Антибиотикорезистентность госпитальных штаммов

Илюкевич Г.В., Смирнов В.М., Левшина Н.Н.
Антибиотикорезистентность госпитальных штаммов синегнойной палочки и оптимизация выбора антимикробной терапии в отделениях интенсивной терапии и
реанимации
ГУО «Белорусская государственная медицинская академия последипломного образования» и ГУ «Минский городской центр гигиены и эпидемиологии»
Госпитальные инфекции (ГИ) представляют собой серьезную проблему современного
здравоохранения. Особенно остро она стоит в отделениях интенсивной терапии и реанимации (ОИТР), на которые приходится 20-25% всех ГИ. Инфекции развиваются у 5-30%
пациентов и частота их развития зависит от профиля отделения – в кардиологических
ОИТР у 0,5-4,7%, в общехирургических – у 28-31% и у ожоговых – у 64% [27]. Значимость данной проблемы обусловлена не только распространенностью ГИ, но и широким
спектром возбудителей с постоянно растущим уровнем антибиотикорезистентности, существенным увеличением затрат на лечение ГИ и высокой летальностью.
В этиологии ГИ до 50% занимают грамотрицательные бактерии, среди которых лидируют псевдомонады и в частности P.aeruginosa (синегнойная палочка) [7, 5, 3, 8, 29]. Этот
возбудитель вызывает 21-39,7% случаев нозокомиальных пневмоний, 11-18% случаев инфекций мочевыводящих путей, 13% случаев раневой инфекции и 5-13,8% случаев инфекций кровотока [15, 16, 25]. Обобщенные результаты многоцентровых европейских исследований свидетельствуют о том, что приблизительно в 30% случаев ГИ в ОИТР возбудителем была синегнойная палочка [29, 28]. По данным исследования NPRS, проведенного в
России, частота синегнойной инфекции в среднем соответствует данным европейских исследований, однако в некоторых отделениях этот показатель составлял более 50% [7].
P.aeruginosa обладает многочисленными факторами вирулентности и самыми различными механизмами устойчивости, что и обуславливает потенциальную опасность и тяжесть инфекций, вызываемых ею. Так, имеются данные о 50% и выше летальности при
госпитальной пневмонии у больных на ИВЛ, вызванной P.aeruginosa [25]. В процессе лечения ГИ происходит быстрое формирование устойчивости (10-53%), что диктует необходимость подбора доз препарата, комбинации с другими антибиотиками и существенно
ограничивает спектр потенциально эффективных препаратов [8]. В последние годы,
вследствие наличия у синегнойной палочки различных механизмов устойчивости, выделяются штаммы данного микроорганизма, обладающие множественной устойчивостью к
большинству или даже ко всем применяемым антибиотикам.
Общепризнанно, что микробиологическая диагностика гнойно-септических процессов
является определяющей в выборе адекватных режимов антибиотикотерапии. Однако, реа-
лизация данного принципа на практике довольно сложна, поскольку даже самые быстрые
методы микробиологической экспресс-диагностики фиксируют рост микроорганизма в
течение 6-8 часов инкубации и позволяют получить точную идентификацию возбудителя
в течение 24-48 часов. В том случае, когда промедление с назначением антибактериальной
терапии существенно ухудшает прогноз пациента (большинство пациентов с гнойносептическими заболеваниями в ОИТР), целесообразна стартовая эмпирическая терапия,
базирующаяся на данных о наиболее вероятных возбудителях и их антибиотикочувствительности.
В этой связи трудно переоценить роль адекватного микробиологического контроля,
что означает на практике необходимость выявления микробиологическими методами
этиологического агента инфекции и оценку его антибиотикочувствительности. Полученные данные должны быть использованы при планировании и выборе антибиотика для
конкретного больного, а также разработке программ эмпирической антибактериальной
терапии в каждом конкретном стационаре. Это особенно важно для стационаров с высоким уровнем антибиотикорезистентности, недостаточной оснащенностью микробиологических лабораторий, что не всегда позволяет адекватно оценить эпидситуацию в данном
стационаре и дать правильные рекомендации по применению тех или иных антибиотиков.
