства,
полученного от самок, интоксицированных в критические периоды беременности
Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах по 1/10 ЛД50 и 1/100 ЛД50 на протяжении
всей беременности.
Оценка фертильности крыс при интоксикации Конфидором экстра® и
Калипсо®. Интегральным показателем генеративной функции гонад является
эффективность спаривания, подтверждающая фертильность экспериментальных
животных. Способность к оплодотворению испытывали на белых нелинейных
половозрелых крысах массой 258,5±10,8. С этой целью самок и самцов (n=30♀ и
n=♂15), разделенных на три группы (2-е опытные и 1 контроль) интоксицировали
Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах по 1/10 ЛД50 на протяжении 2-х месяцев.
Самок подсаживали к самцам в соотношении 2:1 на 5 суток – период,
соответствующий средней длительности эстрального цикла крысы (Р.У. Хабриев,
2005). Наблюдение за крысами вели в течение 20-ти суток. По окончании срока
самок
подвергали
эвтаназии
патологоанатомическое
под
исследование
эфирным
наркозом
репродуктивных
и
органов.
проводили
Обращали
внимание на состояние матки (беременность) и яичников (количество желтых тел
беременности).
В ходе проведения эксперимента общее состояние животных было
удовлетворительным:
по
внешнему
виду,
качеству
волосяного
покрова,
поведению, потреблению корма и воды крысы опытных групп не отличались от
контрольных животных. Следует отметить регистрируемые у нескольких крыс из
70
обеих опытных групп кровянистые выделения из влагалища. При вскрытии у
самок отмечали отсутствие эмбрионов и/или плодов в матке, кровенаполнение
сосудов,
в
яичниках
регистрировали
желтые
тела
беременности
(самопроизвольный аборт).
Таким образом, к концу экспериментального периода, эффективность
спаривания составила в группе контроля 90%, у крыс, интоксицированных
Калипсо® в дозе 1/10 ЛД50 (13 мг/кг массы) в течение 2-х месяцев – 80%, у крыс,
интоксицированных Конфидором экстра® в дозе 54 мг/кг в течение 2-х месяцев –
60%. Фертильность самцов (100%) подтверждена беременностью большинства
самок, интоксицированных испытуемыми пестицидами.
Оценка пренатального развития потомства крыс при интоксикации
Конфидором экстра® и Калипсо®. Для оценки влияния Конфидора экстра® и
Калипсо® на пренатальное развитие потомства было сформировано 9 групп крыс
по 10 голов в каждой. Самкам опытных групп с установленным сроком
беременности один раз в день перорально вводили пестициды в дозах по
1/10 ЛД50 (Конфидор экстра® в дозе 54 мг/кг; Калипсо® в дозе 13 мг/кг массы) с
1-го по 4-й дни беременности (доимплантационный период, 1-я и 2-я опытные
группы), с 7-го по 10-й дни беременности (период органогенеза, 3-я и 4-я
опытные группы), с 16-го по 18-й дни беременности (период фетогенеза, 5-я и 6-я
опытные группы). Самкам 7-й и 8-й опытных групп на протяжении всего периода
беременности перорально один раз в день вводили пестициды в дозах по 1/100
ЛД50 (Конфидор экстра® в дозе 5,6 мг/кг и Калипсо® в дозе 1,3 мг/кг массы).
Самки контрольных групп по тем же схемам получали воду водопроводную.
При наблюдении за животными поведение самок опытных групп не
отличалось от поведения самок групп контроля. У самок 7-й и 8-й опытных групп
регистрировали самопроизвольные аборты, как правило, на 15-18-е сутки
беременности (рис.16).
71
Рисунок 16 – Кровянистые выделения из
влагалища самки, интоксицированной в
течение всей беременности Конфидором
экстра® в дозе 5,6 мг/кг массы (аборт на 18-й
день беременности).
Рисунок 17 – Переполнение кровью сосудов,
отек и набухание тканей матки, желтые тела
беременности самки, интоксицированной
Калипсо® в дозе 1,3 мг/кг в течение всей
беременности (аборт на 16-й день
беременности).
На вскрытии у самок наблюдали признаки аборта: переполнение кровью
сосудов и отечность тканей матки, на эндометрии обнаруживали места
имплантации, в яичниках регистрировали желтые тела беременности (рис.17).
Рисунок 18 – Самопроизвольные аборты у крыс при пероральном поступлении Конфидора
Экстра® и Калипсо®.
Кроме того, у самок опытных групп отмечали расширение желудка, тощей и
слепой кишок. У некоторых самок в желудке находились остатки съеденных
72
плодов (содержимое желудков имело кровянистый цвет). Процентное содержание
самопроизвольных абортов в экспериментальных группах представлено на
рисунке 18.
Анализ
показателей
свидетельствует
о
резком
повышении
числа
самопроизвольных абортов у самок опытных групп. Наивысший показатель
отмечен у крыс, интоксицированных на протяжении всего периода беременности
Конфидором экстра® в дозе 1/100 ЛД50 (50%, Р<0,05). Высокую степень риска
испытуемые
инсектициды
представляют
для
беременных
самок
в
доимплантационный период (с 1-го по 4-е сутки).
Таким образом, пероральное поступление Конфидора Экстра® и Калипсо® в
организм беременных самок в дозах по 1/10 ЛД50 четырехкратно в критические
периоды эмбриогенеза и в дозах по 1/100 ЛД50 на протяжении всей беременности
приводит к резкому увеличению количества самопроизвольных абортов.
Показатели
пренатального
развития
потомства
самок
опытной
и
контрольной групп представлены в таблице 13. В результате проведенных
исследований установлено снижение количества желтых тел беременности на
25% (Р=0,03) и 31% (Р=0,06), мест имплантации – на 59% (Р=0,001) и 47%
(Р=0,006) у крыс, интоксицированных четырехкратно с 1-го по 4-й дни
беременности Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах по 1/10 ЛД50. Количество
плодов на одну самку в этих группах достоверно снизилось в 3,9 и 3,5 раз
соответственно, при этом все обследованные плоды были живыми. При
интоксикации Калипсо® в дозе 1/100 ЛД50 на протяжении всего периода
беременности был зарегистрирован один случай мертворождения.
Общая
эмбриональная
смертность при
интоксикации
испытуемыми
пестицидами была высокой во всех опытных группах. Наибольший показатель
общей эмбриональной смертности отмечали в группе крыс, интоксицированных
инсектицидами в дозах по 1/10 ЛД50 с 1-го по 4-й дни беременности (в 20 раз
выше контрольных значений, Р=0,001), а также в дозах по 1/100 ЛД50 на
протяжении всей беременности (в 15-16 раз выше данных контрольной группы,
Р=0,001).
73
Таблица 13 – Показатели эмбриогенеза у крыс при пероральном введении Конфидора Экстра® и Калипсо® в
критические периоды беременности
Показатель
1
Количество желтых тел, М±m
Контроль,
n=40
2
8,8±0,6
Количество мест
имплантации, М±m
Всего плодов по группе, гол
8,8±0,6
Количество плодов на одну
самку, М±m
Количество мертвых плодов/
резорбций
Общая эмбриональная
смертность, %
Предимплантационная гибель,
%
Постимплантационная гибель,
%
Показатель внутриутробной
выживаемости, %
Коэффициент индуцированной
гибели эмбрионов
Средняя масса плодов, г М±m
8,5±0,8
Средняя длина плодов, см
М±m
Средняя масса плаценты, г,
М±m
5,1±0,1
76
0
3
3
0
97
0
5,0±0,1
4,8±0,9
Опытные
группы
3
Кл
КфЭ
Кл
КфЭ
Кл
КфЭ
Кл
Кф
Кл
КфЭ
Кл
Кф
Кл
Кф
Кл
Кф
Кл
Кф
Кл
Кф
Кл
Кф
Кл
Кф
Кл
Кф
1/10 ЛД50 на
1,2,3,4 дни
беремен., n=10
4
6,6±0,6*
6,0±0,6
3,6±0,5***
4,7±0,7
22
24
2,2±0,6***
2,4±0,7***
0
0
67
60
67
60
0
0
33
40
70
59
4,2±0,1
4,2±0,2
3,9±0,1**
4,1±0,4
3,3±0,3
4,0±0,4
1/10ЛД50 на
8,9,10,11 дни
беремен., n=10
5
8,0±0,4
7,6±0,7
8,0±0,4
7,4±0,7
52
56
5,2±0,8
5,6±0,8
0
0
35
26
35
26
0
0
65
74
32
24
4,3±0,1
4,1±0,3
4,0±0,2**
4,2±0,3
4,0±0,7
3,9±0,6
1/10ЛД50 на
15,16,17,18 дни
беремен., n=10
6
7,1±0,6
6,6±0,5
7,1±0,6
6,4±0,5
55
58
5,7±1,1
5,7±0,8
0
0
20
14
20
14
0
0
80
86
17
11
4,4±0,1
4,7±0,7
4,3±0,1
4,5±0,6
4,0±1,1
4,0±0,9
1/100 ЛД50
всю беремен.,
n=15
7
9,7±0,7
10,5±0,9
9,1±0,7
9,3±0,6
74
45
5,3±0,9
4,6±1,5
0/1
0
45
56
35
45
1,3
2,2
55
50
43
55
4,9±0,1
3,8±0,6
4,5±0,1
4,3±0,4
5,2±0,6
4,6±0,9
74
Продолжение таблицы 13
6
7
1,1
1,2
1
2
3
4
5
1,0
Кл
0,8
0,9
0,9
Плодово – плацентарный
индекс
Кф
0,9
1,0
0,9
Внешние аномалии развития, регистрируемые у плодов:
0,0
Кл
0
12
15
Анемия кожи, %
Кф
0
16
10
0,0
Кл
0
8
9
Кифоз, %
Кф
0
11
5
Результаты оценки состояния костной системы плодов
20
Кл
11
20
20
Количество обследованных
плодов
Кф
12
20
20
0
Кл
0
0
0
Количество плодов с
аномалиями, общее/%
Кф
0
0
0
0
Кл
0
0
0
Кальцификаты в коже
Кф
0
0
0
0
Кл
0
0
0
Спондилопатия
Кф
0
0
0
Результаты оценки состояния внутренних органов плодов
20
Кл
11
20
20
Количество обследованных
плодов
Кф
12
20
20
0
Кл
Количество плодов с
аномалиями развития,
Кф
0
0
0
общее/%
0
Кл
0
0
0
Подкожные кровоизлияния
Кф
0
0
0
0
Кл
0
0
0
Кровоизлияния в мозговые
оболочки
Кф
0
0
0
0
Кл
0
0
0
Анафтальмия
Кф
0
0
0
Примечание: *– достоверность различий по отношению к общей контрольной серии, *Р<0,05; **Р<0,01; ***Р<0,001.
23
29
12
13
20
20
0
9/22
0
7
0
2
26
20
7/27
3/12
3/12
0
4/15
0
0
3/15
75
У самок, интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах по
1/10 ЛД50 с 8-го по 11-й и с 15-го по 18-й дни беременности показатель общей
эмбриональной смертности повышен в 10-12 (Р=0,001) и 4-8 (Р=0,001) раз
соответственно (табл. 13). Высокая эмбриональная смертность, регистрируемая в
опытных группах самок, является следствием предимплантационной гибели
эмбрионов (рис. 19), что может быть результатом цитотоксического или
мутагенного действия пестицидов. Кроме того, не исключена роль гипоксии,
нейро-гуморальных
эффектов
в
организме
самок,
интоксицированных
неоникотиноидами, а также нарушения механизмов адаптации иммунной системы
к беременности, например, вследствие продукции антител к фосфолипидам
трофобласта или хорионическому гонадотропину. При патологоанатомическом
исследовании крыс, интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах
по 1/100 ЛД50 на протяжении всей беременности, через 20 суток в матке
регистрировали частично рассосавшиеся плаценты без плодов (рис. 20), на
плацентах регистрировали налет фибрина (рис.21).
Б
Б
А
Рисунок 19 – Матка от самки, интоксицированной Конфидором экстра® в дозе 1/10 ЛД50
(54 мг/кг) на 1,2,3,4 дни беременности. Резорбция 5-ти эмбрионов в левом роге матки.
Стрелками указаны места имплантации (А) и желтые тела беременности (Б).
76
Рисунок 20 – Частично рассосавшаяся
плацента, извлеченная из матки крысы,
интоксицированной Калипсо® в дозе 1/100
ЛД50 (1,3 мг/кг) в течение всей
беременности.
Рисунок 21 – Матка с 20-ти дневными
плодами от самки, интоксицированной
Калипсо® в дозе 1/100 ЛД50 (1,3 мг/кг) в
течение всей беременности. Стрелками
указано отложение фибрина на плаценте.
В группе контроля плоды были розового цвета, без видимых аномалий
развития, примерно одинакового размера, при этом плаценты не имели налета
фибрина (рис. 22). При внешнем осмотре 20-ти дневных плодов самок опытных
групп обращали внимание на бледность кожи и искривление позвоночного столба
у некоторых особей (рис. 23). Наибольшее количество случаев развития анемии и
кифоза регистрировали при ежедневной интоксикации самок испытуемыми
пестицидами на протяжении всей беременности (табл. 13).
Рисунок 22 – 20-ти-дневные плоды. Контроль.
77
В
С
А
С
D
D
D
D
Рисунок 23 – 20-ти-дневные плоды и частично рассосавшаяся плацента (А), извлеченные
из матки самки, интоксицированной Конфидором экстра® в дозе 1/100 ЛД50 в течение всей
беременности (5,4 мг/кг). Анемия (В), кифоз (С), отложение фибрина на плаценте (D).
Рисунок 24 – 20-ти дневные плоды, полученные от самки, интоксицированной в течение
всей беременности Конфидором Экстра® в дозе 1/100 ЛД50 (5,4 мг/кг). Кальцификаты в
коже. Окраска скелета по методу A. B. Dawson (1926).
78
Рисунок 25 – Отложение солей кальция в хрящевой ткани над вторым поясничным
позвонком у новорожденного крысенка, полученного от самки, интоксицированной в
течение всей беременности Конфидором Экстра® в дозе 1/100 ЛД50 (5,4 мг/кг). Окраска
скелета по методу A. B. Dawson (1926).
Развитие скелета плодов оценивали по методу A.B. Dawson (Р. У. Хабриев,
2005; A. B. Dawson, 1926). В каждой группе обследовано по 10-20 плодов. В
контрольной группе (n=20) аномалий развития скелета не выявлено. В результате
обзорного исследования скелета плодов опытных групп были установлены случаи
кальциноза кожи (1 помет 7 плодов, рис. 24) и появление очагов кальцификации в
хрящевой ткани (рис. 25).
При обследовании плодов по методу J.G. Wilson (Р.У. Хабриев, 2005; J.G.
Wilson, 1965) у трех плодов из 26-ти (12%) самки которых на протяжении всей
беременности получали Конфидор экстра® в дозе 1/100 ЛД50, было обнаружено
отсутствие правого глазного яблока – анофтальм (рис. 26, 27, 28). У некоторых
плодов отмечали кровоизлияния в вещество головного мозга (рис. 29, 30, 31).
Кровоизлияния также наблюдали у плодов, самки которых на протяжении всей
беременности получали Калипсо® в дозе 1/10 ЛД50 (рис. 29).
79
Рисунок 26 – Анофтальм у плодов от самок, которые на протяжении всей беременности
получали Конфидор экстра в дозе 1/100 ЛД50. Окраска плодов по методу J.G. Wilson
(1965).
О
К
Рисунок 27 – Анофтальм и кровоизлияния в вещество головного мозга у плода (О) от
самки, которая на протяжении всей беременности получала Конфидор экстра® в дозе
1/100 ЛД50. Окраска плодов по методу J.G. Wilson (1965). К – контроль.
80
К
О
А
О
О
Рисунок 28 – Анофтальм (А), кровоизлияние в мозжечок (указано стрелкой) у плода (О)
от самки, которая в течение всей беременности получала Конфидор экстра® в дозе 1/100
ЛД50. Окраска по J.G. Wilson (1965). К – контроль.
Рисунок 29 – Кровоизлияние в вещество головного мозга у плодов от самок, которые в
течение всей беременности получали Калипсо® в дозе 1/100 ЛД50. Окраска по J.G. Wilson
(1965).
81
Таким образом, пероральное поступление Конфидора Экстра® и Калипсо® в
дозах по 1/10 ЛД50 в организм беременных самок в критические периоды
беременности, а также в дозах по 1/100 ЛД50 на протяжении всей беременности
значительно
повышает
риск
возникновения
самопроизвольных
абортов,
увеличивает процент общей эмбриональной смертности, приводит к аномалиям в
развитии потомства. Наибольшую опасность для животных испытуемые
пестициды представляют при ежедневном поступлении в период беременности.
Оценка постнатального развития потомства крыс при интоксикации
Конфидором экстра® и Калипсо®. Для оценки постнатального развития потомства
самкам беспородных белых крыс (n=20) пестициды в дозах по 1/100 ЛД50 вводили
один раз в сутки с 6-го дня беременности (период органо- и фетогенеза)
перорально ежедневно в течение беременности. Контролем служило потомство от
самок, получавших весь период беременности очищенную воду в том же объеме
(n=10).
При наблюдении за животными учитывали физиологическое состояние и
поведение самок, динамику массы тела, продолжительность беременности и
течение родов. За 3-4 дня до родов беременных самок рассаживали по одной в
клетку и обеспечивали их подходящей подстилкой для устройства гнезда.
Измерение
массы
тела,
краниокаудальных
размеров
и
функциональные
исследования начинали через 24 часа и продолжали до месячного возраста.
Общее состояние беременных самок, интоксицированных инсектицидами,
было удовлетворительным. По внешнему виду, качеству волосяного покрова,
поведению, поедаемости корма и скорости роста животные опытных групп не
отличались от животных группы контроля. Динамика массы тела крыс опытных и
контрольной групп была положительной и не имела достоверных отличий.
Температура тела и частота сердечных сокращений находились в пределах
физиологической нормы для данного вида животных. Процесс родов у самок
контрольной и опытных групп протекал без осложнений. Новорожденные
контрольной группы были активны, сосательный рефлекс хорошо развит. Самки в
82
течение
всего
периода
наблюдения
активно
ухаживали
за
потомством.
Мертворождений и гибели потомства не зафиксировано.
Отсутствие материнского инстинкта регистрировали у нескольких самок,
интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах по 1/100 ЛД50. У этих
самок новорожденные были разбросаны по клетке, малоподвижны, сосательный
рефлекс у них отсутствовал. Самки не кормили детенышей, в результате чего все
крысята погибали. При внешнем осмотре у двух крысят опытной группы, самки
которых
на
протяжении
беременности
были
интоксицированы
Калипсо®,
регистрировали подкожные гематомы в области лопаток (рис. 30,31).
Рисунки 30 и 31 – Подкожная гематома у 2-х-дневного крысенка, рожденного от самки,
интоксицированной в течение всей беременности Калипсо® в дозе 1,3 мг/кг массы
Кроме того регистрировали случаи рождения крысят с моно- и параплегией
грудных конечностей (рис. 32, 33). Движение корпусом крысята осуществляли за
счет
тазовых
конечностей.
Отсутствие
функциональной
возможности
полноценного питания и утрата способности к переворачиванию на живот
привели к быстрому их истощению и гибели. Регистрируемые аномалии
внутриутробного развития у крысят опытной группы подтверждают способность
пестицидов проникать через плацентарный и гематоэнцефалический барьеры и
оказывать прямое нейротоксическое действие на развивающийся плод.
83
А
А
Рисунок 32 – Новорожденные крысята, Рисунок 33 – Те же крысята в 7-ми-дневном
полученные от самки, интоксицированной в возрасте. Параплегия грудных конечностей
течение всего периода беременности Калипсо® (А).
в дозе 1/100 ЛД50 (1,3 мг). Крысенок с
параплегией грудных конечностей (А).
В группе самок, интоксицированных Конфидором экстра® в дозе 1/100 ЛД50,
рождались крысята с желтушным окрашиванием кожи, которые резко отставали в
росте и развитии по сравнению с потомством контрольной группы (рис. 34, 35).
А
Б
Рисунок 34 – Желтуха новорожденного (А) и ограничение подвижности левой грудной конечности
(Б) у крысят 2-х-дневного возраста, рожденных от самки, интоксицированной в течение всей
беременности Конфидором экстра® в дозе 1/100 ЛД50 (5,4 мг/кг).
84
А
Б
Рисунок 35 – 3-х-дневные крысята, рожденные от самки, интоксицированной в течение всей
беременности Конфидором экстра® в дозе 1/100 ЛД50 (А) и контрольный крысенок (Б). Отставание
в росте.
В этой же группе отмечали случай рождения крысенка с выраженным
искривлением позвоночного столба (кифоз), а также моноплегией левой грудной
конечности (рис. 36, 37).
А
Б
Рисунок 36 – Семидневные крысята, полученные от самки, интоксицированной весь период
беременности Конфидором экстра® в дозе 1/100 ЛД50 (5,4 мг). Моноплегия грудной
конечности и кифоз (А), контроль (Б).
85
Рисунок 37 – Крысенок в возрасте 7-ми дней, рожденный от самки, интоксицированной на
протяжении всей беременности Конфидором экстра® в дозе 1/100 ЛД50. Кифоз и параплегия
грудных конечностей.
Несмотря на регистрируемые патологии, крысенок был активен, хотя и
отставал в росте и развитии от сверстников. В недельном возрасте после
эвтаназии провели исследование костной системы по методу A. B. Dawson (1926).
В результате было обнаружено окрашивание хрящевой ткани ализарином, что
указывает на наличие очага окостенения.
Показатели
постнатального
развития
крысят,
полученных
от
самок,
интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо®, представлены в таблице 14.
Таблица 14 – Постнатальное развитие потомства F1, полученного от самок,
интоксицированных на протяжении беременности Конфидором экстра® и
Калипсо® в дозах по 1/100 ЛД50
Показатели
Поколение F1
Контроль
КфЭ
Общее количество крысят, абс
79
55
Из них мертворожденных, абс
0
1
Средняя величина помета, Mе (Р25,Р75)
8 (7;9)
5 (5;6)*
Соотношение ♂/♀ в помете, %
42/37
34/21
Выживаемость с 1-го по 5-й дни жизни, %
100
76*
Количество живых (исходное)/ количество погибших, абс
79/0
55/13
Выживаемость с 6-го по 25-й дни жизни, %
100
89*
Количество живых (исходное)/ количество погибших, абс
79/0
55/6
Примечание: * – при Рm-u<0,05; КфЭ – Конфидор экстра®; Кл – Калипсо®.
Кл
78
0
8 (7;8)
45/33
91
78/7
95
78/4
86
Результаты исследований свидетельствуют о том, что пероральное введение
Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 1/100 ЛД50 в организм самок на
протяжении всей беременности приводит к снижению жизнеспособности потомства.
Показатель выживаемости у крысят F1 с 1-го по 5-й дни жизни, полученных от
самок, интоксицированных Конфидором экстра® в дозе 1/100 ЛД50 в период органои фетогенеза, был ниже на 23% (Рm-u<0,05), а с 6-го по 25-й дни беременности – на
11% (Рm-u<0,05) по сравнению с группой контроля. Пероральное введение
Калипсо® в том же дозовом режиме также снижает показатель выживаемости
потомства на 9% и 5% (Рm-u<0,05) соответственно. При интоксикации самок на
протяжении всей беременности Конфидором экстра® отмечали снижение количества
крысят в помете на 37,5% (Рm-u<0,05).
Показатели массы тела крысят обеих опытных групп достоверно ниже
контрольных
значений
(рис.38).
У
крысят,
полученных
от
самок,
интоксицированных Калипсо® в дозе 1/100 ЛД50, масса тела на 21-е сутки была
снижена на 9% (Р=0,03), через месяц – на 15% (Р=0,001) по сравнению с данными
контрольной группы. В опытной группе крысят, самкам которых перорально
вводили Конфидор экстра® по той же схеме, масса тела на 21-е сутки была
снижена на 15% (Р=0,01), через месяц – на 20% (Р=0,001). Через два месяца
наблюдений масса тела крысят обеих опытных групп почти в два раза была ниже
контрольных значений.
Рисунок 38 – Динамика массы тела крысят контрольной и опытных групп, самкам которых в
течение периода беременности перорально вводили Конфидор экстра® и Калипсо® в дозах по
1/100 ЛД50.
87
Низкая масса тела потомства опытных групп, вероятно, является
следствием слабого сосательного рефлекса крысят. Не исключено снижение
материнского инстинкта у опытных самок, интоксицированных в течение всего
периода беременности пестицидами, о чем свидетельствуют «плохой» уход за
потомством отдельных самок, а также случаи каннибализма в разные сроки
наблюдения за развитием потомства.
Следует отметить, что показатели физического развития и скорости
созревания
сенсорно-двигательных
рефлексов
крысят
опытных
групп
свидетельствуют об отсутствии выраженных отклонений в физическом развитии
потомства (табл. 15). Колебания отдельных показателей созревания сенсорнодвигательных рефлексов крысят находятся в пределах физиологической нормы.
Таблица 15 – Показатели физического развития и скорости созревания
сенсорно-двигательных рефлексов крысят в период вскармливания,
рожденных от самок, интоксицированных в течение всей беременности
Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах по 1/100 ЛД50, М±m
Показатели (дни)
Контроль,
n=20
Отлипание ушных раковин
2,0±0,0
Появление волосяного покрова
6,4±0,1
Прорезывание резцов
7,7±0,1
Открытие глаз
14,6±0,1
Опускание семенников
24,1±0,2
Открытие влагалище
24,1±0,2
Переворачивание на плоскости
9,1±0,1
Отрицательный геотаксис
7,1±0,1
Избегание обрыва
9,6±0,8
Поднимание головы и передних лап
9,5±0,1
Ползание
9,7±0,1
Опора на задние конечности, подъем всего тела
14,5±0,1
Избегание обрыва (вызванное визуальным стимулом)
14,7±0,1
Обонятельная реакция
10,8±0,1
Мышечная сила
16,0±0,2
Переворачивание в свободном падении
19,1±0,2
®
®
Примечание: КфЭ – Конфидор экстра ; Кл – Калипсо .
Поколение F1
КфЭ,
n=20
2,0±0,0
6,0±0,2
8,3±0,1
14,9±0,1
24,2±0,2
27,9±0,2
9,1±0,1
8,1±0,2
9,9±0,2
9,7±0,1
10,5±0,1
15,7±0,1
14,8±0,5
12,9±0,2
17,7±0,2
20,3±0,4
Кл,
n=20
2,0±0,0
7,3±0,2
7,3±0,2
14,1±0,2
24,2±0,2
26,9±0,2
9,8±0,3
7,3±0,2
10,3±0,4
10,4±0,3
10,3±0,2
14,8±0,2
14,6±0,3
11,3±0,2
16,8±0,3
19,5±0,3
88
У крысят контрольной и обеих опытных групп через два месяца изучали
поведенческие
реакции
в
тесте
«Открытое
поле».
Ориентировочно-
исследовательскую реакцию крыс оценивали по горизонтальной, вертикальной
двигательной активности и времени реакции обнюхивания. Эмоциональный
статус животных – по числу болюсов, уринаций, груминговой активности,
времени выхода из центра и времени замирания. Результаты, полученные в
эксперименте, представлены в таблице 16.
Таблица 16 – Показатели поведенческой активности крысят F1 в возрасте
двух месяцев, рожденных от самок, интоксицированных в течение всего
периода беременности Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах по 1/100 ЛД50,
в тесте «Открытое поле»
Показатели поведенческой активности
1
М± m
2
3
Контроль, n=10
22,1±6,2
Кл, n=13
42,6±7,7*
Кф, n=13
37,2±2,9*
Контроль, n=10
114,0±8,11
Кл, n=13
87,1±10,8*
Кф, n=13
83,5±5,4**
Контроль, n=10
10,6±2,76
Кл, n=13
25,2±11,8
Кф, n=13
29,8±4,4**
Контроль, n=10
1,0±0,33
Кл, n=13
1,8±0,5
Кф, n=13
0,3±0,2
Контроль, n=10
5,0±0,5
вертикальных
Кл, n=13
3,7±0,8
стоек, n
Кф, n=13
6,9 ±0,8*
Контроль, n=10
5,3±1,3
Кл, n=13
2,8±1,0*
Кф, n=13
0,8±0,4**
Время нахождения в центре, с
Количество пересеченных квадратов, n
Время замирания, с
Количество возвратов в центр, n
Количество
с опорой на стенку
без опоры
89
Продолжение таблицы 16
1
Груминг
2
3
кол-во актов
Контроль, n=10
0,8±0,4
груминга, n
Кл, n=13
2,6±1,1
Кф, n=13
4,3±0,6**
общее время груминга Контроль, n=10
Количество заглядываний в отверстия, n
Количество дефекаций, n
Количество уринаций, n
11,0±8,6
Кл, n=13
10,3±3,9
Кф, n=13
6,6±1,1*
Контроль, n=10
4,0±0,8
Кл, n=13
3,7±0,8
Кф, n=13
1,2±0,4**
Контроль, n=10
2,5±0,37
Кл, n=13
2,8±0,74
Кф, n=13
2,0±2,3
Контроль, n=10
1,0±0,15
Кл, n=13
1,3±0,36
Кф, n=13
1,9±0,2*
Примечание: * – Р<0,05; ** – Р< 0,01 по сравнению с группой контроля.
Таким образом, экспериментально установлено эмбрио- и фетотоксическое
действие Калипсо® и Конфидора экстра® при пероральном поступлении их в
организм беременных самок. Снижение показателя рождаемости, повышение
показателя постнатальной смертности, отставание в росте, кровоизлияния в
оболочки головного мозга, анофтальмия, моно- и параплегия, а также
формирование «синдрома эмоциональной тревожности» свидетельствуют о
глубоких структурных и функциональных нарушениях в организме потомства.
2.2.1.7. Особенности накопления и распределения Конфидора экстра® и
Калипсо® в организме животных и птиц
Показатели
концентраций
относительной
и
времени
скорости
достижения
всасывания,
максимальных
максимальных
концентраций
90
имидаклоприда и тиаклоприда в органах и тканях крыс при однократном
пероральном введении Конфидора Экстра® и Калипсо® в дозах по 100 мг/кг
представлены в таблице 17.
Таблица 17 – Время наступления максимальной концентрации и
максимальная концентрация имидаклоприда и тиаклоприда в органах и
тканях крыс при однократном пероральном введении Конфидора Экстра® и
Калипсо® в дозах по 100 мг/кг
Пробы биологического материала
Пестицид
Тmax
Сmax, мг/кг
1
2
3
Содержимое желудка
Кф (n=5)
30 мин
6674,9±67,1
Кл (n=5)
30 мин
2251,8±15,9
Содержимое двенадцатиперстной
Кф (n=5)
30 мин
50,9±1,7
кишки
Кл (n=5)
1ч
67,1±0,3
Содержимое слепой кишки
Кф (n=5)
12 ч
37,6±0,7
Кл (n=5)
6ч
16,4±0,6
Кф (n=5)
12 ч
10,7± 0,6
Кл (n=5)
3 час
10,6±0,6
Кф (n=5)
3ч
32,9± 0,7
Кл (n=5)
1ч
10,5±0,2
Кф (n=5)
12 ч
18,0±0,7
Кл (n=5)
6ч
30,3±0,8
Кф (n=5)
30 мин
61,9±2,3
Кл(n=5)
6ч
11,8±0,7
Кф (n=5)
3ч
20,5±0,9
Кл (n=5)
6ч
29,3±1,2
Кф (n=5)
12 ч
19,9±0,6
Кл (n=5)
3ч
19,9±0,3
Кф (n=5)
3ч
25,8±0,8
Кл (n=5)
6ч
12,7±0,4
Кф (n=5)
6ч
16,7±0,3
Кл (n=5)
3ч
26,4±0,2
Содержимое прямой кишки
Кровь
Брыжеечные лимфоузлы
Селезенка
Печень
Почки
Легкие
Сердце
4
91
Продолжение таблицы 17
1
Головной мозг
Мышечная ткань
Семенники
Кожа
2
3
4
Кф (n=5)
12 ч
23,1±0,7
Кл (n=5)
3ч
10,7±0,2
Кф (n=5)
12 ч
19,5±1,4
Кл (n=5)
3ч
16,5±0,3
Кф (n=5)
12 ч
14,7±0,9
Кл (n=5)
3ч
48,1±0,3
Кф (n=5)
30 мин
57,1±4,5
Кл (n=5)
3ч
18,9±0,3
Результаты исследований свидетельствуют о том, что через 30 минут после
перорального поступления Конфидора экстра® и Калипсо® максимальное их
количество находится в желудке, при этом количество тиаклоприда в пробе в 4
раза меньше, чем имидаклоприда, что указывает на быструю элиминацию
циансодержащего препарата. В это же время максимальный пик концентрации
имидаклоприда отмечали в двенадцатиперстной кишке, селезенке и коже, что
свидетельствует о быстром распространении пестицида с кровью и лимфой по
организму.
Максимальные
концентрации
тиаклоприда
в
содержимом
двенадцатиперстной кишки отмечали через час после перорального поступления
Калипсо® в организм крыс, в этот же период наблюдали максимальную
концентрацию препарата в крови. Однако, наибольшее накопление испытуемых
пестицидов в органах и тканях наблюдали через 3, 6 и 12 часов, что
свидетельствует о возможности связывания препаратов с белками плазмы. Так,
максимальный пик концентрации имидаклоприда через 3 часа отмечали в крови,
легких, печени, а тиаклоприда – в семенниках, сердце, почках, коже с волосяным
покровом, мышцах, головном мозге и содержимом прямой кишки. Через 6 часов
после перорального введения Калипсо® максимальные количества тиаклоприда
отмечали в брыжеечных лимфатических узлах, далее по убывающей: в печени,
содержимом слепой кишки, легких и селезенке. Следует отметить, что через 12
часов
пики
максимальной
концентрации
регистрировали
только
при
92
интоксикации Конфидором экстра® в дозе 100 мг/кг массы. Пиков максимальной
концентрации тиаклоприда через 12 часов не отмечали, что указывает на его
элиминацию к этому времени.
Сравнительный анализ показателей относительной скорости всасывания
испытуемых пестицидов свидетельствует о более высокой скорости всасывания
тиаклоприда, за исключением таких органов, как селезенка и кожа с волосяным
покровом (рис. 39).
Рисунок 39 – Относительная скорость всасывания (Cmax/AUCo-t) имидаклоприда и тиаклоприда
в органах и тканях крыс при однократном пероральном введении Конфидора экстра ® и
Калипсо® в дозах по 100 мг/кг массы.
Токсикокинетические
кривые
имидаклоприда
и
тиаклоприда
при
исследовании проб содержимого желудков крыс свидетельствуют о высоком
содержании имидаклоприда в течение суток, а тиаклоприда – только в течение 6
часов (рис. 40). Сравнительно низкие концентрации тиаклоприда в испытуемых
пробах указывают на более быструю элиминацию его из организма животных.
93
Рисунок 40 – Средние токсиконетические профили имидаклоприда и тиаклоприда в
содержимом желудка при пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 100
мг/кг массы.
Токсикокинетическая
двенадцатиперстной
кривая
кишки
тиаклоприда
свидетельствует
о
в
содержимом
постепенном
накоплении
пестицида с пиком концентрации через 1 час и снижением концентрации
токсического
вещества
в
течение
7
суток
(рис.
41).
Характер
токсикокинетического профиля имидаклоприда отражает энтерогепатическую
и/или энтерогематическую циркуляцию пестицида в организме. Регистрируемый
первый максимальный пик концентрации имидаклоприда через 30 минут
(50,8±1,7 мг/кг) сменяется постепенным снижением концентрации препарата,
однако,
через
12
часов
появляется
дополнительный
пик
концентрации
токсического вещества. Снижение имидаклоприда до уровня ниже порога
чувствительности метода происходит в течение 3-х суток.
94
Рисунок 41 – Средние токсиконетические профили имидаклоприда и тиаклоприда в
содержимом двенадцатиперстной кишки при пероральном введении Конфидора экстра® и
Калипсо® в дозах по 100 мг/кг массы.
Иную тенденцию отмечали при анализе токсикокинетических профилей
имидаклоприда и тиаклоприда в содержимом слепой кишки (рис. 42). После
перорального поступления Конфидора экстра® в дозе 100 мг/кг массы наблюдали
постепенное накопление имидаклоприда в пробе с пиком максимальной
концентрации через 12 часов и выведением токсического вещеста в течение 3-х
суток. Токсикокинетическая кривая тиаклоприда указывает на более низкие
концентрации
препарата
в
содержимом
слепой
кишки,
дополнительного пика концентрации через 6 часов
а
появление
свидетельствует об
энтерогематической циркуляции пестицида. Выведение тиаклоприда происходит
также в течение 3-х суток.
В содержимом прямой кишки имидаклоприд и тиаклоприд обнаруживаются
в течение 3-х и 7-и суток соответственно. Первый пик накопления имидаклоприда
отмечали через 1 час (8,3±0,7) после перорального введения Конфидора экстра® в
дозе 100 мг/кг массы. Дополнительный пик (максимальное количество) препарата
регистрировали через 12 часов (10,7±0,6 мг/кг), а тиаклоприда – через 3 часа
(10,6±0,6) после введения Калипсо® в дозе 100 мг/кг (рис. 43).
95
Рисунок 42 – Средние токсикокинетические профили имидаклоприда и тиаклоприда в
содержимом слепой кишки при пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах
по 100 мг/кг массы.
Рисунок 43 – Средние токсиконетические профили имидаклоприда и тиаклоприда в
содержимом прямой кишки при пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах
по 100 мг/кг массы.
Анализ остаточных количеств имидаклоприда и тиаклоприда во внутренних
органах, тканях и биологических жидкостях свидетельствует о быстром
всасывании
и
распределении
пестицидов
в
организме.
При
этом
преимущественное временное накопление имидаклоприда регистрировали в
волосяном покрове с кожей, селезенке и крови (рис. 44, 45, 46). Появление вторых
96
пиков
концентрации
имидаклоприда
в
волосяном
покрове
с
кожей
(45,8±4,6 мг/кг) и селезенке (40,1±0,9 мг/кг) через 12 часов совпадают с
максимальной концентрацией пестицида в содержимом двенадцатиперстной
кишки и брыжеечных лимфатических узлах и подтверждают энтерогематичекую
циркуляцию препарата в организме. Снижение концентрации имидаклоприда в
испытуемых пробах до «следовых» количеств отмечали через 3 суток.
Токсиконетический профиль тиаклоприда свидетельствует об относительно
низком накоплении пестицида в коже с волосяным покровом. Максимальную
концентрацию тиаклоприда в пробе отмечали через 3 часа (18,9±0,3),
дополнительный пик концентрации регистрировали через 3 суток (11,9±1,6).
Через 7 суток содержание пестицида становится ниже порога определения
методом.
Рисунок 44 – Средние токсиконетические профили имидаклоприда и тиаклоприда в коже с
волосяным покровом при пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по
100 мг/кг массы.
97
Рисунок 45 – Средние токсиконетические профили имидаклоприда и тиаклоприда в селезенке
при пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 100 мг/кг массы.
Токсикокинетический
профиль
тиаклоприда
в
селезенке
отражает
относительно низкую концентрацию препарата в органе (рис. 45). Максимальное
количество тиаклоприда в органе регистрировали через 6 часов (11,8±0,7),
дополнительный пик концентрации препарата отмечали через 3 суток (6,7±0,2).
Через 7 суток остаточные количества пестицида в пробах были ниже предела
чувствительности метода.
В
пробах
крови
регистрировали
относительно
низкое
содержание
тиаклоприда с пиком максимальной концентрации через 1 час (10,5±0,2) и
дополнительным пиком концентрации препарата через 6 часов (7,2±0,3).
Снижение количества тиаклоприда происходит в течение 3-х суток (рис. 46).
Имидаклоприд в пробах крови регистрировали в более высоких концентрациях,
при этом максимальное количество его отмечали через 3 часа (32,9±0,7 мг/кг), а
дополнительный пик концентрации – через 3 суток (17,4±0,7). Важно отметить,
что следовые количества пестицида регистрировали через 1 месяц после
перорального введения Конфидора экстра® в дозе 100 мг/кг массы (рис. 46).
98
Рисунок 46 – Средние токсиконетические профили имидаклоприда и тиаклоприда в крови при
пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 100 мг/кг массы.
Одним из основных путей детоксикации и элиминации токсических
веществ в организме является лимфатический. Токсикокинетические профили
имидаклоприда и тиаклоприда подтверждают миграцию токсических веществ с
лимфой с временным накоплением их в брыжеечных лимфатических узлах
животных, интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах по
100 мг/кг. При этом максимальное накопление имидаклоприда отмечали через
12 часов (18,0±0,7), а его следовые количества – через 2 недели после
перорального введения препарата. Максимальное количество тиаклоприда
наблюдали через 6 часов (30,3±0,8), а дополнительный пик концентрации через –
3 суток (7,6±0,5). Через 7 суток содержание тиаклоприда в лимфатических узлах
было ниже порога чувствительности метода (рис. 47).
99
Рисунок 47 – Средние токсиконетические профили имидаклоприда и тиаклоприда в
брыжеечных лимфатических узлах при пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в
дозах по 100 мг/кг массы.
Появление остаточных количеств пестицидов в веществе головного мозга
свидетельствует об их способности проникать через гематоэнцефалический
барьер. Большей проникающей способностью обладает имидаклоприд, при этом
максимальное его количество отмечали через 12 часов (23,1±0,7 мг/кг). В течение
3-х
суток
концентрация
Максимальная
препарата достигла
концентрация
тиаклоприда
в
недетектируемых
веществе
пределов.
головного
мозга,
регистрируемая через 3 часа, составляла 10,7±0,2 мг/кг массы. Появление
дополнительного пика концентрации пестицида через 3 суток (2,6±0,2 мг/кг),
возможно, связано с гистогематической циркуляцией. Снижение количества
пестицида до недетектируемого уровня происходит к концу недели (рис. 48).
100
Рисунок 48 – Средние токсиконетические профили имидаклоприда и тиаклоприда в
головном мозге при пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 100 мг/кг
массы.
Основными органами выделения токсических веществ из организма
являются печень и почки. Токсикокинетические профили имидаклоприда и
тиаклоприда свидетельствуют о разном уровне накопления остаточных количеств
пестицидов в печени. Накопление имидаклоприда в печени с пиками
концентрации через 3 часа (20,5±0,9 мг/кг) и 24 часа (15,7±1,3 мг/кг) указывает на
энтерогепатическую циркуляцию и печеночную рециркуляцию пестицида с
желчью обратно в кишечник. Снижение концентрации препарата в печени
отмечали в течение 3 суток, однако его следовые количества в органе
регистрировали через 30 суток. Максимальную концентрацию тиаклоприда
регистрировали через 6 часов (29,3±1,2 мг/кг). Снижение концентрации препарата
в печени наблюдали в течение 7 суток (рис. 49).
101
Рисунок 49 – Средние токсиконетические профили имидаклоприда и тиаклоприда в печени при
пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 100 мг/кг массы.
Рисунок 50 – Средние токсиконетические профили имидаклоприда и тиаклоприда в почках при
пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 100 мг/кг массы.
При сравнительном анализе токсиконетических профилей пестицидов в
почках следует отметить более высокие концентрации тиаклоприда (рис. 49), что
может быть связано с липофильностью препарата. Максимальную концентрацию
тиаклоприда отмечали через 3 часа (19,9±0,3 мг/кг), при этом снижение
количества пестицида происходит в течение 7 суток. Имидаклоприд постепенно
102
накапливается в почках, максимальное количество его определяли через 12 часов
(19,9±0,6 мг/кг), а «следовые» количества препарата регистрировали через
14 суток (рис.50).
В процессе экскреции и детоксикации токсических веществ существенную
роль играют легкие и сердце. Токсикокинетический профиль имидаклоприда в
легких имеет два пика накопления препарата. Первый пик регистрировали через
3 часа (25,8± 0,8мг/кг), второй – через 24 часа (17,3±0,3 мг/кг) после перорального
введения пестицида (рис.51). В сердечной мышце отмечали более низкие
концентрации
имидаклоприда
с
пиком
концентрации
через
6
часов
(16,7±0,3 мг/кг). Постепенное снижение концентрации пестицида до следовых
количеств в легких и сердце наблюдали в течение 3 и 14 суток соответственно
(рис.51 и 52). Тиаклоприд в легких содержится в более низких концентрациях,
чем имидаклоприд, и имеет один максимальный пик накопления через 6 часов
(12,7±0,4 мг/кг). Снижение количества препарата происходит в течение недели
после однократного поступления Калипсо® в дозе 100 мг/кг массы тела. В сердце
тиаклоприд накапливается в больших концентрациях, чем имидаклоприд
(26,4±0,2 мг/кг), но уже через трое суток концентрация препарата в пробе была
ниже порога чувствительности метода (рис. 52).
Рисунок 51 – Средние токсиконетические профили имидаклоприда и тиаклоприда в легких при
пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 100 мг/кг массы.
103
Рисунок 52 – Средние токсиконетические профили имидаклоприда и тиаклоприда в сердце при
пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 100 мг/кг массы.
Для
ветеринарно-санитарной
экспертизы
продуктов
животного
происхождения большое значение имеют данные о накоплении токсических
веществ в мышечной ткани. Токсикокинетическая кривая имидаклоприда в
исследуемых образцах характеризуется двухфазным характером распределения
пестицида с регистрацией первого пика концентрации через 1 час (15,9±0,3 мг/кг)
и второго – через 12 часов (19,5±1,4 мг/кг). При этом снижение концентрации
препарата происходит через 10 суток после однократного перорального введения
крысам Конфидора Экстра® в дозе 100 мг/кг (рис. 53). Максимальное количество
тиаклоприда в мышцах регистрировали через 3 часа (16,5±0,3 мг/кг). Снижение
концентрации пестицида до следовых количеств отмечали в течение недели.
Важным вопросом при изучении гонадотоксических эффектов пестицидов
является обнаружение их остаточных количеств в органах репродуктивной
системы. В результате проведенных исследований установлено временное
накопление имидаклоприда в семенниках самцов крыс с пиком концентрации
через 12 часов (14,7±0,9 мг/кг). Постепенное снижение количества пестицида в
органе отмечали через 3-е суток.
104
Рисунок 53 – Средние токсиконетические профили имидаклоприда и тиаклоприда в мышечной
ткани при пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 100 мг/кг массы.
Рисунок 54 – Средние токсиконетические профили имидаклоприда и тиаклоприда в
семенниках при пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 100 мг/кг
массы.
Двухфазный
характер
накопления
тиаклоприда
с
максимальной
концентрацией через 3 часа (28,1±0,3 мг/кг) и дополнительным пиком
концентрации через 3 суток (19,4±0,5 мг/кг) свидетельствуют о циркуляции
105
пестицида с временным его депонированием в органах репродукции самцов
(рис. 54).
О накоплении имидаклоприда и тиаклоприда в биологическом материале в
течение трех суток судили по площадям под их токсикокинетическими
профилями. Результаты расчета данного показателя, представленные на рисунке
55, свидетельствуют о преимущественном временном накоплении имидаклоприда
в крови, печени, почках, селезенке, легких, сердце, головном мозге, мышечной
ткани и коже с волосяным покровом, при этом показатель интенсивности
проникновения в ткани (показатель тканевой биодоступности, ft) был выше у
тиаклоприда (ft>1), что может быть обусловлено липофильностью препарата
(рис. 56). У имидаклоприда тканевая доступность значительно ниже, чем у
тиаклоприда. Наибольшее накопление пестицида отмечали в коже с волосяным
покровом, при этом показатель тканевой доступности оставался также выше
единицы (рис. 56).
Рисунок 55 – Площади под токсикокинетическими кривыми «концентрация-время»
(AUC30мин-72 ч, мг∙ч/мл) в органах и тканях крыс при однократном пероральном введении
Конфидора Экстра® и Калипсо® в дозах по 100 мг/кг.
106
Рисунок 56 – Тканевая доступность (Ft) имидаклоприда и тиаклоприда при пероральном
введении крысам Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 100 мг/кг массы.
Таким образом, при однократном пероральном введении крысам Конфидора
экстра® в дозе 100 мг/кг по уровню накопления остаточных количеств
имидаклоприда органы и ткани можно расположить по убывающей в следующем
порядке: кожа с волосяным покровом (17%) → кровь (16%) → селезенка (13%) →
легкие (9%) → головной мозг (8%) → мышцы (8%) → печень (7%) = сердце
(7%)→ почки (6%) → брыжеечные лимфатические узлы (5%) → семенники (4%).
Распределение тиаклоприда при однократном пероральном введении
крысам Калипсо® в той же дозе происходит по следующей схеме: семенники
(28%) → волосяной покров с кожей (16%) → брыжеечные лимфатические узлы
(13%) → селезенка (10%) → печень (7%) → почки (6%) → кровь = сердце =
легкие = головной мозг = мышцы по 4%.
Характер распределения имидаклоприда и тиаклоприда в организме крыс
свидетельствует об энтерогепатической и энтерогематической циркуляции
пестицидов. Преимущественное выведение имидаклоприда происходит через
3 суток, однако в крови и печени его остаточные количества можно обнаружить
через 30 суток. Преимущественное выведение тиаклоприда происходит в течение
7 суток после однократного введения пестицида.
107
Особенности накопления Конфидора экстра® и Калипсо® в организме
птиц. При анализе токсикокинетических профилей действующих веществ
испытуемых пестицидов в органах и тканях птиц установлено, что через 30 минут
после однократного перорального введения Конфидора экстра® в дозе 40 мг/кг
максимальное количество имидаклоприда накапливается в мускульном желудке и
белой мышечной ткани. В крови, печени, сердце и красной мышечной ткани
максимальное количество имидаклоприда определяли через 6 часов (табл. 18).
Анализируя результаты определения остаточных количеств тиаклоприда,
следует отметить его максимальный уровень в крови через 30 минут после
перорального введения Калипсо® в дозе 40 мг/кг массы. Через 3 часа
максимальное количество пестицида наблюдали в мускульном желудке, печени,
сердце и красной мышечной ткани. В белой мышце максимальное содержание
препарата отмечали через 12 часов (табл. 18).
Таблица 18 – Максимальная концентрация, время достижения максимальной
концентрации и относительная скорость всасывания имидаклоприда и
тиаклоприда в органах и тканях петушков породы белый леггорн при
однократном пероральном введении Конфидора Экстра® и Калипсо®
в дозах по 40 мг/кг, М±m
Пробы
Препарат
Тmax
Сmax, мг/кг
Кровь
Кф
6 час
1,9±0,08
0,0244
Кл
30 мин
8,2±0,4
0,0841
Кф
30 мин
4,1±0,06
0,3805
Кл
3 час
8,4±0,2
0,1144
Кф
6 час
2,1±0,04
0,1539
Кл
3 час
5,3±0,3
0,1615
Кф
6 час
1,6±0,07
0,1732
Кл
3 час
4,9±0,06
0,1314
Кф
30 мин
3,7±0,01
0,2504
Кл
12 час
3,1±0,5
0,0448
Кф
6 час
2,4±0,18
0,7333
Кл
3 час
3,1±0,02
0,0705
Мускульный желудок
Печень
Сердце
Мышечная ткань белая
Мышечная ткань красная
Cmax/AUCo-t
108
Следует отметить высокое содержание имидаклоприда и тиаклоприда в
перьевом покрове птиц: через 6 часов количество имидаклоприда в пробах пера
составило 11,3±0,04 (мг/кг), а тиаклоприда – 4,2±0,4 (мг/кг), что указывает на
депонирование препаратов в ткани, богатой белком кератином.
Анализ абсолютных величин тканевой доступности (Ft) имидаклоприда и
тиаклоприда показал, что в распределении препаратов по органам птиц
прослеживается значительная гетерогенность (рис. 57). Тиаклоприд интенсивно
распределяется в мускульном желудке, мышечной ткани, сердце и печени птиц.
Тканевая доступность препарата в системе «мускульный желудок – кровь»
составила 0,8; «мышцы белые – кровь» – 0,7; «мышцы красные – кровь» – 0,5;
«печень – кровь» – 0,3; «сердце – кровь» – 0,4.
Имидаклоприд обладает относительно низкой тканевой доступностью.
Тканевая доступность препарата в системе «мускульный желудок – кровь»
составила 0,1; «мышцы белые – кровь» – 0,2; «мышцы красные – кровь» – 0,2;
«печень – кровь» – 0,2; «сердце – кровь» – 0,1.
Рисунок 57 – Тканевая доступность (Ft,) имидаклоприда и тиаклоприда у птиц при
однократном пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 40 мг/кг.
109
Динамика накопления пестицидов в органах и тканях птиц представлена на
рисунках 58-64. При однократном пероральном введении испытуемых пестицидов
в организм птиц более высокие концентрации регистрировали после введения
Калипсо®.
Появление
дополнительных
пиков
концентрации
пестицидов
свидетельствует о циркуляции их в организме птиц с временным накоплением в
органах-депо.
В крови птиц максимальные концентрации имидаклоприда составили около
1/20 от введенной дозы, а тиаклоприда – 1/5. Через 10 суток после введения
препаратов
остаточные
количества
пестицидов
были
ниже
предела
чувствительности метода.
Рисунок 58 – Динамика накопления имидаклоприда и тиаклоприда в крови птиц при
пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 40 мг/кг.
Наибольшее накопление тиаклоприда отмечали в печени (рис. 59). Характер
токсикокинетического профиля свидетельствует о постепенном накоплении
тиаклоприда с пиком максимальной концентрации через 3 часа (5,3±0,3 мг/кг),
что составляет 1/8 от введенной дозы. Выведение препарата из органа происходит
в течение 7 суток.
110
При однократном введении в зоб петушкам водной суспензии Конфидора
экстра® в дозе 40 мг/кг массы в печени отмечали низкие концентрации. Через 30
минут количество препарата в органе составило 2,0±0,01 мг/кг и имело
тенденцию к снижению. Пик максимальной концентрации, регистрируемый через
6 часов (2,1±0,04 мг/кг), составил 1/20 от введенной дозы препарата. Вероятно,
высокая активность обменных процессов у птиц способствует более интенсивной
биотрансформации пестицида, остаточные количества которого не определяются
в органе уже через 24 часа (рис. 59). Появление дополнительного пика
концентрации через 6 часов свидетельствует об энтерогепатической циркуляции
препарата в организме птиц.
Токсикокинетический профиль тиаклоприда в сердечной мышце отражает
постепенное накопление препарата в органе с пиком максимальной концентрации
через 3 часа (4,9±0,06 мг/кг). Снижение концентрации происходит в течение
первых суток постинтоксикационного периода (рис. 60). Характер накопления
имидаклоприда в сердечной мышце указывает на циркуляцию пестицида в
организме птиц с временным депонированием в ткани через 30 минут (0,8±0,03
мг/кг) и 6 часов (1,6±0,07 мг/кг). Выведение токсического вещества происходит в
течение суток.
Аналогичную
картину
наблюдали
при
анализе
токсиконетических
профилей имидаклоприда и тиаклоприда в мускульном желудке (рис. 61). Более
высокие концентрации в пробах отмечали при введении Калипсо ® в дозе 40 мг/кг
массы. Пик максимальной концентрации, регистрируемый через 3 часа
(8,4±0,2 мг/кг) после введения пестицида, составляет около ¼ от введенной дозы.
Выведение препарата из органа происходит в течение 7 суток. При пероральном
введении Конфидора экстра® в дозе 40 мг/кг максимальную концентрацию
имидаклоприда отмечали через 30 минут (4,1±0,06 мг/кг), что составило 1/10 от
введенной дозы препарата. Дополнительный пик концентрации регистрировали
через 6 часов (1,6±0,02 мг/кг). Снижение количества пестицида в пробах отмечали
в течение суток.
111
Рисунок 59 – Динамика накопления имидаклоприда и тиаклоприда в печени птиц при
пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 40 мг/кг.
Рисунок 60 – Динамика накопления имидаклоприда и тиаклоприда в сердце птиц при
пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 40 мг/кг.
112
Рисунок 61 – Динамика накопления имидаклоприда и тиаклоприда в мускульном желудке
птиц при пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 40 мг/кг.
В мышечной
ткани имидаклоприд и
тиаклоприд определяются
в
относительно низких концентрациях. Максимальная концентрация тиаклоприда,
регистрируемая через 3 часа в красной и 6 часов – в белой мышце, составляет 1/13
от введенной дозы (рис. 62, 63).
Рисунок 62 – Динамика накопления имидаклоприда и тиаклоприда в красной мышце птиц
при пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 40 мг/кг.
113
Рисунок 63 – Динамика накопления имидаклоприда и тиаклоприда в белой мышце птиц
при пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 40 мг/кг.
Максимальная концентрация имидаклоприда, регистрируемая через 6 часов,
составляет 1/16 от введенной дозы препарата (табл.18). Снижение количества
тиаклоприда в мышечной ткани происходит в течение 10 суток, имидаклоприда –
в течение суток после перорального введения пестицидов.
О распределении пестицидов в органах и тканях птиц судили по их
площадям под токсикокинетическими профилями. Результаты исследований
представлены на рисунке 64 и свидетельствуют о преимущественном содержании
имидаклоприда и тиаклоприда в крови птиц. Органы и ткани птиц по уровню
накопления пестицидов можно расположить в следующем порядке: при введении
Конфидора экстра® – кровь (56%) → мышца белая (10%) = печень (10%) →
мышца красная (9%) → мускульный желудок (8%) → сердце (7%); при введении
Калипсо® – кровь (28%) → мускульный желудок (21%) → мышца белая (19%) →
мышца красная (12%) → сердце (11%)→ печень (9%).
114
Рисунок 64 – Площади под токсикокинетическими профилями (AUC (мкг/кг×ч))
имидаклоприда и тиаклоприда при введении в зоб Конфидора экстра® и Калипсо в дозах по
40 мг/кг массы петушкам породы белый леггорн.
Таким образом, проведенные исследования свидетельствуют о быстром
всасывании и распределении с временным накоплением имидаклоприда и
тиаклоприда в органах и тканях птиц при введении Конфидора экстра® и
Калипсо® внутрь в дозах по 40 мг/кг. Характер токсикокинетических профилей
указывает на энтерогепатическую и/или энтерогематическую циркуляцию
пестицидов в организме птиц с временным депонированием в перьевом покрове и
внутренних органах. Выведение имидаклоприда и тиаклоприда из организма птиц
происходит в течение 4 и 10-ти суток соответственно.
При подозрении на отравление птиц Конфидором экстра® и Калипсо® на
химико-токсикологическое исследование дополнительно к пробам внутренних
органов целесообразно отправлять перьевой покров.
115
2.2.2. Диагностика отравлений неоникотиноидами в условиях эксперимента
2.2.2.1. Клиническая диагностика острого и хронического отравлений
животных Конфидором экстра® и Калипсо®
Клиническую картину острого отравления Конфидором экстра® и Калипсо®
воспроизводили у белых беспородных крыс, морских свинок, кроликов, кур и
собак. Различий в клиническом статусе животных при отравлении имидаклоприди тиаклопридсодержащими пестицидами не установлено. Первые симптомы
острой интоксикации появляются через 5-10 минут после введения токсических
доз пестицидов и характеризуются легким угнетением, мышечной слабостью,
сонливостью (животные ложатся на живот, прикрывают глаза, избегают
движений, передвигаются с осторожностью). У крыс в течение первых двух суток
после введения пестицидов отмечали частое почесывание боков, что может быть
вызвано нарушением кожной чувствительности (парестезия). О замедлении
моторной функции кишечника свидетельствует отсутствие каловых болюсов в
клетках
экспериментальных
животных
в
течение
первых
суток
постинтоксикационного периода, при этом пищевой, питьевой рефлексы, а также
диурез у животных были сохранены.
При введении летальных доз Конфидора экстра® и Калипсо® симптомы
токсического поражения центральной нервной системы прогрессивно нарастали.
Уже через 5-10 минут после введения пестицидов регистрировали двигательные
расстройства:
пошатывание,
атаксию,
сонливость,
при
этом
животные
группировались в углу клетки, избегали лишних движений, ложились и
прикрывали глаза (блефароспазм). Кролики с осторожностью, полулежа на
животе, перемещались по полу клетки. При пальпации области живота отмечали
увеличение его объема (рис. 65), напряжение брюшной стенки и болезненность.
На фоне сохранения пищевого и питьевого рефлексов у животных наблюдали
атонию кишечника.
Через 20-40 минут после введения летальных доз пестицидов у крыс
регистрировали повышение рефлекторной активности, которая проявлялась в
116
чрезмерной ответной реакции на прикосновение или звук. Мышечный тонус у
животных был повышен, наблюдали сначала единичные сокращения грудных
мышц, затем периодически возникающий тремор в области головы, груди и
задней части туловища. Приступы клонических судорог сменялись периодами
покоя, время которых значительно сокращалось при воздействии шумовых
(хлопок, постукивание по клетке) и тактильных (прикосновение, взятие за хвост)
раздражителей.
Дыхание
у
животных
аритмичное,
тахипноэ
сменялось
кратковременными периодами апное. Животные погибали в течение первых двух
суток от остановки дыхания в один из приступов судорог.
У птиц острое отравление Конфидором экстра® и Калипсо® характеризуется
прогрессирующим развитием атаксии и блефароспазмом (рис. 66). Через 10-15
минут после введения пестицидов в токсических дозах цыплята сначала
приседали на конечности, потом ложились на бок, опускали крылья и закрывали
глаза. В отличие от крыс, кроликов и морских свинок у птиц отмечали частую
дефекацию и водянистые испражнения. Через 40-90 минут после интоксикации у
птиц наблюдали мелкий периодический тремор мышц хвоста и крыльев, а также
боковые движения головой (судороги мышц шеи). Между приступами судорог
голова птиц была опущена. Снижение температуры тела до 37,5±1,6 °С являлось
прогностически неблагоприятным признаком. Птицы впадали в глубокую
седацию, не реагировали на внешние раздражители и в течение 1-3 суток после
отравления погибали.
У собак при пероральном введении Конфидора экстра ® и Калипсо® в дозах
20, 30 и 40 мг/кг отмечали двигательное возбуждение, через 40-50 минут
регистрировали периодический тремор мышц сначала грудных, потом тазовых
конечностей.
Частота
сердечных
сокращений
и
дыхательных
движений
находилась в пределах физиологической нормы. Рвоты, саливации, диареи у
собак не наблюдали. Тремор проходил через 10-16 часов после интоксикации.
Через 2-3 суток у животных и птиц, перенесших острую интоксикацию
препаратами, происходило восстановление двигательной активности, а также
моторно-эвакуаторной функции желудка и кишечника.
117
Рисунок 65 – Увеличение объема живота у кролика, интоксицированного Конфидором
экстра® в дозе 100 мг/кг.
Рисунок 66 – Слабость конечностей у петушка через 10 минут после введения Конфидора
экстра® в дозе 100 мг/кг массы.
118
Следует
отметить,
неоникотиноидами
что
животных
появление
является
тремора
у
интоксицированных
прогностически
неблагоприятным
признаком, так как он является критерием срыва адаптационных возможностей
организма и без фармакокоррекции быстро переходит в судорожный синдром.
Неврологические расстройства являются патогномоничными клиническими
признаками острого отравления имидаклоприд- и тиаклопридсодержащими
неоникотиноидами (табл. 19).
Таблица 19 – Стадии и прогноз при острой интоксикации
Конфидором экстра® и Калипсо®
Стадия
I
(сомноленции,
гипнотическая)
Клинические проявления
Астения,
атаксия,
повышенная
Прогноз
сонливость, Благоприятный
блефароспазм, повышение рефлекторной реакции
на внешние раздражители, парестезии, гипотония и
атония кишечника, температура тела в пределах
физиологической нормы
II
(тремор)
Периодически возникающий легкий мышечный Осторожный
тремор с головы распространяется по всему телу,
диспноэ
и
тахикардия
выражены,
атония
кишечника, температура тела снижена на 0,3-0,5°С
III
Клонико-тонические
судороги,
диспноэ
и Неблагоприятный
(клонико-тонические
тахикардия, атония кишечника, болевой синдром,
судороги)
гипотермия
Клиническая картина при хроническом отравлении крыс Конфидором
экстра® и Калипсо®. Исследование хронического действия Конфидора экстра® и
Калипсо® проводили на белых беспородных крысах в дозах 1/10 и 1/100 ЛД50 в
течение трех месяцев.
В течение всего периода наблюдения поведение животных опытных групп
не отличалось от поведения крыс контрольной группы. Животные были активны,
реагировали на внешние раздражители, активно потребляли корм и воду. В
119
первую неделю экспериментального периода у крыс 1-ой опытной группы
регистрировали
периодически
возникающий
мелкий
тремор
головы,
появляющийся после введения очередной дозы пестицида. Через две недели
изменений в клиническом статусе не отмечали. К концу опытного периода у
животных опытных групп отмечали размягчение и осветление (светлокоричневый цвет) каловых болюсов, что свидетельствовало о нарушении
пищеварительной функции кишечника. Обращали внимание на пожелтение
волосяного покрова на брюшке крыс опытных групп, свидетельствующее об
изменении физико-химических свойств мочи (подтекание мочи). Кроме того,
поведение животных 1-й и 3-й опытных групп (Конфидор экстра® и Калипсо® в
дозах по 1/10 ЛД50) во второй половине экспериментального периода стало более
спокойным, крысы большее время лежали. У одного самца 3-й опытной группы
отмечали гнойное воспаление с последующим развитием некроза тканей хвоста
(рис. 67).
Рисунок 67 – Гангренозное воспаление кончика хвоста у крысы при хронической
интоксикации Калипсо® в дозе 13 мг/кг массы через 3 месяца.
120
Динамика массы тела крыс контрольной и опытных групп представлена на
рисунке 68. Наблюдаемое незначительное снижение массы тела в течение 7-14
суток у крыс опытных групп могло быть следствием усиления катаболических
процессов вследствие введения пестицидов. Наиболее выраженное снижение
показателя (на 6%) отмечали у крыс 1-й опытной группы через неделю после
начала эксперимента. В дальнейшем периоде наблюдений динамика массы тела
крыс контрольной и опытных групп характеризуется повышением данного
показателя. Тем не менее, к концу экспериментального периода наименьший
прирост массы тела регистрировали у крыс 1-й и 3-й опытных групп. Во 2-й и 4-й
опытных группах, наоборот, отмечали тенденцию к увеличению этого показателя.
В среднем прирост массы животных составил в контроле 60,1 (27%), у крыс 1-ой
опытной группы – 57,4 (26%); 2-й опытной группы – 62,0 (27%); 3-й опытной
группы – 43,9 (19%); 4-й опытной группы – 70,0 (32%).
Рисунок 68 – Динамика массы тела крыс при хронической интоксикации Конфидором экстра ®
и Калипсо® в дозах по 1/10 и 1/100 ЛД50.
Таким образом, при ежедневном пероральном введении животным
Конфидора экстра® и Калипсо® в течение трех месяцев в дозе 1/10 ЛД50 отмечали
121
клинические
признаки
расстройства
нервной,
пищеварительной
и
мочевыделительной систем.
2.2.2.2. Лабораторная диагностика острого и хронического отравлений
животных Конфидором экстра® и Калипсо®
Наряду
пестицидами
с
клиническим
важное
обследованием
значение
имеют
животных
результаты
при
отравлении
морфологических,
биохимических и иммунологических исследований, позволяющие выявить ранние
функциональные изменения в организме, происходящие на фоне интоксикации.
Полученные
знания
необходимы
не
только
для
разработки
критериев
дифференциальной диагностики отравлений неоникотиноидами, но и для
определения подходов и средств патогенетической терапии в случае отравлений
этими пестицидами.
Для определения патогномоничных гематологических и биохимических
показателей было сформировано шесть групп (2-е контрольные и 4-е опытные) из
самцов белых беспородных крыс с массой тела 280-310 г по 5 голов в каждой.
Крысам 1-й и 2-й опытных групп перорально однократно утром скармливали
хлебный болюс, содержащий Конфидор экстра® в дозе 54 мг/кг
(1/10 ЛД50).
Животным 3-й и 4-й опытных групп аналогично скармливали хлебный болюс,
содержащий Калипсо® в дозе 13 мг/кг (1/10 ЛД50). Животные двух контрольных
групп получали хлебный болюс без пестицидов. Взятие крови для исследования
показателей проводили через 24 часа (1-я и 3-я опытные группы) и 7 суток (2-я и
4-я опытная группы) из яремной вены под эфирным наркозом.
После перорального введения пестицидов у крыс отмечали легкую седацию
в течение первых суток, повышенную рефлекторную возбудимость. Пищевой и
питьевой рефлексы у животных опытных групп сохранены, однако каловых
болюсов в клетках не отмечали в течение первых суток наблюдения. Результаты
гематологических исследований крыс, интоксицированных Конфидором экстра® в
дозе 54 мг/кг массы, представлены в таблице 20.
122
Таблица 20 - Морфологические показатели крови крыс-самцов,
интоксицированных Конфидором экстра® в дозе 1/10ЛД50, M±m
Показатели
Группы (n=5)
9
Лейкоциты, ×10 /л
Абсолютное кол-во нейтрофилов,× 109/л
Абсолютное кол-во лимфоцитов, × 109/л
Абсолютное кол-во моноцитов, × 109/л
Абсолютное кол-во эозинофилов, × 109/л
9
Абсолютное кол-во базофилов, × 10 /л
Нейтрофилы, %
Лимфоциты, %
Моноциты, %
Эозинофилы, %
Базофилы, %
Эритроциты,× 1012/л
Гемоглобин, г/л
Тромбоциты, ×109/л
Контроль 1
Кфэ 54 мг/кг, через 24 ч
Контроль 2
через 7 сут
15,1±1,0
8,0±0,2*
10,5±1,1
10,2±0,6
3,1±0,2
6,7±0,3*
1,87±0,43
0,78±0,22*
9,6±1,1
1,3±0,1*
7,6±0,6
8,15±0,5
1,4±0,3
0,16±0,02*
0,46±0,05
0,74±0,1*
0,5±0,08
0,06±0,02*
0,57±0,05
0,39±0,05
0,5±0,05
0,03±0,01*
0,18±0,03
0,04±0,006**
20,4±2,2
80,8±1,6*
17,0±2,3
7,5±1,9*
63,2±4,4
14,8±2,0*
71,2±2,1
81,0±1,9*
9,1±1,5
2,0±0,3
4,6±0,6
7,2±0,8*
9,1±1,4
2,0±0,3*
5,6±0,7
3,9±0,6
3,6±0,7
0,4±0,1*
1,6±0,3
0,4±0,1**
8,8±0,1
7,6±0,2*
7,1±0,3
5,5±0,3*
140,0±2,6
123,3±3,5*
136,6±2,1
137,6±3,7
791,7±40,3
1338,3±42,3*
808,3±20,6
1003,2±90,0*
Примечание: * - р<0,05; **р<0,01 по сравнению с группой контроля
123
Через сутки после однократного перорального введения Конфидора экстра ®
в дозе 54 мг/кг в крови регистрировали увеличение абсолютного количества
нейтрофилов в 2 раза на фоне снижения абсолютного количества лимфоцитов в
9,3 раза, моноцитов – на 88%, эозинофилов – в 8 раз, базофилов в 16 раз по
сравнению
с
показателями
контрольной
группы.
В
лейкограммах
интоксицированных Конфидором экстра® животных отмечали нейтрофильный
лейкоцитоз на фоне лимфо-, эозино-, базо- и моноцитопении. Показатели красной
крови характеризовались достоверным снижением количества эритроцитов на
14% (Р<0,05), гемоглобина – на 12% (Р<0,05) по сравнению показателями
контрольной группы. Через сутки количество тромбоцитов повышено в 1,3 раза
(Р<0,05).
Через 7 суток после острой интоксикации крыс Конфидором экстра ® в дозе
54 мг/кг у животных опытной группы регистрировали относительный лимфоцитоз
и моноцитоз. Однако количество эозинофилов и базофилов остается достоверно
ниже на 31% (Р<0,05) и в 4,5 раза соответственно по сравнению с показателями
контрольной группы. Эритропения у крыс опытной группы сохраняется,
количество эритроцитов в крови снижено на 23% (Р<0,05).
Результаты
морфологических
исследований
крови
крыс,
интоксицированных Калипсо® в дозе 13 мг/кг массы, представлены в таблице 21.
Таблица 21 – Морфологические показатели крови крыс-самцов,
интоксицированных Калипсо® в дозе 1/10 ЛД50, M±m
Показатели
Группы (n=5)
Контроль 1
Кл 13 мг/кг
через 24 ч/сут
Контроль 2
через 7 сут
2
3
1
Лейкоциты, ×109/л
Абсолютное кол-во нейтрофилов,× 109/л
15,1±1,0
8,03±0,2*
10,5±1,1
11,4±0,7
3,1±0,2
3,36±0,04
1,9±0,4
0,6±0,3*
124
Продолжение таблицы 21
1
Абсолютное кол-во лимфоцитов, × 109/л
Абсолютное кол-во моноцитов, × 109/л
9
Абсолютное кол-во эозинофилов, × 10 /л
Абсолютное кол-во базофилов, × 109/л
Нейтрофилы, %
Лимфоциты, %
Моноциты, %
Эозинофилы, %
Базофилы, %
Эритроциты,× 1012/л
Гемоглобин, г/л
Тромбоциты, ×109/л
2
3
9,6±1,1
4,3±0,1*
7,6±0,6
9,3±0,9
1,4±0,3
0,23±0,02
0,46±0,05
0,95±0,08**
0,51±0,08
0,06±0,01*
0,57±0,05
0,59±0,12
0,5±0,05
0,03±0,01*
0,18±0,03
0,08±0,007**
20,4±2,2
42,0±1,57*
17,0±2,3
5,4±2,7*
63,2±4,4
50,9±2,8
71,2±2,1
80,4±2,8
9,1±1,5
2,7±0,2*
4,6±0,6
8,5±0,9*
9,1±1,4
0,8±0,2*
5,6±0,7
5,0±0,9
3,6±0,7
0,45±0,1*
1,6±0,3
0,7±0,1*
8,8±0,1
8,7±0,2
7,1±0,3
5,8±0,4*
140,0±2,6
140,0±0,6
136,6±2,1
140,2±1,3
791,7±40,3
801,7±15,4
808,3±20,6
840,0±33,8*
Примечание: * - р<0,05; **р<0,01 по сравнению с группой контроля
При анализе данных, полученных при исследовании показателей крови
крыс через 24 часа после введения Калипсо® в дозе 13 мг/кг массы, отмечали
снижение количества лейкоцитов в 1,9 раз, лимфоцитов – в 2,2 раза, моноцитов –
в 6 раз, эозинофилов и базофилов – более, чем в 10 раз по сравнению с
показателем контрольной группы животных (Р<0,05). В лейкограммах опытной
125
группы крыс регистрировали относительную нейтрофилию, моноцитопению и
эозинопению. Статистически значимых изменений показателей красной крови и
тромбоцитов в этот срок отмечено не было.
Через 7 суток после интоксикации крыс Калипсо® в дозе 13 мг/кг массы
регистрировали достоверное повышение количества лимфоцитов на 22%,
моноцитов – в 2 раза и тромбоцитов – на 4%. Кроме того, у животных опытной
группы отмечали достоверное снижение количества эритроцитов на 18% (Р<0,05).
Заслуживают внимания качественные изменения клеток крови. При
просмотре мазков крови через сутки после введения пестицидов у животных
обеих опытных групп наблюдали цитолиз лимфоцитов (рис.69). У таких клеток
цитоплазматические мембраны были нарушены, ядра имели расплывчатую
форму.
В
цитоплазме
токсическую
некоторых
зернистость
лейкоцитов
(рис.70).
Нередко
обнаруживали
в
мазках
вакуоли
крови
и
крыс,
интоксицированных Конфидором экстра® в дозе 54 мг/кг через 24 часа наблюдали
крупные лимфоциты с конденсированным ядерным хроматином и базофильной
цитоплазмой (рис. 71).
При анализе мазков крови крыс обеих опытных групп через 7 суток после
введения пестицидов преобладали малые и средние популяции лимфоцитов, не
редко отмечали плазматические клетки и двуядерные лимфоциты (рис. 72),
регистрировали лейкоциты с фрагментированными ядрами (рис. 73).
При
анализе
качественных
изменений
все
наблюдений
кроветворения
во
периоды
гипохромные
эритроциты.
Через
24
часа
клеток
эритроидного
преимущественно
в
мазках
ростка
отмечали
крови
крыс,
интоксицированных Конфидором экстра® в дозе 54 мг/кг регистрировали
пойкилоцитоз и гемолиз эритроцитов (рис. 69, 70).
126
Г
Б
А
В
Рисунок 69 – Цитолиз лимфоцита (А), двуядерный лимфоцит (Б), гемолиз эритроцитов
(В), гипохромия (Г). Интоксикация Конфидором экстра® в дозе 54 мг/кг через 24 часа.
Ув.×900.
Рисунок 70 – Токсическая зернистость в лимфоците, микроциты, сфероциты,
стоматоциты. Кровь крысы через 24 часа после однократного введения Конфидора
экстра® в дозе 54 мг/кг массы. Ув.×900.
127
Рисунок 71 – Плазмоцит, гипохромия через 24 часа после однократного введения
Конфидора экстра® в дозе 54 мг/кг массы. Ув.×900.
Рисунок 72 – Двуядерный лимфоцит. Интоксикация Конфидором экстра® в дозе 54 мг/кг
через 24 часа. Ув.×900.
128
Рисунок 73 – Фрагментация ядра нейтрофила (признак дегенерации), гипохромия и
гемолиз эритроцитов у крысы, интоксицированной Конфидором экстра® в дозе 54 мг/кг
массы через 24 часа. Ув.×900.
Таким образом, результаты морфологического исследования крови крыс,
интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо® в дозе 1/10 ЛД50
однократно,
свидетельствуют
о
цитотоксическом
действии
высоких
доз
пестицидов. Через сутки после введения пестицидов отмечаются нейтрофилия,
лимфоцитопения,
повышенного
эозинопения,
числа
моноцитопению
тромбоцитов.
Признаки
на
фоне
анемии
лейкопении
и
и
угнетения
гранулоцитарного ростка кроветворения сохраняются через 7 суток после
воздействия токсическими дозами Конфидора экстра® и Калипсо®.
Морфологические показатели крови при хроническом отравлении
крыс Конфидором экстра® и Калипсо®. Для оценки влияния длительного
поступления Конфидора экстра® и Калипсо® на гемопоэз через 3 месяца
проводили гематологические исследования, результаты которых представлены в
таблице 22.
129
Таблица 22 – Морфологические показатели крови крыс при хроническом
отравлении Конфидором экстра® через 3 месяца
Показатели
1
Лейкоциты, ×109/л
Группы, Ме (Р25,Р75)/ Рm-u
Контроль, n=5
1/10 ЛД50, n=5
1/100 ЛД50, n=5
2
3
4
13,4 (12,2; 15,0)
9,3 (8,4;10,3)
0,117
4,0 (2,2;4,6)
0,834
5,1 (4,4;6,7)
0,210
0,6 (0,5;0,9)
0,25
0,4 (0,4;0,7)
0,834
0,4 (0,3;0,5)
0,754
30,4 (26,7; 44,2)
0,296
52,0 (46,0;56,5)
0,403
5,9 (5,8; 5,9)
0,210
4,0 (2,9; 6,6)
0,834
2,6 (2,0; 3,0)
1,0
8,0 (7,7; 8,2)
0,117
132 (132; 137)
0,094
43,2 (42,4; 43,8)
0,834
53,1 (53,1; 53,5)*
0,021
16,4 (16,1; 16,7)
0,916
10,4 (9,4;11,8)
0,530
3,2 (2,6;3,8)
0,676
7,7 (5,2;10,1)
1,0
1,1 (1,0;1,2)
1,0
0,3(0,2;0,3)
0,210
0,4 (0,3; 0,4)
0,530
24,3 (21,4; 24,6)
1,0
63,0 (51,6; 64,8)
1,0
9,3 (8,7; 11,0)
0,530
4,3 (2,2; 6,0)
0,916
3,3 (2,1; 3,6)
0,834
7,8 (7,7; 8,2)
0,117
128 (126; 130)*
0,012
40,7 (40,4; 42,3)
0,143
50,8 (50,6; 51,2)
0,4
15,8 (15,6; 16,4)
0,347
322 (311; 325)
328 (321; 333)
0,210
314 (303; 320)
0,347
17,6 (16,7; 17,8)
16,9 (16,7; 17,6)
0,754
17,2 (16,8; 17,6)
1,0
1077 (1072; 1120)
1048 (1042; 1198)
0,403
980 (960; 1040)*
0,021
Абсолютное кол-во
нейтрофилов,× 109/л
Абсолютное кол-во
лимфоцитов, × 109/л
Абсолютное кол-во
моноцитов, × 109/л
Абсолютное кол-во
эозинофилов, × 109/л
Абсолютное кол-во
базофилов, × 109/л
Нейтрофилы, %
24,4 (19,8; 33,1)
Лимфоциты, %
55,6 (53,6; 63,1)
3,3 (2,8;3,3)
7,5 (6,5;10,6)
0,9 (0,8;1,3)
0,4 (0,4;0,5)
0,5 (0,4;0,5)
Моноциты, %
9,1 (6,2; 9,8)
Эозинофилы, %
3,0 (3,0; 5,0)
Базофилы, %
2,8 (2,5; 2,9)
Эритроциты,× 1012/л
8,6 (8,2; 8,8)
Гемоглобин, г/л
141 (135; 141)
Гематокрит, %
43,3 (41,7; 45,6)
Средний объём
эритроцита, фл
Среднее содержание
гемоглобина в
эритроците, пг
Среднее содержание
гемоглобина в
эритроците, г/л
Ширина распределения
эритроцитов по объёму,
%
Тромбоциты, ×109/л
52,1 (51,7; 52,2)
16,2 (16; 16,9)
130
1
Средний объём
тромбоцита, фл
Тромбокрит, %
2
5,8 (5,7; 6,6)
0,6 (0,4; 0,6)
Продолжение таблицы 22
3
4
5,5 (5,0; 5,6)
6,4 (6,3; 6,5)
0,143
0,40
0,6 (0,5; 0,6)
0,5 (0,4; 0,5)
0,676
0,657
12,5 (11,7; 12,9)
14,2 (14,0; 14,4)
0,210
0,464
13,9 (12,4; 14,4)
Ширина распределения
тромбоцитов по объёму,
%
Примечание: * – <0,05; **Р<0,01 по сравнению с группой контроля
При ежедневном введении Конфидора экстра® в дозах 54 и 5,4 мг/кг массы
в течение трех месяцев установлена тенденция к снижению количества
лейкоцитов в крови на 30% и 22% соответственно. Статистически значимых
изменений в лейкограммах экспериментальных животных не отмечали. У крыс
2-й опытной группы наблюдали тенденцию к повышению количества лимфоцитов
на 13% по сравнению с показателями контрольной группы животных. В мазках
крови превалировали узкоплазменные лимфоциты.
При анализе эритроидного ростка кроветворения установлено снижение
количества гемоглобина у крыс обеих опытных групп на 6% (Р=0,094) и 9%
(Р=0,012). При этом количество эритроцитов соответствовало контрольным
значениям. Характер изменений показателей красной крови указывает на
развитие гипохромной анемии у животных опытных групп. Тромбоцитопения
наиболее выражена у крыс 2-й опытной группы, количество тромбоцитов у них
снижено на 9% (Р=0,021).
Ежедневное поступление Калипсо® в организм крыс в течение 3-х месяцев
приводит к выраженным изменениям гематологических показателей крови (табл.
23). Регистрируемое снижение количества лейкоцитов на 20% (Р=0,012) и 30%
(Р=0,021), эритроцитов – на 35% (Р=0,012) и 15% (Р=0,012), гемоглобина – на 8%
(Р=0,012), а также снижение показателей среднего содержания гемоглобина в
эритроците и ширины распределения эритроцитов по объему в крови крыс обеих
опытных групп свидетельствует о развитии анемии на фоне угнетения
лейкоцитарного ростка костномозгового кроветворения.
131
Таблица 23 – Морфологические показатели крови крыс при хроническом
отравлении Калипсо® через 3 месяца
Показатели
Группы, Ме (Р25,Р75) / Рm-u
Контроль
1
Лейкоциты, ×109/л
2
12,4 (11,2; 13,)
Абсолютное кол-во
нейтрофилов,× 109/л
Абсолютное кол-во
лимфоцитов, × 109/л
Абсолютное кол-во
моноцитов, × 109/л
Абсолютное кол-во
эозинофилов, × 109/л
Абсолютное кол-во
базофилов, × 109/л
Нейтрофилы, %
24,4 (19,2; 32,1)
Лимфоциты, %
62,6 (58,2; 67,4)
Моноциты, %
6,2 (5,8; 7,2)
Эозинофилы, %
3,8 (3,4; 4,1)
Базофилы, %
1,3 (1,2; 1,7)
Эритроциты,× 1012/л
8,2 (7,8; 8,2)
Гемоглобин, г/л
Гематокрит, %
Средний объём
эритроцита, фл
Среднее содержание
гемоглобина в
эритроците, пг
Среднее содержание
гемоглобина в
эритроците, г/л
3,3 (3,3; 3,8)
8,5 (7,5; 9,7)
0,9 (0,8; 1,3)
0,4 (0,4; 0,5)
0,4 (0,4; 0,5)
139,0
(135,0; 141,0)
43,0 (42,0; 45)
52,1 (51,7; 52,2)
16,3 (16,2; 16,9)
322,0(319,0; 325,0)
1/10 ЛД50
3
9,9 (9,3; 10,1)*
0,012
2,6 (2,2; 2,6)
0,075
5,1 (4,4; 6,7)*
0,036
0,7 (0,6;0,9)
0,6
0,4 (0,4; 0,6)
0,916
0,5 (0,4; 0,6)
0,46
23,9 (21,6; 26,7)
1,0
67,3 (64,1; 70,8)
0,530
5,8 (4,0; 6,7)
0,6
1,1 (0,9; 1,1)*
0,012
1,0 (1,0; 1,2)
0,347
5,3 (5,2; 6,0)*
0,012
128,0 (128,0; 130,0)*
0,012
37,0 (37,0; 38,0)*
0,012
53,1 (53,1; 53,5)*
0,06
12,3 (12,2; 12,4)*
0,012
281,0(281,0; 293,0)*
0,012
1/100 ЛД50
4
8,7 (8,4; 9,4)*
0,021
2,6 (2,3; 3,2)
0,094
7,3 (6,1; 7,6)
0,250
1,2 (1,0;1,2)
0,296
0,3 (0,2; 0,4)
0,347
0,4 (0,4; 0,6)
0,754
21,0 (21,0; 22,6)
0,834
71,5 (70,2; 71,6)*
0,036
5,0 (5,0; 6,0)
0,296
1,2 (1,1; 2,1)*
0,012
1,0 (0,4; 1,2)
0,250
6,8 (6,2; 7,6)*
0,012
128,0 (126,0; 130,0)*
0,012
39,0 (38,0; 40,0)*
0,012
51,5 (51,2; 52,4)
0,834
13,4 (12,5; 13,8)*
0,012
294,0(285,0; 300,0)*
0,012
132
Продолжение таблицы 23
1
2
3
4
Ширина распределения
эритроцитов по объёму, %
17,6 (16,7; 17,8)
16,2 (15,9; 16,4)*
0,016
15,6 (14,3; 16,3)*
0,036
Тромбоциты, ×109/л
1072,0
(1057,0;1120,0)
1030,0
(984,0;1032,0)
0,06
987,0
(976,0; 1040,0)
0,06
5,8 (5,7; 6,6)
5,6 (5,5; 5,9)
0,403
0,5 (0,5; 0,6)
1,0
12,2 (11,7; 12,5)
0,117
6,3 (5,5; 6,3)
1,0
0,4 (0,4; 0,5)
0,296
12,6 (12,1; 13,2)
0,210
Средний объём
тромбоцита, фл
Тромбокрит, %
0,6 (0,4; 0,6)
Ширина распределения
13,9 (12,4; 14,4)
тромбоцитов по объёму,
%
Примечание: * - р<0,05; **р<0,01 по сравнению с группой контроля
Таким образом, сравнительный анализ морфологических показателей крови
крыс, длительно интоксицированных испытуемыми пестицидами, указывает на
выраженную гематотоксичность Калипсо®, что является значимым звеном
патогенеза интоксикации.
Биохимические изменения в крови крыс при острой интоксикации
Конфидором экстра® и Калипсо®. Результаты биохимических исследований
крови свидетельствуют о значительных физиологических перестройках в
организме, вызванных введением Конфидора экстра® и Калипсо® в дозах по 1/10
ЛД50 (табл. 24). Через сутки после однократного перорального введения
Конфидора экстра® в дозе 54 мг/кг массы в сыворотке крови крыс регистрировали
достоверное повышение общего билирубина на 77%, аланинаминотрансферазы –
на 60%, гамма-глутамилтрансферазы, щелочной фосфатазы, тимоловой пробы – в
2 раза по сравнению с контрольными данными. Концентрация креатинина в
сыворотке крови повысилась на 23%, мочевины – на 28%. Через неделю после
однократного перорального введения Конфидора экстра® в дозе 54 мг/кг массы
достоверно повышенными остаются показатели общего билирубина на 67%,
133
аланинаминатрансферазы – на 55%, что свидетельствует о гепатотоксическом
действии инсектицида или его метаболитов.
Таблица 24 – Биохимические показатели сыворотки крови крыс-самцов,
перенесших однократную острую интоксикацию Конфидором экстра®
в дозе 1/10 ЛД50
Показатели
Порядковый номер животного
АЛАТ, Е/л
АСАТ, Е/л
Щелочная
фосфатаза,
Е/л
Γ-глутамилтрансфераза,
Е/л
Тимоловая
проба, Ед
Холестерин,
моль/л
Общий
белок, г/л
Рm-u
9
Группы
1
2
3
4
5
2
3
4
5
6
7
8
К
10,1
9,8
12,1
9,9
8,9
9,3 (8,7;9,8)
Опыт 24 ч
15,2
18,1
18,3
15,7
16,2
16,5 (15,6;17,1)
0,012
Опыт 7 сут
13,8
14,3
16,5
12,1
15,8
15,5 (13,8;15,8)
0,016
К
40,5
48,3
46,7
52,3
61,2
49,8 (46,7;52,3)
Опыт 24 ч
93,0
84,8
79,1
72,9
68,6
79,7 (72,9;84,8)
0,012
Опыт 7 сут
84,7
68,3
72,3
79,8
81,2
77,3 (72,3;81,2)
0,012
К
122,1
131,5
108,9
114,7
109,3
Опыт 24 ч
87,3
75,3
76,8
85,7
89,1
117,3
(109,3;122,1)
82,8 (76,8;87,3)
0,012
Опыт 7 сут
98,7
120,1
110,4
96,8
86,7
К
351,0
318,0
271,0
203,0
261,0
Опыт 24 ч
487,0
531,0
574,0
561,0
672,0
Опыт 7 сут 416,0
321,0
385,0
317,0
423,0
1
Билирубин
общий,
мкмоль/л
Ме (Р25,Р75)
К
2,0
0,8
3,8
1,8
1,1
102,5
(96,8; 110,4)
280,8
(261,0;318,0)
565,0
(531,0; 574,0)
372,4
(321,0; 416,0)
1,9 (1,1;2,0)
Опыт 24 ч
3,0
4,0
5,2
4,2
2,8
3,8 (3,0;4,2)
0,036
Опыт 7 сут
2,8
3,2
2,1
2,8
3,4
2,9 (2,8; 3,2)
0,14
К
1,2
1,4
1,6
1,4
1,8
1,4 (1,4;1,6)
Опыт 24 ч
3,9
2,3
3,3
2,4
2,3
2,8 (2,3;3,3)
0,012
Опыт 7 сут
2,8
1,6
1,8
1,7
2,1
1,8 (1,7;2,1)
0,06
К
2,15
2,14
2,32
2,71
2,24
2,2 (2,2;2,3)
Опыт 24 ч
2,76
3,45
2,82
2,16
3,15
2,9 (2,8;3,2)
0,06
Опыт 7 сут
2,63
2,35
2,64
2,32
2,28
2,4 (2,3;2,6)
0,25
К
78,0
76,0
83,0
80,0
82,0
79,8 (78,0;82,0)
Опыт 24 ч
85,0
81,0
83,0
81,0
86,0
83,2 (81,0; 85,0)
0,117
Опыт 7 сут
81,0
79,0
78,8
80,1
77,3
79,0 (78,8;80,1)
0,83
0,14
0,012
0,06
134
Продолжение таблицы 24
1
Альбумин,
г/л
Глюкоза,
ммоль/л
ЛДГ,Е/л
2
3
4
5
6
7
8
К
41,0
37,0
36,0
40,0
38,0
38,4 (37,0; 40,0)
Опыт 24 ч
38,0
42,0
31,0
40,0
36,0
37,4 (36,0; 40,0)
0,92
Опыт 7 сут
40,4
39,5
36,0
38,0
36,0
38,0 (36,0;39,5)
0,75
К
5,79
5,82
6,49
6,51
5,42
6,0 (5,8; 6,5)
О 24 ч
6,13
5,73
6,81
6,81
7,39
6,6 (6,1;6,8)
0,21
О 7 сут
6,24
5,82
6,37
6,78
7,34
6,5 (6,2; 6,8)
0,25
948,0 1687,0
714,0
К
848,0
821,0
638,0 1224,0 1048,0
Опыт 7 сут 946,0
983,0
1021
1143
873,0
К
56,0
53,0
45,0
47,0
43,0
1182,8
(948,0;1376,0)
915,8
(821,0; 1048,0)
993,2
(946,0; 1021,0)
48,8 (45,0; 53,0)
Опыт 24 ч
64,0
69,0
59,0
53,0
55,0
60,0 (55,0;64,0)
0,047
Опыт 7 сут
65,0
67,0
56,0
50,0
47,0
57,0 (50,0; 65,0)
0,14
К
4,5
4,3
4,9
4,2
5,1
4,6 (4,3;4,9)
Опыт 24 ч
5,7
6,9
5,7
5,8
5,2
5,9 (5,7; 5,8)
0,012
Опыт 7 сут
5,3
6,4
5,1
4,8
4,9
5,3 (4,9;5,3)
0,09
Опыт 24 ч
Креатинин,
мкмоль/л
Мочевина,
ммоль/л
9
1376,0 1189,0
0,29
0,4
Примечание: К – контрольная группа; Опыт 24 ч и 7 сут – опытные группы через 24 часа и
7 суток.
При интоксикации Калипсо® в дозе 13 мг/кг через сутки регистрировали
повышение
концентрации
общего
билирубина
в
2
раза
(Р=0,012);
аланинаминотрансферазы – на 19% (Р=0,012); гамма-глутамилтрансферазы – в 2,3
раза (Р=0,012), тимоловой пробы – в 5,3 раза (Р=0,012); общего белка – на 16%
(Р=0,012); креатинина – на 14% (Р=0,012); мочевины – на 43% (Р=0,012). Через 7
суток по сравнению с группой контроля остаются выше показатели общего
билирубина – на 65% (Р=0,012), аланинаминотрансферазы – на 24% (Р=0,06),
щелочной фосфатазы – на 73% (Р=0,012), гамма-глутамилтрансферазы – на 66%
(Р=0,047); общего белка – на 12% (Р=0,036), холестерина – на 18% (Р=0,036); на
фоне снижения уровня глюкозы – на 25% (Р=0,012), что свидетельствует о
сохранении метаболического дистресса у животных в постинтоксикационном
периоде (табл. 25).
135
Таблица 25 – Биохимические показатели сыворотки крови крыс-самцов,
перенесших однократную острую интоксикацию Калипсо® в дозе 1/10 ЛД50
Показатели
Порядковый номер животного
Группы
1
2
3
4
2
3
4
5
6
К
10,2
9,5
8,7
8,9
1
Билирубин
общий,
Опыт 24 ч
мкмоль/л
Опыт 7 сут
АЛАТ, Е/л
АСАТ, Е/л
Щелочная
фосфатаза,
Е/л
8
9,5 (8,9;10,2)
9
17,6
19,5
18,7
18,8 (17,6;18,8)
0,012
15,7
18,1
13,3
14,6
16,2
15,7 (14,6;16,2)
0,012
40,8
68,1
76,7
74,9
77,2
74,9(68,1;76,7)
Опыт 24 ч
96,0
94,8
89,1
82,9
78,3
89,1(82,9;94,8)
0,012
Опыт 7 сут
93,0
84,8
99,1
72,8
94,8
93,0(84,8;94,8)
0,06
112,7
94,5
108,3
116,1
89,3
Опыт 24 ч
103,3
125,3
136,8
115,7
129,1
Опыт 7 сут
108,3
104,5
86,9
102,7
78,4
348,0
379,0
317,2
337,0
321,0
Опыт 24 ч
467,0
431,0
334,0
361,0
372,0
Опыт 7 сут
583,0
677,0
484,0
535,0
678,0
108,3
(94,5;112,7)
125,3
(115,7;129,1)
102,7(86,9;104,
5)
337,0
(321,0;348,0)
372,0
(361,0;431,0)
583,0(535,0;667,0)
2,4
1,8
2,7
1,6
1,4
1,8 (1,6;2,4)
4,1
4,2
5,2
4,2
3,7
4,2 (4,1;4,2)
0,012
3,0
2,1
4,1
3,2
2,7
3,0 (2,7;3,2)
0,047
0,2
0,3
0,7
0,7
0,8
0,7 (0,3;0,7)
Опыт 24 ч
3,9
3,8
3,7
2,4
2,4
3,7 (2,4; 3,8)
0,012
Опыт 7 сут
0,6
0,3
0,5
0,4
0,3
0,4 (0,3;0,5)
0,53
2,95
2,37
2,72
2,81
2,37
2,7 (2,4;2,8)
2,16
3,26
2,02
2,16
3,17
2,2 (2,2; 3,2)
0,676
2,84
3,25
2,92
3,16
3,16
3,2 (2,9;3,2)
0,036
79,0
78,0
61,0
64,0
72,0
72,0(64,0;78,0)
Опыт 24 ч
84,0
82,0
84,0
80,0
86,0
84,0(82,0;84,0)
0,012
Опыт 7 сут
86,0
80,0
82,0
77,0
81,0
81,0(80,0;82,0)
0,036
44,0
32,0
37,0
41,0
38,0
38,0(37,0;41,0)
Опыт 24 ч
36,0
32,0
31,0
30,0
34,0
32,0(31,0;34,0)
0,047
Опыт 7 сут
37,0
42,0
33,0
40,0
39,0
39,0 (37,0;40,0)
1,0
К
К
К
К
Опыт 7 сут
Альбумин,
г/л
5
7
10,3
18,8
Холестерин, К
ммоль/л
Опыт 24 ч
Общий
белок, г/л
Рm-u
17,2
Γ-глутамил- К
трансфераза,
Опыт 24 ч
Е/л
Опыт 7 сут
Тимоловая
проба, Ед
Ме (Р25,Р75)
К
К
0,17
0,25
0,14
0,012
136
Продолжение таблицы 25
1
Глюкоза,
ммоль/л
ЛДГ,Е/л
Креатинин,
мкмоль/л
Мочевина,
ммоль/л
2
3
4
5
6
7
8
8,79
7,85
8,59
7,0
7,42
7,9 (7,4;8,6)
Опыт 24 ч
8,03
8,38
7,81
7,51
8,62
8,0 (7,8;8,4)
0,83
Опыт 7 сут
6,33
5,73
5,81
5,91
6,89
5,9 (5,8;6,3)
0,012
12,76
11,69
9,78
13,87
9,14
11,7(9,8;12,8)
Опыт 24 ч
10,21
9,54
7,58
11,04
10,38
10,2(9,5;10,4)
0,296
Опыт 7 сут
5,60
9,21
2,38
14,21
11,48
9,2 (5,6;11,5)
0,4
59,0
57,0
56,0
59,0
63,0
59,0 (57,0;59,0)
Опыт 24 ч
64,0
69,0
69,0
67,0
65,0
67,0 (65,0; 69,0)
0,012
Опыт 7 сут
67,0
59,0
59,0
65,0
58,0
59,0(59,0;65,0)
0,296
4,9
4,3
4,7
4,3
6,1
4,7 (4,3;4,9)
Опыт 24 ч
6,7
6,9
6,7
6,8
6,2
6,7 (6,7; 6,8)
0,012
Опыт 7 сут
4,5
6,9
5,7
7,6
6,2
6,2 (5,7;6,9)
0,09
К
К
К
К
9
Примечание: К – контрольная группа; Опыт 24 ч и 7 сут – опытные группы через 24 часа и
7 суток.
Таким образом, острое отравление крыс Конфидором экстра® и Калипсо® в
дозе
1/10
ЛД50
проявляется
характеризующимися
гепато-
повышением
и
нефротоксическим
показателей
общего
синдромами,
билирубина,
аланинаминотрансферазы, щелочной фосфатазы, гамма-глютамилтрансферазы,
тимоловой пробы, креатинина и мочевины. Через неделю после интоксикации у
крыс опытных групп биохимические показатели остаются выше контрольных
значений. Количество общего билирубина, аланинаминотрансферазы и щелочной
фосфатазы выше контрольных значений в обеих опытных группах. При
отравлении
Калипсо®
остаются
высокими
показатели
гамма-
глютамилтрансферазы и общего белка на фоне снижения концентрации глюкозы.
Биохимические показатели сыворотки крови крыс при хроническом
отравлении
Конфидором
экстра®
и
Калипсо®.
Для
определения
функционального состояния органов и систем при хронической интоксикации
137
неоникотиноидами
большое
значение
имеют
биохимические
показатели
сыворотки крови.
Результаты исследований представлены в таблицах 26 и 27. Установлено
статистически значимое повышение количества общего билирубина на 60%
(Рm-u =0,021) у крыс 1-й опытной группы (Конфидор экстра® в дозе 1/10 ЛД50
(54 мг/кг) в течение 3-х месяцев) и на 34% (Рm-u=0,021) – у крыс 2-й опытной
группы (Конфидор экстра® в дозе 1/100 ЛД50 (5,4 мг/кг) в течение 3-х месяцев).
Повышение данного показателя на 16% по сравнению с показателем контрольной
группы отмечали у крыс 3-й опытной группы (Калипсо® в дозе 1/10 ЛД50
(13 мг/кг) в течение 3-х месяцев). Уровень аланинаминотрансферазы достоверно
повышен у крыс 1-й и 3-й опытных групп на 20% (Рm-u=0,021) и 16% (Рm-u=0,047)
соответственно. Повышение данного показателя отмечали у крыс 2-й и 4-й
опытных групп (Калипсо® в дозе 1/100 ЛД50 (1,3 мг/кг) в течение 3-х месяцев),
однако различия не являлись достоверными.
О
гепатотоксическом
действии
испытуемых
доз
пестицидов
свидетельствовало и повышение количества гамма-глутамилтрансферазы у всех
животных опытных групп. Наибольшее повышение показателя регистрировали у
крыс 1-й опытной группы (в 2 раза, Рm-u=0,012), у крыс 3-й опытной – на 75%
(Рm-u =0,028) и 2-й опытной групп на – 55% (Рm-u=0,036).
Функциональное состояние печени и почек оценивали по содержанию
креатинина и мочевины в крови, а также с помощью тимоловой пробы.
Полученные результаты свидетельствуют о статистически значимом увеличении
количества мочевины в крови животных 1-й и 3-й опытных групп на 24%
(Рm-u =0,012) и 21% (Рm-u =0,021). Установлено повышение показателя тимоловой
пробы в 1,9 раза (Рm-u =0,012) у крыс 1-й опытной группы, на 75% (Рm-u =0,012) –
у крыс 3-й опытной группы и на 20% (Рm-u =0,021) – у крыс 2-й и 4-й опытных
групп. Достоверное повышение количества глюкозы в сыворотке крови в среднем
на 40% (Рm-u=0,012) отмечали у крыс 3-й и 4-й опытных групп. При хронической
интоксикации Конфидором экстра® статистически значимых различий в уровнях
глюкозы у крыс опытных и контрольной групп не отмечали.
138
Таблица 26 – Биохимические показатели сыворотки крови крыс при
хронической интоксикации Конфидором экстра® через 3 месяца
Показатели
Билирубин
общий,
мкмоль/л
АЛАТ, Е/л
Щелочная
фосфатаза,
Е/л
Γ-глутамилтрансфераза,
Е/л
Тимоловая
проба, Ед
Глюкоза,
ммоль/л
ЛДГ, Е/л
Креатинин,
мкмоль/л
Мочевина,
ммоль/л
Порядковый номер животного
Группы
1
2
3
4
К
9,8
9,6
12,6
9,9
Ме (Р25,Р75)
5
8,9
Рm-u
1/10
13,2
15,1
18,3
15,7
16,2
1/100
11,8
14,3
15,5
13,1
12,8
К
85,5
99,3
86,7
74,3
82,2
1/10
109,9
104,8
102,7
100,3
93,2
1/100
91,7
98,3
97,3
99,2
110,6
К
351,0
318,0
271,0
393,0
361,0
1/10
382,0
471,0
474,0
468,0
570,0
1/100
416,0
421,0
325,0
317,0
430,0
К
2,1
1,8
2,8
1,8
1,6
9,8
(9,6; 9,9)
15,7
(15,1; 16,2)
13,1
(12,8; 14,3)
85,5
(82,2; 86,7)
102,7
(100,3; 104,8)
98,3
(97,3; 99,2)
351
(318; 361)
471
(468; 474)
416
(325; 421)
1,8 (1,8; 2,1)
1/10
3,1
3,6
4,2
4,5
3,8
3,8 (3,6; 4,2)
0,012
1/100
2,8
3,2
2,7
2,8
3,2
2,8 (2,8; 3,2)
0,036
К
1,3
1,5
1,6
1,4
1,7
1,5 (1,4;1,6)
1/10
3,6
2,3
3,4
2,8
2,6
2,8 (2,6; 3,4)
0,012
1/100
2,6
1,6
1,8
1,8
2,1
1,8 (1,8; 2,1)
0,028
К
6,4
5,8
6,5
6,5
5,4
6,6 (5,8; 6,6)
1/10
6,5
6,7
6,9
5,7
7,6
6,7 (6,5; 6,9)
1,0
1/100
6,6
7,8
6,3
6,7
7,3
6,7 (6,6; 7,3)
1,0
К
576,0
889,0
748,0
687,0
714,0
714 (687; 748)
1/10
948,0 1021,0
836,0
924,0
848,0
924 (848; 948)
0,036
1/100
846,0
933,0
921
843
773,0
843 (773;843)
0,094
К
52,0
51,0
45,0
47,0
43,0
47 (45; 51)
1/10
49,4
59,8
59,0
48,3
55,0
55 (49,4; 59)
0,094
1/100
55,3
57,0
46,1
49,2
47,0
49,2 (47; 55)
0,347
К
4,5
4,3
4,9
4,2
5,1
4,5 (4,3; 4,9)
1/10
5,7
6,7
5,4
5,6
5,2
5,6 (5,4; 5,7)
0,012
1/100
5,4
6,3
5,6
4,9
4,2
5,4 (4,9; 5,6)
0,21
0,021
0,021
0,021
0,094
0,021
0,296
139
Таблица 27 - Биохимические показатели сыворотки крови крыс при
хронической интоксикации Калипсо® через 3 месяца
Показатели
Порядковый номер животного
Группы
Билирубин
общий,
мкмоль/л
АЛАТ, Е/л
Щелочная
фосфатаза,
Е/л
Γ-глутамилтрансфераза,
Е/л
Тимоловая
проба, Ед
Глюкоза,
ммоль/л
ЛДГ, Е/л
Креатинин,
мкмоль/л
Мочевина,
ммоль/л
Ме (Р25,Р75)
Рm-u
1
2
3
4
5
К
9,2
9,6
11,6
10,9
9,9
9,9 (9,6; 10,9)
1/10
11,2
10,1
12,3
11,5
12,2
11,5(11,2;12,2)
0,094
1/100
11,8
10,3
11,5
13,1
12,6
11,8(11,5;12,6)
0,061
К
85,5
99,3
86,7
74,3
82,2
85,5 (82; 86,7)
1/10
99,2
110,3
101,2
94,3
96,8
99,2(96,8;101,2)
0,061
1/100
91,1
99,3
95,9
100,2
108,4 99,3(95,9; 100,2)
0,047
К
362,0
324,0
331,0
386,0
384,0
362 (331; 384)
1/10
392,0
461,0
484,0
468,0
563,0
468 (461; 484)
0,012
1/100
421,0
435,0
375,0
374,0
446,0
421 (375; 435)
0,094
К
2,1
2,8
2,9
1,9
1,6
2,1 (1,9; 2,8)
1/10
2,8
3,6
4,2
4,7
3,6
3,6 (3,6; 4,2)
0,028
1/100
2,8
3,3
2,6
2,7
3,4
2,8 (2,7; 3,3)
0,174
К
1,4
1,6
1,6
1,5
1,7
1,6 (1,5; 1,6)
1/10
2,6
2,8
3,2
2,8
2,6
2,8 (2,6; 2,8)
0,012
1/100
2,7
1,8
1,9
1,8
2,3
1,9 (1,8; 2,3)
0,012
К
6,4
6,6
6,5
5,5
5,4
6,4 (5,5; 6,5)
1/10
8,5
9,7
9,9
9,8
9,6
9,7 (9,6; 9,8)
0,012
1/100
9,8
9,8
9,6
9,7
8,6
9,7 (9,6; 9,8)
0,012
К
576,0
889,0
752,0
694,0
714,0
714 (694; 752)
1/10
948,0
921,0
875,0
863,0
837,0
875 (863; 921)
0,06
1/100
832,0
942,0
911,
873,
793,0
873 (832; 911)
0,06
К
51,0
50,0
48,0
47,0
44,0
48 (47; 50)
1/10
47,8
59,2
52,1
48,3
52,0
52 (48,3; 52,1)
0,14
1/100
54,7
57,3
49,1
47,8
46,2
49,1(47,8;54,7)
0,53
К
4,3
4,4
5,0
4,6
5,1
4,6 (4,4; 5,0)
1/10
5,5
5,7
5,6
5,8
5,3
5,6 (5,5; 5,7)
0,012
1/100
5,2
5,3
5,6
4,9
4,7
5,2 (4,9; 5,3)
0,094
140
Анализ показателей общего белка и белковых фракций через три месяца
хронической
интоксикации
пестицидами
свидетельствует
о
появлении
диспротеинемии у крыс всех опытных групп (табл. 28, 29, 30). Количество общего
белка достоверно снижено при введении Конфидора экстра® в обеих опытных
группах на 13% (Рm-u=0,012) и 9% (Рm-u=0,06) соответственно, а также при
введении Калипсо® в дозе 1,3 мг/кг массы на 4% (Рm-u=0,012). У крыс,
интоксицированных Калипсо®
в дозе 13 мг/кг, через три месяца отмечали
повышение общего белка в сыворотке крови на 9% (Рm-u=0,012). Следует
отметить, что у крыс, длительно получавших Конфидор экстра®, регистрировали
достоверное повышение количества альфа-2 глобулинов на 54% (Рm-u=0,012) в 1-й
опытной и на 49% (Рm-u=0,012) – во 2-й опытной группах на фоне снижения
уровня гамма-глобулинов на 23% (Рm-u=0,021) и 21% (Рm-u=0,094) соответственно.