Микробиологический мониторинг в ОИТР и создание «банков данных» антибиотикочувствительности и резистентности не менее важны, чем мониторинг параметров кровообращения и газообмена пациентов в критическом состоянии [4].
В настоящее время регулярно обновляющиеся базы данных по возбудителям ГИ в
ОИТР стационаров республики практически отсутствуют. Так же не разработана система
инфекционного контроля и мониторинга антибиотикорезистентности, а имеющиеся данные получены в результате единичных исследований [1, 2]. Все это не позволяет выбрать
адекватную программу эмпирической и этиотропной антибактериальной терапии. Антибактериальные препараты применяются в ряде случаев хаотично, без взаимосвязи с возбудителями инфекций и нозологическими формами, отсутствует формулярная система и
протоколы лечения инфекций. Несмотря на знание современных тенденций распространения резистентности возбудителей ГИ к антибактериальным препаратам, проблема разработки рациональных алгоритмов их лечения для каждого конкретного стационара остается достаточно актуальной при отсутствии в нем локального микробиологического мониторинга.
С учетом вышесказанного целью данного исследования явился анализ данных микробиологического мониторинга антибиотикорезистентности госпитальных штаммов синег-
2
нойной палочки и оптимизация выбора антимикробной терапии тяжелой госпитальной
инфекции у пациентов отделений интенсивной терапии и реанимации г. Минска.
Материалы и методы. Нами проведено многоцентровое ретроспективное эпидемиологическое исследование, включающее анализ результатов микробиологического мониторинга 1955 изолятов-возбудителей, выделенных у больных, находящихся на лечении
в 9 ОИТР г. Минска. Микробиологическому обследованию были подвергнуты больные с
сепсисом, острым распространенным перитонитом, деструктивным панкреатитом, послеоперационными раневыми инфекциями, гнойно-септическими заболеваниями респираторной и мочевыделительной систем, находящиеся на стационарном лечении в отделениях реанимации и интенсивной терапии 9 стационаров г. Минска. Выбор ЛПУ осуществлен
методом случайной выборки. Отбор нозологических форм заболеваний обусловлен высоким риском возникновения нозокомиальных инфекций или высокой частотой обнаружения антибиотикорезистентных форм возбудителей.
Материалом для исследования служили образцы биологических сред (мокрота,
трахеобронхиальный аспират, кровь, моча, раневое отделяемое, отделяемое из брюшной и
грудной полостей, ликвор). Забор его осуществлялся по общепринятым стандартам.
Идентификация и определение чувствительности микроорганизмов к антибиотикам
проводились двумя методами: диско-диффузионным на среде Мюллера-Хинтон агар и автоматическим анализатором ATB Expression (bioMerieux, Франция). Дальнейшая обработка данных выполнялась с помощью программ WHONET 5.3.
Результаты и обсуждение. Результаты микробиологического мониторинга госпитальных инфекций представлены на рис.1 и 2.
Enterococcus spp.
E.coli
S. aureus
K. pneumoniae
P.aeruginosa
0
5
10
15
20
25%
Рис. 1. Видовой состав возбудителей госпитальных инфекций
3
Приведенный рисунок демонстрирует преобладание в структуре нозокомиальных
инфекций ОИТР P.aeruginosa (21,3%). На втором месте по частоте была K.рneumoniae
(10,4%), на третьем – S. aureus (6,3%), затем соответственно E.coli (5,5%) и Enterococcus
spp. (2,2%). При этом подавляющее большинство данных штаммов было выделено из
бронхиального аспирата, мокроты и промывных вод бронхов (рисунок 2).
90%
80
70
60
50
40
30
20
10
0
АЭ КР БР КМ КЦ
ПЭ ГО КТ СЖ
МК РГ МЧРО
Рис 2. Частота выделение штаммов P. aeruginosa (%) в биологическом материале
АЭ – абдоминальный экссудат, КР – кровь, БР – бронхиальный аспират, КМ – катетер мочевой, КЦ – катетер центральный, ПЭ- плевральный экссудат, ГО – гнойное отделяемое,
КТ – толстый кишечник, СЖ – спинномозговая жидкость, МК – мокрота, РГ – ротоглотка,
МЧ – моча, РО – раневое отделяемое
Как видно из рисунка 2, в 85% образцов бронхиального аспирата и в 68% исследуемых образцов мокроты высевалась синегнойная палочка, что собственно и объясняло
лидирующее положение респираторных заболеваний в структуре госпитальных инфекций.