Таблица 28 – Протеинограмма крыс при хроническом отравлении
Конфидором экстра® через 3 месяца
Показатели
Параметры
Общий белок,
г/л
Ме (Р25,Р75)
Альбумин,%
Ме (Р25,Р75)
Контроль
70,6 (70,4; 72,1)
Рm-u
47,0 (46,6; 48,2)
Рm-u
Глобулин
альфа-1, %
Ме (Р25,Р75)
Глобулин
альфа-2, %
Ме (Р25,Р75)
Глобулин
бета, %
Ме (Р25,Р75)
Глобулин
гамма, %
Ме (Р25,Р75)
Коэффициент
А/Г
Ме (Р25,Р75)
12,3 (13,6; 12,4)
Рm-u
5,3 (5,3; 5,4)
Р
21,1 (20,6; 21,5)
Рm-u
14,2 (12,6; 15,3)
Рm-u
Рm-u
0,9 (0,9; 0,9)
Конфидор экстра®
1/10 ЛД50
1/100 ЛД50
61,5 (60,3; 64,4)
64,2 (63,2; 68,3)
0,012
0,06
46,5 (44,3; 47,1)
45,8 (44,9; 47,4)
0,296
0,530
12,7 (12,4; 12,8)
11,4 (10,5; 11,4)
0,4
0,07
8,2 (7,6;8,4)
7,9 (6,6; 8,0)
0,012
0,012
19,1 (19,0; 20,2)
20,8 (20,6; 21,3)
0,143
1,0
10,9 (10,8; 11,3)
11,2 (10,9; 11,4)
0,021
0,094
0,8 (0,8; 0,9)
0,9 (0,8;0,9)
0,25
0,676
141
При длительном введении Калипсо® в дозе 13 мг/кг на фоне достоверного
снижения количества альбуминов на 14% отмечали повышение количества бетаглобулинов на 12% (Рm-u=0,012) и гамма-глобулинов – на 20% (Рm-u=0,047).
Напротив, у крыс 4-й опытной группы регистрировали повышение количества
альбуминов на 7% (Рm-u=0,017) и альфа 2-глобулинов – на 30% (Рm-u=0,028) на
фоне снижения количества бета-глобулинов на 13% (Рm-u=0,036) и гаммаглобулинов – на 19% (Рm-u=0,012).
Таблица 29 – Протеинограмма крыс при хроническом отравлении
Калипсо® через 3 месяца
Показатели/
группы
Параметры
Общий белок,
г/л
Ме (Р25,Р75)
Альбумин, %
Ме (Р25,Р75)
Калипсо®
Контроль
1/10 ЛД50
1/100 ЛД50
70,4 (70,2; 73,2)
77 (76,0; 78,0)
67,6 (67,2; 68,2)
0,012
0,012
40,3 (38,9; 41,7)
50,2 (49,7; 51,2)
0,012
0,017
13,1 (12,2; 13,7)
12,9 (12,7; 13,4)
0,530
0,94
5,2 (4,9; 5,4)
7,0 (6,8; 7,2)
0,347
0,028
23,6 (22,8; 24,5)
18,3 (17,8; 18,6)
0,012
0,036
16,7 (15,6; 23,4)
11,2 (11,2; 11,4)
0,047
0,012
0,7 (0,6; 0,7)
1,0 (1,0; 1,0)
0,012
0,143
Рm-u
47,0 (46,3; 49,3)
Рm-u
Глобулин
альфа-1, %
Ме (Р25,Р75)
Глобулин
альфа-2, %
Ме (Р25,Р75)
Глобулин
бета, %
Ме (Р25,Р75)
Глобулин
гамма, %
Ме (Р25,Р75)
Коэффициент
А/Г
Ме (Р25,Р75)
12,4 (12,3; 12,5)
Рm-u
5,4 (5,3; 5,6)
Рm-u
21,1 (20,3; 21,5)
Рm-u
13,9 (12,6; 14,2)
Рm-u
0,9 (0,9; 0,9)
Рm-u
Для клинической практики важное значение имеет тип протеинограммы,
отражающий
различную
степень
нарушений
белкового
обмена
и
соответствующую различным патологическим состояниям. Результаты наших
исследований позволили вывести следующие протеинограммы (табл. 30).
142
Таблица 30 – Типы протеинограмм при хронической интоксикации
Конфидором экстра® и Калипсо®
Группы
Общий
белок
Альбумины
Кфэ 1/10 ЛД50
↓
Кфэ 1/100 ЛД50
Фракции глобулинов
α1
α2
β
γ
↔
↔
↑↑
↓
↓↓
↓
↔
↓
↑↑
↔
↓↓
Кл 1/10 ЛД50
↑
↓
↑
↔
↑↑
↑↑
Кл 1/100 ЛД50
↓
↑
↔
↑↑
↓
↓↓
Примечание: Кфэ – Конфидор экстра®; Кл - Калипсо®; ↑ - повышение от 5% до 20%; ↑↑ повышение от 20% до 60%; ↓ - понижение до 20%; ↓↓ - понижение до 60%; ↔ - различия до 5%
по сравнению с контрольными показателями.
Анализируя полученные данные, можно отметить, что
длительная
интоксикация Конфидором экстра® и Калипсо® способствует развитию гепато- и
нефропатии, а также вторичных иммунодефицитов.
Уровень кортизола в крови при хроническом отравлении крыс
Конфидором экстра® и Калипсо®. Так как кортизол является одним из
показателей реакции организма на стресс, изменение его уровня свидетельствует
о состоянии, в котором находится организм в данный момент времени. При
хронической интоксикации Конфидором экстра® через 3 месяца установлено
снижение концентрации гормона у крыс опытных групп на 20% (Р m-u=0,012) и
16% (Рm-u=0,024) по сравнению с показателем контрольной группы (рис. 74).
Обратную тенденцию отмечали у крыс, получавших в течение 3-х месяцев
Калипсо®: количество кортизола при введении пестицида в дозе 13 мг/кг возросло
на 18% (Рm-u=0,024), а при введении препарата в дозе 1,3 мг/кг – на 56%
(Рm-u=0,012) по сравнению с показателем контрольной группы животных (рис. 75).
143
Рисунок 74 – Снижение концентрации кортизола в сыворотке крови крыс через 3-и
месяца интоксикации Конфидором экстра® в дозе 1/10 и 1/100 ЛД50.
Рисунок 75 – Повышение концентрации кортизола в сыворотке крови крыс через 3-и
месяца интоксикации Калипсо® в дозе 1/10 и 1/100 ЛД50.
Таким образом, результаты определения кортизола в сыворотке крови крыс,
длительно интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах 1/10 и
1/100 ЛД50, характеризуют различную степень адаптационно-приспособительной
реакции в ответ на введение пестицидов. Снижение уровня кортизола при
144
интоксикации Конфидором экстра® может свидетельствовать об истощении его
запасов в эндокриноцитах надпочечников на фоне дефицита транспортных белков
вследствие снижения синтетической функции печени. Напротив, повышение его
концентрации при интоксикации Калипсо® характеризует высокую активность
эндокриноцитов пучковой зоны надпочечников, что является закономерным при
развитии воспалительных процессов.
2.2.2.3. Патоморфологическая диагностика острого и хронического
отравлений животных Конфидором экстра® и Калипсо®
Патоморфологические изменения при остром отравлении животных
Конфидором экстра® и Калипсо®. При остром летальном отравлении животных
имидаклоприд- и тиаклопридсодержащими препаратами быстро развивается
трупное окоченение. Выделений из естественных отверстий трупа нет. При
осмотре органов брюшной полости крыс, морских свинок, кроликов отмечается
резкое увеличение объема желудка, содержимое которого имеет жидкую
консистенцию белого цвета (рис. 76, 77). Петли кишечника вздуты, сосуды
брыжейки
переполнены
несвернувшейся
кровью
темно-вишневого
цвета.
Содержимое тощей кишки жидкой консистенции, в зависимости от длительности
постинтоксикационного периода встречаются участки с желтым содержимым
(наличие желчи и препарата). Печень не увеличена, упругой консистенции,
темно-вишневого цвета, без кровоизлияний. У кроликов и птиц отмечали
переполнение желчного пузыря желчью темно-зеленого или оливкового цвета.
Почки не увеличены, темно-вишневого цвета, капсула снимается легко. На
разрезе дифференциация на зоны сохранена. При осмотре органов грудной
полости установлено, что легкие в состоянии застойной гиперемии, предсердия и
коронарные сосуды переполнены темно-вишневого цвета кровью. Сосуды
головного мозга также переполнены кровью, часто наблюдали кровоизлияния под
твердой мозговой оболочкой.
145
Рисунок 76 – Острое расширение желудка и тонкого кишечника при отравлении кролика
Конфидором экстра® в дозе 100 мг/кг массы. Убой через 1 сутки после интоксикации.
Рисунок 77 – Острое расширение желудков у крыс через 5 часов после введения
Калипсо® в дозе 100 мг/кг массы.
146
При
патологоанатомическом
исследовании
птиц,
интоксицированных
Калипсо® в летальных дозах, отмечали алый цвет венозной крови (рис.78).
А
Б
Рисунок 78 – Венозная кровь из яремной вены при остром отравлении птиц Калипсо® (А)
в дозе 40 мг/кг массы через 2 суток после отравления; Б – контроль.
На вскрытии у птиц, интоксицированных летальными дозами Конфидора
экстра® и Калипсо®, регистрировали резкое расширение зоба, переполненного
кормовыми
массами
с
примесью
воздуха
(рис.
79),
расширение
двенадцатиперстной кишки, переполнение кровью сосудов брыжейки. На
слизистой оболочке железистого желудка наблюдали точечные кровоизлияния
(рис. 80). Слепая кишка заполнена содержимым темно-зеленого цвета, суховатой
консистенции. Из клоаки выделялась жидкость мутного цвета. Сердце расширено,
коронарные сосуды переполнены кровью, у нескольких особей отмечали
мелкоочаговые кровоизлияния в миокарде. Регистрировали случаи переполнения
сердечной
сумки
прозрачной
жидкостью
соломенно-желтого
цвета
(гидроперикардиум). Печень имела темно-вишневый цвет, не увеличена, желчный
пузырь увеличен и переполнен желчью, у некоторых птиц регистрировали
признаки жировой дистрофии печени (светло-коричневый цвет органа, рис. 79).
Почки птиц были застойно гиперемированы, темно-вишневого цвета. Легкие
воздушны, бледно-розового цвета с точечными кровоизлияниями. При осмотре
головного мозга отмечали гиперемию сосудов больших полушарий и мозжечка.
147
Рисунок 79 – Острое расширение и
переполнение кормовыми массами зоба,
жировая
дистрофия
печени
птицы,
интоксицированной Калипсо® в дозе 300
мг/кг массы.
Рисунок 80 – Кровоизлияния на слизистой
оболочке железистого желудка птицы,
интоксицированной Калипсо® в дозе 300
мг/кг массы.
При гистологическом исследовании паренхиматозных органов животных и
птиц опытных групп регистрировали признаки расстройства кровообращения и
дистрофические процессы. Застойная гиперемия печени характеризовалась
переполнением кровью центральных вен и капилляров, а также выходом
эритроцитов
в
периваскулярное
пространство.
Большинство
гепатоцитов
находилось в состоянии гидропической и белковой дистрофии. Морфологические
изменения в почках характеризовались признаками нарушения кровообращения в
органе, а также зернистой дистрофией эпителиоцитов проксимальных извитых
канальцев. В сердце отмечали переполнение кровью кровеносных сосудов,
нередко обнаруживали кардиомиоциты с мутной цитоплазмой и отсутствием
поперечнополосатой
исчерченности,
при
этом
ядра
клеток
хорошо
дифференцировались.
Таким образом, патоморфологические изменения в органах и тканях
животных, интоксицированных летальными дозами Конфидора экстра® и
Калипсо®, характеризуются застойной гиперемией паренхиматозных органов,
признаками гидропической и зернистой дистрофии печени и почек. У птиц при
интоксикации инсектицидами чаще развиваются признаки жировой дистрофии
печени.
148
Динамика морфологических изменений в органах детоксикации крыс
при острой интоксикации Конфидором экстра® и Калипсо®. Изучение
морфологических изменений в органах детоксикации в динамике позволяет
оценить отдаленные эффекты действия изучаемых пестицидов на организм, а
также судить о патогенезе интоксикации, что необходимо как для определения
прогноза постинтоксикационных осложнений, так и для дифференциальной
диагностики отравлений, а также оценки эффективности методов и средств,
используемых для лечения токсикоза.
Эксперимент проводили на половозрелых беспородных белых крысахсамцах с массой тела 230-240 г, разделенных на 3 группы. Конфидор экстра® и
Калипсо® (1-я и 2-я опытные группы, n=42) вводили перорально в дозе 1/5 ЛД50 в
форме болюсов однократно в утренние часы. Выведение крыс из эксперимента
проводили путем обескровливания под эфирным наркозом. Для гистологического
исследования брали кусочки печени, почек, легких, сердца и надпочечников через
6, 24 часа, 3, 7, 14, 21 и 30 суток. Контролем служили интактные животные
(группа сравнения, n=21). Техника приготовления гистологических препаратов
описана в разделе «Материалы и методы».
Макроскопические и гистологические параллели патологических процессов
оценивали по общепринятой системе:
 отсутствие признака «-»
 слабовыраженные «+»
 минимальные «-/+»
 умеренновыраженные «++»
 выраженные «+++»
Сравнительная характеристика морфологических изменений в печени
крыс,
интоксицированных
Конфидором
экстра®
и
Калипсо®.
При
интоксикации Конфидором экстра® и Калипсо®, через 6 часов после введения
препаратов наблюдали расширение центральных вен и синусоидных капилляров
печеночных долек с наличием в просвете крупных кровеносных сосудов сладжей
эритроцитов.
Вокруг
мононуклеаров (рис. 81).
некоторых
центральных
вен
отмечали
скопление
149
Рисунок 81 – Расширение синусоидных капилляров и скопление мононуклеаров вокруг
центральных вен и желчных протоков в печени через 6 часов после введения Конфидора
экстра® в дозе 100 мг/кг. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×100.
Рисунок 82 – Десквамация эндотелия вены, расширение синусоидных капилляров, некроз
и некробиоз гепатоцитов через 6 часов после введения Калипсо® в дозе 25 мг/кг. Окраска
гематоксилином и эозином. Ув.×200.
150
При интоксикации Калипсо® регистрировали десквамацию эндотелия
некоторых крупных сосудов (рис. 82). При интоксикации Конфидором экстра®
общая структура печеночной дольки не нарушена. Гепатоциты имеют хорошо
выраженную сохранную мембрану, ядра крупные и средние со светлой
кариоплазмой и просматривающимся ядрышком. Цитоплазма большинства
клеток
имеет
однородную
светло-розовую
окраску
без
вакуолей.
При
интоксикации Калипсо® часто отмечали гепатоциты с разреженной голубой
цитоплазмой и лизированными ядрами, в периферических зонах печеночных
долек регистрировали вакуолизацию цитоплазмы печеночных клеток (рис. 83).
Через 12 часов после введения пестицидов изменения архитектоники
печени имели более выраженный характер. В препаратах ткани печени крыс,
интоксицированных Конфидором экстра®, отмечали набухание клеток эндотелия
крупных артерий и вен, вакуолизацию их цитоплазмы. Регистрировали
гепатоциты как с разреженной цитоплазмой, так и с более плотной, окрашенной в
темно-вишневый цвет. Многие клетки печени имели измененные ядра (лизис,
вакуолизация) или полностью были их лишены.
Рисунок 83 – Расширение синусоидных капилляров и скопление эритроцитов, дистрофия
гепатоцитов, скопление мононуклеаров вокруг сосудов через 12 часов после введения
Калипсо® в дозе 25 мг/кг. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×200.
151
Степень дистрофических изменений гепатоцитов была более выражена в
группе
крыс, интоксицированных
Калипсо®.
Балочная
структура
органа
нарушена, большинство гепатоцитов имеют бледно-голубую цитоплазму с плохо
дифференцируемыми ядрами или без них, плазматическая мембрана многих
гепатоцитов разрушена. Двуядерные гепатоциты отмечали редко. Процессы
лимфопролиферации регистрировали преимущественно вокруг печеночных
артерий, часть синусоидных капилляров по-прежнему оставалась расширена и
заполнена эритроцитами.
Через сутки после интоксикации Конфидором экстра® в печени наблюдали
разрушение стенок сосудов и миграцию мононуклеаров в окружающие ткани, а
также вакуолизацию цитоплазмы и гибель части гепатоцитов, прилежащих к
центральной вене печеночной дольки. Увеличение числа двуядерных клеток
свидетельствует о развитии компенсаторных реакций в органе. Подобные
изменения,
за
интоксикации
исключением
крыс
вакуолизации
Калипсо®.
Гепатоциты
цитоплазмы
имели
отмечали
при
преимущественно
гиперхромную оксифильную зернистую цитоплазму (рис. 84).
Рисунок 84 – Зернистая дистрофия и некробиоз гепатоцитов, разрушение стенки сосудов
и выход эритроцитов в тканевое пространство через 24 часа после введения Калипсо ® в
дозе 25 мг/кг. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×300.
152
Через 3 суток дистрофический процесс с центральной зоны печеночных
долек распространяется на периферию. Ядра гепатоцитов в большинстве случаев
сохранены, у многих клеток отмечали отсутствие цитоплазмы (рис. 85).
Рисунок 85 – Гидропическая дистрофия и некробиоз гепатоцитов через 3 суток после
введения Конфидора экстра® в дозе 100 мг/кг. Окраска гематоксилином и эозином.
Ув.×400.
Рисунок 86 – Периваскулярная гистиолимфоцитарная инфильтрация, зернистая
дистрофия гепатоцитов через 3 суток после введения Калипсо® в дозе 25 мг/кг. Окраска
гематоксилином и эозином. Ув.×200.
153
Скопление мононуклеаров отмечали вокруг крупных сосудов печени. В
группе крыс, интоксицированных Калипсо®, регистрировали появление в органе
фибробластов и волокон соединительной ткани, которые сконцентрированы
преимущественно вокруг сосудов и желчных протоков (рис. 86).
Через 7 суток после острой интоксикации пестицидами в структуре органа
выявлены выраженные дистрофические изменения (рис. 87). Нарушено балочное
расположение гепатоцитов, цитоплазма которых почти полностью отсутствует у
крыс, интоксицированных Конфидором экстра®. У крыс, интоксицированных
Калипсо®, большинство клеток имело оксифильную зернистую цитоплазму,
встречались гепатоциты с вакуолями в цитоплазме, а также двуядерные
гепатоциты.
Мононуклерные
скопления
вокруг
сосудов
и
волокна
соединительной ткани были хорошо выражены (рис. 88).
Через 14 суток у животных, интоксицированных Конфидором экстра ®,
регистрировали частичное восстановление балочного строения долек печени,
увеличение числа двуядерных гепатоцитов, на фоне имеющихся клеток с
признаками гидропической дистрофии, расширение синусоидных капилляров и
скопление мононуклеаров в печеночных дольках, а также вакуолизацию и
десквамацию
эндотелия
сосудов
(рис.
89).
Степень
выраженности
дистрофических процессов в этот период наблюдения была более выражена в
группе крыс, интоксицированных Калипсо®. На гистологических препаратах
большая часть гепатоцитов находится в состоянии дистрофии и некробиоза
(вакуолизация
цитоплазмы).
Относительно
сохранены
гепатоциты
вокруг
центральных печеночных вен. Скопления мононуклеров встречаются редко,
крупные сосуды часто заполнены кровью. Эндотелий вен в состоянии
десквамации (рис. 90).
Через 21 и 30 суток дистрофические процессы в печени крыс,
интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо®, продолжают сохраняться,
однако
увеличивается
количество
двуядерных
клеток.
Инфильтрация
мононуклеарных клеток чаще регистрируется вокруг крупных сосудов, реже в
154
областях портальных трактов. В этих же компартментах прогрессирует
разрастание волокнистой соединительной ткани (рис. 91).
Рисунок 87 – Гидропическая дистрофия гепатоцитов через 7 суток после введения
Конфидора экстра® в дозе 100 мг/кг. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×200.
Рисунок 88 – Зернистая дистрофия, некробиоз и некроз гепатоцитов. Разрастание
соединительной ткани вокруг сосудов через 7 суток после введения Калипсо ® в дозе 25
мг/кг. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×400.
155
Рисунок 89 – Двуядерные гепатоциты, вакуолизация и зернистость цитоплазмы
гепатоцитов, скопление мононуклеаров в синусоидных капиллярах через 14 суток после
введения Конфидора экстра® в дозе 100 мг/кг. Окраска гематоксилином и эозином.
Ув.×400.
Рисунок 90 – Десквамация эндотелия центральной вены печеночной дольки, расширение
синусоидных капилляров, зернистостая дистрофия гепатоцитов через 14 суток после
введения Калипсо® в дозе 25 мг/кг. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×400.
156
Рисунок 91 – Разрастание волокнистой ткани вокруг центральной вены и желчных
протоков через один месяц после введения Калипсо® в дозе 25 мг/кг. Окраска
гематоксилином и эозином. Ув.×400.
Таким образом, морфологическое исследование тканевого микрорайона
печени животных, однократно перенесших острую интоксикацию Конфидором
экстра® и Калипсо® в дозах по 1/5 ЛД50, выявило значительные нарушения
архитектоники органа: изменение балочной структуры печеночных долек,
выраженный
полиморфизм
паренхиматозных
клеток,
кариолизис,
некроз
гепатоцитов, особенно в центролобулярных зонах. Установлены признаки
нарушения крово- и лимфообращения: расширение синусоидных капилляров,
центральных вен и лимфатических щелей вблизи портальных трактов, появление
извилистости у центральных вен, вокруг которых отмечено разрастание
соединительной ткани. В областях портальных трактов регистрировали появление
мононуклеарных инфильтратов. Через месяц после однократного введения
пестицидов полного восстановления печени не происходит.
Сравнительный анализ морфологической картины свидетельствует об
однотипном патологическом процессе, протекающем в печени при отравлении
нитрозо- и циансодержащими неоникотиноидами. Однако, для действия
157
Конфидора экстра® более характерно развитие гидропической дистрофии
гепатоцитов, в то время как для действия Калипсо® более характерны развитие
зернистой
дистрофии
и
пролиферация
соединительнотканных
элементов
(табл. 31).
Таблица 31 – Сравнительная характеристика морфологических изменений в
печени крыс
Интерстициальный
фиброз
Клеточная
инфильтрация
Дистрофия
Полнокровие сосудов,
выход крови в
интерстициальное
пространство
Изменения паренхимы печени
Расширение
синусоидных
капилляров,
центральных вен и
лимфатических щелей
Пестициды
Конфидор
экстра®
++
+++
+++
гидропическая
++
-
Калипсо®
++
++
+++
зернистая
+++
+++
Примечание: отсутствие признака «-»; минимальные «-/+»; слабовыраженные«+»; умеренновыраженные «++»; выраженные «+++».
Сравнительная характеристика морфологических изменений в почках
крыс, интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо®. Гистологическая
картина почек через 6 часов после введения Конфидора экстра® характеризуется
значительными сосудистыми нарушениями в тубулоинтерстициальной ткани
паренхимы органа. В корковом веществе регистрировали полнокровие сосудов
микроциркуляторного русла, в том числе капилляров клубочков (рис. 92). При
интоксикации
Калипсо®
через
6
часов
отмечали
расширение
микроциркуляторного русла и отек мезангия сосудистых клубочков.
сосудов
158
Рисунок 92 – Переполнение кровью сосудов клубочка, интерлобулярных артерий,
капиллярной и перитубулярной кровеносной сети паренхимы почек крыс через 6 часов
после перорального поступления Конфидора экстра® в дозе 100 мг/кг. Окраска
гематоксилином и эозином. Ув.×200.
Рисунок 93 – Отек мезангия сосудистого клубочка, гиперемия и расширение сосудов,
зернистая дистрофия эпителия проксимальных извитых канальцев почек через 6 часов
после перорального поступления Калипсо® в дозе 25 мг/кг. Окраска гематоксилином и
эозином. Ув. ×400.
159
На фоне минимальных изменений нефрона отмечали незначительный стаз в
венозной сети с вовлечением не только интралобулярных, но и гломерулярных
капилляров (рис. 93). Аналогичные изменения регистрировали у крыс опытной
группы через 12 и 24 часа после введения Конфидора экстра®, при этом более
выраженное переполнение сосудов микроциркуляторного русла, а также
кровоизлияния отмечали в подкапсулярной области почек (рис. 94). Вместе с тем
в мозговом веществе регистрировали разрушение структуры прямых канальцев
(рис. 95). Наряду с гемодинамическими нарушениями наблюдали белковую
дистрофию эпителия проксимальных извитых канальцев (рис. 96).
Через 24 часа гистологические изменения в паренхиме почек крыс,
интоксицированных Калипсо®, прогрессировали. Были отмечены выраженные
расширения собирательных трубочек и отек мезангия почечных клубочков. На
фоне минимальных изменений нефрона отмечали незначительную гипертрофию
стенок интралобулярных артерий и стаз крови в венозной сети. В отдельных
участках наблюдали сладжи эритроцитов в капиллярах, а также повреждение
сосудистых стенок с последующим выходом крови в интерстициальное
пространство. В клубочках отмечали полнокровие капилляров, в отдельных
клубочках – минимальное утолщение капсулы и базальной мембраны за счет
незначительного количества коллагеновых волокон. В отдельных компартментах
коркового вещества вокруг клубочков и сосудов появляются скопления
мононуклеаров и фибробластов (рис. 97).
Выраженные дистрофические изменения паренхимы почек регистрировали
у крыс через 3 суток после перорального введения Конфидора экстра®
и
Калипсо®. Цитоплазма эпителиоцитов большинства проксимальных извитых
канальцев коркового вещества имела более светлую окраску, чем у контрольных
животных.
В
некоторых
эпителиоцитах
дистрофическими
и
гемодинамические
расстройства.
переполненными
кровью,
ядра
отсутствовали.
некробиотическими
изменениями
Большинство
регистрировали
сосудов
скопление
фибробластов в корковом веществе почек (рис. 98, 99).
Наряду
с
отмечали
оставались
мононуклеаров
и
160
Рисунок 94 – Гиперемия и кровоизлияния в корковом веществе почек через 24 часа после
перорального поступления Конфидора экстра® в дозе 100 мг/кг. Окраска гематоксилином
и эозином. Ув.×200.
Рисунок 95 – Разрушение структуры прямых канальцев, кровоизлияния в мозговом
веществе почек через 24 часа после перорального поступления Конфидора экстра® в дозе
100 мг/кг. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×200.
161
Рисунок 96 – Зернистая дистрофия эпителия проксимальных извитых канальцев почек
крыс через 24 часа после перорального поступления Конфидора экстра® в дозе 100 мг/кг.
Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×200.
Рисунок 97 – Скопление мононуклеаров и фибробластов вокруг клубочков и сосудов
почек крысы через 24 часа после перорального введения Калипсо® в дозе 25 мг/кг.
Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×200.
162
Рисунок 98 – Гиперемия клубочков, дистрофия эпителия извитых канальцев почек у
крысы через 3 суток после перорального поступления Конфидора экстра® в дозе 100 мг/кг.
Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×400.
Рисунок 99 – Дистрофия эпителия проксимальных извитых канальцев, скопление
мононуклеаров и фибробластов в корковом веществе почек у крысы через 3 суток после
перорального поступления Калипсо® в дозе 25 мг/кг. Окраска гематоксилином и эозином.
Ув.×400.
163
Рисунок 100 – Дистрофия эпителия извитых канальцев, экстравазация мононуклеаров,
разрастание волокнистой соединительной ткани и скопление фибробластов в мозговом
веществе почек у крысы через 7 суток после перорального поступления Калипсо ® в дозе
25 мг/кг. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×200.
Через 7 суток после введения Конфидора экстра® и Калипсо® в дозе по 1/5
ЛД50 в паренхиме почек крыс дистрофические и гемодинамические изменения
сохранены. В корковом веществе сосудистые клубочки и извитые канальцы также
не имели просвета. При интоксикации Калипсо® на отдельных участках
гистологических препаратов в интерстиции, на фоне разрастания соединительной
ткани, наблюдали экстравазацию мононуклеаров (рис. 100).
В паренхиме почек крыс, интоксицированных Конфидором экстра® через 14
суток нарастают дистрофические процессы в проксимальных извитых канальцах,
при этом некоторые из них содержат вакуоли или полностью разрушаются.
Иногда
вокруг
клубочков
наблюдаются
единичные
скопления
клеток
лимфоидного характера. Через 14 суток после интоксикации Калипсо®
воспалительные процессы в почках сохраняются. В корковом веществе
регистрировали переполнение кровеносных сосудов с выходом крови в
интерстициальное пространство.
164
Рисунок 101 – Скопление клеток лимфоидного ряда в корковом веществе почек через
один месяц после перорального поступления Конфидора экстра® в дозе 100 мг/кг. Окраска
гематоксилином и эозином. Ув.×200.
Рисунок 102 – Волокна соединительной ткани в почке у крысы через 21 сутки после
перорального поступления Калипсо® в дозе 25 мг/кг. Окраска гематоксилином и эозином.
Ув.×200.
165
Выражен
отек
мезангия
сосудистых
клубочков
и
инфильтрация
мононуклеарами вокруг них и извитых канальцев. Значительное скопление
мононуклеаров отмечали на границе мозгового вещества и почечной лоханки.
Наряду с дистрофическими и гемодинамическими нарушениями
в
паренхиме почек крыс через 21 день и один месяц после острой интоксикации
Конфидором
экстра®
инфильтраты
лимфоидного
в
дозе
1/5
ЛД50
характера
в
регистрировали
корковом
крупноочаговые
веществе
почек,
что
свидетельствует о развитии воспалительного процесса в органе (рис. 101). Также
значительно увеличивалось количество очагов скопления мононуклеров не только
в мозговом, но и в корковом веществе через 21 день после интоксикации
Калипсо®. Кроме того, отмечали прогрессирование разрастания волокнистой
соединительной ткани вокруг сосудов, клубочков и между канальцами (рис. 102).
Через месяц после интоксикации Калипсо® регистрировали умеренно
выраженные дистрофические изменения в паренхиме почек. Скопления клеток
моноцитарного ряда и фибробластов, склеротические изменения в паренхиме
органа также оставались.
В результате проведенных исследований установлено, что однократное
пероральное
введение
Конфидора
экстра®
в
дозе 100
мг/кг
вызывает
значительные гемодинамические нарушения, характеризующиеся переполнением
кровью
сосудов
капиллярных
микроциркуляторного
мембран
клубочков
русла,
почки
с
усилением
выходом
проницаемости
плазмы
крови
в
интерстициальное пространство.
Следствием нарушения внутрипочечной гемодинамики явилось развитие
дистрофических процессов в клетках эпителия канальцев почек. Регистрируемые
скопления лимфоидных клеток свидетельствуют о развитии интерстициального
нефрита в постинтоксикационном периоде.
Под влиянием Калипсо® в дозе 25 мг/кг возникает сосудистая дистония с
местным ее проявлением в виде паретического расширения капиллярных петель,
усиления проницаемости капиллярных мембран клубочков почки, утолщения
капиллярных
мембран
клубочков,
отека
мезангия,
аневризматического
166
расширения петель клубочков. О повышенной проницаемости сосудистых стенок
свидетельствует наличие диапедеза форменных элементов крови в паравазальные
пространства. Все зоны коркового вещества в большинстве наблюдений
малокровны, юкстамедуллярная зона и мозговое вещество полнокровны.
Вследствие воздействия пестицида на интиму сосудов и паренхиму почек
развиваются
ишемически-дистрофические
повреждения
в
органе.
Синтез
соединительной ткани нарастал в динамике наблюдения. Имели место скопления
мононуклеаров и фибробластов.
Таблица 32 – Сравнительная характеристика морфологических изменений в
паренхиме почек крыс
Пестициды
Изменения паренхимы почек
Полнокровие
клубочков и
гемодинамические
нарушения
интерстиция
Дистрофия
канальцев
Клеточная Интерстициальный
инфильтрация фиброз
Конфидор
экстра®
+++
+++
+++
-
Калипсо®
++
++
+++
+++
Примечание: отсутствие признака «-»; минимальные «-/+»; слабовыраженные«+»; умеренновыраженные «++»; выраженные «+++».
Таким образом, при
микроскопическом исследовании
почек
крыс,
интоксицированных Калипсо® в дозе 30 мг/кг однократно, выявлен комплекс
патологических процессов, характеризующийся реактивными перестройками
микроциркуляторного сосудистого русла с сопровождающими их нарушениями
гемодинамики и реологических свойств крови, сочетающимися с изменениями в
паренхиме (табл. 32).
Сравнительная характеристика морфологических изменений в миокарде
при острой интоксикации Конфидором экстра® и Калипсо®. При исследовании
гистологических препаратов миокарда контрольных животных выраженных
167
изменений не обнаружено: ядра кардиомиоцитов были хорошо различимы, имели
удлиненно-овальную форму, располагались ближе к центру цитоплазмы и своей
длинной осью были ориентированы параллельно сарколемме; в саркоплазме
видны
поперечные
полосы;
цитоплазма
некоторых
кардиомиоцитов
неравномерно или очень насыщенно окрашена; сарколемма четко определялась.
В гистологических препаратах миокарда крыс при введении Конфидора
экстра® в дозе 100 мг/кг через 6, 12 и 24 часа регистрировали отек межмышечных
тканей, неравномерное полнокровие сосудов и стаз крови в капиллярах (рис. 103).
В некоторых кардиомиоцитах цитоплазма была разрежена, нежно-голубого цвета,
ядра отсутствовали (рис. 104).
При интоксикации Калипсо® через 6 часов расстройства кровообращения в
миокарде
имели
полнокровие
выраженный
сосудов, стаз
характер.
крови
в
Регистрировали
неравномерное
капиллярах, очаговые диапедезные
кровоизлияния, отек стромы и околоклеточного пространства отдельных
мышечных групп (рис. 105).
Через сутки после введения Калипсо® кроме гемодинамических расстройств
отмечали токсическое повреждение эндотелия артерий крупного калибра, которое
характеризовалось вакуолизацией и десквамацией эндотелиоцитов (рис. 106). В
паравазальном пространстве регистрировали отек и скопление эритроцитов. В
субэндокардиальных областях обнаруживали группы дистрофически измененных
мышечных волокон: кардиомиоциты с нежно-голубой цитоплазмой, клетки без
четких границ, ядра в них были просветленными, либо отсутствовали (рис. 107).
Через
3
суток
после
интоксикации
крыс
Конфидором
экстра®
дистрофические изменения в кардиомиоцитах носят разлитой характер. Через 7
суток наряду с дистрофическими изменениями в миокарде регистрировали
вакуолизацию эндотелиоцитов и кровенаполнение вен. На отдельных участках
отмечали волнообразную деформацию мышечных волокон миокарда как признак
возможного нарушения ритма сердца (рис. 108). Через 14 суток после введения
Калипсо® в миокарде сохранялось паретическое расширение сосудов. Сосуды
крупного и среднего калибра переполнены кровью.
168
Рисунок 103 – Отек межмышечной ткани, стазы крови в сосудах малого калибра
миокарда у крысы через 24 часа после острой интоксикации Конфидором экстра® в дозе
100 мг/кг массы. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×200.
Рисунок 104 – Дистрофия кардиомиоцитов у крысы через 24 часа после острой
интоксикации Конфидором экстра® в дозе 100 мг/кг массы. Окраска гематоксилином и
эозином. Ув.×630.
169
Рисунок 105 – Очаговые диапедезные кровоизлияния в миокарде у крысы через 6 часов
после интоксикации крыс Калипсо® в дозе 25 мг/кг массы. Окраска гематоксилином и
эозином. Ув.×200.
Рисунок 106 – Вакуолизация и десквамация эндотелиоцитов, паравазальный отек и
эритродиапедез межтканевого пространства в миокарде через 24 часа после интоксикации
крысы Калипсо® в дозе 25 мг/кг массы. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×400.
170
Рисунок 107 – Дистрофия кардиомиоцитов у крысы через 24 часа после острой
интоксикации Калипсо® в дозе 25 мг/кг массы. Окраска гематоксилином и эозином.
Ув.× 200.
Рисунок 108 – Участки волнообразной деформации мышечных волокон миокарда (как
признак возможного нарушения ритма сердца) и дистрофия кардиомиоцитов через 7 суток
после интоксикации крыс Калипсо® в дозе 25 мг/кг массы. Окраска гематоксилином и
эозином. Ув.×400.
171
Эндотелиоциты крупных сосудов вакуолизированы. В субэпикардиальном
пространстве отмечали обширные дистрофические и некротические участки:
набухание цитоплазмы и слабое окрашивание или полное отсутствие ядер
кардиомиоцитов, нечеткие границы между клетками, неоднородная окраска
мышечных волокон (рис. 109).
Через 14, 21 сутки и 1 месяц после острой интоксикации крыс Конфидором
экстра® группы дистрофически измененных мышечных волокон имели место:
поперечная исчерченность миокардиоцитов оставалась утраченной, цитоплазма
разрежена, нежно-голубого цвета, ядра во многих клетках отсутствуют. В
отдельных
препаратах
видны
изменения,
свойственные
некробиозу
кардиомиоцитов: отсутствие сарколеммы, сильное набухание и глыбчатость
цитоплазмы; лизис ядер. С увеличением периода наблюдений количество очагов
поврежденного миокарда возрастало, они появлялись в субэпикардиальном и
интрамуральном слоях сердечной мышцы (рис. 110, 111, 112).
Рисунок 109 – Расширение сосудов и десквамация эндотелия, дистрофия кардиомиоцитов
через 14 суток после интоксикации крысы Конфидором экстра® в дозе 100 мг/кг массы.
Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×200.
172
Рисунок 110 – Дистрофические изменения кардиомиоцитов через 21 сутки после
интоксикации крысы Конфидором экстра® в дозе 100 мг/кг массы. Окраска
гематоксилином и эозином. Ув.×400.
Рисунок 111 – Сладжи эритроцитов и расширение сосудов крупного и среднего калибра,
дистрофия миокарда у крысы через 14 суток после введения Калипсо® в дозе 25 мг/кг.
Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×100.
173
Рисунок 112 – Некроз и дистрофия кардиомиоцитов (кардиомиоциты набухшие, с
потерей ядер и поперечной исчерченности) у крысы через 14 суток после введения
Калипсо® в дозе 25 мг/кг. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×400.
Рисунок 113 – Отек межмышечной стромы, скопление мононуклеаров, дистрофия и
некробиоз кардиомиоцитов у крысы через 21 сутки после введения Калипсо® в дозе
25 мг/кг. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×400.
174
Рисунок 114 – Вакуолизация эндотелиоцитов, разрастание соединительной ткани вокруг
сосуда у крысы через 21 сутки после введения Калипсо® в дозе 25 мг/кг. Окраска
гематоксилином и эозином. Ув.×400.
Через 21 сутки после введения Калипсо® в дозе 25 мг/кг массы отмечали
отек межмышечной стромы и паравазальное разрастание молодой волокнистой
соединительной ткани (рис. 113, 114). Через 1 месяц – отек стромы и
дистрофические изменения в кардиомиоцитах сохранены. Параллельно с
явлениями склероза нарастает компенсаторная гипертрофия части мышечных
клеток и регенеративные процессы структурных элементов миокарда. В
некоторых компартментах миокарда отмечали ишемизированные участки с более
светлой окраской мышечной ткани.
Таким образом, проведенные гистологические исследования препаратов
сердца крыс, интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо® в дозе
1/5
ЛД50,
свидетельствуют
Гистологические
изменения
о
кардиотоксическом
миокарда
в
ранний
действии
период
пестицидов.
интоксикации
характеризуются нарушением микроциркуляции кровеносного русла: отеком
межмышечных пространств, паретическим расширением и гиперемией сосудов
175
среднего и крупного калибра. Вазотоксическое действие пестицидов проявляется
вакуолизацией и десквамацией эпителиоцитов сосудов. В более поздние сроки
постинтоксикационного периода отмечали ранние стадии ишемии сердечной
мышцы, а также волнообразную деформацию мышечных волокон миокарда как
признак возможного нарушения ритма сердца. Дистрофические и некротические
изменения кардиомиоцитов сохранялись через 30 суток, при этом более
выраженный характер нарушений отмечали при введении Калипсо®.
Сравнительная характеристика морфологических изменений в легких крыс,
интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо®. Через 6, 12 и 24 часа, а
также 3 суток после острой интоксикации крыс Конфидором экстра® в дозе
100 мг/кг гистологические изменения в легких характеризовались переполнением
венозных сосудов, очаговыми диапедезными экстравазатами, интерстициальным
и периваскулярным отеком, утолщением межальвеолярных перегородок. В
просвете отдельных альвеол и бронхов малого и среднего калибра содержался
транссудат.
Регистрировали
участки
с
утолщенной
межальвеолярной
перегородкой, состоящие из лимфогистиоцитарных инфильтратов (рис. 115).
Рисунок 115 – Стаз крови в сосудах, лимфогистиоцитарные инфильтраты, ®утолщение
межальвеолярных перегородок у крысы через 6 ч. после введения Конфидора экстра в дозе 100
мг/кг массы. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×200.
176
Часть альвеол находилась в спавшемся состоянии, возможно, вследствие
нарушения в системе сурфактанта. Структуры бронхиального дерева изменены в
меньшей степени, в просвете отдельных бронхиол определялась жидкость с
примесью слизи и слущенных клеток эпителия.
При введении Калипсо® в дозе 25 мг/кг уже через 12 часов в препаратах
легких обнаруживали крупные фокусы лимфогистиоцитарной инфильтрации
вокруг крупных сосудов и бронхов. В отдельных бронхах крупного калибра
наблюдали токсическое повреждение и десквамацию эпителиоцитов (рис. 116). В
утолщенных межальвеолярных перегородках и альвеолах отмечали скопление
альвеолярных макрофагов (рис. 117, 118). Через 3 и 7 суток после острой
интоксикации пестицидами
отмечали выраженную инфильтрацию клетками
лимфогистиоцитарного характера межальвеолярных перегородок и стенок
бронхиол.
Регистрировали
участки
с
разрушением
межальвеолярных
перегородок. В просветах альвеол отмечали скопление мононуклеарных клеток с
примесью эритроцитов и фибрина. Расстройство кровообращения проявлялось
расширением сосудов, стазами и кровоизлияниями в перегородки и просветы
альвеол. Через 14 суток после введения Конфидора экстра® гемодинамические
расстройства выражены в меньшей степени. Утолщение межальвеолярных
перегородок
за
счет
скопления
лимфогистиоцитарных
инфильтратов
регистрировали преимущественно вокруг бронхов среднего калибра и сосудов.
Более значительную инфильтрацию мононуклеарами отмечали при интоксикации
Калипсо® (рис. 119). Многие межальвеолярные перегородки были разрушены. В
сосудах отмечали стаз крови, а в бронхах слизь и слущенный эпителий.
Через 21 сутки и 1 месяц после введения Конфидора экстра ® и Калипсо® в
дозах по 1/5 ЛД50 в легких сохраняются. Утолщение межальвеолярных
перегородок и лимфогистиоцитарные инфильтраты свидетельствуют о развитии
воспалительной реакции в органе (рис. 120). Наличие гемо- и плазмостаза в
сосудах мелкого и среднего калибра указывает на имеющиеся гемодинамические
расстройства. Количество макрофагов в паренхиме легких увеличено по
сравнению с препаратами контрольных животных.
177
Рисунок 116 – Токсическое повреждение эндотелиоцитов бронха крупного калибра через
3 суток после введения крысе Конфидора экстра® в дозе 300 мг/кг массы. Окраска
гематоксилином и эозином. Ув.×200.
Рисунок 117 – Скопление альвеолярных макрофагов, лимфогистиоцитарная
инфильтрация и утолщение межальвеолярных перегородок легких через 12 часов после
острой интоксикации крысы Калипсо® в дозе 25 мг/кг массы. Окраска гематоксилином и
эозином. Ув.×200.
178
Рисунок 118 – Скопление макрофагов в альвеолах легких через 12 часов после острой
интоксикации крысы Калипсо® в дозе 25 мг/кг массы. Окраска гематоксилином и эозином.
Ув.×300.
Рисунок 119 – Перибронхиальная лимфогистиоцитарная инфильтрация, утолщение
межальвеолярных перегородок у крысы через 14 суток после введения Калипсо® в дозе 25
мг/кг массы. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×100.
179
Рисунок 120 – Утолщение межальвеолярных перегородок, инфильтрация
мононуклеарами в межальвеолярном пространстве у крысы через 1 месяц после введения
Конфидора экстра® в дозе 100 мг/кг массы. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×200.
Рисунок 121 – Разрастание соединительной ткани вокруг сосуда и бронха утолщение
межальвеолярных перегородок у крысы через 1 месяц после введения Конфидора экстра®
в дозе 100 мг/кг массы. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×200.
180
Рисунок 122 – Периваскулярная лимфогистиоцитарная инфильтрация и разрастание
волокнистой соединительной ткани в легких крысы через 1 месяц после введения
Калипсо® в дозе 25 мг/кг массы. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×200.
Появляются клетки фибробластического дифферона, активно продуцирующие
волокна соединительной ткани (рис. 121, 122).
Таким
образом,
динамика
морфологических
изменений
в
легких
свидетельствует о развитии гемодинамических и реологических изменений в
органе
во
все периоды
исследования. Появление лимфогистиоцитарных
инфильтратов вокруг крупных сосудов и в паренхиме органа характеризует
развитие воспалительной реакции на антигенное присутствие пестицида.
Развивающийся перибронхиальный и периваскулярный пневмосклероз является
следствием воспалительного и/или дистрофического процесса, ведущего к
нарушению эластичности и газообменной функции пораженных участков легких.
Сравнительная
характеристика
морфологических
изменений
в
надпочечниках крыс, интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо®. Через
6, 12 и 24 часа после перорального поступления Конфидора экстра® и Калипсо® в
дозах по 1/5 ЛД50 зональная дифференциация надпочечников сохранена. При
181
интоксикации Конфидором экстра® эндокриноциты клубочковой, пучковой и
сетчатой зон выраженных изменений не имеют, однако отмечали расширение и
переполнение кровью сосудов мозгового вещества (рис. 123). При интоксикации
Калипсо® регистрировали увеличение пучковой зоны. При этом большинство
эндокриноцитов пучковой зоны имели голубую цитоплазму, а клубочковой –
просветленную цитоплазму. В мозговом веществе надпочечников отмечали
расширение и переполнение кровью сосудов появление большого количества
базофильных клеток и атипичных клеток с голубой цитоплазмой (рис. 124). Через
3 суток после перорального поступления Конфидора экстра® и Калипсо®
гистологическая картина надпочечников имеет выраженные изменения по
сравнению с гистологическими препаратами животных контрольной группы. Во
всех зонах надпочечника отмечали расширение сосудов микроциркуляторного
русла. При интоксикации Калипсо® регистрировали плазмо- и гемостаз в сосудах
в корковом и мозговом веществах надпочечника (рис. 125). В клубочковой зоне
преобладали клетки с просветленной сетчатой цитоплазмой. В пучковой зоне
регистрировали безъядерные эндокриноциты и клетки с голубой цитоплазмой
(рис. 126).
Гистологическая картина надпочечников крыс через 7 и 14 суток после
острой интоксикации крыс Конфидором экстра® характеризуется расширением
клубочковой зоны, эндокриноциты которой имеют просветленную сетчатую
цитоплазму. Встречаются как безъядерные, так и двуядерные эндокриноциты.
Большинство эндокриноцитов пучковой зоны с просветленной цитоплазмой.
Клетки сетчатой зоны имеют как темные, так и светлые ядра. В сосудах сетчатой
зоны надпочечников регистрировали плазмостаз. Сосуды мозгового вещества
надпочечников
остаются
расширенными
и
кровенаполненными.
При
интоксикации Калипсо® в пучковой зоне и мозговом веществе органа отмечали
разрастание волокнистой соединительной ткани (рис. 127, 128, 129). Через 21
сутки после перорального поступления пестицидов регистрировали истончение
клубочковой зоны надпочечника, эндокриноциты которой имели просветленную
сетчатую цитоплазму и расширение пучковой зоны.
182
Рисунок 123 –Расширение и переполнение кровью сосудов мозгового вещества надпочечника
крысы через 24 часа после острой интоксикации Конфидором экстра® в дозе 100 мг/кг. Окраска
гематоксилином и эозином. Ув.×100.
Рисунок 124 – Мозговое вещество надпочечника крысы через 6 часов после перорального
введения Калипсо® в дозе 25 мг/кг массы. Атипичные эндокриноциты. Окраска
гематоксилином и эозином. Ув.×600.
183
Рисунок 125 – Плазмо- и гемостаз в сосудах пучковой зоны и мозговом веществе
надпочечника крысы через 3 суток после введения Калипсо® в дозе 25 мг/кг. Окраска
гематоксилином и эозином. Ув.×200.
Рисунок 126 – Просветление цитоплазмы клеток клубочковой зоны, эндокриноциты
пучковой зоны надпочечника с голубой цитоплазмой и вакуолизацией у крысы через 3
суток после введения Калипсо® в дозе 25 мг/кг. Окраска гематоксилином и эозином.
Ув.×400.
184
Рисунок 127 – Эндокриноциты с просветленной сетчатой цитоплазмой клубочковой и
пучковой зон надпочечника крысы через 3-е суток после введения Конфидора экстра® в дозе
100 мг/кг. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×400.
Рисунок 128 – Вакуолизация цитоплазмы клеток клубочковой и пучковой зон, разрастание
волокнистой соединительной ткани в пучковой зоне надпочечника крысы через 14 суток после
введения Калипсо® в дозе 25 мг/кг. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×400.
185
Рисунок 129 – Разрастание волокнистой соединительной ткани в мозговом веществе
надпочечника крысы через 14 суток после введения Калипсо® в дозе 25 мг/кг. Окраска
гематоксилином и эозином. Ув.×400.
Б
В
А
Рисунок 130 – Гиперемия сосудов (А), крупные атипичные клетки (Б), скопления
мононуклеаров (В) в мозговом веществе надпочечника крысы через 1 месяц после введения
Конфидора экстра® в дозе 100 мг/кг. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×400.
186
Через месяц после однократной острой интоксикации крыс Конфидором
экстра®
в
дозе
100
мг/кг
гистологическая
картина
надпочечников
характеризовалась гиперемией сосудов мозгового вещества. В мозговом веществе
надпочечников регистрировали скопление крупных атипичных клеток с крупным
ядром и несколькими мелкими ядрышками, или без них, вокруг которых отмечали
скопление мононуклеров (рис. 130). При интоксикации Калипсо® сосуды
мозгового вещества были расширенными и запустевшими. Эндокриноциты
клубочковой зоны и наружной части пучковой зоны имели просветленную
сетчатую цитоплазму.
Таким образом, характер морфологических изменений в надпочечниках при
острой интоксикации Конфидором экстра® отражает состояние повышенной
функциональной активности эндокриноцитов, что свидетельствует о стимуляции
адаптационных процессов организма, протекающих на фоне химического стресса.
Регистрируемые переполнение сосудов в мозговом веществе и плазмостаз в
сетчатой зоне надпочечника через месяц после интоксикации указывают на
гемодинамические
и
реологические
расстройства
в
организме
в
постинтоксикационном периоде. Обнаруженные атипичные клетки в мозговом
веществе надпочечников требуют специальной дифференциации.
Морфологические изменения в органах детоксикации крыс при
хронической
интоксикации
Конфидором
экстра®
и
Калипсо®.
При
патологоанатомическом вскрытии крыс, интоксицированных в течение трех
месяцев Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах по 1/10 и 1/100 ЛД50,
установлены дистрофические изменения паренхиматозных органов, степень
выраженности которых зависела от дозы и химического строения пестицидов.
Общим признаком хронической интоксикации неоникотиноидами у крыс было
расширение слепой кишки, кроме того, у крыс, длительно интоксицированных
Калипсо®, отмечали отложение жировой ткани на брыжейке (рис. 131, 132).
При хронической интоксикации крыс Калипсо ® в дозе 13 мг/кг массы
(1/10 ЛД50) через 3 месяца при осмотре органов брюшной полости отмечали
187
метеоризм тощей кишки, содержимое которой имело жидкую консистенцию
зеленовато-желтого цвета. Желудок не увеличен в объеме, слизистая оболочка
желудка в большинстве случаев складчатая, при этом складки расправляются с
трудом, язв и эрозий не отмечали. Печень светло-коричневого цвета, на разрезе
соскоб умеренный. Селезенка темно-вишневого цвета, не увеличена. Почки также
не увеличены, темно-бордового цвета, на разрезе граница коркового и мозгового
веществ была сглажена. У одного животного в левой почке была обнаружена
киста. Мочевой пузырь пустой без макроскопических изменений.
При осмотре органов грудной полости легкие обычной формы, бледнорозового цвета, иногда с точечными кровоизлияниями или очагами гнойной
пневмонии.
Сердце
в
большинстве
случаев
было
расширено,
миокард
неоднородного цвета, дрябловатый, кровоизлияний не отмечали. При осмотре
головного мозга отмечали кровенаполнение сосудов.
Рисунок 131 – Расширение слепой кишки при хронической интоксикации крыс
Конфидором экстра® в дозе 5,4 мг/кг через 3 месяца.
188
Рисунок 132 – Расширение слепой кишки, отложение жировой ткани на брыжейке при
хронической интоксикации крыс Калипсо® в дозе 1,3 мг/кг через 3 месяца.
При гистологическом исследовании органов крыс, интоксицированных
Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах по 1/100 ЛД50, через 3 месяца в печени
отмечали нарушение балочного строения органа, паретическое расширение
синусоидных капиляров, гидропическую и зернистую дистрофию гепатоцитов,
плазмостаз и вакуолизацию эндотелия вен. При интоксикации Калипсо® в
препаратах печени регистрировали гепатоциты в состоянии некроза и некробиоза,
синусоидные капилляры были значительно расширены (рис. 133, 134).
При анализе гистологических препаратов почек крыс, интоксицированных
Конфидором экстра® в дозе 1/100 ЛД50, через 3 месяца регистрировали отек и
гиперемию сосудистых клубочков, расширение сосудов и сладжи эритроцитов в
них, кровоизлияния в интерстициальной ткани. Некротические процессы
характеризовались отсутствием ядер в нефроцитах проксимальных канальцев.
Иногда регистрировали паравазальное скопление мононуклеарных клеток
(рис. 135).
189
Более выраженные изменения наблюдали в почках крыс, длительное время
интоксицированных Калипсо® в дозе 1/100 ЛД50. Через три месяца у животных
опытной группы отмечали обширные очаги инфильтрации мононуклеаров вокруг
почечной лоханки и крупных почечных сосудов. Кроме того, наблюдали
значительное расширение вен почек и разрастание волокнистой соединительной
ткани вокруг очагов лимфопролиферации (рис. 136). Эпителиоциты многих
проксимальных извитых канальцев находились в состоянии зернистой дистрофии.