Далее был проведен анализ чувствительности ведущей госпитальной флоры (синегнойной палочки) к применяемым в отделениях в этот период антибиотикам.
Несмотря на знание природной активности многих антибиотиков против синегнойной палочки, но, принимая во внимание высокий уровень приобретенной резистентности
госпитальных штаммов, предсказать их чувствительность к антипсевдомонадным антибиотикам в каждом конкретном случае оказалось весьма сложно. Являясь наиболее частым возбудителем тяжелых нозокомиальных инфекций, Pseudomonas aeruginosa демонстрировала резистентность к большинству распространенных на сегодняшний день антибактериальных препаратов (табл. 1).
4
Таблица 1. Антибиотикочувствительность и резистентность (%) P. aeruginosa в ОИТР
Наименование
антибиотика
Резистентные
Промежуточные
n
(R)
(I)
Пенициллины (природные и полусинтетические)
Ampicillin
137
100
0
Carbenicillin
316
73,7
14,9
Azlocillin
87
90,8
1,1
Piperacillin
131
92,4
0
Amoxicillin/сlavulan
92
96,7
1,1
Ampicillin/sulbactam
76
94,7
3,9
Цефалоспорины
Cefazolin (I)
45
97,8
0
Cephalothin (I)
22
100
0
Cefuroxime (II)
166
100
0
Cefotaxime (III)
244
88,9
8,6
Ceftazidime (III)
268
48,1
17,2
Cefoperazone (III)
138
93,5
3,6
Ceftriaxone (III)
86
75,6
16,3
Cefepime (IV)
183
78,7
10,9
Карбапенемы
Imipenem
409
19,1
11,0
Meropenem
65
47,7
10,8
Монобактамы
Aztreonam
15
60
20
Аминогликозиды
Kanamycin (I)
42
100
0
Gentamicin (II)
205
85,4
4,4
Tobramycin (II)
104
38,5
8,7
Amikacin (III)
384
43,2
12,2
Тетрациклины
Tetracycline
74
95,9
2,7
Doxycycline
156
92,3
1,9
Макролиды
Azithromycin
21
23,8
9,5
Полимиксины
Polymixin B
234
16,7
39,7
Хинолоны(фторхинолоны)
Nalidixic acid (I)
235
97,4
1,3
Ofloxacin (II)
27
88,9
0
Ciprofloxacin (II)
168
72,6
8,3
Norfloxacin (II)
12
83,3
8,3
Pefloxacin (II)
27
88,9
0
Lomefloxacin (II)
32
96,9
0
Levofloxacin (III)
67
77,6
0
Нитрофураны, хлорамфеникол, нитроимидазолы
Nitrofurantoin
129
99,2
0
Chloramphenicol
75
81,3
17,3
Metronidazole
15
100
0
Чувствительные
(S)
0
11,4
8
7,6
2,2
1,3
2,2
0
0
2,5
34,7
2,9
8,1
10,4
69,9
41,5
20
0
10,2
52,9
44,6
1,4
5,8
66,7
43,6
1,3
11,1
19
8,3
11,1
3,1
22,4
0,8
1,3
0
5
Как видно из таблицы, P. aeruginosa обладает сверхвысокой резистентностью (91100%) к природным и полусинтетическим пенициллинам, и даже так называемые «антисинегнойные» (карбенициллин, азлоциллин) и ингибиторзащищенные пенициллины
(амоксициллин/клавуланат и ампициллин/сульбактам), к сожалению, не явились исключением. На уровень природной активности антибиотиков этой группы в отношении синегнойной палочки оказывает способность последней к синтезу индуцибельных хромосомных бета-лактамаз класса С (АмрС), активность которых не подавляется сульбактамом, клавуланатом и тазобактамом. Основой феномена являются мутации в генах, регулирующих продукцию указанных ферментов [8, 21].
Высокая резистентность госпитальных штаммов синегнойной палочки отмечена и
к цефалоспоринам I-III поколений, обусловленная гиперпродукцией бета-лактамаз, как
хромосомных АмрС, так и плазмидных. В свою очередь плазмидные бета-лактамазы типа
РSE-1 и РSE-2 устойчивы к бета-лактамазам, но чувствительны к карбапенемам, цефтазидиму, цефепиму и астреонаму, что и определяет несколько меньшую к ним резистентность P.aeruginosa [8, 6].
Наибольшую природную активность в отношении изучаемых госпитальных штаммов сохранили аминогликозиды II (кроме гентамицина) и III поколений, «старые» аминогликозиды (канамицин) значительно уступают им. В основе устойчивости к аминогликозидам лежит три механизма – модификация участка связывания рибосом с антибиотиками, снижение транспорта антибиотика внутрь бактериальной клетки и ферментативная
инактивация их плазмидными лактамазами [24].
Из группы фторхинолонов наибольшей природной антипсевдомонадной активностью обладает ципрофлоксацин, однако клиническое значение этой активности подвергается сомнению в связи с тем, что появляются данные о недостаточной способности эрадикации патогена при тяжелых инфекциях, о чем свидетельствуют и полученные нами данные.
Формирование приобретенной антибиотикорезистентности связано с активацией
систем активного выведения (МехА-МехВ-ОрrМ), а также с возникновением мутаций в
области хинолонового кармана» - участка молекулы, воздействие хинолона на который
при этом теряется [26, 11] .
Стабильно высокая резистентность синегнойной инфекции отмечена к тетрациклинам, нитрофуранам, хлорамфениколу и метронидазолу, т.е. препараты лишены антипсевдомонадной активности.
Полученные результаты свидетельствуют о крайне низкой резистентности P. aeruginosa к полимиксину, что связано с нарушением им целостности внешней мембраны
6
микроорганизма. Однако этот антибиотик в настоящее время практически не доступен в
широкой клинической практике.
Наибольшую природную активность в отношении синегнойной флоры проявляют
карбапенемы (тиенам и меронем) , что связано со сравнительно небольшой их молекулярной массой, позволяющей им диффундировать через внешнюю мембрану микроба. Этот
транспорт облегчает и наличие в молекуле двух противоположных электрических зарядов. Однако природную активность карбапенемов ограничивает наличие у псевдомонад
нескольких механизмов устойчивости: выработка бета-лактамаз класса ОХА-31 и беталактамаз класса В (металлолактамазы), утрата в результате мутации одного из пориновых
белков или снижение его экспрессии и активное выведение липофильных антибиотиков из
цитоплазмы – эффлюксные насосы (efflux pump) [8, 13].
Анализ результатов чувствительности госпитальных штаммов P. aeruginosa к карбапенемам тиенаму и меронему выявил существенные различия. Так, к тиенаму чувствительными оказались 69,9%, резистентными -19,1%, промежуточную резистентность показали 11,0% штаммов, в то время как к меронему чувствительными были всего 41,5%, резистентными – 47,7% и промежуточная резистентность выявлена у 10,8% штаммов, т.е.
антипсевдомонадная активность тиенама значительно превышает таковую у меронема
(количество чувствительных к тиенаму штаммов в 1,7 раза больше, чем к меронему, а количество резистентных в 2,5 раза меньше). Полученные нами столь неожиданные результаты лишь еще раз подтверждают постулат о том, что предсказать чувствительность синегнойной флоры к антипсевдомонадным антибиотикам очень сложно или практически не
возможно. Для выяснения причины столь резкого различия в эффективности данных препаратов мы обратились к исследованиям других авторов и нашли следующие возможные
объяснения этому факту.