При гистологическом исследовании надпочечников контрольной группы
животных отмечали сохранность соединительнотканной капсулы. Сосудистая
система
представлена
умеренно
полнокровными
капиллярами
в
коре,
переходящими в области глубокой части сетчатого слоя в систему венозных
синусов
мозгового
вещества.
Отчетливо
проявлялась зональность
коры.
Хромаффиноциты мозгового вещества с базофильной цитоплазмой, оптимальным
соотношением эу- и гетерохроматина (рис. 137). Гистологическая картина
надпочечников крыс, интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо®,
значительно отличалась от группы контроля.
Рисунок 133 – Гидропическая дистрофия, некроз гепатоцитов, плазмостаз и вакуолизация
эндотелиоцитов сосудов печени крысы при хроническом отравлении Конфидором экстра®
в дозе 1/100 ЛД50 через 3 месяца. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×300.
190
Рисунок 134 – Расширение синусоидов, некробиоз и некроз гепатоцитов у крыс при
хроническом отравлении Калипсо® в дозе 1/100 ЛД50 через 3 месяца. Окраска
гематоксилином и эозином. Ув.×600.
Рисунок 135 – Гиперемия и отек сосудистых клубочков, сладжи эритроцитов в сосудах
при хроническом отравлении Конфидором экстра® в дозе 1/100 ЛД50 через 3 месяца.
Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×200.
191
Рисунок 136 – Инфильтрация мононуклеаров и разрастание волокнистой соединительной
ткани вокруг почечной лоханки у крысы при хроническом отравлении Калипсо® в дозе
1/100 ЛД50 через 3 месяца. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×200.
В большинстве наблюдений при интоксикации пестицидами отмечали отек
и разволокнение соединительнотканной капсулы. В надпочечниках крыс,
длительно получавших Конфидор экстра®, отмечали расширение пучковой зоны и
истончение
клубочковой.
регистрировали
цитоплазмой.
В
клубочковой,
преимущественно
Эндокриноциты
со
темные
светлой
пучковой
и
сетчатой
эндокриноциты
цитоплазмой
с
зонах
плотной
(содержащие
глюкокортикоиды) локализовались в пучковой зоне, однако их количество было
меньше, чем в группе контроля. В клетках пучковой зоны наблюдали
гиперхромию ядер и кариопикноз, определяли безъядерные участки вследствие
очагового некроза. Заслуживают внимания расширение и гиперемия сосудов
мозгового вещества и сетчатой зоны коры надпочечников (рис. 138).
192
Рисунок 137 – Надпочечник крысы (контроль). Окраска гематоксилином и эозином.
Ув.×150.
Рисунок 138 – Истончение клубочковой и пучковой зон, гиперемия сосудов мозгового
вещества надпочечника у крысы при хроническом отравлении Конфидором экстра® в дозе
1/100 ЛД50 через 3 месяца. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×150.
193
Рисунок 139 – Расширение сосудов мозгового вещества и сетчатой зоны у крысы при
хроническом отравлении Калипсо® в дозе 1/100 ЛД50 через 3 месяца. Окраска
гематоксилином и эозином. Ув.×300.
Рисунок 140 – Признаки высокой активности эндокриноцитов клубочковой, пучковой и
сетчатой зон у крысы при хроническом отравлении Калипсо® в дозе 1/100 ЛД50 через 3
месяца. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×300.
194
При исследовании гистологических препаратов надпочечников крыс,
длительно получавших Калипсо®, регистрировали сглаженность границ между
зонами коркового вещества, а также резкое истончение клубочковой и
расширение пучковой зон на фоне расширения сосудов мозгового вещества и
сетчатой зоны (рис. 139). Признаки повышения функциональной активности
надпочечников в виде вакуолизации цитоплазмы клеток клубочковой, пучковой и
сетчатой зон указывают на реакцию активации (тревоги) в ответ на действие
химического раздражителя малой силы. В мозговом веществе отмечали высокую
степень эухроматизации ядер, что может также свидетельствовать о высокой
функциональной активности клеток (рис. 140).
В
гистологической
картине
левого
желудочка
крыс,
длительно
интоксицированных Конфидором экстра® в дозе 1/100 ЛД50, регистрировали
расстройства кровообращения – неравномерное полнокровие сосудов, стаз крови
в капиллярах, очаговые кровоизлияния, отек стромы и околоклеточного
пространства (рис. 141). В сосудах, преимущественно артериях мелкого калибра и
капиллярах, выявляли стаз крови, микротромбы и микрокровоизлияния с
разрывом
мелких
сосудов.
В
субэндокардиальном,
интрамуральном
и
субэпикардиальном слоях обнаруживали группы дистрофически измененных
кардиомиоцитов (рис. 142). Регистрировали участки волнообразного рисунка
мышечных волокон (рис. 143). Данные изменения свидетельствуют о развитии
ишемически-дистрофических процессов в миокарде. При гистологическом
исследовании препаратов левого желудочка крыс, интоксицированных Калипсо®
в дозе 1/100 ЛД50, отмечали венозное и капиллярное полнокровие, утолщение
кардиомиоцитов
с
неравномерным
увеличением
ядер,
волнообразную
деформацию и фрагментацию сердечных мышечных волокон, периваскулярный и
межмышечный отек (рис. 144, 145).
195
Рисунок 141 – Отек миокарда левого желудочка у крысы при хронической интоксикации
Конфидором экстра® в дозе 1/100 ЛД50 через 3 месяца. Окраска гематоксилином и
эозином. Ув.×300.
Рисунок 142 – Расширение сосуда, десквамация эндотелия, дистрофия кардиомиоцитов
левого желудочка при хронической интоксикации крыс Конфидором экстра® в дозе 1/100
ЛД50 через 3 месяца. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×300.
196
Рисунок 143 – Волнообразный характер расположения волокон миокарда, скопление
мононуклеаров, дистрофия кардиомиоцитов при хронической интоксикации крыс
Конфидором экстра® в дозе 1/100 ЛД50 через 3 месяца. Окраска гематоксилином и
эозином. Ув.×200.
Рисунок 144 – Гиперемия сосудов микроциркуляторного русла, отек интерстиция
подэпикардиальной зоны левого желудочка при хроническом отравлении крыс Калипсо®
в дозе 1/100 ЛД50 через 3 месяца. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×200.
197
Рисунок 145 – Отек интнрстиция миокарда, вакуолизация ядер кардиомиоцитов правого
желудочка при хроническом отравлении крыс Калипсо® в дозе 1/100 ЛД50 через 3 месяца.
Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×400.
При хронической интоксикации крыс Конфидором экстра® и Калипсо® в
дозах по 1/100 ЛД50 морфологическая картина в легких имела однотипный
характер изменений: утолщение межальвеолярных перегородок, скопление
мононуклеаров и альвеолярных макрофагов вокруг альвеол и сосудов. В просвете
бронхов отмечали скопление бронхиальной слизи и альвеолярных макрофагов
(рис. 146). При интоксикации крыс Калипсо® в дозе 1/100 ЛД50 наряду с
расширением
вакуолизацию
межальвеолярных
эндотелия
лимфопролиферацию
перегородок
сосудов
межальвеолярных
наблюдали
кровеносного
перегородок,
плазмостаз
русла,
а
и
выраженную
также
участки
разрастания рыхлой соединительной ткани вокруг крупных сосудов (рис.147,
148). Регистрировали единичные случаи развития очаговой гнойной пневмонии
(рис. 149).
198
Рисунок 146 – Утолщение межальвеолярных перегородок, скопление бронхиальной
слизи, мононуклеаров и альвеолярных макрофагов, стаз крови в сосудах у крысы при
хроническом отравлении Конфидором экстра® в дозе 1/100 ЛД50 через 3 месяца. Окраска
гематоксилином и эозином. Ув.×150.
Рисунок 147 – Утолщение межальвеолярных перегородок, скопление мононуклеаров и
альвеолярных макрофагов, плазмостаз и разрастание рыхлой соединительной ткани у
крысы при хроническом отравление Калипсо® в дозе 1/100 ЛД50 через 3 месяца. Окраска
гематоксилином и эозином. Ув.×150.
199
Рисунок 148 – Перибронхиальное скопление мононуклеаров и альвеолярных макрофагов у
крысы при хроническом отравлении Калипсо® в дозе 1/100 ЛД50 через 3 месяца. Окраска
гематоксилином и эозином. Ув.×150.
Рисунок 149 – Скопление нейтрофилов в просвете бронха, разрастание соединительной
ткани и лимфопролиферация в легких у крысы при хроническом отравлении Калипсо® в
дозе 1/100 ЛД50 через 3 месяца. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×150.
200
Таким образом, при хронической интоксикации крыс Конфидором экстра® и
Калипсо® в дозе 1/100 ЛД50 во внутренних органах развиваются изменения
воспалительного и дистрофического характера. Нарушения гемодинамики
органов характеризуются паретическим расширением и гиперемией сосудов,
паравазальным и межмышечным отеком миокарда. Дистрофические процессы
регистрировали во всех органах: печени, почках, миокарде. При интоксикации
Калипсо® чаще отмечали инфильтрацию мононуклеарами и разрастание рыхлой
соединительной ткани, особенно в почках и легких. Хроническая интоксикация
Калипсо® может осложняться гнойным воспалением легких.
2.2.3. Поиск средств патогенетической терапии при остром отравлении
неоникотиноидами
Поиск средств антидотной и патогенетической терапии при остром
отравлении Конфидором экстра® и Калипсо® проводили в тестах in vitro и in vivo
на половозрелых беспородных белых крысах обоего пола с массой тела 200-230 г,
а также на беспородных щенках 4-х месячного возраста. В эксперименте изучали
действие следующих лекарственных средств: зоокарба; 0,1%-ного раствора
атропина сульфата; 0,05%-ного раствора неостигмина; 0,1%-ного раствора
ксилазина
(рометара);
5%-ного
раствора унитиола;
0,05%-ного
раствора
диазепама (реланиума). Об эффективности испытуемых лекарственных средств
судили по показателю выживаемости, динамике симптомов интоксикации и
патоморфологической картине.
Изучение терапевтической эффективности зоокарба. Сорбционная
терапия является неотъемлемой частью лечения эндо- и экзотоксикозов животных
и человека. Способность сорбировать Конфидор экстра® и Калипсо® изучали в
тесте in vitro и in vivo на половозрелых белых беспородных крысах обоего пола
(n=36).
201
В 1-ой модели эксперимента использовали водные растворы пестицидов,
содержащие в 5 мл воды дистиллированной 60 мг Калипсо® (ЛД100=300 мг/кг для
крыс) и 1,0 Конфидора экстра® (ЛД100=1000 мг/кг для крыс). В приготовленные
растворы пестицидов вносили зоокарб в количестве 0,04 (доза терапевтическая
0,2 г/кг массы тела животного) и оставляли на 30 минут. По окончании сорбции
растворы пестицидов фильтровали через бумажный фильтр и с помощью зонда
внутрижелудочно
вводили
крысам опытных
групп. Контролем
служили
животные, которым внутрижелудочно вводили те же дозы пестицидов, но без
добавления зоокарба.
Во 2-ой модели эксперимента растворы пестицидов в тех же концентрациях
вводили крысам внутрижелудочно. Через 5 минут внутрижелудочно вводили
водную суспензию зоокарба в дозе 0,2 г/кг массы тела. Результаты оценивали по
показателю выживаемости животных в течение 14 суток. После гибели животных
проводили патологоанатомическое вскрытие.
Результаты исследований, представленные в таблице 33, свидетельствуют о
сорбционной
отношении
активности
испытуемых
и
терапевтической
пестицидов.
Следует
эффективности
отметить,
что
зоокарба
в
пестициды
достаточно быстро всасываются в кровь и поэтому эффективность сорбентов
наиболее выражена в токсигенную фазу отравления. При введении летальных доз
пестицидов гибель животных происходила в течение 3-6 часов. Введение
зоокарба в дозе 0,2 г/кг массы позволяло отсрочить гибель животных на
6-12 часов.
Таблица 33 – Терапевтическая эффективность зоокарба при
внутрижелудочном введении Конфидора экстра® и Калипсо®
в летальных дозах
Пестициды
Тест
Без зоокарба
In vitro
In vivo
Всего
10
10
10
Выживаемость
Конфидор экстра®,
Калипсо®,
ЛД100
ЛД100
гол
%
гол
%
0
0
0
0
6
60%
7
70%
2
20%
3
30%
202
При осмотре внутренних органов крыс, интоксицированных летальными
дозами пестицидов с введением зоокарба, отмечали острое расширение желудка и
слепой кишки. В просвете двенадцатиперстной кишки и начальном отделе тощей
содержимое
было
желто-коричневого
цвета
(выброс
желчи
в
просвет
двенадцатиперстной кишки). В паренхиматозных органах (печени и почках)
регистрировали застойную гиперемию.
Таким образом, зоокарб в дозе 0,2 г/кг массы обладает сорбционной
активностью в отношении имидаклоприда и тиаклоприда, оказывая слабый
терапевтический эффект, может быть рекомендован в комплексном лечении
отравлений животных Конфидором экстра® и Калипсо®.
Изучение
терапевтической
эффективности
атропина
сульфата.
Эксперимент по изучению терапевтической эффективности атропина сульфата
проводили на половозрелых беспородных белых крысах обоего пола. Животным
после внутрижелудочного введения пестицидов внутрибрюшинно вводили 0,1%ный раствор атропина сульфата в дозе 1 мг/кг массы тела. Об эффективности
судили по показателю выживаемости и динамике симптомов интоксикации.
После гибели животных проводили патологоанатомическое вскрытие.
Таблица 34 – Терапевтическая эффективность атропина сульфата при остром
отравлении крыс Конфидором экстра® и Калипсо®
Показатели/группы
Конфидор экстра®, n=6
Конфидор экстра®и
атропина сульфат, n=6
Калипсо®, n=6
Калипсо® и атропина
сульфат, n=6
Выживаемость, %
0
0
Динамика симптомов
интоксикации (t), час
8-16
5-7
0
0
8-16
6-7
Результаты исследований, представленные в таблице 34, свидетельствуют о
значительном
сокращении
периода
развития
клинических
симптомов
интоксикации пестицидами при внутрибрюшинном введении атропина сульфата
203
по сравнению с группой контроля. Клинические симптомы развивались быстрее,
чем при введении только пестицида, при этом отмечали резкое увеличение
живота и напряжение брюшной стенки, прогрессирующую атаксию, мышечный
тремор и клонико-тонические судороги. Гибель крыс происходила в течение 5-7
часов с момента введения пестицида. При патологоанатомическом исследовании
внутренних органов крыс отмечали резкое расширение желудка, застойную
гиперемию печени, почек, головного мозга.
Таким образом, внутрибрюшинное введение 0,1%-ного раствора атропина
сульфата в дозе 1 мг/кг массы не оказывает терапевтического эффекта при остром
отравлении Конфидором экстра® и Калипсо®, кроме того, значительно усугубляет
течение интоксикации.
Изучение
терапевтической
эффективности
неостигмина.
После
внутрижелудочного введения летальных доз Конфидора экстра® и Калипсо®
опытной группе крыс (n=12) внутрибрюшинно ввели 0,05%-ный раствор
неостигмина в дозе 5 мг/кг массы. Через 2-3 минуты после инъекции у крыс стал
быстро нарастать судорожный синдром. Через 20-30 минут тремор сменился
клонико-тоническими судорогами, в результате чего все животные погибли. При
осмотре трупов обратили внимание на кровянистые выделения из глазных щелей
(рис. 150).
При осмотре внутренних органов павших животных отмечали резкое
переполнение кровью предсердий, печени, почек, селезенки, сосудов головного
мозга. В почках, печени и селезенке регистрировали единичные кровоизлияния.
Размер желудка был меньше, чем у крыс, интоксицированных пестицидами без
лечения неостигмином, при этом желчь отмечали в среднем отделе тощей кишки,
что свидетельствует об усилении моторно-секреторной функции кишечника
(рис. 150).
204
Рисунок 150 – Кровянистые выделения из
глазных щелей крысы, интоксицированной
Калипсо® в дозе 300 мг/кг массы, после
внутрибрюшинного введения 0,05%-ного
раствора неостигмина в дозе 5 мг/кг массы.
Рисунок 151 – Переполнение кровью
предсердий, печени; содержание желчи в
среднем отделе тощей кишки крыс при
острой интоксикации Калипсо® в дозе
300 мг/кг массы и внутрибрюшинного
введения 0,05%-ного раствора неостигмина
в дозе 5 мг/кг массы.
Таким образом, результаты проведенного исследования по определению
терапевтической
эффективности
неостигмина
при
острой
интоксикации
Конфидором экстра® и Калипсо® указывают не только на отсутствие
эффективности ингибиторов ацетилхолинэстеразы при отравлении животных
неоникотиноидами, но и на усиление их токсического действия.
Изучение терапевтической эффективности Рометара® (ксилазина
гидрохлорида). Эксперимент проводили на белых беспородных крысах обоего
пола, которым после внутрижелудочного введения водных растворов Конфидора
экстра® и Калипсо® в летальной дозе внутрибрюшинно вводили Рометар ® в дозе
1 мг/кг массы тела (n=12).
Клиническая картина острого отравления пестицидами после введения
Рометара® характеризовалась развитием через 40-120 минут стадии глубокого
наркоза. При этом крысы лежали на боку, не реагировали на тактильные
раздражители, дыхание у них было глубоким и редким. Через 2-2,5 часа животные
начинали выходить из наркоза, при попытке к движению у них отмечали
205
нарушение координации и отсутствие реакции на звуковые раздражители. Через
3,5-4,0 часа крысы повторно впадали в глубокий наркоз, глаза оставались
открытыми,
«стеклянными»,
зрачковый
рефлекс
отсутствовал,
отмечали
периодически возникающий тремор. Гибель животных происходила через 5,5-7,2
часа. На вскрытии отмечали расширение желудка и слепой кишки, гиперемию
печени, почек и селезенки. Обращали внимание на скопление желчи в
подвздошной кишке.
Таким
образом,
введение
Рометара®
крысам,
интоксицированным
летальными дозами пестицидов, не оказывало терапевтического действия. Гибель
животных наступала на фоне угнетения дыхательного центра.
Определение
сравнительной
терапевтической
эффективности
унитиола, диазепама и их сочетанного действия. Опыты выполнены на белых
беспородных крысах и собаках. Для определения терапевтической эффективности
унитиола, диазепама и комбинации унитиола с диазепамом были сформированы
группы беспородных белых крыс по 20 голов в каждой. Пестициды вводили
крысам внутрижелудочно в летальных дозах по схеме, указанной в таблице 35.
Таблица 35 – Схема эксперимента по определению сравнительной
терапевтической эффективности унитиола, диазепама и их комбинации
1
2
3
4
5
6
7
8
Диазепам+
унитиол
Диазепам
Унитиол
Калипсо® в дозе 300 мг/кг
Без лечения
Диазепам+
унитиол
Диазепам
Унитиол
Без лечения
Группы
Конфидор экстра® в дозе 1000 мг/кг
+
+
+
+
+
+
+
+
206
Крысам 5% -ный раствор унитиола вводили внутрибрюшинно в дозе 0,025
г/кг массы однократно сразу после внутрижелудочного введения пестицидов.
Диазепам вводили в форме 5%-ного раствора внутрибрюшинно в дозе 0,5 мг/кг
массы. Наблюдение за клиническим статусом животных проводили в течение 14
дней после интоксикации, при этом учитывали процент выживаемости
экспериментальных животных. Результаты представлены в таблице 36.
Таблица 36 – Эффективность лечения при экспериментальном отравлении
крыс летальными дозами Конфидора экстра® и Калипсо®
Группы
Пестициды, n=20
Унитиол в дозе 0,025 г/кг массы,
однократно, n=20
Диазепам в дозе 0,5 мг/кг массы,
однократно, n=20
Унитиол в дозе 0,025 г/кг массы,
однократно+ Диазепам в дозе 0,5 мг/кг
массы, однократно, n=20
Конфидор экстра®,
1000 мг/кг
Пало
Выжило
19
1
16
4
Калипсо®,
300 мг/кг
Пало
Выжило
20
0
17
3
11
9
10
10
5
15
4
16
Результаты эксперимента свидетельствуют о повышении числа выживших
крыс в обеих группах после лечения. В группе крыс, подвергнутых острой
интоксикации Конфидором экстра®, выживаемость при введении унитиола
повысилась до 20%, при введении диазепама – до 45%, при их комбинации – до
75%. В группе крыс, подвергнутых острой интоксикации Калипсо ® без лечения,
погибли все животные. Введение унитиола способствовало выживаемости 15%
животных, при введении диазепама выживаемость возросла до 50%, при введении
комбинации унитиола и диазепама выжило 80% экспериментальных животных,
что указывает на потенцирование фармакологического эффекта унитиола.
Влияние унитиола, диазепама и их комбинации на биотрансформацию
имидаклоприда и тиаклоприда в организме крыс. Методом высокоэффективной
жидкостной хроматографии определяли остаточные количества пестицидов в
крови и печени экспериментальных животных через 4 часа после введения
207
токсических доз препаратов. Результаты исследования представлены в таблице
37.
Таблица 37 – Остаточные количества имидаклоприда и тиаклоприда в крови
и печени крыс при экспериментальном отравлении и одновременном
введении унитиола, диазепама и их комбинации, М±m
Группы
Пестициды, n=5
Конфидор экстра® в дозе
1000 мг/кг однократно
Кровь, мг/кг
Печень, мг/кг
20,5±1,6
26,0±0,8
Калипсо® в дозе
300 мг/кг, однократно
Кровь,
Печень,
мг/кг
мг/кг
41,5±1,6
136,5±3,3
Унитиол в дозе 0,025 г/кг
17,9±2,6*
28,8±1,0
28,5±0,7*
массы, однократно, n=5
Диазепам в дозе 0,5 мг/кг
13,57±1,24*
17,2±1,3
25,3±0,6*
массы, однократно, n=5
Унитиол в дозе 0,025 г/кг
5,8±0,7**
6,3**±1,1
12,4±0,7**
массы, однократно+
Диазепам в дозе 0,5 мг/кг
массы, однократно, n=5
Примечание: * – Р<0,05; ** – Р<0,01 по сравнению с группой без лечения.
Результаты
проведенных исследований
98,3±0,7*
76,4±2,4*
39,6±1,0**
свидетельствуют о снижении
остаточных количеств имидаклоприда и тиаклоприда в крови и печени крыс при
введении унитиола. Так, при внутрижелудочном введении крысам Конфидора
экстра® в летальной дозе и внутрибрюшинном введении унитиола в дозе
0,025 г/кг массы концентрация имидаклоприда в крови снижается на 13,1%
(Р=0,03), при том же пути введения диазепама в дозе 0,5 мг/кг массы – на 34%
(Р=0,02), а при внутрибрюшинном введении унитиола и диазепама – на 72%
(Р=0,001). Концентрация имидаклоприда в печени также была значительно ниже
при комбинированном введении унитиола с диазепамом (в 4 раза, Р=0,001). При
остром отравлении крыс Калипсо® количество токсического вещества в крови и
печени при введении унитиола с диазепамом в 3 раза меньше (Р=0,001), чем у
животных контрольной группы.
208
Влияние унитиола, диазепама и их комбинации на клинический статус
и содержание остаточных количеств имидаклоприда и тиаклоприда в крови
собак при остром отравлении Конфидором экстра® и Калипсо®. Беспородным
собакам 4-х-месячного возраста однократно перорально (с мясным фаршем)
вводили Конфидор экстра® и Калипсо® в дозе 30 мг/кг массы (доза токсическая,
но не летальная). Через 90 минут после введения токсических доз пестицидов
собакам 1-й опытной группы (n=6) на фоне проведения детоксикационных
мероприятий (перорально – зоокарб в дозе 0,2 г/кг массы, внутривенно – раствор
Рингера в дозе 20 мл/кг массы) дополнительно внутривенно вводили 5%-ный
раствор унитиола в дозе 0,025 г/кг массы. Собакам 2-й опытной группы (n=6)
дополнительно внутримышечно вводили 0,5%-ный раствор диазепама в дозе
0,5 мг/кг массы. Собакам 3-й опытной группы (n=6) дополнительно внутривенно
вводили 5%-ный раствор унитиола в дозе 0,025 г/кг массы и внутримышечно –
0,5%-ный раствор диазепама в дозе 0,5 мг/кг массы. Контролем служили
интоксицированные животные без лечения (n=6). Наблюдение за собаками вели в
течение 7 дней. Остаточные количества имидаклоприда и тиаклоприда
определяли методом высокоэффективной жидкостной хроматографии в крови
животных через 90 и 180 минут после интоксикации пестицидами и введения
лекарственных средств. Критерием эффективности лечения считали клинический
статус животных и концентрацию пестицида в крови. Симптомы острого
отравления, регистрируемые через 40,0±8,4 минут после введения пестицидов,
характеризовались периодическим тремором отдельных групп мышц грудных и
тазовых конечностей. Частота дыхательных движений и сердечных сокращений
не имела статистически достоверных различий с контролем.
После внутривенного введения раствора Рингера и 5%-ного раствора
унитиола в дозе 5 мг/кг у всех собак отмечали рвотный рефлекс и периодический
мелкий тремор конечностей. У собак, которым на фоне внутривенного введения
раствора Рингера, внутримышечно был введен 0,5%-ный раствор диазепама в дозе
0,5 мг/кг, мышечные сокращения были редкими, рвоту не наблюдали. У собак,
которым одновременно на фоне внутривенного введения раствора Рингера был
209
введен в вену 5%-ный раствор унитиола и внутримышечно 0,5%-ный раствор
диазепама, наблюдали рвотный рефлекс, но тремора не отмечали. Содержание
остаточных количеств имидаклоприда и тиаклоприда в крови экспериментальных
животных представлено в таблице 38.
Таблица 38 – Остаточные количества имидаклоприда и тиаклоприда в крови
собак при пероральном введении Конфидора экстра® и Калипсо®
последующим внутривенным введением унитиола, диазепама и их
комбинации, М±m
Группы
Пестициды, n=6
Конфидор экстра®, 30 мг/кг
однократно
Кровь через
Кровь через 180
90 мин. после мин после
введения
введения ЛС,
пестицида,
мг/кг
мг/кг
15,1±0,3
13,1±0,2
Калипсо®, 30 мг/кг,
однократно
Кровь через Кровь через 180
90 мин.
мин после
после
введения ЛС,
введения
мг/кг
пестицида,
мг/кг
20,1±0,9
23,8±3,4
Унитиол в дозе 0,025
12,2±0,5
7,6±0,3*
17,2±0,5
13,3±0,4*
г/кг массы однократно,
n=6
Диазепам в дозе 0,5
19,5±3,4
6,8±0,6*
15,7±0,9
10,5±0,5*
мг/кг массы однократно,
n=6
Унитиол в дозе 0,025
15,1±0,9
3,4±0,4**
18,2±1,4
3,7±0,9**
г/кг массы однократно+
Диазепам в дозе 0,5
мг/кг массы однократно,
n=6
Примечание: ЛС – лекарственное средство; Примечание: * – Р<0,05; ** – Р<0,01 по сравнению
с группой без лечения.
Наибольшее снижение концентрации имидаклоприда и тиаклоприда через
180 минут после введения пестицидов наблюдали в крови животных, которым
внутривенно одновременно вводили унитиол и диазепам (на 74,4% и 84,4%
соответственно по сравнению с животными, которые не получали лечения), что
существенным образом отражалось на клиническом статусе животных. Степень
выраженности клинических симптомов отравления снижалась при уменьшении
остаточных количеств пестицидов в крови.
210
Таким образом, результаты проведенных исследований свидетельствуют о
высокой эффективности сочетанного применения унитиола с диазепамом при
остром
отравлении
собак
имидаклоприд-
и
тиаклопридсодержащими
препаратами.
2.2.4. Токсикологическая оценка кормов, обработанных Конфидором экстра®
С целью определения степени влияния кормов, обработанных Конфидором
экстра®, на организм сельскохозяйственных животных в летний период 2010 года
на опытном поле СибНИИ с помощью ранцевого опрыскивателя Flox было
проведено однократное сплошное наземное опрыскивание пшеницы яровой
«Омская 36» раствором Конфидора Экстра® согласно норме расхода д.в. 0,05 кг/га
и рабочей жидкости – 200 л/га. Обработку пестицидом проводили в фазу
«цветение-начало молочной спелости». Почва, используемая для опытных
делянок – чернозем выщелоченный, среднемощный, по механическому составу –
тяжелосуглинистая с содержанием гумуса 5,5% и рН-6,0. Метеорологические
данные в период проведения эксперимента представлены в таблице 39.
Таблица 39 – Метеорологические условия в период вегетации 2010 года
Основные
показатели
Температура
воздуха, °С
Осадки, мм
Влажность
воздуха, %
Месяцы
1
16,4
июль
2
19,0
3
17,4
5,0
64,2
9,0
73,3
6,0
75,9
1
20,2
август
2
16,8
3
18,9
0,4
62,4
11,0
65,1
11,0
69,9
Первую партию пшеницы убрали через 20 суток после обработки культуры
(согласно сроку ожидания). Отбор второй партии культуры проводили через 40
дней после обработки.
Эксперимент
проводили
на
15
кроликах-самцах
породы
бабочка,
восьмимесячного возраста, разделенных на 3 группы: 1 группа – контрольные
211
животные, в рацион которых была включена пшеница с контрольной деляны, не
обработанной пестицидом. Животные 1-й и 2-й опытных групп получали
пшеницу, обработанную Конфидором Экстра® в фазу молочной спелости из
расчета 0,05 кг/га и собранную через 20 и 40 суток соответственно после
обработки опытных делянок. Экспериментальных животных содержали в
отдельных клетках по пять голов. Кормление кроликов осуществляли три раза в
день в течение двух месяцев. В течение периода наблюдения учитывали
клинический статус, прием воды и корма, поведение, температуру, пульс,
дыхание, динамику массы тела животных. Морфологические показатели крови
кроликов
включали
определение
количества
эритроцитов,
лейкоцитов,
гемоглобина.
По окончании эксперимента проводили послеубойный ветеринарносанитарный осмотр тушек и внутренних органов экспериментальных и
контрольных животных, анализ физико-химических показателей продуктов убоя.
Методом тонкослойной хроматографии определяли содержание остаточных
количеств пестицида в пробах пшеницы, мяса и внутренних органов кроликов.
Ветеринарно-санитарную оценку мяса кроликов проводили согласно Правилам
ветеринарного осмотра убойных животных, ветеринарно-санитарной экспертизы
мяса и мясных продуктов (1983); ГОСТ 27747-88 «Мясо кроликов. Технические
условия» (http://standartgost.ru); ГОСТ 20235.2-74 «Мясо кроликов. Методы
анализа» (http://vsegost.com/Catalog/17/17131.shtml) и ГОСТ 20235.0-74 «Мясо
кроликов. Методы отбора образцов. Органолептические методы определения
свежести» (http://vsegost.com/Catalog/36/36617.shtml).
Определение
остаточных
количеств
имидаклоприда
в
пшенице,
обработанной Конфидором экстра®, методом тонкослойной хроматографии.
С целью определения остаточных количеств имидаклоприда в пробах пшеницы,
обработанной Конфидором Экстра® (0,05 кг/га), в определяли в лаборатории
анализа кормов ФГБУ «Центр агрохимической службы «Омский» методом
тонкослойной хроматографии согласно Методическим указаниям по определению
212
микроколичеств пестицидов в пищевых продуктах, кормах и внешней среде
(2001).
Результаты
исследований
представлены
на
хроматограмме
и
свидетельствуют об отсутствии остаточных количеств имидаклоприда во всех
испытуемых образцах пшеницы (рис. 152).
Рисунок 152 – Хроматограмма проб пшеницы с контрольной деляны (№124), после
обработки Конфидором экстра® через 20 (№123) и 40 (№122) суток. СтК – стандарт
имидаклоприда, 1 мкг.
Следует отметить, что в опытных образцах пшеницы были отмечены пятна
с Rf=0,7 (№123) и Rf=0,6 (№122), указывающие на присутствие в пробах веществ,
возможно, метаболитов имидаклоприда. В пробе пшеницы с контрольной деляны
подобных пятен не регистрировали.
О накоплении имидаклоприда в организме кроликов при включении в
рацион кормов, обработанных Конфидором экстра®, судили по результатам
анализа крови на остатки пестицида через две недели после начала эксперимента.
Определение остаточных количеств имидаклоприда проводили по разработанной
нами методике (Т.В. Бойко, Л.К. Герунова, 2011). Результаты экспертизы,
представленные на хроматограмме (рис. 153), свидетельствуют о накоплении
имидаклоприда в крови кроликов 1-ой опытной группы, так как пятно опытного
213
образца
по
хроматографическим
характеристикам
соответствует
пятну
стандартного раствора Конфидора экстра®. Следует отметить, что через месяц
после начала эксперимента в крови этих животных остаточные количества
имидаклоприда не обнаруживали.
Кф
1
2
3
4
Рисунок 153 – Хроматограмма проб крови кроликов 2-й опытной группы (№1, 2),
контрольной группы (№3) и 1-й опытной группы (№4) через две недели скармливания
пшеницы, обработанной Конфидором экстра®. Кф – стандарт Конфидора экстра®, 5 мкг.
Влияние кормов, обработанных Конфидором Экстра®, на клинический
статус кроликов. При ежедневном наблюдении за поведением кроликов
опытных групп в течение экспериментального периода отклонений не
установлено. Животные в течение всего периода эксперимента были активны,
охотно поедали пшеницу и употребляли воду. Визуальных изменений в
функциональном состоянии желудочно-кишечного тракта у кроликов не
регистрировали. Количество дефекаций и консистенция фекалий у животных
опытных групп не отличались от контроля.
При исследовании функционального состоянии сердечно-сосудистой и
дыхательной систем отмечали незначительное повышение частоты дыхательных
движений и сердечных сокращений у кроликов опытных групп, при этом
температура тела у всех животных находилась в пределах физиологической
нормы (табл. 40).
214
Таблица 40 - Показатели числа дыханий, пульса и температуры тела у
кроликов, n=15; Ме (Р25,Р75)
Группа
Контрольная
Опыт 1
Рm-u
Опыт 2
Рm-u
Число дыханий в
минуту
58 (58;59)
59 (59;60)
0,347
63 (63; 64)
0,012
Частота пульса в
минуту
130 (129;131)
134 (133;136)
0,028
134 (133;135)
0,047
Температура тела, ˚
С
37,9 (37,9; 38,1)
38,1(37,9; 38,2)
0,530
38,2 (37,9; 38,4)
0,347
Для определения прироста массы тела периодически проводили взвешивание
экспериментальных животных. Динамика массы тела кроликов представлена на
рисунке 154. При анализе динамики прироста массы тела установлено, что в
течение всего периода наблюдений животные всех групп постепенно набирали
массу. Наименьший прирост отмечали у животных контрольной группы (29,8%).
Наибольший прирост массы по сравнению с фоновыми показателями наблюдали
у кроликов 2-й опытной группы (50%), получавших пшеницу, обработанную
Конфидором Экстра® и собранную через 40 суток после обработки опытной
деляны. У кроликов 1-й опытной группы прирост массы тела составил 40%.
Рисунок 154 – Динамика массы тела кроликов при скармливании пшеницы, обработанной
Конфидором экстра® с 20-ти – (опыт 1) и 40-ка-дневным сроком ожидания (опыт 2).
215
Таким образом, кормление кроликов в течение двух месяцев пшеницей,
обработанной в период вегетации Конфидором экстра®, стимулирует прирост
массы животных на 40-50%. Повышение частоты сердечных сокращений и
дыхательных
движений
свидетельствует
об
изменении
функционального
состояния сердечно-сосудитой и дыхательной систем.
Влияние
кормов,
обработанных
Конфидором
Экстра®
на
морфологические показатели крови кроликов. Исследование гематологических
показателей у кроликов проводили через два месяца после начала эксперимента,
результаты которых представлены в таблице 41.
При анализе гематологических показателей кроликов 2-й опытной группы, в
рацион которых была включена пшеница, обработанная в период вегетации
Конфидором экстра® и убранная через 40 дней, установлено повышение
количества гемоглобина на 30% (Рm-u=0,009), эритроцитов – на 31% (Рm-u=0,009) и
гематокрита – на 38% (Рm-u=0,009).
Напротив, в крови кроликов 1-й опытной группы, получавших пшеницу,
обработанную в период вегетации Конфидором экстра® и убранную через 20
суток, на фоне нормального количества эритроцитов наблюдали тенденцию к
снижению концентрации гемоглобина на 15% (Рm-u=0,077), а также статистически
значимое снижение среднего содержания гемоглобина в эритроците на 13,8%
(Рm-u=0,028), что указывает на легкую степень развития гипохромной анемии.
Наиболее выраженные изменения регистрировали в лейкоцитарном и
тромбоцитарном ростках кроветворения. Так, у кроликов 1-й опытной группы
отмечали повышение абсолютного количества нейтрофилов на 31% (Рm-u=0,028).
Количество лейкоцитов было повышено на 32% (Рm-u=0,094) по сравнению с
показателями контрольной группы животных. При анализе лейкограмм у
кроликов 1-й опытной группы отмечали нейтрофилию и базофилию на фоне
развития лимфопении, моноцитопении и эозинофилии. При этом статистически
значимым было изменение последнего показателя, который понижен в 3 раза по
сравнению с показателем контрольной группы кроликов (Рm-u=0,012).
216
Таблица 41 - Гематологические показатели кроликов, получавших пшеницу,
обработанную Конфидором Экстра®
Показатель
1
Группы
2
Контроль
Гемоглобин, г /л
Опыт 1
Опыт 2
Контроль
Эритроциты, ×1012/л
Опыт 1
Опыт 2
Контроль
Гематокрит, %
Опыт 1
Опыт 2
Контроль
Средний объем эритроцита, фл
Опыт 1
Опыт 2
Среднее содержание гемоглобина в Контроль
эритроците, пг
Опыт 1
Опыт 2
Контроль
Среднее содержание гемоглобина, г/л
Опыт 1
Опыт 2
Контроль
Анизоцитоз эритроцитов, %
Опыт 1
Опыт 2
9
Контроль
Тромбоциты, ×10 /л
Опыт 1
Опыт 2
Контроль
Тромбокрит, %
Опыт 1
Опыт 2
Порядковый номер животного
1
2
3
4
5
3
4
5
6
7
94
87
92
98
91
97
73
76
81
78
117
130
120
115
126
4,5
4,92
4,82
4,68
4,86
5,02
4,72
4,71
4,8
4,91
6,34
6,66
6,19
5,61
6,57
28,4
26,7
27,2
26,9
28,2
30,1
23,5
29,6
25,7
26,7
38,1
35,9
37,8
36,9
37,6
63,1
54,3
60,2
61,3
57,8
59,9
49,8
54,6
56,7
54,7
61,6
63,9
62,3
63,3
62,5
20,8
17,8
20,6
19,5
18,3
19,3
15,5
16,5
17,4
16,8
19,4
20,6
20,4
19,8
20,5
330
327
329
330
328
321
311
314
316
318
324
332
326
328
318
14,8
18,0
16,2
15,4
16,4
12,5
18,5
15,4
17,5
18,2
13,2
16,2
15,6
14,3
14,6
524
839
659
753
654
218
469
312
365
331
364
426
412
376
384
0,26
0,43
0,28
0,33
0,41
0,16
0,25
0,18
0,24
0,23
0,18
0,22
0,19
0,22
0,20
Ме (Р25,Р75)
Рm-u
8
92 (91,0;94,0)
78 (76,0;81,0)
120 (117,0; 126,0)
4,82 (4,68; 4,86)
4,8 (4,72; 4,91)
6,34 (6,19; 6,57)
27,2 (26,9; 28,2)
26,7 (25,7; 29,6)
37,6 (36,9; 37,8)
60,2 (57,8; 61,3)
54,7 (54,6; 56,7)
62,5 (62,3; 63,3)
19,5 (18,3; 20,6)
16,8 (16,5; 17,4)
20,4 (19,8; 20,5)
329,0 (328,0; 330)
316,0 (314,0; 318)
326,0 (324,0; 328,0)
16,2 (15,4; 16,4)
17,5 (15,4; 18,2)
14,6 (14,3;15,6)
659,0 (654,0; 753,0)
331,0 (312,0; 365,0)
384,0 (376,0; 412,0)
0,33 (0,28; 0,41)
0,23 (0,18; 0,24)
0,2 (0,19; 0,22)
9
0,077
0,009
0,601
0,009
0,675
0,009
0,047
0,028
0,675
0,012
0,250
0,529
0,117
0,009
0,009
0,009
0,008
217
1
Лейкоциты, ×109/л
Абс.кол-во нейтрофилов, ×109/л
Абс.кол-во лимфоцитов, ×109/л
Абс.кол-во моноцитов, ×109/л
Абс.кол-во эозинофилов, ×109/л
Нейтрофилы,%
Лимфоциты,%
Моноциты,%
Эозинофилы,%
Базофилы,%
2
Контроль
Опыт 1
Опыт 2
Контроль
Опыт 1
Опыт 2
Контроль
Опыт 1
Опыт 2
Контроль
Опыт 1
Опыт 2
Контроль
Опыт 1
Опыт 2
Контроль
Опыт 1
Опыт 2
Контроль
Опыт 1
Опыт 2
Контроль
Опыт 1
Опыт 2
Контроль
Опыт 1
Опыт 2
Контроль
Опыт 1
Опыт 2
3
8,3
9,1
10,1
6,4
7,0
7,2
1,0
1,3
1,5
0,8
0,7
1,1
0,1
0
0,2
77,3
76,5
71
11,8
14,3
15,3
9,1
7,9
11,6
1,6
0,5
1,0
0,2
0,8
1,1
4
5,6
6,8
5,5
4,3
5,9
3,0
0,5
0,4
1,4
0,8
0,5
0,9
0
0
0,1
76,4
86,6
55,1
9,3
5,9
25,8
13,5
7,2
16,4
0,5
0,2
0,9
0,3
0,1
1,8
5
5,8
7,8
7,4
4,6
6,7
3,9
0,6
0,6
2,0
0,6
0,5
1,2
0
0
0,2
78,8
85,0
49,8
10,2
6,8
26,7
10,2
7,4
19,4
0,7
0,2
1,9
0,1
0,6
2,2
6
6,2
8,2
5,8
5,1
6,3
3,8
0,5
1,1
1,3
0,5
0,6
0,6
0,1
0,1
0
79,5
79,1
64,7
9,8
12,5
22,6
9,6
7,6
11,2
0,9
0,4
0,4
0,2
0,4
1,1
7
7,4
9,2
6,6
5,8
6,9
3,6
0,7
0,8
1,5
0,8
0,6
1,1
0,1
0
0,2
77,6
83,0
51,8
11,4
9,7
26,3
9,8
6,8
18,7
1,1
0,3
1,5
0,1
0,2
1,7
Продолжение таблицы 41
8
9
6,2 (5,8; 7,4)
8,2 (7,8; 9,1)
0,094
6,6 (5,8; 7,4)
1,0
5,1 (4,6; 5,8)
6,7 (6,3; 6,9)
0,028
3,8 (3,6; 3,9)
0,117
0,6 (0,5; 0,7)
0,8 (0,6;1,1)
0,403
1,5 (1,4;1,5)
0,009
0,8 (0,6; 0,8)
0,6 (0,5; 0,6)
0,530
1,1 (0,9; 1,1)
0,06
0,1 (0,00; 0,1)
0,00 (0,00;0,00)
0,296
0,2 (0,1; 0,2)
0,143
77,6 (77,3; 78,8)
83,0 (79,1; 85,0)
0,117
55,1 (51,8; 64,7)
0,009
10,2 (9,8;11,4)
9,7 (6,8; 12,5)
0,754
25,8 (22,6; 26,3)
0,009
9,8 (9,6; 10,2)
7,4 (7,2; 7,6)
0,012
16,4 (11,6; 18,7)
0,036
0,9 (0,7; 1,1)
0,3 (0,2;0,4)
0,012
1,0 (0,9; 1,5)
0,675
0,2 (0,1;0,2)
0,4 (0,2; 0,6)
0,21
1,7 (1,1; 1,8)
0,012
218
При анализе показателей белого ростка кроветворения у кроликов 2-й
опытной группы на фоне нормального количества лейкоцитов отмечали
повышение относительного количества лимфоцитов в 2,5 раза и абсолютного – на
37,5% (Рm-u=0,06), а также относительного количества моноцитов – в 1,7 раза
(Рm-u=0,028) по сравнению с аналогичными показателями контрольной группы
животных. Заслуживает внимания повышение содержания базофилов в крови
животных 2-й опытной группы в 8,5 раза (Рm-u=0,012).
На развитие тромбоцитопатии у кроликов 1-й и 2-й опытных групп
указывают сниженные показатели количества тромбоцитов в 1,9 раза (Рm-u=0,009)
и 1,7 раза (Рm-u=0,009), а также тромбокрита – на 30% (Рm-u=0,009) и 39%
(Рm-u=0,008) соответственно. При этом увеличение среднего объема тромбоцитов
на 27% регистрировали только у кроликов 1-й опытной группы (Рm-u=0,008).
Таким
образом,
длительное
скармливание
кормов,
обработанных
Конфидором экстра® с 20-ти-дневным сроком ожидания, способствует угнетению
лейкоцитарного, эритроцитарного и тромбоцитарного ростков кроветворения.
Длительное включение кормов, обработанных Конфидором экстра® с 40-ка
дневным сроком ожидания, вызывает в организме кроликов относительный
лимфоцитоз и тромбоцитопению.
Влияние кормов, обработанных Конфидором Экстра®, на биохимические
показатели
сыворотки
крови
крови
кроликов.
кроликов
Результаты
представлены
биохимических
в
таблице
42.
исследований
При
анализе
биохимических показателей углеводного обмена в крови кроликов 1-й и 2-й
опытных групп отмечали тенденцию к повышению уровня глюкозы на 6%
(Рm-u=0,047) и 16% (Рm-u=0,143) соответственно. Статистически значимое
повышение содержания лактата на 30% (Рm-u=0,012) регистрировали у кроликов
2-й опытной группы.
При анализе показателей белкового обмена у кроликов 1-ой опытной
группы отмечали снижение общего белка на 4% (Рm-u=0,012), напротив, у
кроликов 2-й опытной группы регистрировали повышение показателя на 7,4%
219
(Рm-u=0,009) по сравнению с показателем контрольной группы животных. При
этом количество альбуминов и глобулинов достоверно снижено у кроликов 2-й
опытной группы на 14% и 8,9% соответственно. У кроликов 1-й опытной группы
на фоне нормального количества альбуминов отмечали достоверное повышение
количества альфа-2-глобулинов на 35,4% и снижение количества гаммаглобулинов почти в 2 раза по сравнению с показателями контрольной группы.
Достоверных изменений количества бета-глобулиновой фракции белков отмечено
не было. Коэффициент А/Г указывает на превалирование альбуминовой фракции
белков у кроликов контрольной и 1-й опытной групп, в то время как у кроликов 2й опытной группы регистрируемое снижение коэффициента А/Г свидетельствует
о превалировании глобулиновой фракции белков. При исследовании креатинина у
кроликов обеих опытных групп отмечали статистически значимое повышение
показателя на 40,1% (Рm-u=0,012) – у кроликов 1-й опытной группы и на 52,4%
(Рm-u=0,012) – у кроликов 2-й опытной группы.
Таблица 42 – Биохимические показатели сыворотки крови кроликов,
получавших пшеницу, обработанную Конфидором Экстра®
Показатель
Группы
1
1
Глюкоза,
ммоль/л
Общий белок,
г/л
Альбумин, %
Глобулин
альфа-1, %
2
3
Порядковый номер
животного
2
3
4
5
4
5
6
7
Ме (Р25,Р75)
Рm-u
8
9
Контроль
7,1
7,2
7,3
7,6
7,4
7,3 (7,2; 7,4)
Опыт 1
7,4
7,5
8,3
7,7
7,9
7,7(7,5; 7,9)
0,047
Опыт 2
8,9
7,8
7,0
9,0
8,5
8,5 (7,8; 8,9)
0,143
Контроль
51,6 51,4 52,5 51,2 51,8
51,5(51,3;52,1)
Опыт 1
45,8 49,4 51,2 49,5 46,7
49,4 (46,7; 49,5) 0,016
Опыт 2
54,4 54,7 55,3 56,2 55,4
55,3 (54,7;55,4)
Контроль
73,0 73,5 74,2 72,3 72,8
73,0 (72,8;73,5)
Опыт 1
74,4 72,1 77,2 76,2 75,3
75,3 (74,4;76,2)
0,143
Опыт 2
63,8 63,3 61,0 54,1 62,6
62,6 (61,0;63,3)
0,012
Контроль
1,4
1,4 (1,4; 1,5)
1,6
1,3
1,4
1,5
0,012
220
Продолжение таблицы 42
1
2
3
4
5
6
7
0,9
1,2
Глобулин
альфа-1, %
Опыт 1
1,1
1,2
0,8
Опыт 2
9,9
8,0
Глобулин
альфа-2, %
Контроль
4,9
Опыт 1
7,0
Опыт 2
14,3 5,8
Контроль
10,4 10,2 10,5 9,8
Глобулин
бета, %
Глобулин
гамма, %
Коэффициент
А/Г
Креатинин,
мкмоль/л
АЛТ, Ед/л
Лактат,
ммоль/л
8
9
1,1 (0,9; 1,2)
0,012
10,6 10,4 10,2
10,2 (9,9; 10,4)
0,012
4,7
4,8
4,9
4,8
4,8 (4,8; 4,9)
6,5
5,7
5,9
6,8
6,5 (5,9; 6,8)
0,019
15,8 6,9
7,9
7,9 (6,9; 14,3)
0,012
10,6
10,4(10,2; 10,5)
Опыт 1
12,3 13,1 10,0 12,7 12,4
12,4(12,3; 12,7)
0,177
Опыт 2
2,8
11,9 7,0
13,5 12,3
11,9(7,0;12,3)
0,676
Контроль
10,2 10,0 9,2
11,6 10,3
10,1 (9,6; 10,9)
Опыт 1
5,2
7,2
4,3
4,3
5,2 (4,3; 6,3)
0,012
Опыт 2
9,2
11,0 5,6
15,1 7,0
9,2(7,0;11,0)
0,601
Контроль
2,7
2,8
2,9
2,6
2,7
2,7 (2,7; 2,8)
Опыт 1
2,9
2,6
3,4
3,2
3,0
3,0 (2,9; 3,2)
0,143
Опыт 2
1,8
1,7
1,6
1,2
1,7
1,7 (1,6; 1,7)
0,012
Контроль
70,8 70,6 68,9 70,4 72,1
70,6 (70,4;70,8)
Опыт 1
106,6 87,5 100,0 98,9 103,0
100,0
(98,9;103,0)
0,012
Опыт 2
101,2 110,0 105,0 108,7 107,6
107,6
(105,0;108,7)
0,012
Контроль
89,9 76,8 84,9 79,2 73,8
79,2 (76,8; 84,9)
Опыт 1
75,5 96,6 86,0 80,8 89,6
86,0 (80,8; 89,6) 0,403
Опыт 2
84,1 96,2 80,0 68,9 79,7
80,0 (79,7; 84,1) 0,902
Контроль
10,3 10,2 8,8
Опыт 1
9,4
Опыт 2
12,0 11,9 12,1 12,0 12,0
6,7
6,3
9,2
8,8
9,2 (8,8; 10,2)
10,4 8,9
9,6
9,4 (8,9; 9,6)
0,916
12,01 (12,0;12,02) 0,012
Одним из показателей функционального состояния печени является
аланинаминотрансфераза, повышение активности которой связывают с гибелью
гепатоцитов. При анализе данного показателя у кроликов опытных групп
221
статистически значимых различий по сравнению с контролем не установлено,
однакоу кроликов 1-й опытной группы отмечали тенденцию к его повышению.
2.2.5. Ветеринарно-санитарная оценка продуктов убоя кроликов при
включении в рацион кормов, обработанных Конфидором экстра®
При осмотре кроликов, убитых по окончании эксперимента, было
отмечено, что кожа эластичная, тонкая, без повреждений и кровоизлияний.
Шерсть гладкая, блестящая, волос крепко удерживался в волосяных луковицах.
Слизистые оболочки полости рта имели бледно-розовый цвет. Кости, суставы и
связки без видимых повреждений. В грудной полости отмечали небольшое
количество жидкости соломенного цвета, положение органов было анатомически
правильное. Плевра гладкая, влажная, блестящая, бледно-розового цвета. Легкие
бледно-розового цвета. Бронхиальные и средостенные лимфоузлы не увеличены.
Сердце конусовидной формы, миокард упругий, темно-вишневого цвета. При
осмотре органов брюшной полости патологических изменений в органах не
регистрировали. В брюшной полости содержалась прозрачная жидкость,
положение органов анатомически правильное; брюшина гладкая, влажная,
блестящая, светло-красного цвета. Мышцы диафрагмы хорошо выражены, без
повреждений и патологических изменений. Желудок подковообразной формы, не
увеличен, желудочное содержимое тестоватой консистенции. Тонкий и толстый
отделы кишечника без патологических изменений. Брыжейка тонкая, гладкая,
прозрачная, серо-розового цвета. Брыжеечные лимфатические узлы были
плотные, серого цвета. Печень не увеличена, темно-коричневого цвета, плотной
консистенции, капсула не напряжена. На разрезе соскоб умеренный. Желчный
пузырь наполнен желчью желтовато-зеленого цвета. Поджелудочная железа без
видимых изменений, бледно-розового цвета. Селезенка не увеличена, удлиненной
формы, капсула тонкая, гладкая, блестящая, цвет с поверхности и на разрезе –
темно-вишневый, отсутствуют очаги уплотнения или размягчения. Почки
бобовидной формы, гладкие однососочковые, не увеличены в размере, плотной
222
консистенции, темно-красного цвета. Рисунок четкий, граница коркового и
мозгового веществ выражена. Мочевой пузырь умеренно наполнен светложелтого цвета мочой, не растянут.
У кроликов 1-й опытной группы в печени отмечали небольшого размера
очаги светло-серого цвета, а также единичные точечные кровоизлияния в почках.
При гистологическом исследовании препаратов печени и почек регистрировали
признаки зернистой с участками жировой дистрофии печени и зернистую
дистрофию почек. Сердце обычной формы, не увеличено, миокард дрябловатый,
коричневого цвета. Легкие не спавшиеся, бледно-розового цвета с точечными
кровоизлияниями.
При осмотре тушек кроликов контрольной группы регистрировали
правильное телосложение, удовлетворительное развитие мышц, спина была
широкая и прямая, круп – округлой формы, бедра подтянуты и плосковаты,
остистые отростки спинных позвонков слегка выступали, а жировые отложения
на холке и в паховой области отсутствовали. У кроликов 1-й и 2-й опытных групп
мышцы тушек были хорошо развиты, бедра округлены, остистые отростки
спинных позвонков не выступали, отмечали отложения жира на холке, в паховой
области, при этом почки также были покрыты жиром (рис. 155).
Рисунок 155 – Отложение внутреннего жира у кролика, потреблявшего в течение 2-х
месяцев пшеницу, обработанную Конфидором экстра® со сроком ожидания 40 дней.
223
Таким образом, состояние упитанности у кроликов контрольной группы
соответствует второй категории, а у кроликов опытных групп – первой категории
по ГОСТ 27747-88 «Мясо кроликов. Технические условия».
При определении остаточных количеств имидаклоприда в мясе, печени,
почках и сердце методом высокоэффективной жидкостной хроматографией
получен отрицательный результат.
Ветеринарно-санитарную экспертизу мяса кроликов проводили через
24 часа согласно ГОСТ 20235.0-74 «Мясо кроликов. Методы отбора образцов.