Отмечающиеся сопряженные высокие уровни резистентности возбудителя к антибиотикам группы цефалоспоринов I-IV поколений, пенициллинам, фторхинолонам, хлорамфениколу и меропенему при сохраненной чувствительности к имипенему/циластатину
свидетельствуют о распространении полирезистентного штамма Pseudomonas aeruginosa
и позволяют предположить лидирующую роль гиперактивации системы активного эффлюкса, являющейся молекулярной основой поливалентной устойчивости возбудителя к
указанным антибиотикам [23]. Данная теория также объясняет сохранение чувствительности к имипенему/циластатину, поскольку активация эффлюксных насосов (МехАВ-ОрrМ)
у синегнойной палочки снижает активность меропенема [10].
Наиболее распространенным механизмом активного эффлюкса является формирование так называемых nalB мутантов, проявляющих активизацию системы MexA-MexB7
OprM путем мутации в mexR локусе (замена аминокислоты аргинин на глицин в позиции
70) [23,17,19]. Указанный канал существует в виде неспецифичной активной помпы, расположенной в цитоплазматической мембране, где MexB является собственно насосом,
OprM – формирующим канал белком, а MexA – необходимой сшивкой между двумя первыми. NalB мутантный штамм проявляет резистентность к фторхинолонам, β-лактамам,
меропенему и хлорамфениколу, сохраняя чувствительность к имипенему. Он может быть
получен путем направленной мутации in vitro или селектирован in vivo, в клинических условиях, при использовании антибиотиков пенициллинового, цефалоспоринового и фторхинолонового ряда [9,28,18]. Кроме активного эффлюкса, активация системы MexA-MexBOprM способна вызывать вторичное угнетение экспрессии OprD поринового канала, опосредуя тем самым возможность снижения проницаемости внешней мембраны для тиенама
[2,17,20. 18.29,19].
Частота развития устойчивости к имипенему может быть низкой, поскольку механизмом ее формирования является утрата или снижение экспрессии поринового канала
OprD, [18.22] в то время как меропенем индуцирует развитие резистентности по меньшей
мере, по двум взаимосвязанным механизмам: гиперактивации системы активного эффлюкса и снижению проницаемости внешней мембраны [17.]. Кроме того, наличие перекрестной устойчивости у меропенема с другими β-лактамами, фторхинолонами и хлорамфениколом создает предпосылку для селекции меропенем-резистентного штамма при использовании указанных антибиотиков [10,29,19,30]. Это объясняет высокий уровень устойчивости к этому карбапенему в стационарах использующих цефалоспорины и фторхинолоны, но не применяющих меропенем.
Частая встречаемость резистентности к меропенему может быть также обусловлена
большим количеством, по сравнению с имипенемом/циластатином, так называемых «окон
селекции» при использовании препарата в дозах, рекомендуемых производителем (0,5-1 г.
каждые 8 часов) [12].
С учетом полученных нами данных о распространенности и резистентности к антибиотикам Pseudomonas aeruginosa можно сделать некоторые рекомендации по лечению
псевдомонадной инфекции в ОИТР г. Минска.
1. При развитии госпитальных инфекций в ОИТР обязателен микробиологический
контроль и назначение антибиотика, уровень резистентности к которому наименьший.
При этом обязателен учет локализации и тяжести процесса, особенностей клинической
картины, наличия сопутствующей патологии и факторов риска. Полученные результаты
по антибиотикочувствительности позволяют провести коррекцию начатой ранее антибиотикотерапии и должны быть использованы при планировании и выборе антибиотика для
8
конкретного больного, а также разработке программ эмпирической антибактериальной
терапии в каждом конкретном стационаре
2. Эмпирическую терапию следует начинать неотложно при документированной
инфекции. В условиях ОИТР целесообразно использование дескалационного режима антибиотикотерапии препаратами с максимально широким охватом вероятных возбудителей
с учетом вероятности мультирезистентных возбудителей. При подозрении или при доказанной псевдомонадной флоре препаратом выбора является тиенам (антипсевдомонадная
активность 69,9%), при инфекции, вызванной панрезистентными штаммами P. aeruginosa,
наиболее обоснован комбинированный режим терапии с использованием антибиотиком в
максимальных дозах, к которым отмечается невысокий уровень резистентности тобрамицин (52,9% чувствительных штаммов) или амикацин (44,6%), меронем (41,5%),
цефтазидим (34,7%). К сожалению, ни один из фторхинолонов не показал достаточной активности и не может быть рекомендован для лечения тяжелой псевдомонадной инфекции
в ОИТР. Из-за ограниченного количества наблюдений азитромицин (66,7%) в настоящее
время не может быть рекомендован для широкого клинического применения в ОИТР и
требует дальнейшего изучения. Необходимо решение вопроса о поставках в РБ полимиксина.