Органолептические методы определения свежести», 27747-88 «Мясо кроликов.
Технические условия». Мясо хранили в холодильнике при температуре от 0 до
+4°С и влажности 85-90%.
Результаты исследования выхода продуктов убоя, представленные в
таблице 43, свидетельствуют о тенденции к повышению процента убойного
выхода мяса на 54% в 1-й и 66,7% во 2-й опытных группах по сравнению с
показателем контрольной группы. У животных 1-й и 2-й опытных групп
регистрировали достоверное увеличение массы печени на 13,8% и 14,8%
соответственно, а также почек на 29,5% – в 1-й и 33,6% – во 2-й опытных группах.
Масса сердца и легких не имела достоверных различий по сравнению с
показателями контрольной группы кроликов.
По органолептическим показателям мясо кроликов всех групп было хорошо
обескровлено, поверхность тушек имела корочку подсыхания бледно-розового
цвета, серозная оболочка брюшной полости была влажная и блестящая.
Покровная и внутренняя жировая ткань имела желтовато-белый цвет. Мышцы
плотные, упругие (при надавливании пальцем образующаяся ямка быстро
выравнивалась), на разрезе слегка влажные, не оставляли влажного пятна на
фильтровальной
бумаге,
бледно-розового
цвета.
Запах
специфический,
свойственный свежему мясу кроликов. При проведении пробы варкой получили
прозрачный и ароматный бульон.
224
Таблица 43– Выход продуктов убоя кроликов при кормлении в течение
двух месяцев пшеницей, обработанной Конфидором экстра®
Показатель
Группы
Порядковый номер животного
Живая
масса, г
К
1980,0
2055,0
2330,0
1720,0
2150,0 2055,0 (1980,0;2150,0)
О1
2210,0
2120,0
2180,0
2270,0
2340,0 2210 (2180,0; 2270,0) 0,143
О2
2160,0
2250,0
2300,0
2340,0
2122,0 2250,0(2160,0; 2300,0) 0,143
К
855,0
960,0
1130,0
865,0
1810,0 960,0 (865,0; 1130,0)
%
43
47
48
50
О1
1510,0
1790,0
1630,0
1661,6
%
68
84
74
73
О2
1456,9
1655,1
1899,3
1879,3
%
67
73
82
80
80
80 (73;80)
К
3,5
5,9
8,3
3,72
6,2
5,94 (3,72; 6,15)
%
0,2
0,3
0,4
0,2
0,3
0,3 (0,2;0,3)
О1
6,3
6,1
6,4
7,0
8,0
6,36 (6,29; 7,04)
0,175
%
0,3
0,3
0,3
0,3
0,3
0,3 (0,3;0,3)
0,71
О2
6,1
6,5
7,1
8,0
6,2
6,53 (6,15; 7,13)
0,175
%
0,3
0,3
0,3
0,3
0,3
0,3 (0,3;0,3)
К
6,0
8,1
7,3
5,9
11,2
7,34 (6,01; 8,12)
%
0,3
0,4
0,3
0,3
0,5
0,3 (0,3;04)
О1
9,3
10,9
9,9
10,4
11,2
10,44 (9,9;11,9)
0,076
%
0,4
0,5
0,5
0,5
0,5
0,5 (0,5;0,5)
0,111
О2
9,1
10,1
10,4
11,0
8,9
10,1 (9,1;10,4)
0,117
%
0,4
0,5
0,5
0,5
0,4
0,4 (0,4;0,5)
0,075
К
57,6
62,5
66,4
48,4
64,5
62,5(57,7;64,5)
%
2,9
3,0
2,9
2,8
3,0
2,9 (2,9;3,0)
О1
71,2
62,7
69,5
71,5
75,8
71,2 (69,5;71,5)
0,028
%
3,2
3,0
3,2
3,2
3,2
3,2 (3,2;3,2)
0,021
О2
69,1
75,2
71,8
74,7
67,9
71,8 (69,1;74,7)
0,009
%
3,2
3,3
3,1
3,2
3,2
3,2(3,2;3,2)
0,012
Масса
печени, г
5
7
9
2
Масса
легких, г
4
6
8
1
Масса
сердца, г
3
5
Рm-u
1
3
Масса
тушки, г
2
4
Ме (Р25,Р75)
84
48 (47; 50)
2019,8 1661,6 (1630,0; 1790) 0,076
86
74 (73;84)
0,075
1689,7 1689,7(1655,1; 1879,3) 0,047
0,143
225
Продолжение таблицы 43
1
2
3
4
5
6
7
Масса
почек, г
К
8,6
8,8
10,1
7,8
9,1
8,8 (8,6;9,1)
%
0,4
0,4
0,4
0,5
0,4
0,4 (0,4;0,4)
О1
12,3
8,9
11,3
10,9
12,6
11,3 (10,8;12,3)
0,028
%
0,6
0,4
0,5
0,5
0,5
0,5 (0,5;0,5)
0,177
О2
11,0
11,7
12,4
13,1
10,8
11,7(11,0;12,4)
0,014
%
0,5
0,5
0,5
0,6
0,5
0,5 (0,5;0,5)
0,177
8
9
Концентрация водородных ионов в вытяжках из мышечной ткани опытных
кроликов составляла 5,67±0,01, контрольных – 5,89±0,03, что свидетельствует о
доброкачественности мяса.
Продукты первичного распада белков в бульоне по реакции с сернокислой
медью
отсутствовали.
Во
всех
группах
отмечали
высокую
активность
пероксидазы мышечной ткани. При исследовании мазков-отпечатков мяса в поле
зрения микроскопа были видны единичные кокки и палочковидные бактерии, что
характерно для свежего мяса.
Таким образом, включение в рацион кроликов пшеницы, обработанной
Конфидором Экстра® с соблюдением рекомендуемых норм расхода пестицида и
убранной через 20 и 40 дней после обработки опытных делянок, приводит к
повышению массы тела кроликов за счет отложения внутреннего жира.
Несмотря на то, что мясо кроликов по органолептическим, биохимическим
и
бактериологическим
показателям
являлось
свежим
и
соответствовало
показателям клинически здоровых животных, увеличение относительной массы
печени, почек, а также накопление жира у кроликов опытных групп указывают на
нарушение обменных процессов в организме, что свидетельствует об отдаленном
нежелательном действии пестицида.
226
2.2.6. Влияние дезинсекции имидаклопридсодержащим препаратом на
клинический статус и биохимические показатели сыворотки крови свиней
Для определения влияния Квик Байта® (имидаклоприд, 10%; ВГ),
используемого для дезинсекции животноводческих помещений на организм
свиней проводили обработку одного из цехов для содержания хряков (опытная
группа) согласно инструкции по применению препарата. Для этого готовили
рабочую суспензию (250 г гранул на 2 литра воды из расчета на 100 м2
поверхностей помещения) и обрабатывали путем выборочного опрыскивания не
менее 30% помещения по площади пола. Обработку помещений проводили в
присутствии животных, избегая попадания суспензии на кожу и кормушки.
Контролем служили животные того же возраста из цеха, в котором дезинсекция
не
проводилась.
Критериями
оценки
являлись
клинический
статус,
морфологические и биохимические показатели крови через 5 суток после
обработки помещений. В этот же срок определяли остаточные количества
имидаклоприда
в
крови
методом
высокоэффективной
жидкостной
хроматографии.
За период наблюдений изменений в поведении свиней не обнаружено.
Свиньи обеих групп были активными, потребляли корма и воду. Результаты
морфологических исследований крови представлены в таблице 44.
Таблица 44 – Морфологические показатели крови свиней через 5 суток после
обработки помещений Квик Байтом®
Ме (Р25, Р75)
Рm-u
Ме (Р45, Р75)
Рm-u
Показатели
Контроль (n=5)
Опыт (n=5)
1
2
3
Лейкоциты, ×109/л
12,9 (10,7; 16,0)
Абсолютное кол-во нейтрофилов,× 109/л
6,8 (6,3; 7,9)
14,8 (14,4; 15,7)
0,5
8,8 (7,9; 9,1)
0,34
227
Продолжение таблицы 44
1
Ме (Р45, Р75)
Рm-u
2
Абсолютное кол-во лимфоцитов, × 109/л
5,4 (5,3;6,3)
3
4,8 (4,2; 5,8)
0,5
Абсолютное кол-во моноцитов, × 109/л
Ме (Р45, Р75)
0,9 (0,5; 1,0)
Рm-u
1,2 (1,0; 1,3)
0,1
Абсолютное кол-во эозинофилов, × 109/л
Ме (Р45, Р75)
0,4 (0,2; 0,6)
Рm-u
0,2 (0,1; 0,3)
0,2
Абсолютное количество базофилов, × 109/л
Ме (Р45, Р75)
0 (0;0)
Рm-u
0 (0;0)
1,0
Нейтрофилы, %
Ме (Р45, Р75)
49,4 (48,7; 60,9)
Рm-u
55,6 (52,9; 55,8)
0,7
Лимфоциты, %
Ме (Р45, Р75)
39,2 (35,3; 41,1)
Рm-u
36,9 (33,1; 38,1)
0,1
Моноциты, %
Ме (Р45, Р75)
7,2 (2,6; 7,5)
Рm-u
7,9 (7,1; 9,1)
0,07
Эозинофилы, %
Ме (Р45, Р75)
2,9 (1,5; 3,8)
Рm-u
1,3 (0,7; 1,4)
0,2
Базофилы, %
Ме (Р45, Р75)
0,2 (0,1; 0,2)
Рm-u
0,3 (0,3; 0,5)*
0,04
Эритроциты,× 1012/л
Ме (Р45, Р75)
Рm-u
6,8 (6,0; 6,8)
7,2 (6,9; 7,3)
0,1
228
Продолжение таблицы 44
1
2
3
Гемоглобин, г/л
Ме (Р45, Р75)
129,0 (124,0; 138,0)
136,0 (129,0; 143,0)
Рm-u
0,7
Гематокрит, %
Ме (Р45, Р75)
41,7 (39,6; 44,1)
43,2 (41,1; 46,6)
Рm-u
0,7
Средний объем эритроцита, фл
Ме (Р45, Р75)
65,6 (64,4; 65,6)
63,4 (62,2; 64,2)
Рm-u
0,3
Среднее содержание гемоглобина в эритроците, пг
Ме (Р45, Р75)
20,3 (20,1; 20,5)
19,6 (19,6; 19,8)
Рm-u
0,3
Средняя концентрация гемоглобина в эритроците, г/л
Ме (Р45, Р75)
312,0 (309,0; 313,0)
314,0 (309,0; 314,0)
Рm-u
1,0
Ширина распределения эритроцитов по объему, %
Ме (Р45, Р75)
17,4 (16,9; 17,9)
16,8 (16,4; 18,1)
Рm-u
0,7
Тромбоциты, ×109/л
Ме (Р45, Р75)
207,0 (201,0; 220,0)
212,0 (208,0; 352,0)
Рm-u
0,2
Средний объем тромбоцита, фл
Ме (Р45, Р75)
10,4 (9,6; 10,6)
8,9 (8,1; 8,9)
Рm-u
0,1
Тромбокрит, %
Ме (Р45, Р75)
0,2 (0,2; 0,2)
0,2 (0,2;0,3)
Рm-u
0,2
Ширина распределения тромбоцитов по объему, %
Ме (Р45, Р75)
16,0 (14,6; 16,2)
Рm-u
15,0 (14,2; 16,1)
0,7
Скорость оседания эритроцитов (СОЭ), мм/ч
Ме (Р45, Р75)
Рm-u
13,0 (6,0; 16,0)
9,0 (8,0; 20,0)
0,4
229
Морфологические
показатели
крови
свиней
через
5
суток
после
инсектицидной обработки помещений Квик Байтом® согласно норме расхода
препарата, свидетельствуют об отсутствии выраженного токсического влияния
пестицида на организм животных. Наблюдаемая тенденция к повышению
количества лейкоцитов, нейтрофилов и моноцитов на фоне снижения количества
эозинофилов и лимфоцитов у свиней опытной группы характеризует стадию
активации
системы
адаптации
организма
и
является
компенсаторно-
приспособительной реакцией. Достоверное повышение количества базофилов на
50% (Р=0,004) по сравнению с показателем контрольной группы может
свидетельствовать о развитии воспалительной реакции в организме в ответ на
присутствие токсического вещества.
Результаты биохимических показателей сыворотки крови свиней опытной
группы, представленные в таблице 45, подтверждают низкую опасность
инсектицидной
обработки
помещений
Квик
Байтом®,
применяемым
в
соответствии с рекомендуемой нормой расхода препарата, так как большинство
биохимических показателей не имеет статистически значимых отличий от
показателей контрольной группы.
Таблица 45 – Биохимические показатели сыворотки крови свиней после
обработки помещений Квик Байтом® (имидаклоприд, 10 г/л)
Ме (Р45, Р75)
Рm-u
Ме (Р45, Р75)
Рm-u
Ме (Р45, Р75)
Рm-u
Показатели
Контроль (n=5)
Опыт (n=5)
1
2
3
Общий белок, г/л
79,7 (79,4; 85,7)
Глобулины , г/л
40,8 (39,7; 50,3)
Альбумины, г/л
38,6 (35,4; 39,2)
78,7 (75,7; 84,2)
0,3
38,6 (38,2; 41,1)
0,1
40,5 (39,4; 42,3)
0,04
230
Продолжение таблицы 45
1
2
3
Глюкоза, ммоль/л
Ме (Р45, Р75)
4,8 (4,0; 5,2)
2,9 (2,7; 3,0)
Рm-u
0,04
Лактат, ммоль/л
Ме (Р45, Р75)
3,0 (3,0; 3,6)
3,3 (3,1; 3,3)
Рm-u
0,8
Мочевина, моль/л
Ме (Р45, Р75)
3,8 (3,4; 4,6)
4,1 (3,5; 4,2)
Рm-u
0,9
Креатинин, мкмоль/л
Ме (Р45, Р75)
152,0 (143,0; 164,3)
143,0 (133,4; 153,1)
Рm-u
0,1
Гамма-глутамилтрансфераза (ГГТ), МЕ/л
Ме (Р45, Р75)
52,3 (48,7; 53,3)
48,4 (46,1; 65,3)
Р
0,9
Щелочная фосфатаза, МЕ/л
Ме (Р45, Р75)
159,9 (101,5; 188,4)
171,9 (158,5; 178,5)
Рm-u
0,7
Однако стимуляция синтетических процессов в печени сопровождается
повышением
количества
альбуминов
на
4%
(Рm-u=0,04),
что
отражает
напряженность адаптационных процессов. При этом снижение концентрации
глюкозы на 40% (Рm-u=0,04) у свиней опытной группы на фоне незначительного
повышения уровня лактата свидетельствует об усилении процессов гликолиза,
направленных на образование энергии и активизацию детоксикационных
процессов.
Таким образом, однократная инсектицидная обработка помещений Квик
Байтом® в соответствии с нормой расхода препарата в присутствии животных
вызывает в организме свиней метаболические изменения адаптационнокомпенсаторного характера. Несмотря на отсутствие остатков имидаклоприда в
231
крови животных, регистрируемая у них базофилия, может быть следствием
активизации детоксикацикационных процессов.
2.2.7. Испытание детоксицирующих свойств озон/NО-содержащей газовой
смеси в сочетании с низкочастотным ультразвуком при обработке воды,
содержащей остатки Конфидора экстра® и Калипсо®
Разработка способов разрушения токсических веществ в кормах и воде
является важной задачей профилактической токсикологии.
Эксперименты по определению детоксицирующей способности озон/NOтехнологий
проводили
совместно
со
специалистами
Омского
Научно-
производственного предприятия «Метромед» (генеральный директор – кандидат
технических наук, академик АМТН РФ, заслуженный изобретатель РФ
В.В.
Педдер).
Опыты
проводили
на
моделях
in
vitro
и
in
vivo.
Экспериментальными животными являлись нелинейные белые крысы-самцы и
петушки породы белый леггорн.
Изучение влияния озон/NO-технологий на стандартные растворы
Конфидора экстра® и Калипсо® в опыте in vitro. Для постановки эксперимента
использовали растворы, приготовленные из препаративных форм Конфидора
экстра® и Калипсо® в концентрации 1 мкг/мл (по д.в.), помещенные в пробирки
объемом 20 мл.
В первой серии опыта стандартные растворы пестицидов в течение 40
минут подвергали барбатированию озон/NO-содержащей газовой смесью с
использованием аппарата для газовой озон/NO-терапии «Озотрон» (рис.156, ООО
«НПП «Метромед», Россия). Во второй серии опыта стандартные растворы
Конфидора экстра® и Калипсо® подвергали озвучиванию низкочастотным
ультразвуком,
генерируемым
аппаратом
ультразвуковым
хирургическим
«Кавитон» (ООО «НПП «Метромед», Россия). В третьей серии опыта
стандартные растворы пестицидов подвергали совместному воздействию физико-
232
химических факторов (барбатирование озон/NO-содержащей газовой смесью и
озвучивание
низкочастотным
ультразвуком).
В
четвертой
серии
опыта
стандартные растворы пестицидов без воздействия физико-химических факторов
служили контролем. При воздействии на стандартные растворы пестицидов
физическими
и
физико-химическими
факторами
соблюдали
следующие
параметры:
- частота ультразвуковых колебаний – 26,5 кГц;
- амплитуда ультразвуковых колебаний – 60-80 мкм;
- экспозиция ультразвуковых колебаний – 40 минут;
- концентрация озона в озон/NO-содержащей газовой смеси не менее 1,0-1,5 мг/л;
- режим воздействия физическими и физико-химическими факторами –
непрерывный.
Рисунок 156 – Озонирование стандартного раствора Конфидора экстра® с применением
аппарата для газовой озон/NO-терапии «Озотрон».
Результаты экспериментальных исследований, представленные на рисунке
157,
свидетельствуют
о
снижении
концентрации
имидаклоприда
после
воздействия озон/NO-содержащей газовой смеси на 10%, тиаклоприда – на 40%
(Р<0,05).
233
Рисунок 157 – Содержание имидаклоприда и тиаклоприда в стандартных растворах Конфидора
экстра® и Калипсо®после воздействия озон/NO-содержащей газовой смеси, низкочастотного
ультразвука и сочетания физических и физико-химических факторов.
Озвучивание низкочастотным ультразвуком практически не изменяло
концентрации
исходных
растворов.
Резкое
снижение
концентрации
имидаклоприда на 70% и тиаклоприда на 50% наблюдали при сочетанном
воздействии физических и физико-химических факторов, что указывает на
развитие аддитивного эффекта.
Таким образом, озон/NO-содержащая газовая смесь в сочетании с
низкочастотным
ультразвуком
обладает
высокой
детоксицирующей
способностью по отношению к неоникотиноидам в тесте in vitro.
Изучение влияния озон/NO-технологий на растворы Конфидора
экстра® и Калипсо® в эксперименте in vivo. Исследования проводили на 48
белых
беспородных
крысах-самцах
с
массой
230-260
г,
которым
внутрижелудочно однократно были введены летальные дозы водных растворов
Конфидора экстра® и Калипсо®, предварительно обработанных в течение 40
минут
озон/NO-содержащей
газовой
смесью
(опыт
1),
низкочастотным
ультразвуком (опыт 2) и озон/NO-содержащей газовой смесью в сочетании с
низкочастотным
ультразвуком (опыт
3). Контролем служили
животные,
234
интоксицированные летальными дозами пестицидов без обработки физическими
и физико-химическими факторами. Эффективность проводимых мероприятий
оценивали по динамике клинической картины отравления животных и показателю
их выживаемости.
Через 20-40 минут после внутрижелудочного введения крысам летальных
доз пестицидов клинические признаки интоксикации были выражены в
контрольных группах, при этом регистрировали тремор, клонико-тонические
судороги. Гибель животных наступала в течение 4-6 часов.
Клинические признаки интоксикации у крыс в 1-й и 3-й опытных группах
были менее выраженными. У животных отмечали атаксию, тахикардию и
одышку,
замедление
моторики
кишечника,
на
звуковые
и
тактильные
раздражители крысы реагировали слабо. Через 8-10 часов у некоторых животных
наблюдали периодический мелкий тремор.
Через сутки после введения раствора Конфидора экстра® в дозе 1000 мг/кг
массы, предварительно обработанного озон/NO-содержащей газовой смесью,
регистрировали 50% выживших животных (табл. 46). В группе крыс,
интоксицированных раствором Калипсо® в дозе 300 мг/кг массы, предварительно
обработанным по той же схеме, процент выживаемости составил 67%. Следует
отметить отсутствие каловых болюсов в клетках экспериментальных животных,
что указывает на развитие транзиторной атонии кишечника. Восстановление
моторики и перистальтики желудочно-кишечного тракта наблюдали на 2-е и/или
3-и сутки после интоксикации.
Барбатирование низкочастотным ультразвуком растворов пестицидов не
оказывало влияния на показатель выживаемости животных. У крыс отмечали
более позднее появление тремора (через 6-7 часов после введения растворов
пестицидов). Гибель крыс 2-й опытной группы происходила на вторые сутки
после введения препаратов. Максимальный процент выживаемости крыс,
интоксицированных летальными дозами Конфидора экстра® и Калипсо®,
отмечали в 3-й опытной группе (83%, Р<0,05).
235
Таблица 46 – Выживаемость крыс при внутрижелудочном введении
растворов Конфидора экстра® и Калипсо® после обработки озон/NOсодержащей газовой смесью и низкочастотным ультразвуком
№п/п
1
2
3
4
Группа
Пестицид (контроль)
Пестицид/
доза
Всего
Пало
Выживаемость,
%
Кф, 1000 мг/кг
6
6
0
Кл, 300 мг/кг
6
6
0
Кф, 1000 мг/кг
6
3
50
Кл, 300 мг/кг
6
2
67
Кф, 1000 мг/кг
6
6
0
Кл, 300 мг/кг
6
6
0
Озон/NO +
Кф, 1000 мг/кг
6
1
83
Ультразвук (опыт 3)
Кл, 300 мг/кг
6
1
83
Озон/NO (опыт 1)
Ультразвук (опыт 2)
Результаты, полученные в ходе эксперимента, подтверждают высокое
детоксицирующее действие озон/NO-содержащей газовой смеси в сочетании с
низкочастотным
ультразвуком,
обусловленное
синергическим
эффектом
совместного воздействия физических и физико-химических факторов.
Изучение влияния растворов Конфидора экстра® и Калипсо® после
обработки
озон/NO-содержащей
газовой
смесью
на
организм
птиц.
Эксперимент проводили на петушках породы белый леггорн в возрасте 30 суток,
содержащихся в условиях вивария и разделенных на 6 групп по 5 голов в каждой.
Для кормления применяли комбикорм для птиц, доступ к корму и воде был
свободный. Для поения птицы использовали водные растворы Конфидора экстра®
и Калипсо®, которые готовили из расчета 5 мг/1000 мл и 1,3 мг/1000 мл воды
соответственно. Приготовление водных растворов пестицидов и обработку их
озон/NO-содержащей газовой смесью проводили ежедневно в течение 14 суток.
Схема эксперимента:
1 группа (контроль 1) – петушки, получавшие водопроводную воду;
2 группа (контроль 2) – петушки, получавшие водопроводную воду,
обработанную озон/NO-содержащей газовой смесью;
236
3 группа (опыт 1) – петушки, получавшие 0,0005%-ный водный раствор
Конфидора экстра®;
4 группа (опыт 2) – петушки, получавшие 0,0005%-ный водный раствор
Конфидора экстра®, обработанный озон/NO- содержащей газовой смесью;
5 группа (опыт 3) – петушки, получавшие 0,00013%-ный раствор Калипсо®;
6 группа (опыт 4) – петушки, получавшие 0,00013%-ный раствор Калипсо®,
обработанный озон/NO-содержащей газовой смесью.
Эффективность
детоксицирующих
свойств
физических
и
физико-
химических факторов оценивали по клиническому статусу птиц, показателю
выживаемости, патоморфологическим изменениям в органах детоксикации
(печень, почки). Кроме того, в печени и мышечной ткани определяли остаточные
количества
имидаклоприда
и
тиаклоприда
методом
высокоэффективной
жидкостной хроматографии (Т.В. Бойко, Л.К. Герунова, Т.В. Урусова, 2013).
В течение всего экспериментального периода гибели птиц не наблюдали, в
связи с этим показатель выживаемости во всех группах составил 100%. Поведение
петушков
было
соответствовали
активным,
поедаемость
физиологическим
корма
потребностям,
и
при
потребление
этом
воды
количество
потребленной воды и водных растворов пестицидов во всех группах было
примерно одинаковым.
Результаты
исследований
по
определению
остаточных
количеств
имидаклоприда и тиаклоприда в печени и мышечной ткани птиц, представленные
на рисунке 158, свидетельствуют о накоплении токсических веществ в организме
птиц при ежедневном поении их водой с содержанием микроколичеств
пестицидов. Следует отметить, что воздействие озон/NO-содержащей газовой
смеси в концентрации 1,0-1,5 мг/л в течение 40 минут на растворы пестицидов
снижает количество имидаклоприда в печени в 9 раз (Р<0,05), тиаклоприда –
более, чем в 3 раза (Р˂0,05). В мышечной ткани количество имидаклоприда и
тиаклоприда было ниже порога чувствительности данного метода (рис. 158).
237
Рисунок 158 – Остаточные количества имидаклоприда и тиаклоприда в печени и мышечной
ткани птиц, потреблявших воду с содержанием Конфидора экстра® и Калипсо® в концентрации
5 и 1,3 мг/л соответственно в течение 14 суток, предварительно обработанные озон/NOсодержащей газовой смесью.
При проведении патоморфологического исследования птиц, потреблявших
водные растворы Конфидора экстра® и Калипсо® в концентрации 5 и 1,3 мг/л
соответственно, регистрировали признаки жировой дистрофии печени (рис. 159).
В других органах макроскопических изменений не отмечали. У петушков,
которые получали водные растворы пестицидов, обработанные в течение
40 минут озон/NO-содержащей газовой смесью, изменения в печени носили менее
выраженный характер (рис. 160). При гистологическом исследовании печени
птиц, получавших в течение 14 дней водопроводную воду, гепатоциты были
равномерно окрашены, имели четкие контуры и крупные пузырьковидные ядра,
однако, местами отмечали печеночные клетки в состоянии зернистой дистрофии.
Центральная вена и межбалочные капилляры умеренно кровенаполнены, вокруг
крупных
сосудов
и
триад
обнаруживали
пролифераты,
состоящие
преимущественно из лимфоидно-гистоцитарных клеточных элементов (рис. 161).
При поении в течение двух
недель птиц
водопроводной
водой,
предварительно обработанной озон/NO-содержащей газовой смесью, на фоне
«хорошей» сохранности гепатоцитов наблюдали расширение синусоидов и
увеличение размеров безкапсульных лимфатических узелков (рис. 162).
238
Рисунок 159 – Жировая дистрофия печени
через 14 дней ежедневного поения водой,
содержащей Калипсо® в концентрации
1,3 мг/л.
Рисунок 160 – Печень птицы через 14 дней
ежедневного поения водой, содержащей
Калипсо® в концентрации 1,3 мг/л после
воздействия озон/NO.
Рисунок 161 – Печень петушка, который в течение 14 дней получал водопроводную воду
(контроль 1). Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×150.
239
Рисунок 162 – Печень петушка, который в течение 14 дней получал воду, обработанную
озон/NO-содержащей газовой смесью (контроль 2). Окраска гематоксилином и эозином.
Ув.×150.
Гистологическая картина печени птиц, получавших в течение 14 суток
водные растворы пестицидов, характеризовалась изменениями архитектоники
органа: набуханием клеток эндотелия крупных артерий и вен, вакуолизацией их
цитоплазмы. Регистрировали гепатоциты как с разреженной цитоплазмой, так и с
более плотной. Многие клетки печени имели измененные ядра (лизис,
вакуолизацию) или полностью были их лишены. Степень дистрофических
изменений гепатоцитов была более выражена в группе птиц, перенесших
интоксикацию Калипсо®: структура органа была нарушена, большинство
гепатоцитов имели бледно голубую цитоплазму с плохо дифференцируемыми
ядрами или без них, плазматическая мембрана многих гепатоцитов разрушена.
Двуядерные гепатоциты отмечали редко. Синусоидные капилляры расширены и
заполнены эритроцитами (рис. 163, 164).
240
Рисунок 163 – Печень петушка, который в течение 14 дней получал 0,0005%-ный водный
раствор Конфидора экстра® (опыт 1). Расширение печеночной вены и синусоидов,
дистрофия гепатоцитов. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×200.
Рисунок 164 – Печень птицы, которая в течение 14 дней получала 0,00013%-ный водный
раствор Калипсо® (опыт 3). Дистрофия гепатоцитов. Окраска гематоксилином и эозином.
Ув.×150.
241
Рисунок 165 – Печень петушка, который в течение 14 дней получал 0,0005%-ный водный
раствор Конфидора экстра®, предварительно обработанный в течение 40 минут озон/NOсодержащей газовой смесью (опыт 2). Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×150.
Рисунок 166 – Печень петушка, который в течение 14 дней получал 0,00013%-ный
водный раствор Калипсо®, предварительно обработанный в течение 40 минут озон/NOсодержащей газовой смесью (опыт 4). Окраска гематоксилином и эозином. Ув.×150.
242
Иную картину наблюдали в печени птиц, поение которых производили
растворами пестицидов, предварительно обработанных озон/NO-содержащей
газовой
смесью.
В
печени
отмечали
сохранение
структуры.
Сосуды
микроциркуляторного русла не были расширенными, центральные вены умеренно
заполнены кровью с отсутствием признаков десквамации их эндотелия.
Гепатоциты имели четкие границы, грануляцию и вакуолизацию цитоплазмы не
наблюдали. Ядра хорошо контурируют, без признаков пикноза и лизиса (рис. 165,
166). В редких случаях встречали гепатоциты с признаками зернистой дистрофии.
Обращали внимание на увеличение количества лимфоидных узелков в органе.
Таким образом, озон/NO-содержащая газовая смесь в концентрации 1,0-1,5
мг/л в течение 40 минут обладает деструктивной активностью в отношении
испытуемых пестицидов, что подтверждается увеличением процента выживших
животных при выпаивании им растворов пестицидов, содержащих летальные
дозы и предварительно обработанных озон/NO-содержащей газовой смесью.
Обработка водных растворов Конфидора экстра® и Калипсо® в концентрации 5 и
1,3 мг/л соответственно с последующим поением птиц в течение двух недель
позволяет снизить концентрацию пестицидов в их организме тем самым
предотвратить развитие дистрофических изменений в печени, что доказывает
детоксицирующее действие озон/NO-технологии.
243
3. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ ИССЛЕДОВАНИЙ
Важными задачами ветеринарной токсикологии являются определение
степени риска возможных отравлений и снижения продуктивных качеств
животных,
а
также
экологическая
оценка
объектов
животноводства
и
птицеводства, изыскание и обоснование способов лечения и профилактики
токсикозов в условиях повышенной техногенной нагрузки (А.М. Смирнов,
В.И. Дорожкин, П.Н. Рубченков, 2013). В связи с этим первоочередной целью
токсикологических исследований является определение органов-мишеней для
токсических веществ, что позволит установить патогенез интоксикаций и оценить
степень их опасности для животных и человека, а также обоснованно подойти к
разработке лечебно-профилактических мероприятий в условиях производства. С
этой целью используют, прежде всего, экспериментальные методы исследования
(Принципы и методы оценки токсичности химических веществ, 1981).
Существует мнение, что неоникотиноиды избирательно действуют на
целевые объекты, результатом чего является низкая токсичность для животных и
человека (M. Tomizawa, J.E. Casida, 2005; M. Fahim, 2009; Л.В. Ермолова,
Н.Г. Проданчук, http://www.medved.kiev.ua/). В экспериментах, проведенных нами
на крысах, установлено, что ЛД50 Конфидора экстра® составила 536,2 мг/кг, а
ЛД50 Калипсо® – 127,8 мг/кг. Согласно гигиенической классификации пестицидов
(Л.И. Медведь, Ю.С. Каган, Е.И. Спыну, 1986), Конфидор экстра® относится к
среднетоксичным соединениям (III класс токсичности), а Калипсо® является
высокотоксичным соединением (II класс токсичности).
Результаты, полученные нами в эксперименте, отличаются от результатов
других исследователей. По данным R. Meister (1995), а также согласно
классификации пестицидов ВОЗ (IPCS, Женева, 2004), имидаклоприд (CAS
138261-41-3) по степени опасности относится к умеренно опасным (класс II ВОЗ;
категории токсичности II EPA) веществам с ЛД50 для крыс 475 мг/кг. ЛД50
тиаклоприда, по разным данным, составляет 440-840 мг/кг массы (С.Р. Белан,
2001, Л.В. Ермолова, Н.Г. Проданчук и др.). Подобное расхождение в результатах
244
может быть обусловлено физико-химическими свойствами вспомогательных и
формообразующих веществ, входящих в состав препаратов. О подобной
вариабельности
токсикологических
параметров
говорят
в
своей
работе
А.И. Илларионов и А.А. Деркач (2009).
Кроме того, в наших исследованиях мы столкнулись с таким явлением, как
«парадоксальная токсичность» (С.В. Криштопенко, 2001), когда при увеличении
дозы Конфидора экстра® процент гибели животных в группе был ниже.
Существующие
математические
модели
расчета
среднесмертельной
дозы
соединений не предусматривают подобное развитие событий. В связи с этим для
расчета параметров токсичности мы использовали метод, учитывающий данный
феномен (Л.К. Герунова, В.З. Шрайбер, 2000).
При определении коэффициента кумуляции крысам в течение трех месяцев
перорально вводили Конфидор экстра® и Калипсо® в дозах по 1/10 и 1/5 ЛД50
соответственно, при этом ни в одной из групп летальные исходы не
регистрировали,
что
позволяет
отнести
препараты
к
соединениям
со
слабовыраженной кумуляцией по критерию летальности (Л.И. Медведь, 1968).
Нейротоксический эффект неоникотиноидов изучен на насекомых и
обусловлен взаимодействием их с подтипом α4β2 никотиновых ацетилхолиновых
рецепторов. В результате взаимодействия пестицидов с Н-холинорецепторами
резко возрастает количество ионов калия, выходящих на поверхность мембраны,
и ионов хлора, диффундирующих внутрь, что приводит к гиперполяризации и
развитию торможения, но в отличие от ацетилхолина, неоникотиноиды не
расщепляются
ацетилхолинэстеразой.
Длительное
нарушение
проведения
нервного импульса по нейронам заканчивается гибелью организма (T.T. Talley,
2008; B. Bodereau-Dubois, 2012).
Острое течение отравления Конфидором экстра® и Калипсо® у животных и
птиц характеризуется преимущественно поражением центральной и вегетативной
нервной системы, о чем свидетельствуют клинические симптомы острого
отравления пестицидами: сонливость, блефароспазм, атаксия, атония желудка и
кишечника, судороги. Учитывая механизм действия неоникотиноидов на
245
насекомых, а именно их взаимодействие с α4β2НАхР (K. Matsuda, 2001; A.K. Jones,
D.B. Sattelle, 2010), логично предположить, что следствием чрезмерного
поступления агонистов никотиновых рецепторов в организм животных является
нарушение в передаче эфферентных импульсов в вегетативных ганглиях,
мозговом веществе надпочечников, нервно-мышечных синапсах, в хеморецепции
и генерации афферентных импульсов в каротидном клубочке, а также в
межнейронной передаче возбуждения в ЦНС. При этом наблюдается двухфазное
действие на Н-ХР – стадия возбуждения сменяется угнетающим эффектом.
Наиболее характерным признаком острого отравления имидаклоприд- и
тиаклопридсодержащими пестицидами была атаксия, которая может быть
следствием угнетения нервно-мышечной передачи (курареподобное действие) и
межнейронной передачи возбуждения в ЦНС. В работе Д. Е. Альперн (1963)
показано, что при высоких концентрациях ацетилхолина в крови и эффекторных
органах со стороны нервной системы отмечают тормозную реакцию, которая
развивается в результате действия медиатора на центральные синапсы. При этом
торможение распространяется во все отделы центральной нервной системы, о чем
свидетельствует
движений
И.В.
у
Дамулин,
прогрессирующая
животных
(С.А.
атаксия
и
Клюшников,
расстройство
С.Н.
координации
Иллариошкин,
2012;
http://ataxia.org.ua/index.php/stati/32-nevrologija-mozzhechkovaja-
ataksija-nekotorye-aspekty-kliniki-diagnostiki-i-lechenija). Не исключено, что атаксия
могла быть следствием уменьшения периферического сопротивления сосудов и
понижения артериального давления. Кроме нейрогенного фактора, на тонус
сосудов могла оказать влияние избыточная продукция NO• (J.B. Ochoa,
A.O. Udekwu, T.R. Billiar et al., 1991). Косвенно на избыточную продукцию NO•
указывает
паретическое
расширение
вен
и
синусоидных
капилляров,
наблюдаемое нами в гистологических препаратах печени, сердца, надпочечников
животных, интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо®.
Появление тремора, а в тяжелых случаях – судорожного синдрома, является
следствием перевозбуждения центральной нервной системы (А.Д. Ноздрачев,
1983). Ведущую роль при этом играет развитие тканевой гипоксии, наибольшую
246
чувствительность
к
которой
проявляют
клетки
головного
мозга
(Е.Б. Меньшикова, Н.К. Зенков, В.З. Ланкин и др., 2008).
Тахикардия,
имидаклоприд-
регистрируемая
и
у
животных,
тиаклопридсодержащими
интоксицированных
пестицидами,
может
быть
обусловлена прямым действием адреналина на адренорецепторы кардиомиоцитов
или являться следствием стимулирующего влияния неоникотиноидов на
хеморецепторы синокаротидной зоны, что сопровождается рефлекторным
возбуждением дыхательного и сосудодвигательного центров. Тахикардия и
диспноэ также могут быть следствием развития смешанной формы гипоксии
(Н.П. Чеснокова, Е.В. Понукалина, М.Н. Бизенкова и др., 2012; Е.Б. Меньшикова,
Н.К. Зенков, В.З. Ланкин и др., 2008), развивающейся на фоне токсического
повреждения клеток внутренних органов, о чем свидетельствуют биохимические
показатели
сыворотки
крови
и
гистологические
изменения
в
органах
детоксикации животных, интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо®.
Ведущим фактором патогенеза острой дыхательной недостаточности в
начальной фазе интоксикации являются центральные нарушения дыхания,
связанные
с
развитием
токсической
энцефалопатии
и
нарушениями
регулирующей функции центральной нервной системы (К.К. Ильяшенко, 1997).
Наблюдаемое
имидаклоприда
у
животных
и
диспноэ,
тиаклоприда
в
а
также
веществе
высокие
головного
концентрации
мозга
животных,
интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо®, с одной стороны,
доказывают их способность проникать через гематоэнцефалический барьер, а с
другой, дают основание судить о взаимодействии пестицидов с центральными
никотиновыми холинорецепторами. Развивающаяся дыхательная недостаточность
является патогенетической основой развития гипоксии и в дальнейшем
определяет нарушения функций всех жизненно важных органов и систем
(А.Н. Лодягин, Г.А. Ливанов, И.П. Николаева и др., 2008; В.А. Черешнев, 2012).
Одним из проявлений адренергического синдрома при отравлении
имидаклоприд-
и
тиаклопридсодержащими
пестицидами
является
атония
кишечника, о чем свидетельствует отсутствие дефекации у животных в течение
247
суток после острого отравления. При вскрытии трупов и убитых по окончании
опытов животных мы отмечали острое расширение желудка и слепой кишки, что
подтверждает развитие транзиторного пареза кишечника.
Анализ отечественной литературы показал, что в России нет статистики по
отравлениям животных неоникотиноидами, так как нет методик определения их
остаточных количеств в биологических объектах, что, в свою очередь, затрудняет
постановку диагноза на отравление. Однако, данные зарубежной литературы
свидетельствуют
о
существовании
проблемы,
связанной
с применением
неоникотиноидов в растениеводстве. В работах D. David, I.A. George, J.V. Peter,
(2007), F. Mohamed (2009), A.D. Karatas (2009), D.H. Phua (2009), T. Imamura
(2010), I.J. Yeh (2010) описаны случаи отравления людей неоникотиноидами. При
этом авторы указывают на то, что легкая степень отравления людей
имидаклопридом проявляется тошнотой, рвотой, головной болью, болью в животе
и диареей. В тяжелых случаях отравления у пострадавших отмечали дыхательную
недостаточность и длительную седацию (F. Mohamed, I. Gawarammana,
T.A. Robertson et al., 2009). В работе K. Taira (2011) приведены случаи отравления
людей чаем и фруктами, содержащими остаточные количества имидаклоприда.
Кроме головной боли, общей слабости, дрожания пальцев, боли в груди и животе,
миалгии и мышечной слабости у пациентов наблюдали транзиторное нарушение
памяти, лихорадку (Т>37,0°С), кашель и аритмии (синусовая тахикардия,
синусовая брадикардия). Несмотря на низкую токсичность неоникотиноидов,
установленную в экспериментах на животных, в зарубежной литературе имеются
сообщения о летальных исходах отравлений людей имидаклопридсодержащими
пестицидами (S. Shadnia, 2008; D.H. Phua, 2009; I.J. Yeh, 2010).
Согласно опубликованным экспериментальным данным National Institute for
Occupational Safety and Health (2001) и L.P. Sheets (2001), картина острого
отравления животных характеризуется нарушением координации движений,
одышкой, тремором, судорогами, саливацией и диареей. Острое отравление
тиаклопридом также проявляется судорогами, одышкой, тремором, диареей,
блефароспазмом, кровянистыми выделениями из носа.
248
Таким образом, анализируя результаты наших исследований и данные
других
авторов,
в
клинической
картине острого
отравления
животных
неоникотиноидами можно выделить следующие синдромы:
 центральный холинергический синдром, характеризующийся сонливостью,
нарушением координации движений, общей слабостью, дыхательной
недостаточностью, комой;
 экстрапирамидный синдром, характеризующийся тремором, ригидностью
мышц туловища и конечностей, клонико-тоническими судорогами;
 периферический
никотиноподобный
синдром,
проявляющийся
миофибрилляциями, мышечной слабостью, повышением (малые дозы) или
понижением (токсические дозы) артериального давления, миалгией,
блефароспазмом;
 периферический
адренергический
синдром,
характеризующийся
тахикардией, атонией желудка и кишечника.
В целом картина острого отравления животных Конфидором экстра ® и
Калипсо® согласуется с данными других исследователей (D. David, I.A. George,
J.V. Peter, 2007; S. Shadnia, 2008; D.H. Phua, 2009; F. Mohamed, 2009; A.D. Karatas,
2009; D.H. Phua, 2009; T. Imamura, 2010; I.J. Yeh, 2010; I.J. Yeh, 2010). Однако,
саливацию, диарею, рвоту, а также кровянистые носовые истечения у
экспериментальных животных мы не наблюдали, наоборот, отмечали атонию
кишечника в течение первых суток после интоксикации.
J. Thyssen, L. Machemer (1999) установлено, что имидаклоприд не обладает
раздражающим (глазная проба на кроликах) или сенсибилизирующим действием
(морские свинки). Тиаклоприд также не вызывает раздражение слизистой
оболочки глаз и кожи и практически не токсичен для птиц, пчел, водорослей и
дождевых червей (С.Р. Белан, 2001). Эксперименты, проведенные нами на тех же
видах животных, подтверждают ранее полученные данные.
Определение характера патоморфологических изменений в органах и
тканях
животных
является
важным
вопросом
интоксикаций, что необходимо как для
в
понимании
патогенеза
дифференциальной диагностики
249
отравлений, так и оценки эффективности патогенетических средств терапии.
Патоморфологические
признаки
острого
экспериментального
отравления
животных Конфидором экстра® и Калипсо® отражают гемодинамические
расстройства
и
дистрофические
процессы
в
паренхиматозных
органах.
Регистрируемая застойная гиперемия печени, почек, а также переполнение
кровью сосудов брыжейки, головного мозга и сердца являются следствием
развития острой сердечно-сосудистой недостаточности у интоксицированных
животных. Острое расширение желудка, дилатация кишечника, переполнение
желчного
пузыря
желчью
у
птиц
и
кроликов,
а
также
отсутствие
перистальтических движений свидетельствуют о развитии атонии желудка и
кишечника при жизни.
О гепатотоксическом действии имидаклоприда и тиаклоприда указано в
регистрационных досье на препараты (Insecticide Factsheet. Imidacloprid, 2001;
Pflanzenschutz Nachrichten Bayer. Calipso, 2001), при этом отмечено повышение
массы печени при остром отравлении крыс. О характере повреждающего
действия неоникотиноидов информации нет.
При гистологическом исследовании печени животных, перенесших острую
интоксикацию Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах по 1/5 ЛД50, отмечали
изменение балочной структуры печеночных долек, выраженный полиморфизм
гепатоцитов, кариолизис, некроз клеток, особенно в центролобулярных зонах.
Установленные признаки нарушения крово- и лимфообращения могут быть
обусловлены, прежде всего, высоким уровнем генерации NO-радикалов в
результате
активации
индуцибельной
NO-синтазы,
что
приводит
к
неконтролируемой вазодилатации в очаге воспаления и, следовательно, к
усилению кровоснабжения органа, необходимому для удаления токсических
продуктов, а в дальнейшем для поступления нужных для репарации компонентов
(S. Liu, U. Ajani, C. Chae et al., 1999). Гиперемия печени была более выражена при
отравлении Конфидором экстра®, содержащим нитрозогруппу, которая в процессе
биотрансформации пестицида отщепляется и может являться дополнительным
источником накопления NO-радикалов.
250
Помимо
вазодилатации
циансодержащим
при
соединением,
интоксикации
наблюдали
Калипсо®,
разрастание
являющимся
волокнистой
соединительной ткани, что является одним из признаков развития тканевой
гипоксии. Можно предположить, что цианогруппа, отщепляющаяся в результате
биотрансформации тиаклоприда, взаимодействует с цитохромоксидазой А3,
благодаря этому оксигемоглобин проходит через капиллярное русло транзитом,
возникает артериализация венозной крови при насыщении ее оксигемоглобином.
Взаимодействие циан-ионов с атомом железа цитохромоксидазы приводит к
блокированию аэробного дыхания на тканевом уровне и накоплению свободных
радикалов, повреждающих клеточные мембраны.
Следует отметить, что через месяц после однократного введения
пестицидов в токсических дозах полного восстановления печени не происходит.
При этом для интоксикации Конфидором экстра® более характерно развитие
гидропической дистрофии гепатоцитов, а для действия Калипсо ® – развитие
белковой дистрофии и пролиферация соединительнотканных элементов.
Изменения в печени регистрируют при отравлении пестицидами различных
химических классов (У.Б. Закиров, У.З. Кадыров, О.М. Рянская, 1984;
В.И. Герунов, Л.К. Герунова , 1992; В.И. Герунов, Л.К. Герунова, Е.В. Семеряк и
др., 2008). В развитии гидропической и белковой дистрофии печени ведущую
роль отводят развитию оксидативного стресса с повреждением гепатоцитов
свободными радикалами (А.О. Буеверов, 2002; Е.Б. Меньшикова, Н.К. Зенков,
В.З. Ланкин и др., 2008). Данные по влиянию неоникотиноидов на процессы
перекисного окисления липидов в организме животных отсутствуют. Однако, есть
сведения о том, что хлороз растений, регистрируемый после применения
неоникотиноидов,
является
следствием
перекисного
повреждения
тканей
растений (K.A. Ford, 2011).
В почках также отмечали выраженные гемодинамические нарушения и
дистрофические
изменения
эпителиоцитов
канальцев
почек.
Скопления
мононуклеаров вокруг лоханки и в кортикальной зоне свидетельствуют о
развитии интерстициального нефрита у животных в постинтоксикационном
251
периоде. Паретическое расширение капилляров и усиление проницаемости
капиллярных мембран клубочков почек при интоксикации Калипсо® в дозе
100 мг/кг массы, возможно, связано не только с прямым действием пестицида или
его метаболитов на сосудистую стенку, но и с повышением гиалуронидазной
активности, что морфологически проявлялось утолщением капиллярных мембран
клубочков, отеком мезангия, аневризматическим расширением петель клубочков.
Вследствие воздействия пестицида на интиму сосудов и паренхиму почек
развились
ишемически-дистрофические
повреждения.
Следует
отметить
разрастание соединительной ткани и значительные скопления мононуклеаров и
фибробластов у крыс чере месяц после острой интоксикации Калипсо ® в дозе
100 мг/кг массы.
Кардиотоксическое
действие
пестицидов
подтверждается
при
гистоисследовании миокарда отеком межмышечных пространств, паретическим
расширением
и
гиперемией
сосудов,
вакуолизацией
и
десквамацией
эпителиоцитов сосудов. В более поздние сроки постинтоксикационного периода
отмечали ранние признаки ишемии сердечной мышцы, а также волнообразную
деформацию мышечных волокон миокарда как признак возможного нарушения
ритма сердца (Алгоритм и примеры описания микропрепаратов сердца,
http://vmede.org/sait/?page=2&id=practicagystologaru&menu=practicagystologar).
Дистрофические изменения кардиомиоцитов сохранялись и через 30 суток,
причем более выраженные – при введении Калипсо®. О повреждающем действии
никотина на сердечно-сосудистую систему известно давно. Оно заключается в
повышении свертываемости крови и увеличении нагрузки на сердце, развитии
гемической
гипоксии,
вазоконстрикции
прямом
коронарных
токсическом
артерий
и
действии
гиперпродукции
на
эндотелий,
катехоламинов
надпочечниками (YWG Yarnell et al., 1991; N.L. Benowitz, 1997). Одним из
пусковых
механизмов
повреждения
кардиомиоцитов
является
усиленный
катаболизм пуриновых мононуклеотидов и образование активных кислородных
метаболитов (АКМ), истощающих ферменты антиоксидантной защиты и фонд
глутатиона. В свою очередь чрезмерное образование АКМ приводит к
252
повреждению фосфолипидов мембран с последующим нарушением структуры,
функции
кардиомиоцитов
и
развитию
сердечной
недостаточности
(В.В. Корнякова, В.Д. Конвай, 2012).
В легких защитную функцию выполняет аэроэпителиальный барьер,
осуществляющий в зависимости от характера воздействия мукоцилиарный
клиренс или процессы детоксикации (Р.В. Меркурьева, К.В. Судаков, Т.И.
Бонашевская и др., 1986). При этом особое значение имеют альвеолярные
макрофаги, которые, с одной стороны, защищают от чужеродных агентов, а с
другой
–
могут
быть
инициаторами
развития
легочной
патологии
(Р.В. Меркурьева, К.В. Судаков, Т.И. Бонашевская и др., 1986; Б.А. Кацнельсон,
1986). Несмотря на то, что для многих ксенобиотиков экспериментально
подтверждена роль в развитии легочной патологии (В. И. Герунов, 1992;
З.И. Намазбаева, 2000), данные о влиянии неоникотиноидов на органы дыхания
отсутствуют.
В наших исследованиях характер морфологических изменений в легких, в
частности, большое количество лимфогистиоцитарных инфильтратов вокруг
крупных сосудов и в паренхиме органа, перибронхиальные и периваскулярные
скопления альвеолярных макрофагов и нейтрофилов, гемодинамические и
реологические изменения указывают на развитие воспалительной реакции в ответ
на
поступление
пестицидов
во
все
периоды
исследования.
При
этом
перибронхиальный и периваскулярный пневмосклероз является следствием
воспалительного и/или дистрофического процесса, ведущего к нарушению
эластичности и газообменной функции пораженных участков легких. Существует
мнение, что пусковым механизмом в развитии фиброза являются продукты
окислительного стресса в легких, которые индуцируют апоптоз пневмоцитов II
типа и усиливают пролиферацию фибробластов (C. Nathan, 1992).
Морфологические изменения в надпочечниках крыс, интоксицированных
Конфидором экстра® в дозе 100 мг/кг, свидетельствуют о повышении
функциональной
активности
эндокриноцитов,
что
связано
с
активацией
адаптационных механизмов в условиях химического стресса (Л.Х. Гаркави, 1998).
253
Переполнение сосудов мозгового вещества и плазмостаз в сетчатой зоне
надпочечников через месяц после интоксикации свидетельствуют о длительности
гемодинамических и реологических расстройств, вызванных отравлением.
Одним
из
простых,
но
информативных
методов
исследования,
позволяющим оценить физиологический статус животных, является анализ крови
(Г.И. Козинец, 1998). Изучению гематотоксических эффектов различных классов
пестицидов посвящено много работ (Л.К. Герунова, 1995; В.Г. Шуляк, 2002;
Н.В.
Стрельчик,
2002;
Е.Г.
Бардина,2007;
Н.Б.
Ю.В.
Довгань,
Редькин,
2003;
С.В.
Чернигова,
2006;
2008;
Т.В.
Герунов,
2009;
А.А. Вовк, 2011 и др.).
Результаты гематологического исследования крыс, интоксицированных
Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах по 1/10 ЛД50, отражают реакцию стресса
на введение токсических доз пестицидов. Регистрируемая через сутки после
введения пестицидов лейкопения может быть следствием повышенной секреции
адренокортикотропного гормона и глюкокортикоидов (Л.Х. Гаркави, 1998).
Наиболее
гемотоксичным
соединением
является
Конфидор
экстра®.
Относительный лимфоцитоз, регистрируемый при интоксикации Конфидором
экстра®
и
Калипсо®
через
7
суток,
свидетельствует
об
активации
детоксикационной системы организма. Однако, признаки гипохромной анемии
сохраняются через 7 суток после воздействия пестицидов. Реактивный
тромбоцитоз в крови животных, интоксицированных Конфидором экстра®,
возможно, является результатом выделения иммуномодуляторных цитокинов,
которые
вторично
стимулируют
продукцию
тромбоцитов.
Например,
интерлейкин-6 известен как противовоспалительный цитокин, который также
стимулирует полиплоидизацию мегакариоцитов и образование тромбоцитов
(Е.Б. Меньшикова, Н.К. Зенков, В.З. Ланкин и др., 2008).
Биохимические
показатели
сыворотки
крови
свидетельствуют
о
значительных физиологических перестройках, вызванных введением Конфидора
экстра® и Калипсо® в дозах по 1/10 ЛД50. Повышение уровней общего
билирубина, аланинаминотрансферазы, гаммаглутамилтрансферазы, щелочной
254
фосфатазы, тимоловой пробы, креатинина и мочевины через сутки после
однократного перорального введения Конфидора экстра® в дозе 54 мг/кг массы
свидетельствует о гепато- и нефротоксическом действии пестицида. При этом и
через неделю после введения Конфидора экстра® достоверно повышенными
остаются общий билирубин, аланинаминотрансфераза и показатель тимоловой
пробы. Аналогичные изменения регистрировали при введении Калипсо ® в дозе
13 мг/кг, что свидетельствует о сохранении гепато- и нефропатии у животных,
перенесших острую интоксикацию пестицидами. Снижение концентрации
глюкозы в сыворотке крови животных, регистрируемое через неделю после
введения Калипсо®, вероятно, вызвано усилением процессов гликолиза и может
быть следствием развития гемической и гистотоксической гипоксии на фоне
нарушения структуры и функции печени и почек. О функциональных нарушениях
органов детоксикации у животных, перенесших острое отравление пестицидами
разных
классов,
имеются
сведения
в
работах
Н.Б.
Довгань
(2003),
С.В. Черниговой (2006), Л.К. Геруновой (2007) и других авторов.
В последние годы в зарубежной литературе стали появляться публикации,
подтверждающие
гепатотоксическое
действие
имидаклоприда.
Так,
при
экспериментальной интоксикации имидаклопридом в дозе 0,21 мг/кг в течение 28
дней у крыс отмечали повышение показателей АЛТ, АСТ, ЩФ и малонового
альдегида (M. Mohany, 2012). Также экспериментально подтверждено, что у
людей с никотиновой зависимостью наблюдается повышение уровней креатинина
и общего билирубина, что связано с напряжением систем детоксикации
организма, о чем свидетельствует накопление маркеров эндогенной интоксикации
в сыворотке крови (В. В. Синицкий, 2008).
Анализ иммунологических показателей свидетельствует о сохранении
фагоцитирующей способности лейкоцитов при действии Конфидора экстра® и
Калипсо® в дозах по 1/10 ЛД50 через 1 и 7 суток после их перорального введения.
Однако, стоит отметить снижение степени активации кислородзависимых
механизмов киллинга неактивированных фагоцитов через неделю после введения
пестицидов на 23% и 24% соответственно. При этом добавление активатора
255
реакции не изменяет достоверности результата ни у крыс, интоксицированных
Конфидором экстра®, ни и у крыс, интоксицированных Калипсо®. Снижение
показателей индуцированного НСТ-теста на 42% и 44% соответственно
свидетельствует
фагоцитирующих
о
недостаточности
клеток
в
фагоцитоза,
присутствии
так
как
антигенного
активность
раздражителя
рассматривается как критерий их готовности к завершенному фагоцитозу.
Иммунотоксическое действие неоникотиноидов представлено единичными
работами. Экспериментально установлено, что имидаклоприд в дозе 0,21 мг/кг
массы при пероральном введении в организм крыс в течение 28 дней вызывает
значительное увеличение количества лейкоцитов, иммуноглобулинов (особенно
IgG,), гемагглютинацию антител, а также значительно снижает фагоцитарную
реакцию лимфоцитов, хемокинов и хемотаксис (M. Mohany, 2012). Данных о
влиянии тиаклоприда на систему иммунитета в доступной литературе нет. Однако
стоит отметить ведущую роль пестицидов других классов в развитии
иммунопатологических состояний животных и человека. Так, исследованиями
Г.М. Могильной (1989) показано снижение показателя как спонтанного, так и
стимулированного НСТ-теста у лиц, работающих с фосфорорганическими
пестицидами, что указывает на угнетение бактерицидной функции нейтрофилов
и, следовательно, повышение чувствительности организма к оппортунистическим
инфекциям, вызываемым условно-патогенной микрофлорой. Доказано, что
кумуляция хлорорганического пестицида ДДЕ в организме мышей ведет к
угнетению клеточного иммунитета, нарушает процессы активации, пролиферации
и дифференцировки лимфоцитов, повышает апоптоз, что является основой
развития аутоиммунных и злокачественных процессов (З.С. Магомедова, 1999).
При анализе результатов лимфопролиферативного потенциала клеток в
реакции бласттрансформации лимфоцитов отмечено достоверное увеличение
этого показателя на 22% и 33% соответственно в ответ на стимуляцию
фитогемагглютинином
лейкоцитов,
полученных
из
крови
животных,
интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах по 1/10 ЛД50, что
указывает на активацию клеточного звена иммунного ответа.
256
Известно, что циркулирующие иммунные комплексы (ЦИК) формируются
после каждой встречи антигена с антителом и разрушаются усилиями
мононуклеарных фагоцитов по завершении активации комплемента (Р.М. Хаитов,
Б.В.
Пинегин,
Х.И.
Истамов,
1995).
Результаты
наших
исследований
свидетельствуют о достоверном повышении ЦИК во все периоды наблюдения.
Так, у крыс, интоксицированных Конфидором экстра® в дозе 54 мг/кг, отмечали
повышение показателя на 37% (Р=0,012) через 24 часа, а через неделю уровень
ЦИК увеличился в 2,5 раза по сравнению с показателями контрольной группы
животных (Р=0,012). У крыс, интоксицированных Калипсо® в дозе 13 мг/кг,
наблюдали аналогичную тенденцию. Высокое содержание ЦИК в сыворотке
крови крыс, интоксицированных имидаклоприд- и тиаклопридсодержащими
препаратами, свидетельствуют о недостаточности фагоцитирующей функции
макрофагов, а отложение их в тканях может способствовать развитию
воспалительных процессов в них. Логично предположить, что наблюдаемые нами
в гистологических препаратах печени, почек, легких скопления мононуклеаров
могут быть реакцией организма в ответ на отложение ЦИК.
Одной из самых изученных эндогенных пероксидаз млекопитающих
является миелопероксидаза, основная функция которой заключается в защите от
внешней инфекции. Однако при ряде условий она может вызывать повреждение
собственных тканей организма в очагах воспаления. Как показатель активности
нейтрофилов,
миелопероксидаза
(МПО)
служит
маркером
интенсивности
воспалительных процессов, при этом дегрануляция и высвобождение ее при
стимуляции фагоцитов, прежде всего нейтрофилов приводит к усилению
процессов перекисного окисления липидов и индукции образования активных
форм
кислорода,
обладающих
мощной
бактерицидной
активностью
(И.И. Долгушин, О.В. Бухарин, 2001; Е.Б. Меньшикова, Н.К. Зенков, В.З. Ланкин
и др., 2008). Так как активация гранулоцитов – достаточно быстрый процесс, то
это
позволяет
рассматривать
МПО
как
один
из
главных
ферментов,
ответственных за усиление процессов ПОЛ и синтез провоспалительных
эйкозаноидов
на
начальной
стадии
развития
воспалительного
процесса.
257
Результаты наших исследований свидетельствуют о достоверном повышении
активности фермента при остром отравлении пестицидами через 24 часа и 7 суток
после их введения и возможном накоплении продуктов ПОЛ в организме,
которые вторично могут повреждать клетки органов. Регистрируемые через месяц
после
введения
пестицидов
дистрофические
изменения
гепатоцитов,
кардиомиоцитов, нефроцитов могут быть следствием повреждающего действия не
самих пестицидов, а их метаболитов и/или продуктов ПОЛ.
При изучении реакции образования бляшек аутоиммунного гемолиза также
установлено достоверное повышение числа и размеров зон гемолиза в селезенках
крыс,
перенесших
отравление
Конфидором
экстра®
и
Калипсо®,
что
свидетельствует о существенном повышении гуморального звена иммунного
ответа и отражает состояние детоксикации организма (О.Я. Кауфман, 1995).
Данная реакция не является специфической для действия неоникотиноидов. Об
увеличении количества бляшкообразующих клеток в крови, почках, печени,
селезенке и лимфатических узлах указывает в своей работе А.Ю. Игнатова (2004),
изучавшая токсичность суми-альфа, адониса и их смеси.
Следует отметить, что в реакции гиперчувствительности замедленного типа,
проводимой по методике Lagrange et all. (1980) на белых нелинейных крысах,
сенсибилизированных
путем
однократного
внутрижелудочного
введения
Конфидора экстра® в дозе 54 мг/кг и Калипсо® в дозе 13 мг/кг (1/10 ЛД50),
получен отрицательный результат. Однако, базофилия, регистрируемая у свиней,
находящихся в помещении, обработанном имидаклопридсодержащим препаратом
КвикБайт® в соответствии с нормой расхода препарата, указывает на развитие
сенсибилизации. Противоречивые данные, полученные в эксперименте и в
условиях производства, могли быть обусловлены видовой чувствительностью
животных.
Способность пестицидов к циркуляции в объектах окружающей среды и
накопление их остатков в сельскохозяйственной продукции обусловливают
неблагоприятное воздействие на животных и человека (Г. Г. Онищенко, 2003).
Результаты
регистрационных
испытаний
хронической
токсичности
258
имидаклоприда,
тиаклоприда
и
ацетамиприда,
включаемых
в
корма
в
концентрациях от 0 до 1000 ррm, показали, что имидаклоприд и тиаклоприд
оказывают общетоксическое действие на организм животных, проявляющееся в
виде снижения потребления воды, уменьшения прироста массы тела и нарушения
функционального состояния печени. В плазме крови животных исследователи
отмечали незначительное повышение холестерина, в печени – цитохрома Р-450, а
также увеличение ее массы (Insecticide Factsheet. Imidacloprid, 2001).
Результаты
наших
исследований,
проведенных
на
крысах,
интоксицированных в течение 3-х месяцев Конфидором экстра® и Калипсо® в
дозах по 1/10 ЛД50,
подтверждают общетоксическое действие пестицидов с
преимущественным влиянием на печень и нервную систему. Следует отметить
синдром привыкания, развивающийся при длительном введении пестицидов. Так,
у крыс, получавших Конфидор экстра®, в течение первых двух недель
эксперимента отмечали периодически возникающий мелкий тремор головы, не
регистрируемый нами в последующий период наблюдения. Известно, что многие
химические вещества, в том числе и лекарственные препараты, являются
индукторами
микросомальных
ферментов
печени
(Л.Д.
Лукьянова,
А.М. Дудченко, 1988). Установлено, что первый этап биотрансформации
имидаклоприда происходит при участии цитохрома Р-450, при длительной
интоксикации крыс пестицидом значительно повышается уровень его содержания
в печени (Insecticide Factsheet. Imidacloprid, 2001; Kalajdzic P., 2012). Таким
образом,
логично
предположить,
что
при
повторном
введении
имидаклопридсодержащих препаратов на фоне повышения метаболической
активности цитохрома Р-450 будут усиливаться процессы биотрансформации
пестицидов и снижаться их концентрация в организме. Возможно, именно с этим
эффектом связано отсутствие тремора у крыс в последующем периоде
наблюдения.
В
сыворотке
билирубинемию,
крови
повышение
экспериментальных
уровней
животных
аланинаминотрансферазы
отмечали
и
гамма-
глутамилтрансферазы. Более выраженный характер изменений регистрировали у
259
крыс, длительно интоксицированных пестицидами в дозе 1/10 ЛД50. Повышение
содержания мочевины и показателя тимоловой пробы подтверждает нефро- и
гепатотоксическое
действие
неоникотиноидов.
Очевидно,
токсическое
повреждение паренхиматозных органов является следствием не только действия
самих пестицидов, но и их метаболитов. Экспериментально установлено, что
метаболиты неоникотиноидов обладают гепатотоксической и канцерогенной
активностью (D.A. Schulz-Jander et al., 2002; R.A. Dick, 2007; K.A. Ford, 2008;
X. Shi, 2009; J.E. Casida, 2011).
Повышение
количества
глюкозы
в
сыворотке
крови
у
крыс,
интоксицированных Калипсо® в дозе 1,3 мг/кг в течение трех месяцев, возможно,
может быть следствием повышенной активности кортизола – гормона,
стимулирующего процессы катаболизма и повышающего уровень глюкозы в
крови (Н.С. Сапронов, 2005). В наших экспериментах обнаружено повышение
уровня гормона в этой группе на 56% (Р<0,05).
Многие исследователи в своих работах указывают на то, что длительная
гиперсекреция кортизола вызывает различные метаболические нарушения в
организме, проявляющиеся снижением массы мышечной ткани, резистентностью
клеток к действию инсулина, гипергликемией, снижением иммунитета и т.д.
(B. Bondy, 2002; A.H. Young, 2002; Н.С. Сапронов, 2005). Кроме того, высокий
уровень кортизола оказывает нейротоксическое действие.
Известно, что
нарушения структуры и функции дендритов гипокампа, например, укорочение,
снижение числа шипиков и синаптических контактов, гибель нервных и
глиальных клеток во многом связаны с длительным воздействием высокого
уровня кортизола (B. Bondy, 2002; А.Ф. Изнак, 2003; R.S. Duman, 2004;
B.S. McEwen, 2004).
При хронической интоксикации Конфидором экстра® статистически
значимых различий в содержании глюкозы у крыс опытных и контрольной групп
не отмечали. У этих же животных уровень кортизола был достоверно ниже
контрольных значений. Пониженный уровень кортизола в крови крыс, длительно
260
интоксицированных Конфидором экстра®, отражает стадию истощения общего
адаптационного синдрома (Л.В. Сутурина, 2001).
Диспротеинемия, наблюдаемая у крыс через три месяца интоксикации
Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах 1/10 и 1/100 ЛД50 свидетельствует о
токсическом повреждении клеток печени и почек. При этом гипопротеинемия,
наблюдаемая при введении Конфидора экстра® в дозах 54 и 5,4 мг/кг массы, а
также при введении Калипсо® в дозе 1,3 мг/кг массы может отражать ответную
реакцию
на
химический
стресс,
обусловленный
длительным
введением
пестицидов в организм (Л.Х. Гаркави, Е.Б. Квакина, Т.С. Кузьменко, 1998).
Обнаруженные при гистологических исследованиях изменения в органах
детоксикации подтверждают это предположение.
Снижение концентрации гамма-глобулинов, отмеченное при длительном
введении Конфидора экстра® и Калипсо® в дозе 1/100 ЛД50, указывает на
снижение гуморального иммунного ответа. Об угнетении неспецифического
иммунного ответа также свидетельствуют низкие показатели НСТ-теста, ФАЛ и
активности миелопероксидазы. На фоне развития вторичной иммунодепрессии у
животных, длительно интоксицированных Калипсо®, регистрировали единичные
случаи гнойной пневмонии и гнойного воспаления кожи хвоста.
Иммунотоксическими свойствами обладают многие группы пестицидов.
Так, исследованиями А.А. Вовк (2011, 2012) установлено угнетающее действие
Аверсекта-2 на образование АОК в селезенке крыс, подвергнутых иммунизации
эритроцитами барана, а однократная обработка крупного рогатого скота
препаратом приводила к угнетению гемопоэза и снижению показателей
спонтанного и активированного НСТ-теста.
Лейкопения, гипохромная анемия и тромбоцитопения, развивающиеся при
экспериментальном длительном введении Конфидора экстра® и Калипсо® в
организм
животных,
свидетельствуют
об
угнетении
костномозгового
кроветворения. Более выраженные изменения эритроидного и лейкоцитарного
ростков кроветворения отмечали при длительном введении Калипсо ® в дозе
13 мг/кг.
261
Хроническая интоксикация крыс Конфидором экстра® в течение трех
месяцев характеризуется снижением уровня кортизола, переполнением кровью
сосудов мозгового вещества, уменьшением пучковой зоны коркового вещества
надпочечников, что свидетельствует о развитии стадии истощения при стрессе.
Длительное поступление Калипсо® в организм крыс проявляется повышением
уровня кортизола в крови, расширением сосудов мозгового и коркового веществ,
появлением большого количества эндокриноцитов с просветленной цитоплазмой,
что указывает на повышение функциональной активности надпочечников,
характерное для стадии тревоги стресса (Л.Х. Гаркави, Е.Б. Квакина,
Т.С. Кузьменко, 1998).
Изменения в поведении животных регистрируют при воздействии многих
стрессорных факторов (Л.К. Трофимова и др., 2010; В.Г. Подковкин, Д.Г. Иванов,
2009; А.А. Вовк, 2011). Многие ученые высказывают мнение о несомненной роли
пестицидов в развитии нейропатологии человека, в том числе болезни
Альцгеймера и Паркинсона (N.K. Singhal, 2013; F. Kamel, 2013; N. Chhillar, 2013).
Данных о влиянии неоникотиноидов на поведенческие реакции животных в
доступных источниках литературы нет. Однако, экспериментально доказано
негативное влияние неоникотиноидов на поведение пчел, которые «не находят
дорогу домой» после обработки полей пестицидами (Л.Ф.Соловьева, 2002;
M. Aubert, 2006; А.И. Илларионов, 2008, 2009; H.V. Tomé, 2012). Известно, что
никотиновые ацетилхолиновые рецепторы вовлечены в широкий спектр
патофизиологических процессов, в том числе в развитие эпилепсии, боли,
нейродегенеративных и психических расстройств (E.X. Albuquerque, 1995;
S.H. Thany, 2011). При этом неоникотиноиды, являющиеся агонистами
никотиновых ацетилхолиновых рецепторов, несомненно, будут оказывать
влияние на психо-эмоциональное состояние животных и человека (M. Alkondon,
1993). У крыс, длительно интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо® в
дозах по 1/10 и 1/100 ЛД50, уже через месяц после начала опыта регистрировали
снижение горизонтальной и вертикальной двигательной активности, повышение
262
времени нахождения в центре, а также времени замирания и груминга, что
указывает на развитие у них тревожно-депрессивного синдрома.
При патологоанатомическом исследовании крыс по истечении срока
наблюдения отмечали расширение желудка, слепой кишки, а также признаки
гидропической и белковой дистрофии печени. Гистологическая картина органов
детоксикации характеризовалась воспалительно-дистрофическими изменениями
во внутренних органах, паретическим расширением и кровенаполнением сосудов,
паравазальным и межмышечным отеком миокарда. Калипсо® провоцирует
лимфопролиферативные процессы и разрастание рыхлой соединительной ткани в
почках и легких.
Продуктивность и воспроизводительные качества сельскохозяйственных
животных и птиц, а также биологическая ценность получаемых продуктов в
значительной степени зависят от санитарного качества кормов, которое
определяется степенью контаминации их токсическими веществами, в том числе
и пестицидами (Гигиенические критерии состояния окружающей среды. ВОЗ,
Женева, 1992; А.И. Илларионов, А.А. Деркач, 2008).
Отсутствие имидаклоприда в пробах пшеницы, обработанной Конфидором
экстра® и убранной через 20 и 40 суток, могло быть связано с деградацией
пестицида в почве или низкой чувствительностью метода его определения.
Известно,
что
основным
метаболитом
имидаклоприда
является
6-хлорникотиновая кислота (A. Segura Carretero, 2003), которая, вероятнее всего, и
была определена с помощью метода тонкослойной хроматографии.
При исследовании крови кроликов, поедавших в течение 2-х недель
пшеницу, обработанную Конфидором экстра® с 20-ти дневным сроком ожидания,
обнаружены остаточные количества имидаклоприда, что свидетельствует о
накоплении его в организме. Однако, отсутствие остаточных количеств
имидаклоприда через месяц после начала эксперимента вероятнее всего
обусловлено
активацией
процессов
биотрансформации
цитохромов Р-450 (Л.Д. Лукьянова, А.М. Дудченко, 1988).
под
воздействием
263
Кормление кроликов пшеницей, обработанной в период вегетации
Конфидором экстра®, стимулирует прирост массы тела животных на 10-20% по
сравнению с группой контроля, что обусловлено накоплением у них внутреннего
жира в организме и косвенно указывает на гормональную перестройку в
организме.
Известно,
что
интоксикация
кормом
с
имидаклопридом
в
концентрации 900 ррm вызывает нарушение функции щитовидной железы у крыс
(Л.В. Ермолова и др. http://www.medved.kiev.ua; V. Sekeroglu, 2012).
Повышение
количества
эритроцитов
и
гемоглобина
у
кроликов,
получавших пшеницу, обработанную Конфидором экстра® с 40-ка дневным
сроком ожидания, может быть следствием усиленной продукции эритропоэтина
на фоне развития тканевой гипоксии. Микроцитарная гипохромная анемия,
регистрируемая у кроликов, получавших пшеницу, обработанную Конфидором
экстра® с 20-ти дневным сроком ожидания, является одним из пусковых
механизмов в развитии гипоксии тканей и функциональном нарушении сердечнососудистой и дыхательной систем.
Тромбоцитопения, регистрируемая у кроликов обеих опытных групп, может
быть результатом как повышенного разрушения тромбоцитов (иммунные
тромбоцитопении), так и недостаточного их образования. Однако повышение
среднего объема тромбоцитов характерно для молодых форм, поступающих в
периферическую кровь при стимуляции костномозгового кроветворения, и
косвенно может указывать на преобладание процессов разрушения тромбоцитов в
кровеносном русле, например, вследствие их способности переносить на своей
мембране циркулирующие иммунные комплексы.
Нейтрофилия,
регистрируемая
у кроликов,
потреблявших
пшеницу,
обработанную Конфидором экстра® с 20-ти дневным сроком ожидания, связана с
увеличенным поступлением в кровяное русло костномозговых нейтрофилов,
поступление которых потенцируется глюкокортикоидами и катехоламинами
вследствие стимуляции холинергических рецепторов, что характерно для реакции
переактивации общего адаптационного синдрома (Е.Д. Гольдберг, А.М. Дыгай,
И.А. Хлусов, 1997). Относительный лимфоцитоз и моноцитоз, наблюдаемый у
264
кроликов, потреблявших пшеницу, обработанную Конфидором экстра ® с 40-ка
дневным сроком ожидания, свидетельствует о стимуляции лимфоцитарного звена
иммунной системы и согласно общей неспецифической адаптационной теории
расценивается как ответная реакция организма на действие раздражителя средней
силы (Л.Х. Гаркави, 1998). При этом в организме наблюдается реакция
переактивации, которая, по мнению авторов, является неспецифической основой
предпатологии.
Достоверное
повышение
абсолютного
и
относительного
содержания базофилов у животных, потреблявших пшеницу, обработанную
Конфидором экстра® с 40-ка дневным сроком ожидания, свидетельствует о
сенсибилизации организма, возможно, метаболитами пестицида. Развитие
эозинопении, наблюдаемой у кроликов, потреблявших пшеницу, обработанную
Конфидором экстра® с 20-ти дневным сроком ожидания, может быть следствием
повышенной адренокортикоидной активности, в результате которой происходит
задержка эозинофилов в костном мозге. Развитие гипохромной микроцитарной
анемии, относительной нейтрофилии и эозинопении отражает реакцию «тревоги»
организма на поступление токсических веществ и является основой развития
тканевой гипоксии. Лимфоцитоз и моноцитоз, регистрируемые в крови животных,
длительно потреблявших корма, обработанные пестицидом с 40-ка дневным
сроком ожидания, характеризуют развитие в организме реакции переактивации.
Эритроцитоз и повышение содержания гемоглобина указывают на стимуляцию
костномозгового кроветворения и усиление синтеза железа в организме опытных
животных, что может рассматриваться как компенсаторно-приспособительная
реакция в ответ на действие токсического агента средней силы (Л. Х. Гаркави,
1998).
Учитывая,
что
основная
функция
базофилов
–
это
участие
в
иммунологических реакциях немедленного и замедленного типов, можно
предположить, что базофилия, отмеченная в крови опытных животных,
свидетельствует
о
развитии
данных
процессов
в
организме.
Можно
предположить, что токсические вещества, поступившие с кормом в виде остатков
или метаболитов в организм животных, не обладающие иммуногенностью, после
взаимодействия с белками-носителями приобретают иммуногенные свойства и
265
стимулируют выработку антител, что может являться основой для развития
аллергических заболеваний. Вместе с тем, по мнению К.И. Мышкина (1983),
базофилия может свидетельствовать о недостаточной функции щитовидной
железы (цит. по Л. Х. Гаркави, 1998).
Повышение уровня лактата и диспротеинемия у кроликов, потреблявших
пшеницу, обработанную в период вегетации Конфидором экстра®, отражают
напряженность метаболических процессов аэробного и анаэробного гликолиза и
могут свидетельствовать о недостаточности детоксицирующей функции печени и
почек.
Повышение
подтверждением.
в
Важно
сыворотке
отметить,
крови
что
креатинина
включение
в
является
рацион
этому
пшеницы,
обработанной Конфидором экстра® с 20-ти и 40-ка дневными сроками ожидания,
способствует у кроликов отложению внутреннего жира, что указывает на
нарушение жирового, углеводного и белкового обменов. Схематически патогенез
отравления неоникотиноидами представлен на рисунке 167.
Рисунок 167 – Патогенез отравления неоникотиноидами.
266
Обеспечение
продуктами
и
потребителя
биологически
продовольственным
сырьем
безопасными
является
пищевыми
основной
задачей
ветеринарно-санитарной службы (A.B. Константинова, В.М. Серов, 1981).
Проведенная ветеринарно-санитарная экспертиза мяса опытных и контрольных
животных
показала,
что
по
органолептическим,
биохимическим
и
бактериологическим показателям мясо тушек кроликов, потреблявших корма,
обработанные Конфидором экстра® согласно норме расхода и убранные через 20
и 40 дней после обработки культуры, соответствует первой категории. Однако
регистрируемое отложение подкожного и внутреннего жира у кроликов опытных
групп может указывать на нарушение нейро-эндокринной регуляции обменных
процессов в организме.
В регионах интенсивного использования пестицидов у людей чаще
отмечают заболевания, связанные с патологией эндокринной системы, органов
пищеварения, кровообращения, мочеполовой системы, а также врожденные
аномалии (Г.Г. Онищенко, 2003). Репродуктивная токсичность некоторых
пестицидов подтверждена исследованиями многих авторов (А.Ф. Василос, 1980;
В.И. Ермолов, 1989; Л.К. Герунова, 1996; О.А. Атаниязова, 1996; Н.Б. Довгань,
2003; Е.В. Семеряк, 2006; А.В. Сухов, 2001; А.В. Иванов, В.В. Васильев, 2005 и
др.). Доказано, что применение пестицидов группы 2,4-Д в растениеводстве резко
повышает число патологии беременности и родов у женщин, аномалий развития
новорожденных с тенденцией к увеличению их массы тела. Эти изменения
коррелировали с частотой обнаружения гербицидов в организме беременных и
кормящих
женщин
и
возможно,
связаны
с
угнетением
окислительно-
восстановительных процессов в организме матери и плода (В.И. Ермолов, 1989).
Для некоторых пестицидов, в частности дикамбы и бутокса, экспериментально
подтверждена
способность
к
миграции
токсического
вещества
через
плацентарный барьер и накоплению их остаточных количеств в органах и тканях
плодов (А.В. Сухов, 2000; Н.В. Стрельчик, 2002). Данных о трансплацентарной
миграции неоникотиноидов и накоплении их остаточных количеств в органах и
тканях плодов в доступных источниках литературы нет.
267
Результаты наших экспериментальных исследований доказывают миграцию
имидаклоприда и тиаклоприда через плацентарный барьер и накопление их
остаточных количеств в эмбрионах и плодах при интоксикации самок
Конфидором экстра® и Калипсо® в разные сроки беременности. При этом
наибольшее содержание пестицидов отмечали в плаценте и тканях 5-ти дневных
эмбрионов, что может быть связано с ферментативной недостаточностью
плацентарного барьера на ранних этапах эмбриогенеза.
Накопление остаточных количеств имидаклоприда и тиаклоприда в
головном мозге и печени плодов при интоксикации самок Конфидором экстра® и
Калипсо® на 15-й день беременности может представлять особую угрозу для
здоровья
потомства.
Кроме
того,
обнаруженные
высокие
концентрации
имидаклоприда и тиаклоприда в яичниках, матке, а также семенниках животных,
интоксицированных
исследуемыми
пестицидами,
могут
быть
причиной
гормональных расстройств и дисфункций репродуктивных органов самок и
самцов, а также отражаться на течении беременности.
Сохранение
способности
к оплодотворению
самцов и
самок
при
интоксикации Конфидором экстра® и Калипсо® установлено нами в острых и
хронических опытах. Y.H. Gu et all. (2013), изучавшие в опыте in vitro токсическое
действие ацетамиприда и имидаклоприда на сперматозоиды мышей, также
доказали
их
оплодотворяющую
способность,
но
высказали
опасение
относительно негативного влияния пестицидов на репродуктивную функцию
людей, профессионально контактирующих с неоникотиноидами. Регистрируемые
в
наших
экспериментах
самопроизвольные
аборты
на
разных
сроках
беременности крыс могут быть обусловлены как прямым (миотропным), так и
опосредованным
(гормональным)
влиянием
испытуемых
пестицидов
на
сократительную активность миометрия.
Высокая эмбриональная смертность, регистрируемая в опытных группах
самок, является следствием предимплантационной гибели эмбрионов, что может
быть результатом прямого цитотоксического, мутагенного действия пестицидов.
Кроме того, не исключена роль гипоксии и нейро-гуморальных эффектов в
268
организме самок, интоксицированных неоникотиноидами (А.Ф. Василос, 1980;
Е.А. Саратовских, 2007; Граф А.В., Гончаренко Е.Н., Соколова Н.А. и др., 2008).
Существует мнение о ведущей роли оксидативного стресса в развитии
эмбриотоксических и тератогенных эффектов при пестицидных токсикозах
(V. Pašková, 2011).
Интоксикация самок Калипсо® в дозе 1/100 ЛД50 на протяжении всей
беременности приводила к развитию анемии и подкожных гематом у плодов,
искривлению
позвоночного
столба
(кифоз),
моно-
и
параплегии
у
новорожденных.
Выделяют много возможных причин появления кифоза, прежде всего
физические, химические и биологические факторы, но при этом, как указывает
С.В. Виссарионов (2006), важен не вид токсиканта, а период, в который он
действует. Для позвоночника и нервной системы «критическим сроком» является
стадия обособления и формирования зачатков, когда происходит закладка
опорно-двигательного аппарата и нервной системы в организме, у крыс этот
период соответствует 9-10 суткам беременности (Объекты биологии развития,
1975).
При осмотре головы и внутренних органов 20-ти дневных плодов часто
обнаруживали кровоизлияния под оболочки и в вещество головного мозга,
причинами которых могли быть перинатальная гипоксия и вызванные ею
тяжелые гемодинамические (особенно выраженная артериальная гипотензия) и
метаболические нарушения – патологический ацидоз, чрезмерная активация
перекисного окисления липидов. Многие авторы указывают на ведущую роль
оксидативного стресса в развитии эмбриотоксических и тератогенных эффектов
пестицидов (А.Ф. Василос, 1980; М.Я. Студеникин, 1984). Не исключена роль
дефицита витамин К-зависимых факторов коагуляционного гемостаза, а также
перинатальные особенности тромбоцитарного гемостаза. Некоторые авторы
выделяют иммунологические аспекты патогенеза геморрагических инсультов
(М.Я. Студеникин, 1984; В.И. Гузева, М.Л. Чухловина, Е.М. Мацукатова,
http://www.medline.ru).
269
В работе С.Н. Иллариошкина (2006) приводятся данные о роли
наследственности в появлении атаксии и параплегии. Автор указывает, что по
механизму передачи в поколениях наследственные атаксии подразделяют на
аутосомно-доминантные, аутосомно-рецессивные и Х-сцепленные рецессивные
формы, кроме того выделяют спорадические формы с неустановленным или
неизвестным механизмом передачи. Следует отметить, что распространенность
атаксий и параплегий среди популяции людей достаточно высока – 3-10 случаев
на 100 000 населения, однако данных о роли пестицидов в возникновении данной
патологии нет (С.Н. Иллариошкин, 2006; С.А. Клюшников, С.Н. Иллариошкин,
2012).
Интоксикация самок крыс на протяжении всей беременности Конфидором
экстра® в дозе 1/100 ЛД50 приводит к рождению гипотрофичного потомства, что
может быть результатом прямого токсического действия пестицида, его
метаболитов и/или следствием пренатальной гипоксии плодов (Н.М. Дубровская,
Д.О. Потапов, Н. Л. Туманова, 2002; А.В. Граф, Е.Н. Гончаренко, Н.А. Соколова и
др., 2008). Регистрируемые случаи кальциноза кожи у 20-ти-дневных плодов
могут быть следствием нарушения функции паращитовидных и щитовидной
желез. В литературе приведены данные о влиянии неоникотиноидов на функцию
щитовидной железы. V. Sekeroglu, Z.A. Sekeroglu, E.S. Demirhan (2012)
установлено, что токсические дозы тиаклоприда (112,5 мг/кг) и в виде смеси
тиаклоприда с дельтаметрином (112,5 мг/кг +15 мг/кг соответственно), введенные
перорально однократно в организм крыс, а также введение тиаклоприда в дозе
22,5 мг/кг в день и смеси тиаклоприда с дельтаметрином в дозах 22,5+3 мг/кг
массы соответственно в течение 30 дней, вызывают повышение свободного
трийодтиронина и свободного тироксина в сыворотке крови (V. Sekeroglu, 2012).
Нарушение функции щитовидной железы при испытании токсических доз
тиаклоприда характеризовалось понижением уровня трийодстимулирующего
гормона и гипертрофией фолликулярного эпителия (Л.В. Ермолова и др., 2004).
Известно, что именно в период раннего органогенеза воздействие
стрессоров различной природы, в том числе и химической, резко повышает риск
270
развития
патологических
состояний,
которые
сохраняются
вплоть
до
постпубертатного периода (Л.К. Трофимова и др., 2008). Последствия этих
воздействий проявляются в изменении локомоторной и ориентировочноисследовательской активности, тревожности, нарушении работы сердечнососудистой
и
гормональной
систем,
физического
развития
животных
(Т.Ю. Дунаева, 2007; Е.Э. Хиразова, 2008; Л.К. Трофимова и др., 2008).
Установленные в наших экспериментах у потомства пороки: кальцификаты
в коже, признаки хондропатии, анемия, желтуха и анофтальм – могут быть также
следствием генотоксического действия имидаклоприда в период пренатального
онтогенеза. M.E. Calderón-Segura et all. (2012) доказали гено- и цитотоксическое
действие неоникотиноидов Гаучо® (имидаклоприд), Калипсо® (тиаклоприд) и
Пончо® (клотианидин) и указывают на потенциальную опасность их для
организма животных.
Одной из причин анофтальма, регистрируемого нами у 20-ти дневных
плодов, самки которых были интоксицированы Конфидором экстра ® в дозе 1/100
ЛД50 в течение всей беременности, могло являться нарушение погружения
глазного пузыря в глазной бокал или дефект строения глазного пузыря при его
закладке. Данную патологию у человека связывают с мутацией генов SOX2,
OTX2, VSX2, SIX6, PAX6, RAX, STRA6 (N. Chassaing, A. Causse, A. Vigouroux,
2013 ). По мнению специалистов, поврежденные гены не передаются родителями,
а подвергаются изменениям в яйцеклетке или сперматозоидах под действием
экологических факторов. Принимая во внимание морфологию аномалии и
вовлечение в порок как производных нейроэктодермы, так и производных
нейрональных бугорков, предполагают, что возникновение мутаций приводит к
нарушению в эмбриогенезе процессов миграции клеток нервных бугорков.
Можно предположить, что неоникотиноиды, являющиеся нейротоксинами,
способны вызывать мутации данных генов и приводить к появлению порока.
Анализируя литературу в целом, можно отметить, что оценка влияния
пестицидов на орган зрения связана, прежде всего, с их местным раздражающим
действием. Например, у лиц, контактирующих с фосфор- и хлорорганическими
271
пестицидами, часто возникали хронические конъюнктивиты, кератиты, ожоги
роговицы, диффузное поражение сетчатки, нарушение внутриглазного давления,
замедление
адаптации
к
темноте,
токсическое
поражение
зрительного
анализатора, приводящее к сужению границ ахроматического поля зрения
(Ф.Н. Нуритдинова,1981). Неоникотиноиды местным раздражающим действием
не обладают, что может создавать обманчивое впечатление об их «безвредности»
для макроорганизма и тем самым ослаблять контроль их применения.
В экспериментальной работе M.E. Calderon-Segura (2012), выполненной на
лимфоцитах периферической крови человека методом анализа ДНК-комет и
определения жизнеспособности клеток, было показано генотоксическое и
цитотоксическое действие тиаклоприда, клотианидина и имидаклоприда. Авторы
в работе указывают на риск генетической опасности, которую представляют
неоникотиноиды, и подчеркивают важность защитных мер и соблюдения правил
техники безопасности при работе с ними, так как генотоксичные вещества
потенциально мутагенны или канцерогенны и способны привести к генетической
мутации или развитию опухоли.
Результаты наших исследований по изучению тератогенных эффектов
имидаклоприда и тиаклоприда противоречат экспериментальным данным,
полученным Л.В. Ермоловой с соавт. (2004), которые указывают на отсутствие
тератогенного действия изучаемых пестицидов, однако авторы также отмечают,
что токсические дозы пестицидов вызывают эмбриотоксический эффект. По
тератогенной активности и репродуктивной токсичности имидаклоприд и
тиаклоприд в Украине отнесены к 3-ему классу опасности.
В процессе наблюдения за поведением экспериментальных животных следует
отметить
отсутствие
материнского
инстинкта
интоксицированных Конфидором экстра® и Калипсо®
у
некоторых
самок,
в дозах по 1/100 ЛД50.
Потомство у этих самок было разбросано по клетке, новорожденные были
малоподвижны, сосательный рефлекс у них отсутствовал. Попытки собрать
потомство в гнездо не давали положительного результата, самки не заботились о
них, в результате чего все потомство погибало. Подобное изменение в поведении
272
самок, интоксицированных неоникотиноидами, возможно связано с влиянием
препаратов на холинергические рецепторы лимбической системы. Кроме того,
подобное поведение могло быть обусловлено рождением маложизнеспособного
потомства, со слабым сосательным рефлексом. Регистрируемые у потомства
геморрагии, пара- и моноплегии грудных конечностей подтверждают способность
имидаклоприда и тиаклоприда проникать через плацентарный барьер и оказывать
прямое токсическое действие на развивающийся плод.
При оценке поведения потомства от самок, которые в течение всей
беременности получали Калипсо® и Конфидор экстра® в дозах по 1/100 ЛД50, в
тесте «Открытое поле» установлено снижение локомоторной активности и
увеличение продолжительности акта груминга, что свидетельствует о нарастании
у
крысят
опытных
групп
эмоциональной
ориентировочно-исследовательского
выражающиеся
в
увеличении
и
тревожности.
эмоционального
тревожности,
агрессивности,
Нарушения
поведения,
негативной
эмоциональности, изменении исследовательского компонента, отмечают при
воздействии различными группами токсикантов и считают характерными для
развития отдаленной токсической энцефалопатии у животных (Л.М. Соседова и
др., 2007). Одной из причин данного состояния может быть антенатальная
гипоксия, которая вызывает существенные изменения функционирования многих
систем организма и в первую очередь, центральной нервной системы. До 72%
новорожденных, перенесших гипоксию в антенатальном и интранатальном
периодах, имеют психоневрологический дефицит различной степени тяжести
(Р.К. Игнатьева, 2006).
Экспериментально доказанное эмбрио- и фетотоксическое действие
Калипсо® и Конфидора экстра® при пероральном поступлении их в организм
беременных самок свидетельствует о потенциальной опасности неоникотиноидов
для следующих поколений. Снижение показателя рождаемости, повышение
показателя постнатальной смертности, отставание в росте, подкожные геморрагии
и кровоизлияния в оболочки головного мозга, анофтальмия, моно- и параплегия, а
273
также формирование «синдрома эмоциональной тревожности» указывают на
глубокие структурные и функциональные нарушения в организме потомства.
Существующие в настоящее время в лабораторной практике способы
определения имидаклоприда и тиаклоприда разработаны для растительного
материала, воздуха рабочей зоны, что не позволяет использовать их для
определения остаточных количеств неоникотиноидов в биологическом материале
(МУК 4.1.1853-04.; МУК 4.1.1875-03.; МУК 4.1.1390-03.; МУК 4.1.1802-03.;
МУК 4.1.1790-03; МУК 4.1.1399 – 03.; Методические указания по определению
микроколичеств пестицидов в пищевых продуктах, кормах и внешней среде.
Сборник №30). В связи с этим нами были разработаны способы определения
имидаклоприд- и тиаклопридсодержащих пестицидов в органах и тканях
животных
методами
тонкослойной
и
высокоэффективной
жидкостной
хроматографии (Т.В. Бойко, Л.К. Герунова, 2011; Т.В. Бойко, Л.К. Герунова,
Т.В. Урусова, 2011).
Изучение токсикокинетики пестицидов является одной из важных задач
ветеринарной токсикологии, позволяющей обоснованно подойти к разработке
диагностических,
лечебно-профилактических
и
ветеринарно-санитарных
мероприятий в случаях возникновения отравлений у животных.
Высокая концентрация имидаклоприда, регистрируемая в содержимом
желудка через 30 минут после перорального введения Конфидора экстра ®, могла
быть следствием транзиторного угнетения его моторно-секреторной функции.
При
этом
резкое
снижение
концентрации
имидаклоприда
в
желудке,
происходящее в течение первых суток, могло быть обусловлено как процессами
всасывания его в системный кровоток, лимфу и межтканевую жидкость, так и
процессами биотрансформации препарата компонентами желудочного сока.
Известно, что растворенные вещества могут проникать через мембраны по
градиенту концентрации, либо с помощью переносчиков через поры мембран в
белоксодержащих участках, которые проницаемы для малых гидрофильных
молекул (И.И. Мирошниченко, 2002; С.А. Куценко, 2002). Гидрофобность
вещества (его липофильность) оценивается на основании расчета логарифма
274
коэффициента распределения вещества в двухфазной системе н-октанол-вода
(logP). Этот параметр характеризует транспорт вещества через мембраны, его
взаимодействие с биологическими рецепторами и ферментами, токсичность и
биологическую
активность
(В.Ю.
Кириллов,
Р.Ш.
Еркасов,
http://www.rusnauka.com/14_ENXXI_2009/Chimia/46015.doc.htm). Положительное
значение logP характеризует более высокую концентрацию соединения в
липидной фазе (липофильность). Так как log P имидаклоприда составляет 0,57, а
тиаклоприда – log P 1,26 (имидаклоприд, http://rupest.ru/ppdb/imidacloprid.html;
тиаклоприд, http://rupest.ru/ppdb/thiacloprid.html), то большей липофильностью
обладает тиаклоприд и, следовательно, большей проникающей способностью
через биологические мембраны, взаимодействием с рецепторами и ферментами, а,
следовательно, биологической активностью и токсичностью для живых объектов.
Эксперименты по определению среднелетальной дозы имидаклоприда и
тиаклоприда подтверждают это предположение. Очевидно, проникновение
имидаклоприда и тиаклоприда происходит непосредственно через липидную фазу
мембраны, которая служит растворителем для липофильных веществ.
Регистрация остаточных количеств имидаклоприда в тонком и толстом
кишечнике в течение трех суток свидетельствует о его выведении из организма
органами пищеварения, при этом данным путем выводится ~ 8% от введенной
дозы. Появление дополнительных пиков концентрации имидаклоприда в органах
и
тканях
указывает
на
энтерогепатическую
и/или
энтерогематическую
рециркуляцию пестицида в организме. Известно, что липофильные соединения
легко проникают через биологические мембраны, однако, проникнув в
энтероциты,
они
могут
вновь
«выбрасываться»
в
просвет
кишечника
гликопротеином-Р. Попав в энтероциты, а затем и в гепатоциты, липофильные
соединения подвергаются биотрансформации до гидрофильных метаболитов,
которые либо попадают в системный кровоток, либо активно секретируются в
желчь
транспортерами
органических
анионов
и
катионов.
Находясь
в
гепатоцитах, не успевшие метаболизироваться липофильные соединения также
способны активно секретироваться в желчь с помощью гликопротеина-Р
275
(И.И. Мирошниченко, 2002). Возможно, именно этими процессами обусловлена
рециркуляция неоникотиноидов в организме животных.
Относительно низкие концентрации имидаклоприда и тиаклоприда в
органах и тканях животных, регистрируемые после перорального введения
Конфидора экстра® и Калипсо®, могут быть результатом частичной потери в
реакциях химической инактивации, депонирования и выведения. Известно, что
депонирование нейтральных соединений происходит в липидах, катионов – в
рибонуклеиновых кислотах и α1-кислых гликопротеинах и анионов – в
альбуминах (А. Альберт, 1989). Сывороточный альбумин служит местом
депонирования многих лекарственных веществ, большинство из которых –
слабые кислоты. Испытуемые неоникотиноиды относятся к слабым кислотам
(Д.В. Ведищева, И.Г. Соболева, 2002). В связи с этим можно полагать, что после
введения в организм они взаимодействуют прежде всего с альбумином, при этом,
обладая большей гидрофильностью, имидаклоприд преимущественно будет
содержаться в плазме крови. О взаимодействии имидаклоприда с альбумином
сыворотки крови указано в работе F. Ding (2013).
Анализ коэффициента распределения остаточных количеств имидаклоприда
во внутренних органах, тканях и биологических жидкостях свидетельствует о
быстром
всасывании
и
распределении
пестицида
в
организме
с
преимущественным временным накоплением в коже, волосяном или перьевом
покровах и селезенке. Максимальная концентрация токсического вещества в коже
и волосяном покрове крыс достигает 57,1±4,5 мг/кг, в селезенке – 61,9±2,3 мг/кг
через 30 минут после перорального введения Конфидора Экстра®.
Высокое содержание остаточных количеств имидаклоприда и тиаклоприда в
перьях птиц, интоксицированных токсическими дозами Конфидора экстра ® и
Калипсо®, возможно, обусловлено взаимодействием токсических веществ с
β-кератином перьев. Можно предположить, что β-кератин, являясь белком,
способен связываться с имидаклопридом. В источниках литературы приведены
сведения о накоплении пестицидов разных групп в коже и подкожной клетчатке,
перьевом, шерстном и волосяном покровах (Ю.И. Кундиев, 1975; А.В. Сухов,
276
2001), но данных о накоплении имидаклоприда и тиаклоприда в этих тканях в
доступной литературе не обнаружено.
Накопление имидаклоприда в селезенке могло быть следствием фиксации
препарата на мембранах эритроцитов. Эритроциты, обладая огромной суммарной
площадью поверхности, адсорбируют целый ряд веществ, осуществляя затем их
транспорт к органам выделения. Высокая сорбционная способность эритроцитов,
обусловленная наличием в их мембранах белка гликофорина, способствует
присоединению имеющихся в плазме соединений низкой и средней молекулярной
массы (С.А. Куценко, 2002), к которым также относится имидаклоприд. Кроме
того,
взаимодействие
имидаклоприда
с
альбуминами
плазмы
позволяет
предположить о дальнейшей «судьбе» крупномолекулярных комплексов, которые
захватываются клетками макрофагально-лимфоцитарной системы: нейтрофилами,
эозинофилами,
базофилами,
моноцитами,
гистиоцитами,
купферовскими
клетками печени, альвеолярными макрофагами, макрофагами лимфатических
узлов и селезенки, следствием чего может быть временное депонирование
токсического вещества в органах. При этом связывающая способность
эритроцитов, зависимая также от электрического потенциала их мембраны, а,
следовательно, от функционального состояния и энергообеспеченности клетки,
может уменьшаться (С.А. Куценко, 2002), что, несомненно, будет сказываться на
концентрации пестицида в органе.
Регистрация имидаклоприда и тиаклоприда в крови и брыжеечных
лимфатических узлах указывает на основные пути миграции пестицида. В
мембранах между кровью и тканью головного мозга водные поры отсутствуют,
вследствие чего полярные молекулы не проникают в мозг, липидорастворимые
молекулы
небольшого
размера,
напротив,
легко
проникают
через
гематоэнцефалический барьер (И.И. Мирошниченко, 2002). Обнаруженные в
головном
мозге
остаточные
количества
имидаклоприда
и
тиаклоприда
подтверждают проникновение их через гематоэнцефалический барьер. Следует
отметить, что в брыжеечных лимфатических узлах остатки пестицидов
277
регистрировали через 14 суток, а в крови – даже через месяц после однократного
перорального введения Конфидора экстра®.
Основными органами выделения токсических веществ из организма
являются почки и печень. Путем фильтрации в клубочках почек из кровяного
русла
удаляются
преимущественно
свободные
фракции
гидрофильных
неионизированных веществ, имеющих низкую молекулярную массу, в том числе
и пестициды (В.Н. Соловьев, 1980). Молекулярные массы имидаклоприда и
тиаклоприда примерно одинаковые и составляют 255,7 и 258,2 соответственно. В
связи
с
этим
можно
предположить,
что
их
выделение
происходит
преимущественно с мочой. Результаты исследований подтверждают данное
предположение. Через 12 часов в почках обнаруживали 1/5 часть от введенной
дозы препаратов.
Известно, что вещества с более выраженными липофильными свойствами
аккумулируются в эндоплазматическом ретикулуме гепатоцитов, которые
содержат множество обезвреживающих ферментов и трансформируют вещества в
гидрофильные соединения (А. Альберт, 1989). Тиаклоприд, обладая более
выраженными липофильными свойствами, через 6 часов после перорального
введения Калипсо® выявляется в печени в большем количестве, чем Конфидор
экстра®. Однако, быстрая биотрансформация приводит к снижению его
концентрации уже через 12 часов. Снижение концентрации имидаклоприда в
печени и почках отмечали в течение 3 суток, однако его следовые количества в
печени регистрировали через 30 суток. При этом длительное содержание
имидаклоприда в печени может быть обусловлено его связью с SН-группами
глутатиона, так как известно, что многие галогенсодержащие углеводороды в
печени образуют связи с этим веществом (А. Альберт, 1989).
Полученные
исследований
T.
нами
Roberts,
данные
D.
частично
Huston
согласуются
(1999),
которые
с
результатами
экспериментально
установили, что при пероральном и внутривенном введении имидаклоприда и
тиаклоприда через 48 ч выводится 90-97% препаратов (73-80% с мочой и 17-25%
с фекалиями). При этом период полувыведения из крови (Т50) имидаклоприда
278
составляет 3 ч, а тиаклоприда – 6,8 ч. О полном выведении пестицидов из
организма в работе не сообщается.
В процессе экскреции и детоксикации токсических веществ существенную
роль играют легкие и сердце. Токсикокинетическая кривая остаточных количеств
имидаклоприда в легких, как и в других органах, имеет два пика накопления
препарата. Первый пик регистрировали через 3 часа (25,8±0,8 мг/кг), второй –
через 24 часа (17,3±0,3 мг/кг) после перорального введения пестицида. Можно
предположить, что накопление имидаклоприда в легких обусловлено высоким
содержанием в них лизосом, способных поглощать токсическое вещество и тем
самым способствовать временному депонированию его в органе. Более низкие
концентрации имидаклоприда, регистрируемые в сердечной мышце (с низкой
плотностью лизосом в кардиомиоцитах) с пиком концентрации через 6 часов
(16,7±0,3 мг/кг), косвенно подтверждают это предположение. Постепенное
снижение концентрации имидаклоприда до следовых количеств в легких и сердце
отмечали в течение 3-х и 14-ти суток соответственно. Показатель тканевой
биодоступности тиаклоприда находится в пределах 1,2-1,3, что свидетельствует о
его высокой проникающей способности в ткани легких, сердца, головного мозга и
мышц.
Для
ветеринарно-санитарной
экспертизы
продуктов
животного
происхождения решающее значение имеют данные о накоплении токсических
веществ в мышечной ткани. Результаты экспериментальных исследований
подтверждают временное накопление имидаклоприда в мышечной ткани, что
может быть обусловлено его взаимодействием со специфическими рецепторами.
При этом снижение концентрации препарата до недетектируемых количеств
происходит через 10 суток, а тиаклоприда – через 7 суток после однократного
перорального введения крысам Конфидора Экстра® и Калипсо® в дозах по
100 мг/кг массы.
По уровню накопления остаточных
количеств имидаклоприда при
однократном пероральном введении крысам Конфидора экстра® в дозе 100 мг/кг
органы и ткани располагаются в следующем порядке: кожа (17%) → кровь (16%)
279
→ селезенка (13%) → легкие (9%) → головной мозг (8%) = мышцы (8%) →
печень (7%) = сердце (7%) → почка (6%) → брыжеечные лимфатические узлы
(5%) → семенники (4%). При однократном пероральном введении крысам
Калипсо® распределение тиаклоприда происходит по следующей схеме:
семенники (28%) → кожа (16%) → брыжеечные лимфатические узлы (13%) →
селезенка (10%) → печень (7%) → почка (6%) → кровь = сердце = легкие =
головной мозг = мышцы (4%). Различия в распределении имидаклоприда и
тиаклоприда
в
органах,
вероятно,
обусловлены
химической
структурой
препаратов, а также силой взаимодействия с рецепторами органов-мишеней.
Результаты исследования особенностей накопления имидаклоприда и
тиаклоприда в организме птиц свидетельствуют о быстром распределении
остаточных количеств пестицидов в организме с временным их депонированием в
мускульном желудке, белой и красной мышечной ткани, сердце и перьевом
покрове. Так как выведение их из организма происходит в течение 4-10-ти суток,
считаем,
что
убой
птиц,
перенесших
отравление
имидаклоприд-
и
тиаклопридсодержащими пестицидами, должен быть не ранее 14 суток после их
клинического выздоровления.
В работе украинских ученых приведены данные о временном содержании
некоторых неоникотиноидов в молоке, почках, мышцах, жире млекопитающих и
рыбе. Так, при пероральном поступлении имидаклоприда в организм коз в молоке
обнаруживали 0,23% от введенной дозы. В яйцах птиц обнаруживали до 0,8 мг/кг
имидаклоприда и его метаболитов (Л.В. Ермолова, Н.Г. Проданчук, 2011).
Антидотная терапия является одним из наиболее эффективных способов
лечения острых отравлений химическими веществами. Ее роль особенно велика
при оказании помощи в токсигенной стадии отравления. Важно отметить, что
оценка эффективности антидотов имеет ряд особенностей по сравнению с
другими
лекарственными
клинических
испытаний
средствами.
большое
Из-за
значение
ограниченной
имеют
возможности
экспериментальные
доказательства эффективности этих препаратов (Г.Н. Красовский, 2009).
Побочное действие, острая и хроническая токсичность имеют меньшее значение,
280
чем в случае изучения эффективности других лекарств, так как обычно антидоты
применяют
однократно
и
по
жизненным
показаниям
(С.Е.
Колбасов,
www.medline.ru).
Антидотов при отравлении неоникотиноидами пока не разработано
(L.P. Sheets, 2002; M. Tomizawa, 2005). В литературе описаны единичные случаи
оказания помощи пациентам, перенесшим острое отравление имидаклопридом
(M. Fahim, 2009). При этом алгоритм оказания помощи пациентке складывался из
следующих действий врачей: через 2 часа после отравления для купирования
рвоты – 1,2 мг атропина и 1 г пралидоксима, для успокоения –5 мг галоперидола
внутримышечно. Через 4 часа после начала лечения у пациентки после приема
пищи произошла остановка дыхания. Была проведена интубация трахеи с
применением 25 мг атракурия и 5 мг мидазолама. Внутривенно проводили
вливания атропина на уровне 1,2 мг/час и для профилактики осложнений –
цефуроксим в дозе 750 мг каждые 8 часов и метронидазол 500 мг каждые 8 часов.
На вторые сутки развилась гипотензия, которую устраняли путем внутривенного
введения допамина. Кроме того каждые 6 часов вводили пралидоксим в дозе 1 г.
Пациентку экстубировали только на 4-й день интенсивной терапии после 3 дней
искусственной вентиляции легких и выписали домой через 9 дней после приема
без видимых остаточных явлений.
Результаты наших экспериментальных исследований свидетельствуют об
отсутствии терапевтической эффективности атропина сульфата в дозе 1 мг/кг
массы. Учитывая тормозящее влияние атропина сульфата на секреторномоторную функцию желудочно-кишечного тракта и такое же действие
неоникотиноидов,
можно
предположить,
что
результатом
суммации
их
тормозного влияния на моторную функцию желудка и кишечника является
увеличение времени нахождения пестицидов, что способствует их всасыванию в
кровь и усугубляет течение интоксикации.
Энтеросорбция является эффективным методом естественной детоксикации
в токсигенную фазу отравления. Результаты исследований в тестах in vitro
свидетельствуют о высокой сорбционной активности зоокарба, поэтому его
281
можно рекомендовать при отравлении неоникотиноидами, а также для снижения
остаточных количеств в органах и тканях животных в постинтоксикационном
периоде.
Унитиол (Димеркапрол) известен как комплексообразующий препарат,
оказывающий дезинтоксикационное действие за счет активных сульфгидрильных
групп, взаимодействующих с тиоловыми ядами и образующих с ними
нетоксичные соединения. Выявлена способность препарата восстанавливать
функции ферментных систем организма, пораженных токсическим веществом.
Унитиол является антидотом, прежде всего, при отравлении «тиоловыми» ядами,
однако доказана его эффективность при интоксикации сердечными гликозидами,
также он рекомендован в комплексной терапии диабетической полиневропатии,
гепатоцеребральной дистрофии, при хроническом алкоголизме и делириозном
психозе (Б.Г. Белозеров, 2005). Известно, что тиолсодержащие препараты
являются эффективными при различных патологических состояниях, связанных с
активацией свободнорадикального ПОЛ, включая химическую патологию. В
частности, эффективность унитиола и N-ацетил-цистеина доказана при действии
на лабораторных животных эпихлоргидрина, диоксида азота, оксида углерода
(И.М. Трахтенберг и соавт., 2000). В наших исследованиях была отмечена
терапевтическая эффективность унитиола при отравлении животных
имидаклоприд- и тиаклопридсодержащими пестицидами. Внутрибрюшинное
введение унитиола крысам при отравлении Конфидором экстра® и Калипсо® в
летальных
дозах
способствовало
выживаемости
15%
животных.
Внутрибрюшинное введение диазепама способствовало выживаемости 50%
животных. При этом сочетанное применение унитиола и диазепама
способствовало выживаемости уже 80% экспериментальных животных. Следует
отметить, что при остром отравлении крыс Конфидором экстра ® и введении
унитиола концентрация имидаклоприда в крови снижается на 13,1%, при
введении диазепама – на 34%, при сочетанном применении унитиола и диазепама
– на 72%. Аналогичную картину отмечали при исследовании печени на
остаточные количества имидаклоприда и тиаклоприда. Внутрибрюшинное
введение унитиола с диазепамом при отравлении крыс летальными дозами
Калипсо® способствовало снижению тиаклоприда в крови и печени в 3 раза по
сравнению с животными контрольной группы.
282
Очевидно, снижение концентрации пестицидов, обусловленное введением
унитиола совместно с диазепамом, связано с активацией микросомальных
ферментов печени диазепамом, а также мембрано- и гепатопротективными
свойствами унитиола (Г.Я. Кивман, 1980; Б.Г. Белозеров, 2005).
В профилактике пестицидных токсикозов ведущую роль отводят разработке
методов деструкции пестицидов в объектах окружающей среды, кормах и воде, в
том числе с использованием озон-технологий (И.П. Кривошипин, 1988).
Сочетание высокой активности озона и безопасности продуктов его распада
делает озонирование уникальной технологией, которая нашла применение в
разных
отраслях
промышленности,
коммунального
хозяйства,
сельскохозяйственного производства и медицины (И.Э. Идов 1994; A.A. Glukhov,
N.V. Shapovalova, 1998; S.A. Ivanchenko, 1999; V.I. Bulynin, A.A. Glukhov, 1999;
Iu. A. Parkhisenko , S.V. Bil'chenko, 2003; Применение озона в ветеринарии, 2003;
I.K. Gazin, 2008; I.K. Gazin, 2008; M. Davatdarova, A. Kazimov, 2008; U. Cernigoj et
al., 2010; Klin Khir., 2013 и др.). Комбинированное действие озона с оксидом азота
способствует снижению тонуса сосудистой стенки и облегчению поступления
кислорода в ткани (В.В. Педдер и др., 2009).
В наших исследованиях доказана высокая детоксицирующая активность
озон/NO-содержащей газовой смеси в сочетании с озвучиванием низкочастотным
ультразвуком в отношении водных растворов Конфидора экстра® и Калипсо® в
экспериментах in vitro и in vivo. Снижение концентрации имидаклоприда на 70%
и тиаклоприда – на 50% в водных растворах пестицидов при сочетанном
воздействии на них физических и физико-химических факторов могло быть
обусловлено процессами окисления действующих веществ с образованием менее
токсичных метаболитов. Данное предположение подтверждается высоким
показателем выживаемости крыс при пероральном введении им летальных доз
водных растворов Конфидора экстра® и Калипсо®, предварительно обработанных
озон/NO-содержащей
газовой
смесью
в
сочетании
с
озвучиванием
низкочастотным ультразвуком, а также отсутствием патоморфологических
изменений в печени у птиц, которые в течение двух недель употребляли водные
растворы
пестицидов,
предварительно
газовой смесью и ультразвуком.
обработанные
озон/NO-содержащей
283
4.ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Внедрение
химических
средств
защиты
в
сельскохозяйственное
производство требует высокой культуры их использования, так как нарушение
регламентов применения пестицидов неизбежно приводит к циркуляции
токсических веществ в объектах окружающей среды, миграции их остаточных
количеств по пищевым цепям в организм животных и человека. Вызывая
изменения гомеостаза обратимого или необратимого характера, пестициды
способствуют развитию заболеваний не только взрослых организмов, но и их
потомства.
Роль
хлорорганических,
фосфорорганических,
карбаматных,
производных 2,4-Д и многих других групп пестицидов в развитии канцерогенных,
мутагенных,
эмриотоксических,
тератогенных
эффектов
считается
общепризнанной (J.R. Roberts, 2012).
Научных исследований по влиянию на организм животных относительно
«новых» групп пестицидов, к которым относятся и неоникотиноиды, крайне
недостаточно. Ошибочно считать, что разрешение соответствующего контрольноразрешительного органа на использование пестицидов после экспериментальных
испытаний является гарантией их безопасности. Практика использования
пестицидов и лекарственных препаратов имеет достаточно убедительных
примеров обратному (А.В. Астахова, 2008). В связи с этим необходимо проводить
независимые исследования по изучению токсических эффектов химических
средств защиты, поступивших на российский пестицидный рынок.
Динамика
рынка
препаративных
форм
пестицидов,
действующими
веществами которых являются неоникотиноиды, свидетельствует о широком
внедрении их в растениеводство, ветеринарию и санитарию. По количеству
препаратов, действующими веществами которых являются неоникотиноиды,
Россия начинает обгонять многие страны, в том числе Австралию, Новую
Зеландию и Великобританию (А. Безущенок, 2013).
Отсутствие статистических данных о масштабах применения пестицидов в
сельскохозяйственном производстве, в том числе неоникотиноидов, не позволяет
284
проводить исследования по установлению корреляции между их применением и
заболеваемостью животных и человека. В связи с этим большую актуальность
приобретают исследования, проводимые на экспериментальных животных,
позволяющие оценить «вектор опасности» пестицидов, в том числе и для
будущих поколений, и на основании этих данных разработать и рекомендовать
производству методы диагностики, лечения и профилактики пестицидных
токсикозов животных.
В настоящее время научные работы, посвященные неоникотиноидам,
отражают,
прежде
всего,
токсикологическая
регистрационными
их
эффективность
характеристика
испытаниями
для
группы
целевых
ограничена
препаратов,
что,
объектов,
а
обязательными
несомненно,
позволяет
безопасно их использовать в сельскохозяйственном производстве. Однако, в
практической деятельности имеют место случаи преднамеренного завышения
концентраций препаратов или кратности их применения, что резко повышает риск
возникновения отравлений животных и человека. При этом вопросы патогенеза и
диагностики
интоксикации
неоникотиноидами
остаются
неизученными.
Доступные и высокочувствительные методы определения остаточных количеств
неоникотиноидов в Российской Федерации разработаны только для растительного
материала, воды и воздуха рабочей зоны, что, несомненно, затрудняет диагностику
при подозрении на отравление животных и птиц неоникотиноидами. В доступной
литературе
отсутствуют
экспериментально
подтвержденные
сведения
о
терапевтической эффективности лекарственных препаратов при отравлении
неоникотиноидами, а также методах их разрушения в объектах окружающей
среды.
В работе на основании клинических, гематологических, биохимических,
иммунологических, морфологических и статистических методов исследования
представлены
сведения
неоникотиноидов,
патогенезе
патоморфологических
интоксикаций
о
токсичности
отравления,
изменениях
неоникотиноидами,
при
и
синдроматике
остром
что
потенциальной
и
и
симптоматике,
хроническом
необходимо
опасности
течении
учитывать
в
285
дифференциальной диагностике отравлений. Установленные гематотоксические и
иммунотоксические эффекты Конфидора экстра® и Калипсо® следует учитывать
при использовании имидаклоприд- и тиаклопридсодержащих препаратов для
лечения и профилактики паразитарных болезней животных с имеющейся
патологией внутренних органов и систем. Разработанные методы определения
остаточных количеств имидаклоприда и тиаклоприда в биологических объектах
расширяют возможности дифференциальной диагностики отравлений животных
неоникотиноидами, а также контроля их остатков в продуктах животного
происхождения. Установленные особенности распределения и накопления
имидаклоприда и тиаклоприда, сроки выведения пестицидов из организма
млекопитающих
диагностических,
и
птиц
необходимо
лечебно-профилактических
учитывать
и
при
организации
ветеринарно-санитарных
мероприятий в случаях возникновения отравлений животных неоникотиноидами.
Доказанная способность имидаклоприда и тиаклоприда мигрировать через
гематоплацентарный барьер и временно депонироваться в плаценте, эмбрионах,
головном мозге и печени плодов, а также органах репродукции самок и самцов
создает реальную угрозу для воспроизводства и здоровья следующих поколений.
Повышение числа самопроизвольных абортов, эмбриотоксические и тератогенные
эффекты Конфидора Экстра® и Калипсо®, а также снижение жизнеспособности
потомства с формированием «синдрома эмоциональной тревожности» следует
принимать во внимание при ведении животноводства в регионах, интенсивно
использующих неоникотиноиды в сельскохозяйственном производстве.
Длительное скармливание пшеницы, обработанной Конфидором экстра® в
период вегетации (сроки ожидания – 20 и 40 суток), несмотря на повышение
прироста массы тела и удовлетворительную ветеринарно-санитарную оценку
продуктов
убоя,
вызывает
у
животных
угнетение
гемопоэза,
морфо-
функциональные изменения в печени и почках, нарушение обменных процессов,
приводящее к отложению подкожного и внутреннего жира. Данные изменения
свидетельствуют о потенциальной опасности испытуемых пестицидов и
286
указывают на необходимость дальнейшего исследования их влияния на
эндокринную систему животных и человека.
Скрининг лекарственных препаратов при отравлении животных показал,
что наиболее эффективным при острой интоксикации неоникотиноидами является
применение
унитиола
с
диазепамом,
позволяющее
повысить
показатель
выживаемости животных.
Результаты проведенных исследований свидетельствуют о необходимости
контроля остаточных количеств имидаклоприд- и тиаклопридсодержащих
пестицидов в кормах и продуктах питания животного происхождения, а также
проведения дальнейших испытаний озон/NO-содержащей газовой смеси с целью
оптимизации технологических схем, режимов и параметров детоксикации воды и
кормов в условиях производства.
287
5. ВЫВОДЫ
1.
Неоникотиноиды
представляют
новую
группу
инсектицидных
препаратов, широко используемых в растениеводстве и интенсивно внедряемых в
практику
ветеринарной
медицины.
Клинико-токсикологические
параметры
пестицидов свидетельствуют о более высокой токсичности циансодержащих
неоникотиноидов. Имидаклоприд- и тиаклопридсодержащие препараты обладают
отдаленным неблагоприятным действием
и представляют потенциальную
опасность для животных при нарушении регламентов применения. Разработанные
нами методы определения остаточных количеств неоникотиноидов в органах и
тканях
животных
направлены
на
совершенствование
дифференциальной
диагностики, лечения и профилактики отравлений.
2. Конфидор экстра® относится к среднетоксичным соединениям с
ЛД50= 536 мг/кг, ЛД0=50 мг/кг, ЛД16=44 мг/кг, ЛД84=1321 мг/кг, ЛД100=1627 мг/кг.
Калипсо® относится к высокотоксичным соединениям с ЛД50 =128 мг/кг,
ЛД0=70 мг/кг, ЛД16=86 мг/кг, ЛД84=185 мг/кг, ЛД100=230 мг/кг. Конфидор экстра®
и Калипсо® не обладают материальной кумуляцией (коэффициент кумуляции
более 5), раздражающим, аллергизирующим и сенсибилизирующим действием.
3. Иммунотропное действие Конфидора экстра® и Калипсо® при остром
отравлении в дозах по 1/10 ЛД50 характеризуется угнетением неспецифической
резистентности (снижение показателей ФАЛ, НСТ-теста и накопление ЦИК у
животных), увеличением пролиферативной активности лимфоцитов (повышение
РБТЛ), АОК и активности миелопероксидазы. Хроническое отравление крыс
Конфидором экстра® и Калипсо® в дозах 1/10 и 1/100 ЛД50 через три месяца
приводит к угнетению факторов неспецифической резистентности.
4. Имидаклоприд и тиаклоприд проникают через гематоплацентарный
барьер и накапливаются в плаценте, тканях эмбрионов и плодов, а также в
органах репродукции самок и самцов. Конфидор экстра® и Калипсо® не влияют на
фертильность крыс.
288
Пероральное поступление Конфидора Экстра® и Калипсо® в организм самок
в дозах 1/10 ЛД50 четырехкратно в критические периоды беременности и
1/100
ЛД50
на
протяжении
всей
беременности
увеличивает
число
самопроизвольных абортов и процент общей эмбриональной смертности.
Регистрируемые случаи анемии и желтушности плодов, подкожные гематомы,
кровоизлияния в оболочки головного мозга, анофтальм, кальцификаты кожи,
кифоз,
моно-
и
параплегии
свидетельствуют
о
тератогенном
действии
пестицидов. Пероральное введение Конфидора экстра® и Калипсо® в дозе 1/100
ЛД50 самкам крыс в течение всей беременности приводит к снижению
жизнеспособности потомства, отставанию в росте, формированию «синдрома
эмоциональной тревожности» у крысят.
5. Конфидор экстра® и Калипсо® быстро всасываются из желудка и
кишечника и, распространяясь по организму с кровью и лимфой, накапливаются в
волосяном и перьевом покровах, крови, селезенке, легких, головном мозге,
мышцах, печени, сердце, почках, брыжеечных лимфатических узлах, семенниках.
Преимущественное выведение имидаклоприда происходит через 3 суток, в крови
и печени его остаточные количества регистрируются через 30 суток. Выведение
тиаклоприда происходит в течение 7 суток.
При подозрении на отравление животных и птиц имидаклоприд- и
тиаклопридсодержащими препаратами для химико-токсикологического анализа
кроме содержимого желудка, печени, почек, мышечной ткани целесообразно
отправлять пробы селезенки, волосяного (перьевого) покрова.
6. Острое отравление животных неоникотиноидами характеризуется
развитием центрального холинергического, экстрапирамидного, периферического
никотиноподобного,
периферического
адренергического
синдромов.
В
клинической картине хронической интоксикации Конфидором экстра® и
Калипсо® в дозах 1/10 и 1/100 ЛД50 преобладает тревожно-депрессивный синдром.
7. Острое отравление Конфидором экстра® и Калипсо® через сутки
характеризуется нейтрофилией, лимфоцитопенией и моноцитопенией на фоне
289
лейкопении, через семь суток – относительным лимфоцитозом, снижением
количества гемоглобина и эритроцитов.
Через сутки после острого отравления крыс Конфидором экстра® в дозе 1/10
ЛД50 отмечается: повышение уровней общего билирубина до 16,5 (15,6;17,1)
против 9,3 (8,7;9,8) мкмоль/л, Р=0,012; щелочной фосфатазы – до 565,0 (531,0;
574,0) против 280,8 (261,0;318,0) Е/л, Р=0,012; АЛТ – до 79,7 (72,9;84,8) против
49,8 (46,7;52,3) Е/л, Р=0,012; ГГТ – до 3,8 (3,0;4,2) против 1,9 (1,1;2,0) Е/л,
Р=0,036; показателя тимоловой пробы – до 2,8 (2,3;3,3) против 1,4 (1,4;1,6) Ед,
Р=0,012; мочевины – до 5,9 (5,7; 5,8) против 4,6 (4,3;4,9) ммоль/л, Р=0,012. При
остром отравлении Калипсо® в дозе 1/10 ЛД50 у крыс происходит повышение
уровней общего билирубина до 18,8 (17,6;18,8) против 9,5 (8,9;10,2) мкмоль/л,
Р=0,012; АЛТ – до 89,1 (82,9;94,8) против 74,9 (68,1;76,7) Е/л, Р=0,012; ГГТ – до
4,2 (4,1;4,2) против 1,8 (1,6;2,4) Е/л, Р=0,012; показателя тимоловой пробы – до 3,7
(2,4; 3,8) против 0,7 (0,3;0,7) Е/л, Р=0,012; общего белка – до 84,0 (82,0; 84,0)
против 72,0 (64,0;78,0) г/л, Р=0,012; креатинина – до 67,0 (65,0; 69,0) против 59,0
(57,0;59,0) мкмоль/л, Р=0,012; мочевины – до 6,7 (6,7; 6,8) против 4,7 (4,3;4,9)
ммоль/л. Через семь суток после интоксикации высокими относительно контроля
остаются показатели общего билирубина, АЛТ, ГГТ, мочевины, креатинина и
тимоловой пробы.
8. Хроническое отравление неоникотиноидами сопровождается развитием
анемии и лейкопении. При этом повышаются активность сывороточных
трансаминаз и уровень общего билирубина. Конфидор экстра® при ежедневном
введении крысам в дозах по 1/10 и 1/100 ЛД50 через три месяца приводит к
снижению
уровня
кортизола
на
20%
(Рm-u=0,012)
и
16%
(Рm-u=0,024)
соответственно. Калипсо® в дозах по 1/10 и 1/100 ЛД50 повышает этот показатель
на 18% (Рm-u =0,024) и 56% (Рm-u =0,012) соответственно.
9. Патоморфологическая картина при отравлении имидаклоприд- и
тиаклопридсодержащими
сосудистыми
пестицидами
расстройствами
и
характеризуется
дистрофическими
преимущественно
изменениями
в
паренхиматозных органах. Общим признаком отравления является метеоризм с
290
расширением желудка и слепой кишки. Для отравления Конфидором экстра®
характерно
развитие
гидропической
дистрофии
гепато-,
нефро-
и
кардиомиоцитов; для отравления Калипсо® – развитие зернистой дистрофии,
инфильтрация мононуклеарами и разрастание соединительной ткани в органах. У
птиц препараты вызывают развитие жировой дистрофии печени и признаки
гидроперикардита.
10. Сочетанное введение унитиола и диазепама повышает показатель
выживаемости крыс до 75-80%. Однократное внутривенное введение унитиола в
дозе 0,025 г/кг и диазепама в дозе 0,5 мг/кг массы снижает концентрацию
имидаклоприда и тиаклоприда в печени в 3-4 раза (Р<0,05).
Атропина сульфат, прозерин, рометар усугубляют течение интоксикации
имидаклоприд- и тиаклопридсодержащими пестицидами, сокращая время
развития клинической картины отравления.
11. Обработка водных растворов Конфидора экстра® и Калипсо® озон/NOсодержащей газовой смесью в сочетании с озвучиванием низкочастотным
ультразвуком
в
течение
40
минут
вызывает
снижение
концентрации
имидаклоприда на 70% (Р<0,05) и тиаклоприда – на 50% (Р<0,05), что
способствует повышению выживаемости крыс до 75-80%, а также сглаживанию
токсических эффектов пестицидов при поении птиц в течение двух недель
растворами Конфидора экстра® и Калипсо®,
озон/NO-содержащей
газовой
смесью
в
предварительно обработанными
сочетании
с
озвучиванием
низкочастотным ультразвуком.
12. Кормление кроликов в течение двух месяцев пшеницей, обработанной
Конфидором экстра® из расчета 0,05 кг/га (расход рабочей жидкости 200 л/га) и
убранной через 20 и 40 суток, приводит к повышению массы тела относительно
контроля. Мясо имеет удовлетворительные органолептические показатели.
Скармливание кроликам в течение двух месяцев пшеницы, убранной через
20
суток
после
обработки,
вызывает
угнетение
гемопоэза,
нарушение
функционального состояния печени и почек (снижение количества общего белка
до 49,4 (46,7; 49,5) против 51,5 (51,3;52,1) г/л, Р=0,016; повышение уровня
291
креатинина до 100,0 (98,9;103,0) против 70,6 (70,4;70,8) мкмоль/л, Р=0,012).
Аналогичное по длительности скармливание кроликам пшеницы, убранной через
40 суток после обработки, способствует повышению количества гемоглобина до
120 (117,0; 126,0) против 92 (91,0;94,0) г/л, Р=0,009; эритроцитов – до 6,3 (6,2; 6,6)
против 4,8 (4,7; 4,9)×1012/л, Р=0,009; лимфоцитов – до 25,8 (22,6; 26,3) против 10,2
(9,8;11,4) ×109/л, Р=0,009; моноцитов – до 16,4 (11,6; 18,7) против 9,8 (9,6; 10,2) %,
Р=0,036; базофилов – до 1,7 (1,1; 1,8) против 0,2 (0,1;0,2) %, Р=0,012; лактата – до
12,01 (12,0;12,02) против 9,2 (8,8; 10,2) ммоль/л; креатинина – до 107,6
(105,0;108,7) против 70,6 (70,4;70,8) мкмоль/л в контрольной группе.
13. Однократная инсектицидная обработка помещений Квик Байтом® в
соответствии с нормой расхода препарата вызывает у свиней повышение
относительного содержания базофилов до 0,3 (0,3;0,5) против 0,2 (0,1;0,2) %,
Р=0,04; альбуминов – до 40,5 (39,4; 42,3) против 38,6 (35,4;39,2) г/л, Р=0,04 и
снижение глюкозы – до 2,9 (2,7;3,0) против 4,8 (4,0;5,2) ммоль/л в группе
контроля.
292
6. ПРАКТИЧЕСКИЕ ПРЕДЛОЖЕНИЯ
1. При подозрении на отравление неоникотиноидами для химикотоксикологического анализа дополнительно к пробам внутренних органов и
мышечной ткани рекомендуем отправлять пробы волосяного (шерстного,
перьевого) покрова и селезенки. Необходимо учитывать, что преимущественное
выведение имидаклоприда и тиаклоприда из организма животных и птиц
происходит через 3-7 суток после интоксикации.
2. Разработанные методы определения имидаклоприда и тиаклоприда в
органах и тканях животных рекомендуем использовать для диагностики
отравлений и контроля за содержанием остаточных количеств пестицидов в
продукции животного происхождения.
3.
Эмбриотоксические
и
тератогенные
эффекты
имидаклоприда
и
тиаклоприда рекомендуем учитывать при противопаразитарной обработке
животных препаратами данной группы, а также при интенсивном использовании
неоникотиноидов в растениеводстве.
4. Установленный в эксперименте рост числа самопроизвольных абортов
при интоксикации имидаклоприд- и тиаклопридсодержащими препаратами
требует исключения контакта беременных самок с неоникотиноидами.
5. При отравлении неоникотиноидами наряду с методами детоксикационной
терапии в качестве средств патогенетической терапии рекомендуем вводить
внутривенно 5%-ный раствор унитиола в дозе 0,025 г/кг и 0,5%-ный раствор
диазепама в дозе 0,5 мг/кг.
6. Результаты исследований, подтверждающие высокую детоксицирующую
активность озон/NO-содержащей газовой смеси в сочетании с низкочастотным
ультразвуком при обработке воды, содержащей остатки имидаклоприда и
тиаклоприда,
указывают
на
перспективы
внедрения
данного
метода
в
практическую ветеринарию.
7. Результаты научных исследований вошли в методические рекомендации
«Диагностика,
лечение
и
профилактика
отравлений
животных
293
неоникотиноидами», предназначенные для специалистов ветеринарной службы,
одобренные на секции «Патология, фармакология и терапия» отделения
ветеринарной медицины Россельхозакадемии (протокол №3 от 08.07.2013 г.).
8. Материалы диссертационной работы вощли в коллективные монографии
«Наука сегодня: теория, практика, инновации» (Ростов-на-Дону, 2014) и
«Актуальные вопросы медицинских морфологических дисциплин» (Новосибирск,
2014).
9. Основные положения диссертационной работы используются в учебном
процессе кафедры диагностики, внутренних незаразных болезней, фармакологии,
хирургии и акушерства, а также кафедры анатомии, гистологии, физиологии и
патологической анатомии ФГБОУ ВПО ОмГАУ им. П.А.Столыпина.
294
ЛИТЕРАТУРА
1. Активация липопероксидации как ведущий патогенетический фактор развития
типовых патологических процессов и заболеваний различной этиологии
[Электронный ресурс] / Н. П. Чеснокова [и др.]. – Электрон. текстовые дан. –
М.
:
Академия
Естествознания,
2012.
–
Режим
доступа:
http://www.rae.ru/monographs/178-5546.
2. Алгоритм и примеры описания микропрепаратов сердца [Электронный
ресурс]
/
Электрон.
текстовые
дан.
–
Режим
доступа:
http://vmede.org/sait/?page=2&id=practicagystologaru&menu=practicagystologar
3. Альберт А. Избирательная токсичность. Физико-химические основы терапии:
пер. с англ. : в 2 т. Т. 1 / А. Альберт. – М. : Медицина, 1989. - 400 с.
4. Альберт А. Избирательная токсичность. Физико-химические основы терапии:
пер. с англ. : в 2 т. Т. 2 / А. Альберт. – М. : Медицина, 1989. - 432 с.
5. Альперн Д. Е. Холинергические процессы в патологии : монография / Д. Е.
Альперн. – М., 1963. – 279 с.
6. Астахова А. В. Лекарства. Неблагоприятные побочные реакции и контроль
безопасности / А. В. Астахова, В. К. Лепахин. – 2-е изд., испр. и доп. – М. :
Эксмо, 2008. – 256 с.
7. Атаниязова О. А. Репродуктивная функция женщин в регионе аральского
экологического кризиса : автореф. дис. … д-ра мед. наук / О. А. Атаниязова. –
М., 1996. – 42 с.
8. Бардина Е. Г. Морфологические и цитохимические показатели крови крупного
рогатого скота при многократной обработке бутоксом / Е. Г. Бардина //
Фармакологические
и
экотоксикологические
аспекты
ветеринар-ной
медицины : материалы науч.-практ. конф. фармакологов РФ : сб. науч. тр. –
Троицк : УГАВМ, 2007. – С. 22-25.
9. Батян А. Н. Основы общей и экологической токсикологии : учеб. пособие / А.
Н. Батян, Г. Т. Фрумин, В. Н. Базылев. – СПб. : СпецЛит, 2009. – 352 с.
295
10.Безущенок А. Обзор рынка пестицидов России, Беларуси и Казахстана:
состояние, прогнозы, перспективы [Электронный ресурс] / А. Безущенок. –
Электрон. текстовые дан. – Режим доступа:
http://agronews.by/news/agroh
imiya/2365.html.
11.Белан С. Р. Новые пестициды : справочник / С. Р. Белан, А. Ф. Грапов, Г. М.
Мельникова – М. : Грааль, 2001. – 195 с.
12.Белозеров Б. Н. Эффективность перорального применения унитиола в
комплексной терапии алкогольного абстинентного синдрома (клиникобиохимическое исследование): Автореф. канд. мед. наук. – М., 2005. – 16 с.
Электрон.
текстовые
дан.
–
Режим
доступа:
http://www.dissercat.com/content/effektivnost-peroralnogo-primeneniya-unitiola-vkompleksnoi-terapii-alkogolnogo-abstinentnog.
13.Биохимические основы патологических процессов : учеб. пособие / под ред. Е.
С. Северина. – М. : Медицина, 2000. – 304 с.: ил.
14.Брылин А. Передовые технологии обезвреживания кормов / А. Брылин //
Комбикорма. – 2008. – № 4. – С. 81-82.
15.Буеверов А. О. Оксидативный стресс и его роль в повреждении печени / А. О.
Буеверов [Электронный ресурс] // Рос. журн. гастроэнтерологии, гепатоло-гии,
колопроктологии. – 2002. – Т. 12, № 4. – С. 21-26. – Режим доступа:
http://www.m-vesti.ru /downloads/gastro-4-02.pdf#page=21.
16.Буреш Я. Методики и основные эксперименты по изучению мозга и поведения
/ Я. Буреш, О. Бурешова, Д. Хьюстон. – М. : Высш. шк., 1991. - 399 с.
17.Буслович С. Ю. Клиника и лечение острых отравлений ядохимикатами
(пестицидами) / С. Ю. Буслович, Г. Г. Захаров. – Минск, 1972. – 128 с.
18.В редкой болезни виноват ген-мутант [Электронный ресурс]. – Электрон.
текстовые дан. – Режим доступа: http://news.bbc.co.uk/hi/russian/sci/tech/
newsid_2835000/2835169.stm
19.Василос А. Ф. Цитотоксические и генетические свойства пестицидов / А. Ф.
Василос. – Кишинев : Штиница, 1980. – 120 с.
296
20.Ведищева Д. В. Изучение условий определения остаточных количеств
неоникотиноидных инсектицидов методом высокоэффективной жидкостной
хроматографии / Д. В. Ведищева, И. Г. Соболева // Сорбционные и хроматографические процессы. – 2009. – Т. 9, вып.1. – С. 154-163.
21.Взаимодействие молекул неоникотиноида имидаклоприда и его структурных
аналогов с сывороточным альбумином человека / К. И. Михайлопуло [и др.] //
Журнал прикладной спектроскопии. – 2008. – Т. 75, № 6. – С. 859-866.
22. Виксман М. Е. Способ оценки функциональной активности нейтрофилов
человека по реакции восстановления нитросинего тетразолия : метод. рек. / М.
Е. Виксман, А. Н. Маянский. - Казань : Каз. НИИЭМ, 1979. - 11 с.
23.Виссарионов С. В. Врожденные пороки позвоночника: вопросы эмбриогенеза,
формирования
и
развития
некоторых
аномалий
//
Вестник
Санкт-
Петербургской государственной медицинской академии им. И. И. Мечникова .
— 2006 . — N2 . — С. 146-150.
24.Влияние антенатального иммобилизационного стресса на постнатальное
развитие крыс / Е. Э. Хиразова [и др.] // XV международная конференция
студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов». – М., 2008. – С. 44.
25. Влияние острой гипоксии периода раннего органогенеза на развитие
потомства белых крыс / Т. Ю. Дунаева [и др.] // ХХ Съезд Физиологического
общества им. И. П. Павлова. – М., 2007. – С. 218.
26.Влияние стрессов различной этиологии на ГАМК-эргическую систему
головного мозга беременных крыс / Л. К. Трофимова и [др.]. // Механизмы
нервных и нейроэндокринных регуляций : материалы конф. – М., 2008. – С. ?
27.Вовк А. А. Лейкоцитарное звено крови лабораторных крыс при интоксика-ции
Аверсектом-2 / А. А. Вовк // Вестник НГАУ. – 2011. – № 2(18). – С. 83-87.
28.Вовк А. А. Особенности лейкоцитарной реакции у крыс при введении
терапевтической дозы Аверсекта-2 / А. А. Вовк // Материалы III съезда
фармакологов и токсикологов России : сб. науч. тр. – СПб., 2011. – С. 201-203.
29.Вовк А. А. Особенности поведения лабораторных крыс в тесте «Открытое
поле» при острой интоксикации препаратом Аверсект-2 / А. А. Вовк //
297
Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их
решения : материалы междунар. науч.-практ. конф. – Ульяновск, 2011. – Т. 2.
С. 202-205.
30.Врочинский К. К Применение пестицидов и охрана окружающей среды / К. К.
Врочинский, В. Н. Маковский. – Киев : Высш. шк., 1979. – 208 с.
31.Гаркави
Л.
Х.
Антистрессорные
реакции
и
активационная
терапия
[Электронный ресурс] / Л. Х. Гаркави, Е. Б. Квакина, Т. С. Кузьменко. –
Электрон. текстовые дан. – Режим доступа: http://lib.convdocs.org/docs/ index31433.html.
32.Гематологические и иммунологические показатели крыс при экспериментальном пестицидном токсикозе / Ю. В. Редькин, Т. В. Бойко, А. Ю. Козина,
Т. В. Герунов // Сиб. мед. журнал. – 2008. – Т. 23, № 3. – С. 368-369.
33.Генотоксичность пестицидов в тесте Эймса и их способность к образованию
комплексов с ДНК / Е. А Саратовских [и др.] // Экологическая генетика. –
2007. – Т. 5, № 3. – С. 46-54.
34.Герасимов И. Г. Кинетика реакции восстановления нитросинего тетразолия
нейтрофилами крови человека / И. Г. Герасимов, О. А. Калуцкая // Цитология.
– 2000. – Т. 42, № 2. – С. 160-165.
35.Герунов В. И. Морфофункциональная характеристика легких у лабораторных
животных и птиц при интоксикации пестицидами / В. И. Герунов, Л. К.
Герунова // Тез. докл. юбилейной науч. конф., посвящ. 60-летию образования
Кыргыз. с.-х. ин-та им. К. И. Скрябина. – Бишкек, 1992. – Ч. 1. – С. 90-91.
36.Герунов Т. В. Изменения в периферической крови крыс при экспериментальной интоксикации циперметрином / Т. В. Герунов // Современные
проблемы ветеринарной фармакологии и токсикологии : материалы второго
съезда ветеринар. фармакологов и токсикологов России. – Казань, 2009. – С.
75-78.
37. Герунова Л. К. Влияние басты на некоторые показатели крови у собак при
экспериментальном токсикозе / Л. К. Герунова, О. О. Соколов // Материалы 7-
298
й межгос. межвуз. науч.-пракг. конф. «Новые фармакологические средства в
ветеринарии». – СПб., 1995. – С. 105-106.
38.Герунова
Л.
К.
Влияние
хронической
интоксикации
раундапом
на
воспроизводительную функцию и качество потомства у белых мышей / Л. К.
Герунова // Загрязненность экологических систем токсикантами и актуальные
вопросы современной фармакологии и токсикологии. Подготовка кадров :
материалы междунар. конф. – Троицк, 1996. – С. 19-20.
39.Герунова Л. К. Изменение метаболизма у крыс при хронической интоксикации
ивертином / Л. К. Герунова, В. Д. Конвай, Е. В. Семеряк // Биологические
аспекты фундаментальной и прикладной медицины и ветеринарии :
материалы VI Межрегион. науч.-практ конф., посвящ. 85-летию СибНИВИВНИИБТЖ. – Омск, 2007. – С. 19-22.
40.Герунова Л. К. Иммунная реактивность коров после противопаразитарной
обработки Аверсектом-2 и коррекции энтеросорбентом / Л. К. Герунова, А. А.
Вовк // Вопросы нормативно-правового регулирования в ветеринарии. – 2012.
- № 1. – С. 60-63.
41.Герунова Л. К. Определение летальной дозы токсичных препаратов у
теплокровных животных / Л. К. Герунова, Л. З. Шрайбер / С.-х. биология.
2000. – № 4. – С. 106-109.
42.Гигиенические критерии состояния окружающей среды. Принципы и методы
оценки токсичности химических веществ. Ч. 1 / Всемир. орг. здравоохранения.
- Женева, 1981. – 312 с.
43.Гигиенические нормативы содержания пестицидов в объектах окружающей
среды (перечень). Гигиенические нормативы ГН 1.2.2701-10 [Электронный
ресурс]. – Электрон. текстовые дан. – Режим доступа: http://base.consultant.ru.
44.Говоров Д. Н. Применение пестицидов / Д. Н. Говоров, А. В. Живых, С. Н.
Четвертин // Защита и карантин растений. – 2013. – № 4. – С. 6-8.
45.Головлева Л. А. Пестициды и питание человека / Л. А. Головлева // Защита
растений. – 1992. – № 1. – С. 9-11.
299
46.Гольдберг Е. Д. Роль вегетативной нервной системы в регуляции гемопоэза /
Е. Д. Гольдберг, А. М. Дыгай, И. А. Хлусов. – Томск : Изд-во Том. ун-та, 1997.
– 217 с.
47.ГОСТ 20235.2-74 «Мясо кроликов. Методы анализа» [Электронный ресурс]. –
Электрон.
текстовые
дан.
–
Режим
доступа:
http://vsegost.com/Catalog/17/17131.shtml
48.ГОСТ
20235.0-74
«Мясо
кроликов.
Методы
отбора
образцов.
Органолептические методы определения свежести» [Электронный ресурс]. –
Электрон.
текстовые
дан.
–
Режим
доступа:
http://vsegost.com/Catalog/36/36617.shtml
49.ГОСТ 27747-88 «Мясо кроликов. Технические условия» [Электронный
ресурс].
–
Электрон.
текстовые
дан.
–
Режим
доступа:
http://standartgost.ru/%D0%93%D0%9E%D0%A1%D0%A2%2027747-88
50.Государственные
испытания
и
регистрация
новых
медицинских
иммунобиологических препаратов. Санитарные правила. СП 3.3.2.561-96.
[Электронный ресурс]. – Электрон. текстовые дан. – Режим доступа:
http://zakon.law7.ru/legal2/se4/pravo4471/index.htm.
51.Государственный каталог пестицидов и агрохимикатов и дополнения к нему.
2012 г. [Электронный ресурс]. – Электрон. текстовые дан. – Режим доступа:
http://www.mcx.ru.
52.Государственный каталог пестицидов и агрохимикатов, разрешенных к
применению на территории Российской Федерации. 2013 год : утв. М-вом сел.
хоз-ва России (по состоянию на 12.02.2013) [Электронный ресурс]. –
Электрон. текстовые дан. – Режим доступа: (http://base.consultant.ru/cons
/cgi/online.cgi?req=doc;base=EXP;n=556038).
53.Государственный
реестр
лекарственных
средств
для
ветеринарного
применения, 2012 [Электронный ресурс]. – Электрон. текстовые дан. – Режим
доступа: https://irena.vetrf.ru/irena/operatorui?_action=clearRegListMed icine.
54.Гримов А. Ф. Современные подходы к созданию новых пестицидов / А. Ф.
Гримов, В. А. Козлов // Агрохимия. – 2003. - № 11. – С. 4-13.
300
55.Гузева В. И. Иммунологические аспекты патогенеза геморрагических
инсультов [Электронный ресурс] / В. И. Гузева, М. Л. Чухловина, Е. М.
Мацукатова. – Электрон. текстовые дан. – Режим доступа: – http://www.
medline.ru/ public/conference/konf11/art31.phtml
56.Дамулин
И. В.
Мозжечковая атаксия:
некоторые аспекты
клиники,
диагностики и лечения [Электронный ресурс]. – Электрон. текстовые дан. –
Режим доступа: http://ataxia.org.ua/index.php/stati/32-nevrologija-ozzhechkovaja ataksija-nekotorye-aspekty-kliniki-diagnostiki-i-lechenija.
57.Действие
тиазоловых
пестицидов
на
процессы
детоксикации
и
антиоксидантной защиты у рыб / И. Л. Левина [и др.]// Актуальные проблемы
экологической физиологии, биохимии и генетики животных : тез. конф. –
Саранск, 2005. – С. 126-131.
58.Довгань Н. Б. Влияние острой интоксикации пестицидами в период
беременности на потомство крыс / Н. Б. Довгань // Новые фармакологические
средства в ветеринарии : материалы 15-ой Междунар. межвуз. науч.-практ.
конф., посвящ. 300-летию Санкт-Петербурга. – СПб., 2003. – С. 115-116.
59.Довгань Н. Б. Изменение некоторых показателей крови у половозрелых крыс и
их потомства при хронической интоксикации суми-альфа, адонисом и их
смесью / Н. Б. Довгань // Вестник ОмГАУ. – 2003. - № 2. – С. 52-54.
60.Довгань Н. Б. Накопление инсектицидов адониса и суми-альфа в объектах
окружающей среды и организме животных / Н. Б. Довгань // Повышение
качества жизни – основа устойчивого развития региона : материалы регион.
науч.-практ. конф. – Омск, 2003. – № 2. – С. 52-54.
61.Долгушин И. И. Нейтрофилы и гомеостаз / И. П. Долгушин, О. В. Бухарин. –
Екатеринбург : Урал. отд-ние РАН, 2001. – 277 с.
62.Долженко В. И. Научные достижения в области защиты растений в 2012 г. / В.
И. Долженко, В. А Захаренко // Защита и карантин растений. – 2013. – № 2. –
С. 54-58.
301
63.Долженко В. И. Совершенствование ассортимента инсектицидов и технологий
их применения для защиты картофеля от вредителей / В. И. Долженко //
Агрохимия. – 2009. – № 4. – С. 43-54.
64.Долженко
В.
И.
Современные
средства
и
технологии
ограничения
численности вредных саранчовых / В. И. Долженко // Материалы 2-го Всерос.
съезда по защите растений «Фитосанитарное оздоровление экосистем». –
СПб., 2005. – С. 228.
65.Долженко В. И. Формирование экологического ассортимента средств защиты
растений в России / В. И. Долженко // Информ. бюл. ВПРС МОББ. – 2005. –
№ 35. – С. 90-96.
66.Дубровская Н. М. Влияние пренатальной гипоксии на развитие крыс в
постнатальном онтогенезе / Н. М. Дубровская, Д. О. Потапов, Н. Л. Туманова
// Вестн. молодых ученых. Сер. «Науки о жизни». – 2002. – № 4. – С. 9-15.
67.Европейская комиссия запретила применение неоникотиноидов в ЕС
[Электронный ресурс]. – Электрон. текстовые дан. – Режим доступа:
http://www.apiworld.ru/novosti/evropeyskaya-komissiya-zapretila-primenenieneonikotinoidov-v-es/.
68.Еремина О. Ю. Неоникотиноиды как термитициды / О. Ю. Еремина, Ю. В.
Лопатина // Агрохимия. – 2009. - № 3. – С. 89-96.
69.Еремина О. Ю. Перспективы применения неоникотиноидов в сельском
хозяйстве России и сопредельных стран / О. Ю. Еремина, Ю. В. Лопатина //
Агрохимия. – 2005. – № 6. – С. 87-93.
70.Еремина О. Ю. Синергическое действие бинарных смесей неоникотиноидов и
пиретроидов на насекомых / О. Ю. Еремина, И. В.
Ибрагимхалилова //
Агрохимия. – 2010. – № 2. – С. 37-44.
71.Ермолова Л.В. Сравнительная токсикологическая характеристика новых
неоникотиноидных инсектицидов. / Л. В. Ермолова, Н. Г. Проданчук П.Г.
Жминько, И. В.Лепешкин // Современные проблемы токсикологии [Текст]. 2004г. № 2. - С.4-7.
302
72.Жемчужин С. Г. Разработка и применение современных инсектицидов / С. Г.
Жемчужин, И. Н. Яковлева, М. А. Куприянов // Агрохимия. – 2008. - № 11. С. 20-28.
73.Жердеев
В.
П.
Сравнительная
характеристика
фармакокинетики
и
относительная биодоступность препарата «Фламена® D» в эксперименте:
отчет [Электронный ресурс] / В. П. Жердеев. – Электрон. текстовые дан. Режим доступа: www.flamena.ru/ upload /nir/shfobp.pdf.
74.Закиров У. Б. Функция органов пищеварения при интоксикациях пестицидами
/ У. Б. Закиров, У. З. Кадыров, О. М. Рянская. – Ташкент: Медицина, 1984. –
142 с.
75.Западнюк
И.
П.
Лабораторные
животные:
разведение,
содержание,
использование в эксперименте / И. П. Западнюк, В. И. Западнюк, Е. А.
Захария. – Киев : Вища шк., 1983. – 383 с.
76.Захаренко В. А. Заинтересованно о пестицидах / В. А. Захаренко // Защита и
карантин растений. – 2012. – № 2. – С. 11-12.
77.Захаренко В. А. Перспективы защиты растений: (по материалам Конгресса
ВСРС, XVI International Plant Protection Congess. 15-18 Oktober 2007, SECC,
Glasgow, UK.) / В. А. Захаренко // Агрохимия. – 2009. – № 4. – С. 69-91.
78.Захаренко В. А. Пестициды в аграрном секторе России конца ХХ – начала ХХI
века / В. А. Захаренко // Агрохимия. – 2008. – № 11. – С. 86-96.
79.Захаренко В. А. Экономические и экологические проблемы использования
пестицидов / В. А. Захаренко, A. B. Захаренко // Защита растений. – 1995. – №
3. – С. 17.
80.Иванов A. B. Актуальные проблемы ветеринарной токсикологии / A. B.
Иванов // Ветеринарный врач. – 2005. – № 1. – С. 19-22.
81.Иванов A. B. Биологическая и химическая безопасность животноводства в
современных условиях / А. В. Иванов // Ветеринарный врач. – 2007. – № 1. –
С.2-4.
303
82.Иванов A. B. Токсикологическая безопасность: проблемы и пути их решения /
A. B. Иванов, М. Я. Тремасов, К. Х. Папуниди // Материалы 2-го съезда
ветеринарных фармакологов и токсикологов России. - Казань, 2009. –620 с.
83.Иванов А. В. Состояние здоровья населения на территориях интенсивного
применения пестицидов / А. В. Иванов, В. В. Васильев // Гигиена и санитария.
– 2005. - № 2. – С. 24-27.
84.Игнатова
А.
Ю. Патоморфологические
изменения
у животных
при
интоксикации суми-альфа, адонисом и их смесью : дис. … канд. ветеринар.
наук / А. Ю. Игнатова. – Омск, 2004. – 191 с.
85.Идов И. Э. Использование озонированных растворов кристаллоидов для
лечения и профилактики полиорганной недостаточности при деструктивновоспалительных заболеваниях органов брюшной полости / И. Э. Идов, В. А.
Руднов // Актуальные вопросы инфекции в абдоминальной хирургии : сб.
науч. тр. – Екатеринбург, 1994.
86.Изнак А. Ф. Нейрональная пластичность и терапия аффективных расстройств /
А. Ф. Изнак // Психиатрия и психофармакотерапия. – 2003. – № 5. – С. 187190.
87.Илларионов А. И. Ксенобиотики в пчелах и продуктах пчеловодства / А.
И.Илларионов, А. А Деркач // Агрохимия. – 2008. – № 3. – С. 85-96.
88.Илларионов А. И. Токсическое действие нитро- и цианзамещенных
неоникотиноидных инсектицидов на медоносную пчелу / А. И. Илларионов,
А. А. Деркач // Вестн. Воронеж. гос. аграр. ун-та. - 2009. - № 2. - С. 16-24.
89.Илларионов А. И. Токсичность и степень опасности неоникотиноидов для
медоносной пчелы / А. И. Илларионов, А. А Деркач // Агрохимия. – 2008. – №
10. – С. 74-81.
90.Ильяшенко К. К. Токсическое поражение дыхательной системы при острых
отравлениях и его лечение: автореф. дис. … д-ра мед. наук. – М., 1997. – 40 с.
91.Имидаклоприд: основная информация о пестициде [Электронный ресурс]. –
Электрон. текстовые дан. – Режим доступа:
rid.html.
http://rupest.ru/ppdb/imidaclop
304
92.Информативность
биохимических
и
цитохимических
маркеров
у
лабораторных животных при натурных исследованиях / З. И. Намазбаева [и
др.] // Гигиена и санитария. – 2001. – № 1. – С. 20-22.
93.Использование
средств
защиты
растений
в
Российской
Федерации
(аналитический обзор) / В. В. Михайликова [и др.] // Защита и карантин
растений. – 2013. – № 9. – С. 8-11.
94.Исследование системы крови в клинической практике / под ред. Г. И. Козинца,
В. А. Макарова. – М. : Триада-Х, 1998. – 480 с.
95.Каган Ю. С. Количественный критерий для оценки кумулятивных свойств
пестицидов / Ю. С. Каган // Материалы науч. сессии, посвящ. гигиене села. Киев, 1965. – С. 82.
96.Каган Ю. С. Кумуляция. Критерии и методы ее оценки. Прогнозирование
хронических интоксикаций / Ю. С. Каган // Принципы и методы установления
предельно
допустимых
концентраций
вредных
веществ
в
воздухе
производственных помещений. – М., 1970. – С. 49-65.
97.Каган Ю. С. Общая токсикология пестицидов / Ю. С. Каган. – М. : Здоровье,
1981. – 176 с.
98.Калоянова-Симеонова
Ф.
Пестициды:
токсикологическое
действие
и
профилактика / Ф. Калоянова-Симеонова. – М. : Медицина, 1980. – 304 с.
99.Карачаев H. A. Необходимость в надзоре велика / Н. А. Карачаев, Т. С.
Астарханова // Защита и карантин растений. – 2005. – № 10. – С. 4-5.
100. Карякина Ю. Н. Применение препаратов из класса неоникотиноидов в
защите козлятника восточного (Galega orientalis Lam.) от вредителей / Ю. Н.
Карякина // Вестн. защиты растений. – 2004. – № 1. – С. 62-66.
101. Каталог продукции компании Байер КропСайенс [Электронный ресурс]. –
Электрон. текстовые дан. – Режим доступа: http://www.bayercropscience.ru/ru/
how_partners.html.
102. Кауфман О. Я. Лейкоциты, базофильные и эозинофильные гранулоциты / О.
Я. Кауфман // Воспаление : рук. для врачей / под ред. В. В. Серова, В. С.
Паукова. – М., 1995. – С. 137-150.
305
103. Кацнельсон Б. А. Профессиональные болезни пылевой патологии / Б. А.
Кацнельсон // Сб. науч. тр. – М., 1986. – С. 3-9.
104. Кивман Г. Я. Актуальные вопросы фармакокинетики : науч. обзор / Г. Я.
Кивман. – М., 1980. – 56 с.
105. Кириллов
В.
Ю.
Определение
коэффициентов
распределения
α-
аминофосфанатов методами компьютерной химии / В. Ю. Кириллов, Р. Ш.
Еркассов [Электронный ресурс]. – Электрон. текстовые дан. – Режим доступа:
http://www.rusnauka.com/14_ENXXI_2009/Chimia/46015.doc.htm.
106. Клиндухов В. П. Пестициды не должны быть причиной ухудшения здоровья
людей / В. П. Клиндухов, П. Н. Николаевич, В. А. Егоров // Защита и карантин
растений. – 2012. – № 7. – С. 6-8.
107. Клиника,
дифференциальная
диагностика
и
лечение
хронических
интоксикаций пестицидами / М. В. Бочкарев [и др.]. – Кишинев : Штиница,
1979. – 116 с.
108. Клиническая патофизиология : курс лекций / под ред. В. А. Черешнева, П.
Ф. Литвицкого, В. Н. Цыгана. – СПб. : Спецлит, 2012. – 432 с.
109. Клиническая
фармакокинетика:
теоретические,
прикладные
и
аналитические аспекты : руководство / под ред. В. Г. Кукеса. – М. : ГЭОТАРМедиа, 2009. – 432 с. : ил.
110. Клюшников С. А. Алгоритм диагностики наследственных атаксий
[Электронный ресурс] / С. А. Клюшников, С. Н. Иллариошкин // Нервные
болезни. – 2012. – № 1. – С. 8-12. – Режим доступа: www.neurology.ru/
professional/an 1 2012 07.pdf.
111. Коваленков
В.
Г.
Изучение
чувствительности
итальянского
пруса
(Calliptamus italicus L.) к инсектицидам / В. Г. Коваленков, Н. М. Тюрина //
Агрохимия. – 2002. – № 6. – С. 76-81.
112. Коваленков В. Г. Пестициды в системе интегрированного контроля
развития и распространения вредителей и болезней сельскохозяйственных
культур / В. Г. Коваленков, Н. М. Тюрина, С. В. Казадаева // Агрохимия. –
2010. – № 4. – С. 43-52.
306
113. Ковганко Н. В. Достижения в синтезе неоникотиноидов / Н. В. Ковганко,
Ж. Н. Кашкан // Журнал общей химии. – 2000 – Т. 40, № 12. – С. 1759-1775.
114. Константинова A. B. Химические средства и качество продукции сельского
хозяйства / А. В. Константинова, В. М. Серов. - Фрунзе: Кыргызстан, 1981. –
63 с.
115. Корнякова В. В. Роль нарушения метаболизма пуринов в повреждении
кардиомиоцитов крыс при физических нагрузках / В. В. Корнякова, В. Д.
Конвай // Ом. науч. вестник. – 2012. – № 1. – С. 96-99.
116. Красовский Г. Н. Экстраполяция токсикологических данных с животных на
человека / Г. Н. Красовский, Ю. А. Рахманин, Н. А. Егорова // М. : Медицина,
2009. – 208 с.
117. Кривошипин И. П. Озон в промышленном птицеводстве / И. П.
Кривошипин. – М. : Росагропромиздат, 1988. – 175 с.
118. Криштопенко С. В. Парадоксальная токсичность / С. В. Криштопенко, М. С.
Тихов, Е. Б. Попова. – Н. Новгород, 2001. – 163 с.
119. Кундиев Ю. И. Всасывание пестицидов через кожу и профилактика
отравлений / Ю. И. Кундиев. – Киев : Здоровье, 1975. – 198 с.
120. Курдюков В. В. Последействие пестицидов на растительные и животные
организмы / В. В. Курдюков. – М. : Колос, 1982. – 128 с.
121. Куценко С. А. Основы токсикологии / С. А. Куценко. – СПб., 2002. – 395 с.
122. Куценко С. А. Основы токсикологии [Электронный ресурс] / С. А. Куценко.
–
Электрон.
текстовые
дан.
–
СПб.,
2002.
–
Режим
доступа:
http://medline.ru/public/monografy/toxicology/#contents1p
123. Лабораторные методы исследования в клинике : справочник / под ред. В. В.
Меньшикова. – М. : Медицина, 1987. - 368 с.
124. Лакин Г. Ф. Биометрия / Г. Ф. Лакин. – М. : Высш. шк., 1980. – 293 с.
125. Лопатина Ю. В. Применение инсектицидов группы неоникотиноидов в
ветеринарии / Ю. В. Лопатина, О. Ю. Еремина // С.-х. биология. Сер.
«Биология животных». - 2005. - № 6. - С. 14-24.
307
126. Лопатина Ю. В. Применение неоникотиноидов в борьбе с муравьями
(Insecta, Hymenoptera, Formicidae) / Ю. В. Лопатина, О. Ю. Еремина //
Агрохимия. – 2010. – № 1. – С. 86-93.
127. Лукьянова Л. Д. Система биотрансформации в печени лекарств и ее
энергозависимость / Л. Д. Лукьянова, А. М. Дудченко // Экспериментальная и
клиническая фармакокинетика : сб. трудов НИИ фармакологии АМН СССР. –
М., 1988. – С. 73-85.
128. Магомедова З. С. Патофизиологические аспекты изменений в иммун-ной
системе при воздействии солей свинца, пестицидов, нитратов и нитритов :
автореф. дис. … канд. мед. наук / З. С. Магомедова. – Ростов н/Д, 1999. – 20 с.
129. Майоров О. Ю. Оценка индивидуально – топологических особенностей
поведения и устойчивости интактных белых крыс – самцов на основе
факторной модели нормального этологического спектра показателей в тесте
«Открытое поле» / О. Ю. Майоров // Клиническая информатика и
Телемедицина. – 2011. – Т. 7, вып. 8. - С. 21-32.
130. Маянский А. Н. Клинические аспекты фагоцитоза / А. Н. Маянский, О. И.
Пикуза. – Казань, 1993. – 290 с.
131. Медведев А. Н. Способ исследования поглотительной фазы фагоцитоза / А.
Н. Медведев, В. В. Чаленко // Лабораторное дело. – 1991. – № 2. – С. 19-20.
132. Медведь Л. И. Вопросы интегральной оценки опасности химического
загрязнения окружающей среды / Л. И. Медведь, Е. И. Спыну, P. E. Сова //
Гигиена и санитария. – 1982. – № 6. – С. 62-64.
133. Медико-биологические исследования в гигиене / Р. В. Меркурьева [и др.]. М., 1986. – 266 с.
134. Медицинская токсикология : нац. рук. / под ред. Е. А. Лужникова – М. :
ГЭОТАР-Медиа, 2012. – 928 с.
135. Мельников H. H. Пестициды и окружающая среда / Н. Н. Мельников, А. И.
Волков, О. А. Короткова. – М. : Химия, 1977. – 239 с.
136. Меньшиков В. В. Лабораторные методы исследования в клинике.
Справочник / В. В. Меньшиков. – Москва : Медицина, 1987.
308
137. Меренюк Г. В. Загрязнение окружающей среды и здоровье человека / Г. В.
Меренюк. – Кишинёв : Штиница, 1984. – 144 с.
138. Метаболизм
лекарственных
средств. Научные основы
персонализи-
рованной медицины : рук. для врачей / В. Г. Кукес [и др.]. – М. : ГЭОТАРМедиа, 2008. – 304 с.
139. Методические рекомендации по доклиническому изучению репродуктивной
токсичности фармакологических средств [Электронный ресурс]. – Электрон.
текстовые
дан.
–
Режим
доступа:
http:www.medline.ru/
public/fund/pharmacom/4.phtml.
140. Методические указания по измерению концентраций тиаклоприда в воздухе
рабочей зоны методом высокоэффективной жидкостной хроматографии. МУК
4.1.1875-03 [Электронный ресурс]. – Электрон. текстовые дан. – Режим
доступа: http://news-city.info/akty/acting-12/tekst-vn-sovet-legal.htm.
141. Методические
указания
по
изучению
эмбриотоксического
действия
химических веществ при гигиеническом обосновании их ПДК в воде водных
объектов [Электронный ресурс]. – Электрон. текстовые дан. – Режим доступа
http://www.law.rufox.ru/9/5163.htm.
142. Методические указания по определению микроколичеств пестицидов в
пищевых продуктах, кормах и внешней среде. Сборник № 30. – Киев, 2001.
143. Методические
указания
по
определению
остаточных
количеств
тиаклоприда в зерне и соломе зерновых колосовых культур методом
высокоэффективной
жидкостной
хроматографии.
МУК
4.1.1853-04
[Электронный ресурс]. – Электрон. текстовые дан. – Режим доступа:
http://www.alppp.ru/law/hozjajstvennaja-dejatelnost/selskoe-hozjajstvo/19/metodi
cheskie-ukazanija-po-opredeleniyu-ostatochnyh-kolichestv-tiakloprida-zerne-i-so
lome-.html.
144. Мирошниченко И. И. Основы фармакокинетики / И. П. Мирошниченко. –
М. : ГЭОТАР-МЕД, 2002. – 192 с.: ил.
309
145. Могильная Г. М. НСТ-тест в оценке влияния пестицидов на организм
человека / Г. М. Могильная, Э. Г. Пейливаньян, М. Г. Шубич // Сб. науч.
трудов. – Краснодар, 1989. – С. 94-97.
146. Мониторинг
пестицидов
в
объектах
природной
среды
Российской
Федерации в 2010 г. : ежегодник. – Обнинск : Тайфун, 2011. – 69 с.
147. МУК 4.1.1390-03. Определение остаточных количеств имидаклоприда в
воде, почве, огурцах, томатах, сахарной свекле, картофеле, перце и
баклажанах
методом
высокоэффективной
жидкостной
хроматографии
[Электронный ресурс]. – Электрон. текстовые дан. – Режим доступа:
http://www.opengost.ru/4213-muk-4.1.1390-03-opredelenie-ostatochnyh-kolich
estv-imidakloprida-v-vode-pochve-ogurcah-tomatah-saharnoy-svekle-kartofeleperce.html.
148. МУК 4.1.1399-03. Определение остаточных количеств тиаклоприда в воде,
почве и яблоках методом высокоэффективной жидкостной хроматографии
[Электронный ресурс]. – Электрон. текстовые дан. – Режим доступа:
http://www.bestpravo.ru/rossijskoje/hm-pravila/s1r.htm.
149. МУК 4.1.1790-03. Методические указания по измерению концентрации
имидаклоприда в воздухе рабочей зоны и атмосферном воздухе населенных
мест методом высокоэффективной жидкостной хроматографии [Электронный
ресурс].
–
Электрон.
текстовые
дан.
–
Режим
доступа:
http://www.alppp.ru/law/trud-i-zanjatost-naselenija/trud/50/metodicheskieukazanija-po-izmereniyu-koncentracii-imidokloprida-v-vozduhe-rabochej-zonyi.html.
150. МУК 4.1.1802-03. Методические указания по определению остаточных
количеств имидаклоприда в воде, почве, зерне и соломе зерновых колосовых
культур, картофеле, пастбищных травах, огурцах, томатах и плодовых
семечковых
культурах
методом
высокоэффективной
жидкостной
хроматографии [Электронный ресурс]. – Электрон. текстовые дан. – Режим
доступа:http://www.alppp.ru/law/hozjajstvennaja-dejatelnost/selskoe-hozjajstvo
310
/19/metodicheskie-ukazanija-po-opredeleniyu-ostatochnyh-kolichestvimidakloprida-v-vode-pochve.html.
151. Наследственные атаксии и параплегии [Электронный ресурс] / С. Н.
Иллариошкин [и др.]. – Электрон. текстовые дан. – М. : МЕДпрессинформ,
2006. – 416 с. : ил. – Режим доступа: http://medpress.tmweb.ru/upload/iblock
/b87 /151_Nasledstvennye_ataksii_i_paraplegii.pdf.
152. Новожилов
К.
В.
Перспективы
применения
неоникотиноидных
инсектицидов для защиты посевов козлятника восточного от бобовой тли / К.
В. Новожилов, Ю. Н. Карякина, И. М. Смирнова // Вестн. защиты растений. –
2003. - № 1. – С. 32-34.
153. Нуритдинова
Ф.
Н.
Состояние
органа
зрения
при
интоксикации
пестицидами / Ф. Н. Нуритдинова. – Т. : Медицина, 1981. – 128 с.
154. О неблагоприятном влиянии пестицидов на здоровье и репродук-тивную
функцию женщин села / В. И. Ермолов и [др.] // Пестициды и здоровье : сб.
науч. тр. – Краснодар, 1989. – С. 82-85.
155. Объекты биологии развития. – М. : Наука, 1975. – 571 с.
156. Окислительный стресс: патологические состояния и заболевания / Е. Б.
Меньшикова [и др.]. – Новосибирск : АРТА, 2008. – 284 с.
157. Омарова З. М. Влияние пестицидов на здоровье детей [Электронный ресурс]
/ З. М. Омарова, И. М. Османов // Детская больница. – 2011 – № 3. – С. 56-59.
– Режим доступа: http://www.rdkb.ru/files/file275.pdf.
158. Онищенко Г. Г. Гигиенические аспекты обеспечения экологической
безопасности при обращении с пестицидами и агрохимикатами / Г. Г.
Онищенко // Гигиена и санитария. – 2003. – № 3. – С. 3-5.
159. Определение инсектицида имидаклоприда в картофеле и луке методом
высокоэффективной жидкостной хроматографии / А. И. Мандич [и др.] //
Журн. аналит. химии. – 2005. – № 12 (60). - C. 1273-1278.
160. Остапенко Ю. Н. Признаки отравления пестицидами и меры первой
медицинской помощи / Ю. Н. Остапенко, П. Г. Рожков // Защита и карантин
растений. – 2012. – № 6. – С. 46-50.
311
161. Острая дыхательная недостаточность при острых отравлениях веществами
нейротропного действия [Электронный ресурс] / А. Н. Лодягин [и др.] //
Общая реаниматология. - 2008. – Т. 4, № 3. – С. 30-35. – Режим доступа:
www.niiorramn.ru.
162. Папуниди К. Х. Изучение детоксицирующих свойств цеолитов и влияние их
на обмен веществ у животных / К. Х. Папуниди, A. M. Гертман, O. A. Грачева
// Ученые записки КГАВМ им. Баумана. – Казань, 2005. - Т. 181. - С. 163-173.
163. Пат.
№
2467323
имидаклоприда
в
Российская
Федерация.
биологических
объектах
Способ
методом
определения
тонкослойной
хроматографии [Электронный ресурс] / Т. В. Бойко, Л. К. Герунова ; заявитель
и патентообладатель Ин-т ветеринар. медицины Ом. гос. аграр. ун-та - Режим
доступа: http://www.findpatent.ru/patent/246/2467323.html.
164. Пат.
№
2484458
С1
Российская
Федерация.
Способ
определения
имидаклоприда в биологических объектах методом высокоэффективной
жидкостной хроматографии [Электронный ресурс] / Т. В. Бойко, Л. К.
Герунова ; заявитель и патентообладатель Ин-т ветеринар. медицины Ом. гос.
аграр.
ун-та
-
Режим доступа:
–
http://www.findpatent.ru/patent/248/
2484458.html.
165. Патоморфологические
изменения
в
печени
крыс
при
хронической
интоксикации ивертином в эксперименте / В. И. Герунов [и др.] // Актуальные
вопросы ветеринарной медицины : материалы VIII Сиб. ветеринар. конф. Новосибирск, 2008. – С. 184-185.
166. Пестициды и здоровье : сб. науч. трудов. – Краснодар, 1989. – 141 с.
167. Пестициды: угроза реальна. Обзор деятельности неправительственных
организаций региона Восточной Европы, Кавказа и Центральной Азии по
выявлению несанкционированных запасов устаревших и запрещенных
пестицидов [Электронный ресурс]. – М., 2004. – 71 с. – Режим доступа:
www.ipen.org/ipenweb/documents/.../pestisidestockpiles russion.pdf.
312
168. Петренко А. И. Обеспечение биологической безопасности кормов / А. И.
Петренко, В. А. Ярошенко, А. Г. Кощаев // Ветеринария. - 2006. - № 7. - С. 711.
169. Поведение половозрелых крыс, подвергнутых антенатальной прерывистой
гипоксии в период раннего органогенеза: гендерные различия / Л. К.
Трофимова и [др.]. // Известия РАН. Серия Биологическая. – 2010. – № 1. – С.
1-6.
170. Поведенческая активность белых крыс при ингаляционном воздействии
металлической ртути / Л. М. Соседова [и др.] // Медицина труда и
промышленная экология. – 2007. – № 6. – С. 36-40.
171. Подковкин В. Г. Влияние краткосрочной изоляции на поведение крыс в
тесте «Открытое поле» [Электронный ресурс] / В. Г. Подковкин, Д. Г. Иванов
// Успехи современного естествознания. – 2009. - № 6. – Режим доступа:
www.rae.ru.
172. Позняковский В. М. Экспертиза мяса и мясопродуктов. Качество и
безопасность : учеб.-справ. пособие. – Новосибирск : Сиб. унив. изд-во, 2007.
– 528 с.
173. Показатели
эндогенной
интоксикации
у
матерей
с
никотиновой
зависимостью и их новорожденных / В. В. Синицкий [и др.] // Экология
человека. – 2008. - № 8. – С. 3-6.
174. Попов П. В. Справочник по пестицидам / П. В. Попов. – М. : Химиздат,
1956. – 623 с.
175. Правила
ветеринарного
осмотра
убойных
животных,
ветеринарно-
санитарной экспертизы мяса и мясных продуктов (1983) [Электронный
ресурс].
–
Электрон.
текстовые
дан.
–
Режим
доступа:
http://ec.europa.eu/food/international/trade/docs/automatic_trans_rules_vet_inspecti
on_slauthered_animals_ru.pdf
176. Приказ МЗ СССР от 12 августа 1977 г. № 755. О мерах по дальнейшему
совершенствованию организационных форм работы с использованием
313
экспериментальных животных [Электронный ресурс]. – Электрон. текстовые
дан. – Режим доступа: www.msu.ru/bioetika/doc/prikaz-sssr1977.doc.
177. Применение озона в ветеринарии : метод. рек. – Воронеж, 2003. – 31 с.
178. Применение озона и озон/NO-содержащих веществ в медицине : метод. рек.
/ В. В. Педдер [и др.]. – Омск : Изд-во ОмГТУ, 2009. – 80 с.
179. Принципы токсикологической оценки остаточных количеств пестицидов в
пище. – Женева : ВОЗ, 1992. – 141. – (Гигиенические критерии состояния
окружающей среды ; вып. 104.)
180. Прогнозирование токсичности и опасности химических соединений: сб.
науч. трудов. - М., 1987. – 118 с.
181. Родился ребенок без глаз [Электронный ресурс]. – Электрон. текстовые дан.
– Режим доступа: http://anspress.com/index.php?a=2&lng=ru&nid=24991.
182. Роль пестицидов в развитии иммунопатологии и отдаленных эффектов / Ю.
В. Редькин, Т. В. Бойко, А. Ю. Игнатова, Т. В. Герунов // Аллергология и
иммунология. – 2009. - Т. 10, № 2. – С. 308.
183. Рославцева С. А. Неоникотиноиды – новая перспективная группа
инсектицидов / С. А. Рославцева // Агрохимия. – 2000. – № 1. - С. 49-52.
184. Рулева
Н.Ю.,
Звягинцева
М.А.,
Дугин
С.Ф.
Миелопероксидаза:
биологические функции и клиническое значение // Современные наукоемкие
технологии. – 2007. – № 8 – стр. 11-14 [Электронный ресурс]. – Электрон.
текстовые
дан.
–
Режим
доступа:
URL:
www.rae.ru/snt/?section=content&op=show_article&article_id=2500.
185. Сапронов
Н.
С.
Гормоны
гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой
системы и мозг / Н. С. Сапронов. – СПб. : ЭЛБИ-СПб, 2005 - 528 с.
186. Семеряк Е. В. The potential Danger hematoxical and embriotoxical Effects of
Ivertin / Е. В. Семеряк // “Fundamental Pharmacology and Pharmacy – Clinical
practice” : 2-я рос.-кит. конф. по фармакологии 25-27 сент. 2006 г. – Пермь,
2006. – С. 145-146.
187. Семеряк Е. В. Жизнеспособность потомства крыс при использовании
ивертина / Е. В. Семеряк // Актуальные проблемы ветеринарной медицины
314
продуктивных и непродуктивных животных : материалы V межрегион. науч.практ. конф. – Омск, 2006. – С. 316 – 317.
188. Семеряк Е. В. Патоморфологическая характеристика внутренних органов
крыс при острой и хронической интоксикации ивертином / Е. В. Семеряк, Ю.
М. Гичев // Ветеринарная патология. – 2009. - № 1(28). – С. 90- 94.
189.
Случаи отравления крупного рогатого скота пестицидами на
пастбище / A. B. Иванов [и др.] // Ветеринария. – 2006. - № 8. – С. 13-14.
190. Смирнов A. M. Ветеринарно-санитарные мероприятия на территориях,
загрязненных экотоксикантами / A. M. Смирнов, В. И. Дорожкин, Г. А.
Таланов // Материалы первого съезда ветеринарных фармакологов России. –
Воронеж, 2007. - С. 10-14.
191. Смирнов А. М. Вопросы мониторинга загрязнений экотоксикантами
окружающей среды и ведения животноводства в условиях экологического
риска / А. М. Смирнов, В. И. Дорожкин, П. Н. Рубченков // Материалы IV
съезда ветеринарных фармакологов и токсикологов России «Актуальные
вопросы ветеринарной фармакологии, токсикологии и фармации». – Воронеж,
2013. – С. 12-15.
192. Смирнова Л. А. Содержание остатков пестицидов в органах и тканях
крупного рогатого скота и влияние на них технологических процессов при
производстве мясопродуктов : автореф. дис. … канд. ветеринар. наук /Л. А.
Смирнова. – М., 1977. - 23 с.
193. Соловьев В. Н. Фармакокинетика / В. Н. Соловьев, А. А. Фирсов, В. А.
Филов. – М. : Медицина, 1980. - 615 с.
194. Соловьева Л. Ф. Оценка опасности калипсо для медоносных пчел / Л. Ф.
Соловьева // Защита и карантин растений. – 2002. – № 8. – С. 26.
195. Справочник по пестицидам (токсиколого-гигиеническая характеристика).
Вып. 1. / под ред. В. Н. Ракитского. – М. : Агрорус, 2011.
196. СП 3.3.2.561-96. Государственные испытания и регистрация новых
медицинских
иммунологических
препаратов
[Электронный
ресурс].
–
315
Электрон.
текстовые
дан.
–
Режим
доступа:
http://zakon.law7.ru/legal2/se4/pravo4471/
197. Стрельчик Н. В. Изменение картины крови и физико-химических
показателей молока у коров, обработанных бутоксом / Н. В. Стрельчик //
Новые фармакологические средства в ветеринарии : материалы 14-ой
междунар. межвуз. конф. по актуальным проблемам ветеринарии и зоотехнии.
– Казань, 2002. – С. 121-122.
198. Стрельчик Н. В. Хроническая интоксикация крыс бутоксом и ее влияние на
картину крови у потомства / Н. В. Стрельчик // Материалы Всерос. науч.произв. конф. по актуальным проблемам ветеринарии и зоотехнии. – Казань,
2002. – С. 121-122.
199. Стрельчик Н. В. Экспериментальная оценка токсичности и отдаленных
последствий действия бутокса на организм животных : автореф. дис. … канд.
ветеринар. наук / Н. В. Стрельчик. – Омск, 2002. – 16 с.
200. Студеникин М. Я. Гипоксия плода и новорожденного / М. Я. Студеникин,
Н. Халлман. - М. : Медицина, 1984. – 240 с.
201. Сутурина Л. В. Основные патогенетические механизмы и методы
коррекции репродуктивных нарушений у больных с гипоталамическими
синдромами / Л. В. Сутурина, Л. И. Колесникова. – Новосибирск : Наука,
2001. – 134 с.
202. Сухов А. В. Накопление дикамбы в органах и тканях крыс при
экспериментальном отравлении / А. В. Сухов // Актуальные проблемы
ветеринарной медицины в современных условиях и пути их разрешения : сб.
науч. трудов ИВМ ОмГАУ. – Омск, 2000. – С. 154-156.
203. Сухорученко Г. И. Приоритеты экологотоксикологических исследований на
современном этапе развития химического метода защиты растений / Г. И.
Сухорученко, К. В. Новожилов // Междунар. науч.-практ. конф. «Химический
метод защиты растений: состояние и перспективы повышения экологической
безопасности». – СПб., 2004. – С. 308-312.
316
204. Торопова Е. Ю. Пестициды в интегрированной защите растений / Е. Ю.
Торопова, В. А. Чулкина, Г. Я. Степцов // Агрохимия. – 2008. – № 11. – С. 2933.
205. Трахтенберг И. М. Проблемы химической безопасности. (Обзор материалов
международного симпозиума) [Электронный ресурс] / И. М. Трахтенберг, Е.
Л.
Левицкий
–
Электрон.
текстовые
дан.
–
Режим
доступа:
http://www.medved.kiev.ua/arhiv_mg/st_2000/00_4_14.htm.
206. Третьяков
А.
В.
Определение
неоникотиноидов
(имидаклоприда,
тиаметоксама, ацетамиприда) в воде методом капиллярного электрофореза
[Электронный ресурс] / А. В. Третьяков, В. Г. Амелин, Д. С. Большаков //
Вода: химия и экология. – 2012. – № 9. – С. 76-80. – Режим доступа:
http://watchemec.ru/article/24928/.
207. Федеральный закон № 109-ФЗ «О безопасном обращении с пестицидами и
агрохимикатами» от 19 июля 1997 г. [Электронный ресурс]. – Электрон.
текстовые дан. – Режим доступа: http://base.garant.ru/11900732.
208. Хабриев Р. У. Руководство по экспериментальному (доклиническому)
изучению новых фармакологических веществ / Р. У. Хабриев. – 2-е изд.,
перераб. и доп. – М. : Медицина, 2005. – 832 с.
209. Хаитов Р. М. Экологическая иммунология / Р. М. Хаитов, Б. В. Пинегин, Х.
И. Истамов. – М. : Изд-во ВНИРО, 1995. – 219 с.
210. Халафян А. А. Statistica 6. Математическая статистика с элементами теории
вероятностей : учебник / А. А. Халафян. – М. : Бином, 2011. – 496 с.
211. Харкевич Д. А. Фармакология : учебник / Д. А. Харкевич. - 10-е изд., испр.,
перераб. и доп. - М. : ГЭОТАР-Медиа, 2008. – 752 с.
212. Чернигова С. В. Гематотоксические эффекты неостомазана в условиях
эксперимента / С. В. Чернигова, Т. В. Бойко // Актуальные проблемы
ветеринарной медицины продуктивных и непродуктивных животных : сб.
науч. тр. 5-ой междунар. науч.-практ. конф. – Омск, 2006. – С. 340-342.
213. Чернигова С. В. Изменения некоторых биохимических показателей
сыворотки крови у собак при остром отравлении неостомазаном / С. В.
317
Чернигова // Материалы XIV Международного Московского Конгресса по
болезням мелких домашних животных. – М., 2006. – С. 65-66.
214. Шуляк В. Г. Достижения в области изучения влияния пестицидов на
систему кроветворения [Электронный ресурс] / В. Г. Шуляк. – Электрон.
текстовые дан. – Режим доступа: www.medved.kiev.ua/arhiv_mg/st_2002 /02_
1 9.htm.
215. Экспериментальное изучение фармакологических средств, обладающих
свойствами антидотов [Электронный ресурс ] / С. Е. Колбасов [и др.] //
Антидотная
терапия:
состояние
и
перспективы.
–
Режим
доступа:
www.medline.ru/public/pdf/tom5/204-216.pdf.
216. Юданова Л. А. Пестициды в окружающей среде : аналит. обзор / Л. А.
Юданова ; отв.ред. И. Б. Кнор. – Новосибирск : Изд-во ГПНТБ СО РАН СССР,
1989. – 140 с.
Иностранные источники:
217. Acute Human Self-Poisoning with Imidacloprid Compound: A Neonicotinoid
Insecticide / F. Mohamed [et al.]. - Received January 21, 2009; Accepted March 12,
2009.
218. Acute poisoning with neonicotinoid insecticide acetamiprid [Electronic resource]
/ M. Todani [et al.] // Chudoku Kenkyu. – 2008. – Vol. 21(4). – P. 387-390. – URL:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/19069132.
219. Acute poisoning with neonicotinoid insecticides: a case report and literature
review / P. C. Lin [et al.] // Basic Clin Pharmacol Toxicol. – 2013. – Vol. 112(4). –
P. 282-286.
220. Agarwal R. Severe neuropsychiatric manifestations and rhabdomyolysis in a
patient with imidacloprid poisoning / R. Agarwal, R. Srinivas // J Emerg Med. –
2007. – V. 25. – P. 844–845.
221. Ahmed M. A. Synergistic actions of formamidine insecticides on the activity of
pyrethroids and neonicotinoids against Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) / M. A.
318
Ahmed, F. Matsumura [Electronic resource] // J Med Entomol. – 2012. – V. 49(6). P. 1405-1410. – URL: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23270169.
222. Alkondon M. Albuquerque EX (1993): Diversity of nicotinic acetylcholine
receptors in rat hippocampal neurons. I. Pharmacological and functional evidence
for distinct structural subtypes / M. Alkondon // J Pharmacol Exp Ther. – 1993. –
Vol. 265. – P. 1455–1473.
223. Assessment of imidacloprid toxicity on reproductive organ system of adult male
rats / R. Bal [et al.] // J Environ Sci Health B. – 2012. – V. 47(5). – P. 434-444.
224. Atomic interactions of neonicotinoid agonists with AChBP: molecular
recognition of the distinctive electronegative pharmacophore / T. T. Talley [et al.] //
Proc Natl Acad Sci USA. – 2008. – Vol. 105(21). – P. 7606-7611.
225. Benowitz N. L. Cardiovascular toxicity of nicotine: implications for nicotine
replacement therapy / N. L. Benowitz, S. G. Gourlay // J Am Coll Cardiol. – 1997. –
Vol. 29. – P. 1422-1431.
226. Bodereau-Dubois B. Transmembrane potential polarization, calcium influx, and
receptor conformational state modulate the sensitivity of the imidaclopridinsensitive neuronal insect nicotinic acetylcholine receptor to neonicotinoid
insecticides / B. Bodereau-Dubois [et al.] // J Pharmacol Exp Ther. – 2012. – Vol.
341(2). – P. 326-339.
227. Bondy B. Pathophisiology of depression and mechanisms of treatment / B. Bondy
// Dialogues in clinical neuroscience. – 2002. – V. 4, № 1. - P. 7-21.
228. Bulynin V. I. Treatment of peritonitis using ozone and hydropressive technology
[Electronic resource] / V. I. Bulynin, A. A. Glukhov // Khirurgiia. – 1999. – V. (7).
– P. 9-11. – URL: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/10459177.
229. Calderon-Segura M. E. Evaluation of genotoxic and cytotoxic effect in human
peripheral blood lymphocytes exposed in vitro to neonicotinoid insecticides news /
M. E. Calderon-Segura [ et al.] // J Toxicol. – 2012. – P. 612-647.
230. Calderón-Segura M. E. Evaluation of Genotoxic and Cytotoxic Effects in Human
Peripheral Blood Lymphocytes Exposed In Vitro to Neonicotinoid Insecticides
319
News [Electronic resource] / M. E. Calderón-Segura [et al.] // J Toxicol. – 2012. –
URL: 10.1155/2012/612647.
231. Capillaria plica (syn. Pearsonema plica) infection in a dog with chronic
pollakiuria: Challenges in the diagnosis and treatment [Electronic resource] / W.
Basso [et al.] // Parasitol Int. – 2013. - Sep 13. – URL: http://www.ncbi.
nlm.nih.gov/pubmed/ 24042057.
232. Casida J. E. Neonicotinoid metabolism: compounds, substituents, pathways,
enzymes, organisms, and relevance / J. E. Casida // J Agric Food Chem. – 2011. –
Vol. 59(7). – P. 2923-2931.
233. Cernigoj U. Effect of dissolved ozone or ferric ions on photodegradation of
thiacloprid in presence of different TiO2 catalysts / U. Cernigoj, U. L. Stangar, J.
Jirkovský // J Hazard Mater. – 2010. – Vol. 177(1-3). – P. 399-406.
234. Characteristics and essences upon conjugation of imidacloprid with two model
proteins [Electronic resource] / F. Ding [et al.] // J Agric Food Chem. – 2013. – Vol.
61(19). – P. 497-505. – URL: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed /23530963.
235. Chassaing N. Molecular findings and clinical data in a cohort of 150 patients with
anophthalmia/microphthalmia [Electronic resource] / N. Chassaing [et al.] // Clin
Genet. 2013 Sep 10. doi: 10.1111/cge.12275.- PubMed - indexed for MEDLINE.
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24033328
236. Comparative estimation of efficacy of the immunecorrecting combined threelevel cytokino- and ozonotherapy in complex treatment of extended peritonitis
[Electronic resource] / N. D. Gadzhiev [et al.]. – URL:
http://www.
ncbi.nlm.nih.gov/pubmed /?term=ozone+therapy+detoxication.
237. Dawson A.B. A note on the staining of the skeleton of cleared specimens with
Alizarin reds. Stain Tech., vol. 1, no. 4, pp. 123-124.
238. Davatdarova M. Comparative estimation of medicinal and complex therapy
influence on immunological indexes in the patients with acne disease / M.
Davatdarova, A. Kazimov [Electronic resource] // Georgian Med News. – 2008. –
Oct. (163). – P. 80-83. –URL: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/18997261.
320
239. David D. Toxicology of the newer neonicotinoid insecticides: imidacloprid
poisoning in a human / D. David, I. A. George, J. V. Peter // Clin Toxicol (Phila). –
2007. – Vol. 45. – P. 485-486.
240. Decourtye A. Ecotoxicity of neonicotinoid insecticides to bees / A. Decourtye, J.
Devillers // Toxicology. – 2011. – Vol. 280(3). – P. 176-177.
241. Detecting the presence of target site resistance to neonicotinoids and pyrethroids
in Italian populations of Myzus persicae [Electronic resource] / M. Panini [et al.] //
Pest Manag Sci. – 2013. – URL: doi: 10.1002/ps.3630.
242. Detection
of
chloropyridinyl
neonicotinoid
insecticide
metabolite
6-
chloronicotinic acid in the urine: six cases with subacute nicotinic symptoms / K.
Taira [et al.] // Chudoku Kenkyu. – 2011. – Vol. 24(3). – P. 222-230.
243. Determination of imidacloprid and metabolites by liquid chromatography with an
electrochemical detector and post column photochemical reactor / V. Rancan [et al.]
// Anal. Chim. Acta. – 2006. – V. 555. – P. 20-24.
244. Determination of imidacloprid in vegetable samples by gas chromatography-mass
spectrometry / A. Navalon [et al.] // Analyst. – 1997. – V. 122. – P. 579-581.
245. Determination of neonicotinoid insecticides residues in bovine tissues by
pressurized
solvent
extraction
and
liquid
chromatography-tandem
mass
spectrometry / Z. Xiao [et al.] // J Chromatogr B Analyt Technol Biomed Life Sci. –
2011. – Vol. 1. – Vol. 879(1). – P. 117-122.
246. Development of competive enzyme-linked immunosorbent assays (ELISAs)
based on monoclonal antibodies for chloronicotinoid incecticides imidacloprid and
acetamiprid / S. Wanatabe [et al.] //Anal. Chim. Acta. – 2001. – V. 427. – P. 211219.
247. Dick R. A. Nitroso-imidacloprid irreversibly inhibits rabbit aldehyde oxidase / R.
A. Dick, D. B. Kanne, J. E. Casida // Chem Res Toxicol. – 2007. – Vol. 20(12). –
P. 1942-1946.
248. Duman R. S. Neural plasticity: consequences of stress and actions of
antidepressant treatment / R. S. Duman // Dialogues in clinical neuroscience. –
2004. - V. 6, № 2. – P. 157-171.
321
249. Effects of clothianidin exposure on sperm quality, testicular apoptosis and fatty
acid composition in developing male rats [Electronic resource] / R. Bal [et al.] //
Cell Biol Toxicol. – 2012. – V. 28(3). – P. 187-200. – URL: http://www.
ncbi.nlm.nih. gov/pubmed/22431174.
250. Effects of the neonicotinoid insecticide, clothianidin, on the reproductive organ
system in adult male rats [Electronic resource] / R. Bal [et al.] // Drug Chem
Toxicol. – 2013. – V. 36(4). – P. 421-429. – URL: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/
pubmed/23527526.
251. Enzymes and inhibitors in neonicotinoid insecticide metabolism / X. Shi [et al.] //
J Agric Food Chem. – 2009. – V. 57 (11). – P. 4861-4866.
252. European Conve ntion for the Protection of Vertebrate Animals Used for
Experimental and Other Scientific Purposes. Strasbourg. 18. III. 1986 // European
Treaty Series. - № 123.
253. Farm chemical handbook ’95 / ed. R. Meister. – Willoughby: Meister Publishing
Company, 1995.
254. Farooqui T. A potential link among biogenic amines-based pesticides, learning
and memory, and colony collapse disorder: a unique hypothesis / T. Farooqui
[Electronic resource] // Neurochem Int. – 2013. – V. 62(1). – P. 122-136. – URL:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23059446.
255. Fatal ventricular fibrillation in a patient with acute imidacloprid poisoning / N. C.
Huang [et al.] // J Emerg Med. – 2006. – V. 24. – P. 883–885.
256. Fibrinogen, viscosity, and white blood cell count are major risk factors for is
chemic heart disease / Y. W. Yarnell [et al.] // Circulation. – 1991. – Vol. 83. – P.
836-844.
257. Ford K. A. Comparative metabolism and pharmacokinetics of seven
neonicotinoid insecticides in spinach / K. A. Ford, J. E. Casida // J Agric Food
Chem. – 2008. – Vol. 56(21). – P. 10168-75.
258. Gazin I. K. Criteria for intoxication in the evaluation of severity of endotoxicosis,
the efficiency of ozone therapy and traditional treatment in patients with diabetes
mellitus complicated by pyonecrotic lesions of the lower extremities [Electronic
322
resource] / I. K. Gazin // Klin Lab Diagn. – 2008. – Jun. (6). – P. 21-23. – URL:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/18724429.
259. Gazin I. K. Pathophysiological aspects of endotoxicosis complicated with
purulent infection of the foot and correction of endotoxicosis with conventional
treatment and with application of ozonized physiological solution in patients
suffering from diabetes mellitus [Electronic resource] / I. K. Gazin // Patol Fiziol
Eksp Ter. – 2008. – Oct.-Dec. (4). – P. 23-25. – URL: http://www.ncbi.nlm.
nih.gov/pubmed/19198268.
260. Glukhov A. A. Complex program of detoxication measures in terminal peritonitis
using ozone and hydropressive technologies / A. A. Glukhov, N. V. Shapovalova
[Electronic resource] // Anesteziol Reanimatol. – 1998. - Nov.-Dec. (6). – P. 56-58.
– URL: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/10050339.
261. Guand-Guo Y. Simultaneous determination of imidacloprid, thiacloprid, and
thiamethoxam in soil and water by high-perfomance liquid chromatography with
diode-array detection / Y. Guand-Guo, S. K. Rai // J. Environ-Sci. and Health. B. 2004. - V. 39. - P. 737-746.
262. Imidacloprid – a new systemic insecticide / A. Elbert [et al.] // PflanzenschutzNachrichten. Bayer. – 1991. – V. 44, № 2. – S. 113-116.
263. Imidacloprid actions on insect neuronal acetylcholine receptors / S. Buckingham
[et al.] // J. Exp. Biol. – 1997. – V. 200, Pt. 21. - P. 2685-2692.
264. Imidacloprid and bee mortality in France / M. Aubert [et al.] // Second European
Conference of Apidology. – Prague, 2006. – P. 84.
265. Imidacloprid, a neonicotinoid insecticide, induces insulin resistance [Electronic
resource] / J. Kim [et al.] // Toxicol Sci. – 2013. – V. 38(5). – P. 655-660. - URL:
http://www.ncbi. nlm.nih.gov/pubmed/24025781.
266. Imidacloprid-induced impairment of mushroom bodies and behavior of the native
stingless bee Melipona quadrifasciata anthidioides [Electronic resource] / H. V.
Tomé [et al.]
// PLoS One. – 2012. – Vol. 7(6). – URL: doi:
10.1371/journal.pone.0038406.
267. Insecticide Factsheet. Imidacloprid // J. Pesticide reform. – 2001. – Vol. 21, № 1.
323
268. Investigation and case study of Imidacloprid insecticide caused poisoning / M.
Tamura [et al.] // Chudoku Kenkyu. – 2002. – V. 15. – P. 309-312.
269. Ivanchenko S. A. Ozone hemo- and antioxidant therapy and endogenous
intoxication in gestosis [Electronic resource] / S. A. Ivanchenko // Lik Sprava. –
1999. – V. 7-8. – P. 130-133.- URL: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/10672
715.
270. Javier Benitez F. Degradation of carbofuran by using ozone, UV radiation and
advanced oxidation processes [Electronic resource] / F. Javier Benitez, J. L. Acero,
F. J. Real // J Hazard Mater. – 2002. – V. 4. – P. 51-65. – URL: http://www.
ncbi.nlm.nih.gov/ pubmed/11734346.
271. JMPR Pesticide residues in food – 2000. Report of the Joint Meeting of the FAO
Panel of Experts on Pesticide Residues in Food and the Environment and the WHO
Core Assessment Group / FAO Plant Production and Protection Paper 167. - 2001.
272. Jones A. K. Diversity of insect nicotinic acetylcholine receptor subunits
[Electronic resource] / A. K. Jones, D. B. Sattelle // Adv Exp Med Biol. – 2010. –
V. 683. – P. 25-43. – URL: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20737786.
273. Hashkova V. et al. / Immunol. Forsch. Exp. Ther. – 1978. – Vol.154. – P. 399406.
274. Kagabu Sh. Imidacloprid: discovery and development / Sh. Kagabu // Proc. XX
Intern. Congr. Of Entomology. – Firenze, 1996. – P. 19.
275. Kagabu, S. (1996). J. Pestic. Sci.21, 237–239. [Electronic resource]. – URL:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2979404/ (по этому адресу другая
статья)
276. Kamel F. Epidemiology. Paths from pesticides to Parkinson's [Electronic
resource] / F. Kamel // Science. – 2013. – Vol. 341(6147). – P. 722-723. - URL:
10.1126/science.1243619.
277. Karatas A. D. Severe central nervous system depression in a patient with acute
imidacloprid poisoning [Electronic resource] / A. D. Karatas // Am J Emerg Med. –
2009 Vol. – 27 (9). – URL: doi: 10.1016/j.ajem.2009.01.006.
324
278. Kim J. Y. A kinetic study on oxidation of pentachlorophenol by ozone [Electronic
resource] / J. Y. Kim, S. H. Moon // J Air Waste Manag Assoc. – 2000. – Vol.
50(4). – P. 555-562. – URL: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pub med/10786007.
279. Kinetic modelling of aqueous atrazine ozonation processes in a continuous flow
bubble contactor [Electronic resource] / F. J. Beltrán // J Hazard Mater. – 2000. – V.
80(1-3). – P. 189-206. – URL: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/ pubmed/11080578.
280. Kuo W. S. Photocatalytic oxidation of pesticide rinsate [Electronic resource] / W.
S. Kuo // J Environ Sci Health B. – 2002. – Vol. 37(1). – P. 65-74. – URL:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/11990360.
281. Li P. Activation and modulation of human α4β2 nicotinic acetylcholine receptors
by the neonicotinoids clothianidin and imidacloprid [Electronic resource] / P. Li, J.
Ann, G. Akk // J Neurosci Res. – 2011. – V. 89(8). – P. 1295-301. – URL:
http://www.ncbi. nlm .nih.gov/pubmed/21538459.
282. Liu Y. N. Kinetics on dimethoate aqueous solution degradation in ultrasonic
airlift loop Reactor [Electronic resource] / Y. N. Liu, X. P. Lü, P. F. Han // Huan
Jing Ke Xue. – 2008. – Vol. 29(6). – P. 1502-1507. – URL: http://www.ncbi.
nlm.nih.gov/pubmed/ 18763491.
283. Long-term β-carotene supplementation and risk of type 2 diabetes mellitus: a
randomized controlled trial [Electronic resource] / S. Liu [et al.] // JAMA. - 1999. Vol. 282. - P. 1073-1075.
284. McEwen B. S. Structural plasticity of the adult brain: how animal models help us
understand brain changes in depression and systemic disorders related to depression
/ B. S. McEwen // Dialogues in clinical neuroscience. – 2004. – Vol. 6 № 2. – P.
119-135.
285. Mencke N. Therapy and prevention of parasitic insects in veterinary medicine
using imidacloprid [Electronic resource] / N. Mencke, P. Jeschke // Curr Top Med
Chem. – 2002. – Vol. 2(7). – P. 701-715. – URL: http://www.ncbi.nlm.
nih.gov/pubmed /12052186.
286. Mohamed F. Acute Human Self-Poisoning with Imidacloprid Compound: A
Neonicotinoid Insecticide / F. Mohamed [et al.] // FM CP SJ JK. Analyzed the data:
325
FM IG SZ ME DR. Contributed reagents/materials/analysis tools: TAR MSR DR.
Wrote the paper: FM IG ME AD NAB DR. Received January 21, 2009; Accepted
March 12, 2009.
287. Multiresidue analysis of neonicotinoids by solid-phase extraction technique using
high-performance liquid chromatography / C. Mohan [et al.] // Environ Monit
Assess. – 2010. – Vol. 165(1-4). – P. 573-576.
288. Nathan C. Nitric oxide as a secretory product of mammalian cells / C. Nathan //
FASEB J. – 1992. – Vol. 6. – P. 3051-3064.
289. Navalon A. Differential-pulse polarographic determination of the insecticide
imidacloprid in commercial formulations / A. Navalon, R. El-Khat tabi, A.
Gonzalez-Casado // Microchimica acta. – 1999. – Vol. 130. – P. 261-265.
290. Neonicotinoid insecticides: an emerging cause of acute pesticide poisoning
Electronic resource] / D. H. Phua // Clin Toxicol (Phila). – 2009. – Vol. 47(4). – P.
336-341. – URL: doi: 10.1080/15563650802644533.
291. Neonicotinoid insecticides: oxidative stress in planta and metallo-oxidase
inhibition / K. A. Ford [et al.] / J Agric Food Chem. – 2011. - Vol. 59(9). – P. 48604867.
292. Neonicotinoids: insecticides acting on insect nicotinic acetylcholine receptors
[Electronic resource] / K. Matsuda [et al.] // Trends Pharmacol Sci. – 2001. – Vol.
22(11). – P. 573-580. – URL: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed /11698101.
293. Nicotine-like effects of the neonicotinoid insecticides acetamiprid and
imidacloprid on cerebellar neurons from neonatal rats / J. Kimura-Kuroda [et al.] //
PLoS One. – 2012. – Vol. 7(2) – P. 324-332.
294. Nicotinic Agonist Binding site mapped by methionine – and tyrosine – scanning
coupled with azidochloropyridinyl photoaffinity labeling / M. Tomizawa [et al.] // J
Med Chem. – 2009. – Vol. 52(12). – P. 3735-3741.
295. Nicotinic receptor function in the mammalian central nervous system [Electronic
resource] / E. X. Albuquerque [et al.] // Ann NY Acad Sci. – 1995. – Vol. 757. – P.
47–72.
326
296. Nitrogen oxide levels in patients after trauma and sepsis / J. B. Ochoa [et al.] //
Ann. Surg. – 1991. – Vol. 214. – P. 621-626.
297. Organochlorine pesticide levels and risk of Parkinson's disease in north Indian
population [Electronic resource] / N. Chhillar [et al.] // ISRN Neurol. – 2013. –Vol.
8. – URL: 10.1155/2013/371034.
298. Parkhisenko I. A. The ozone therapy in patients with mechanical jaundice of
tumorous genesis [Electronic resource] / I. A. Parkhisenko, S. V. Bil'chenko // Vestn
Khir Im I I Grek. – 2003. – Vol. 162(5). – P. 85-87. – URL:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/14768114
299. Pašková V. Teratogenicity and embryotoxicity in aquatic organisms after
pesticide exposure and the role of oxidative stress [Electronic resource] / V.
Pašková, K. Hilscherová, L. Bláha // Rev Environ Contam Toxicol. – 2011. – Vol.
211. – P. 25-61. – URL: doi: 10.1007/978-1-4419-8011-3_2.
300. Pesticide Factsheet of EPA. Acetamiprid. - March 15, 2002.
301. Pflanzenschutz Nachrichten Bayer, Calipso. 2001/2, Levercuzen. – V. 54. – P.
281-291.
302. Preharvest quarantine treatments of chlorantraniliprole, clothianidin, and
imidacloprid-based insecticides for control of Japanese beetle (Coleoptera:
Scarabaeidae) and other scarab larvae in the root zone of field-grown nursery trees /
J. B. Oliver [et al.] // J Econ Entomol. – 2013. – Vol. 106(3). – P. 1190-1199.
303. Qiang Z. Kinetics and mechanism for omethoate degradation by catalytic
ozonation with Fe(III)-loaded activated carbon in water [Electronic resource] / Z.
Qiang, W. Ling, F. Tian // Chemosphere. – 2013. – Vol. 90(6). – P. 1966-1972. –
URL: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23177714.
304. Rapid and simple screening analysis for residual imidacloprid in agricultural
products with commercially available ELISA/ W. Eiki [et al.] // Anal. Chim. Acta. –
2004. - Vol. 521. - P. 45-51.
305. Removal of chloropyrifos ethyl, tetradifon and chlorothalonil pesticide residues
from citrus by using ozone [Electronic resource] / E. Kusvuran [et al.] // J Hazard
327
Mater. – 2012. – Vol. 30. – P. 241-242. – URL: http://www.ncbi.
nlm.nih.gov/pubmed/23058925.
306. Reproductive effects of two neonicotinoid insecticides on mouse sperm function
and early embryonic development in vitro [Electronic resource] / Y. H. Gu [et al.] //
PLoS One. – 2013. – Vol. 8(7). – URL: doi: 10.1371/journal. one.0070112.
307. Roberts J. R. Council On Environmental Health. Pesticide exposure in children
[Electronic resource] / J. R. Roberts, C. J. Karr // Pediatrics. – 2012. – Vol. 130(6). –
P. 1765-1788. – URL: doi: 10.1542/peds.2012-2758.
308. Roberts T. Metabolic Pathway of agrochemicals. P. 2. Insecticides and
Fungicides / T. Roberts, D. Huston. – Cornvall, 1999. – P. 107-120.
309. Roberts T. Metabolic Pathway of agrochemicals. P. 2. Insecticides and
Fungicides / T. Roberts, D. Huston D. – Cornvall, 1999. – P. 107-120.
310. Safety of Oxygreen, an ozone treatment on wheat grains. P 2. Is there a
substantial equivalence between Oxygreen-treated wheat grains and untreated wheat
grains? [Electronic resource] / M. Dubois [et al.] // Food Addit Contam. – 2006. –
Vol. 23(1). – P. 1-15. – URL : http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/ 16393809.
311. Schulz-Jander D. A. Neonicotinoid insecticides: reduction and cleavage of
imidacloprid nitroimine substituent by liver microsomal and cytosolic enzymes
[Electronic resource] / D. A. Schulz-Jander, W. M. Leimkuehler, J. E. Casida //
Chem Res Toxicol. – 2002. – Vol. 15(9). – P. 1158-1165. – URL: http://www.
ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/12230409
312. See A.M. Toxicity in three dogs from accidental oral administration of a topical
endectocide containing moxidectin and imidacloprid [Electronic resource] / A.M.
See, S.E. Mc Gill, A.L. Raisis, K.L. Swindells // Aust Vet J. 2009 Aug;87(8):334-7.
doi:
10.1111/j.1751-0813.2009.00448.x.
–
URL:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=imidacloprid+See+%D0%90.%D0%9
C.%2C+2009
313. Seceroglu V. Effects of commercial formulations deltametrin and/or thiacloprid
on thyroid hormone levels in rat serum / V. Seceroglu, Z. A. Seceroglu, E. S.
Demirhan // Toxicol Ind Health. – 2012. – Jun. 7.
328
314. Segura Carretero A. Determination of imidacloprid and its metabolite 6chloronicotinic acid in greenhouse air by application of micellar electrokinetic
capillary chroma tography with solid-phase extraction / A. Segura Carretero [et al.]
// J. Chromatogr. A. – 2003. – Vol. 1003. – P. 189-195.
315. Sekeroglu V. Cytogenetic effect of commercial formulations of deltametrin
and/or thiacloprid on Wistar rat bone marrow cells [Electronic resource] / V.
Sekeroglu, Z. A. Sekeroglu, H. Kefelioglu // Environ Toxicol. – 2013. – Vol. 28. –
P. 524-531. – URL: 10.1002/tox. 20746.
316. Sekeroglu V. Effects of commercial formulations of deltamethrin and/or
thiacloprid on thyroid hormone levels in rat serum [Electronic resource] / V.
Sekeroglu, Z. A. Sekeroglu, E. S.Demirhan // Toxicol Ind Health. – 2012. – Jun 7. –
indexed for MEDLINE.
317. Shadnia S. Fatal intoxication with imidacloprid insecticide / S. Shadnia, H. H.
Moghaddam // Am J Emerg Med. – 2008. – V. 26. – P. 631-634.
318. Sheets LP: Imidacloprid: a neonicotinoid insecticide // Handbook of Pesticide
Toxicology / ed. R. I. Kreiger. – 2 nd ed. – New York, 2001.
319. Sheets LР: The Neonicotinoid insecticides // Handbook of Neurotoxicology / ed.
E. J. Massaro. - New York, 2002. – V. 1. – P. 79-87.
320. Silymarin- and melatonin-mediated changes in the expression of selected genes in
pesticides-induced Parkinsonism [Electronic resource] / N. K. Singhal [et al.] // Mol
Cell Biochem. – 2013. – Vol. 22. – indexed for MEDLINE.
321. Simultaneous determination of seven neonicotinoid pesticide residues in food by
ultraperformance liquid chromatography tandem mass spectrometry / S. Liu [et al.]
// J Agric Food Chem. – 2010. – Vol. 58(6). – P. 3271-3278.
322. Synergetic effect of combination of AOP's (hydrodynamic cavitation and H2O2)
on the degradation of neonicotinoid class of insecticide [Electronic resource] / S.
Raut-Jadhav [et al.] // J Hazard Mater. – 2013. – Vol. 261. – P. 139-147. – URL:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23912079.
329
323. Tan J. Agonist actions of neonicotinoids on nicotinic acetylcholine receptors
expressed by cockroach neurons / J. Tan, J. J. Galligan, R. M. Hollingworth //
Neurotoxicology. - 2007. – Vol. 28(4). – P. 829-842.
324. Thany S. H. Emerging Pharmacological Properties of Cholinergic Synaptic
Transmission: Comparison between Mammalian and Insect Synaptic and
Extrasynaptic Nicotinic Receptors [Electronic resource] / S. H. Thany, H. TricoireLeignel // Curr Neuropharmacol. – 2011. – Vol. 9(4). – P. 706-714. – URL: doi:
10.2174/157015911798376343.
325. The combination of photocatalysis and ozonolysis as a new approach for cleaning
2,4-dichlorophenoxyaceticacid polluted water / T. S. Müller [et al.] // Chemosphere.
– 1998. – Vol. 36(9). – P. 2043-2055.
326. Thymoquinone ameliorates the immunological and histological changes induced
by exposure to imidacloprid insecticide / M. Mohany [et al.] // J Toxicol Sci. –
2012. – Vol. 37(1). – P. 1-11.
327. Thyssen J. Imidacloprid: Toxicology and metabolism / J. Thyssen, L. Machemer
// Nicotinic insecticides and the nicotinic acetylcholine receptor / eds. I.
Yammamoto, J. E. Casida. – New York, 1999. – P. 213-222.
328. Tomizawa M. Analgesic and toxic effects of neonicotinoid insecticides in mice /
M. Tomizawa, A. Cowan, J. E. Casida // Toxicol Appl Farmacol. – 2001. – V.
177(1). – P. 77-83.
329. Tomizawa M. Imidacloprid, thiacloprid, and their imine derivatives up-regulate
the alpha 4 beta 2 nicotinic acetylcholine receptor in M10 cells [Electronic resource]
/ M. Tomizawa, J. E. Casida // Toxicol Appl Pharmacol. – 2000. – Vol. 169(1). – P.
114-120. – URL: http://www.ncbi.nlm.nih.ov/ ubmed/ 1076703.
330. Tomizawa M. Molecular recognition of neonicotinoid insecticides: the
determinants of life or death [Electronic resource] / M. Tomizawa, J. E. Casida //
Acc Chem Res. – 2009. – Vol. 42(2). – P. 260-269. – URL: http://www.ncbi.
lm.nih.gov/pubmed/19053239.
331. Tomizawa M. Neonicotinoid insecticide toxicology: mechanisms of selective
action [Electronic resource] / M. Tomizawa, J. E. Casida // Annu Rev Pharmacol
330
Toxicol. – 2005. – Vol. 45. – P. 247-268. – URL: http://www.ncbi.
lm.nih.gov/pubmed/15822177.
332. Tomizawa M. Selective toxicity of neonicotinoids attributable to specificity of
insect and mammalian nicotinic receptors / M. Tomizawa, J. E. Casida // Annu Rev
Entomol. – 2003. – Vol. 48. – P. 339-364.
333. Tomizawa M. Neonicotinoid insecticide toxicology: Mechanism of selective
action / M. Tomizawa, J. E. Casida // Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. – 2005. –
Vol. 45. – P. 247-268.
334. Transient exposure to low levels of insecticide affects metabolic networks of
honeybee larvae [Electronic resource] / K. Derecka [et al.] // PLoS One. – 2013. –
Vol. 8(7). – P. 8191. – URL: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23844170.
335. Two cases of acute poisoning with acetamiprid in humans [Electronic resource] /
T. Imamura [et al.] // Clin Toxicol (Phila). – 2010. – Vol. 48(8). – P. 851-853. –
URL: doi: 10.3109/15563650.2010.517207.
336. Two fatal intoxication cases with imidacloprid: LC/MS analysis / P. Proenca [et
al.] // Forensic Sci Int. – 2005. – V. 153. – P. 75-80.
337. Use of mutagenesis, genetic mapping and next generation transcriptomics to
investigate insecticide resistance mechanisms [Electronic resource] / P. Kalajdzic [et
al.] // PLoS One. – 2012. – Vol. 7(6). – URL: 10.1371/journal. pone.0040296.
338. WHO. 2005. The WHO Recommended Classification of Pesticides by Hazard
and Guidelines to Classification. Corrigenda published by April 12, 2005
incorporated. IPCS, Geneva 2004.
339. Wilson J. G. Embryological Considerations in Teratology. In: Teratology:
Principles and Techniques, J.G. Wilson and J. Warkany (eds.), University of
Chicago, Chicago, IL, pp 251-277.
340. Wu I. W. Acute poisoning with the neonicotinoid insecticide imidacloprid in Nmethyl pyrrolidone / I. W. Wu, J. L. Lin, E. T. Cheng // J Toxicol Clin Toxicol. –
2001. – Vol. 39. – P. 617-621.
331
341. Yamamoto I. Neonicotinoid insecticides – biochemical mode of action
/ I.
Yamamoto, T. Miyamoto // Books of Abstracts 9th Intern. Congr. Pestic. Chem. L. 1998. - Top. 1-4. – P. 4B – 011.
342. Yamamoto I. Neonicotinoids – retrospect and prospect / I. Yamamoto // Pro –
XX Intern. Congr. Of Entomology. – Firenze, 1996. – P. 19.
343. Yarnell YWG. Fibrinogen, viscosity, and white blood cell count are major risk
factors for ischemic heart disease. [Electronic resource] / YWG Yarnell, IA Baker,
PM Sweetnam, D Bainton, JR O'Brien, PJ Whitehead, PC Elwood // Circulation. –
1991;
83:
836-844
–
URL
:
doi:
http:
//circ.ahajournals.org/content/83/3/836.abstract?ijkey=e111d33298a2b24c8b535bf4
4eca8f3fa7e40d1d&keytype2=tf_ipsecsha.
344. Yeh I. J. Acute multiple organ failure with imidacloprid and alcohol ingestion
[Electronic resource] / I. J. Yeh, T. J. Lin, D. Y. Hwang // Am J Emerg Med. –
2010. – Vol. - 28(2). – URL: doi: 10.1016/j.ajem.2009.05.006.
345. Young A. H. Elevation of the cortisol-dehydroepiandrosterone ratio in drug-free
depressed patients / A. H. Young, P. Gallagher, R. J. Porter // Am J Psychiatry. –
2002. – Vol. 159. – P. 1237-1239.
346. Zeng G. Risks of neonicotinoid pesticides [Electronic resource] / G. Zeng, M.
Chen, Z. Zeng // Science. – 2013. – Vol. 340(6139). – P. 1403. – URL:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23788781.
347. (6-chloro-3pyrydyl-methyl-H3)neonicotinoida: high affinity radioligands for the
nicotinic acetyloholine receptor / B. Latli [et al.] // Ib. 19 – 037.
332
ПРИЛОЖЕНИЯ
Приложение А
333
Приложение Б
334
Приложение В
335
Приложение Г
336
Приложение Д
337
Приложение Е
338
Продолжение приложения Е
339
Приложение Ж
340
Приложение З
341
Приложение И
342
Приложение К
343
Продолжение приложения К
344
Приложение Л
345
Приложение М