Таким образом, по результатам проведенного нами исследования наиболее частым
и актуальным возбудителем госпитальных инфекций в ОИТР стационаров г. Минска является Pseudomonas aeruginosa. Она демонстрирует высокие уровни резистентности к
наиболее распространенным антибактериальным препаратам: к меропенему (64,6%), амикацину (43,2%), цефепиму (78,7%), цефтазидиму (48,1%), цефтриаксону (75,6%), цефотаксиму (88,9%), ципрофлоксацину (72,6%), левофлоксацину (77,6%). Наличие сопряженной
резистентности к меропему, β-лактамам, фторхинолонам и хлорамфениколу позволяет
предположить распространение полирезистентного штамма синегнойной палочки, характеризующегося гиперактивацией системы активного эффлюкса. Максимальная антипсевдомонадная активность выявлена у имипенема/циластатина (чувствительными оказались
69,9%, резистентными -19,1%, промежуточную резистентность показали 11,0% госпитальных штаммов Pseudomonas aeruginosa. Механизмы формирования резистентности у
штаммов Pseudomonas aeruginosa, выделенных у больных ОИТР стационаров г. Минска
требуют дальнейшего изучения и идентификации. Сложившаяся эпидситуация в ОИТР
требует создания системы инфекционного контроля и формулярной системы антибиотикотерапии с целью предотвращения неоправданно широкого и необоснованного назначения антибактериальных препаратов в ОИТР стационаров г. Минска
9
Литература
1. Адарченко А.А., Гудкова Е.И., Королевич М.П. // Медицинские новости.- 1999.№10.- С.47-49.
2. Горбунов В.А.// Медицинские новости.-2004.- №10.-С.24-28.
3. Митрохин С.Д., Соколов А.А., Авилова Н.Д.// Антибиотики и химиотерапия.-2005.№5-6.-С.24-28.
4. Руднов В.А.//Consilium Medicum. Экстра выпуск.-2002.- С.3-5.
5. Сидоренко С.В. Антибиотики и химиотерапия. – 2001.- №12. – С.27-34.
6. Сидоренко С.В. // Клиническая фармакология.-2003.- №12(2).-С.1-7.
7. Состояние антибиотикорезистентности грамотрицательных возбудителей нозокомиальных инфекций в отделениях реанимации и интенсивной терапии. Межведомственный совет по внутрибольничным инфекциям при РАМН и Минздраве РФ. //
Межрегиональная ассоциация по клинической микробиологии и антимикробной химиотерапии, Москва, 1997.
8. Яковлев С.В.//РМЖ.- 2006.- №5.- С.376-380.
9. Clark N M., Patterson J., Lynch J.P.// Curr Opin Crit Care.-2003.-Vol.9.- P.413-423.
10. David M., Livermore O. // J Antimicrob Chemother. – 2001. – Vol. 47. – P. 247-250.
11. Drica K., Zhao X. // Microbiol Molec Biol Rev.- 1997.-Vol.61.-P.377-392.
12. Drusano G.L. // Clin Infect Dis.- 2003.- Vol.36, (Suppl 1). – P.42-50.
13. Edwards J.//J Antimicrob Chemother.-1995.-Vol.36.-P.1-17.
14. El Amin N, Giske CG, Jalal S. // APMIS.- 2005. – Vol.113. – P.187–196.
15. Gordon S., Serkey J., Keus T.// Ann Thorac Surg.-1998.-Vol.65.-P.95-100.
16. Hospital infections Program, National Center for Infections Diseases, Centers for Diseases
control Intensive Antimicrobial Resistance Epidemiology surveillance report// Am Infect
Control.-1999.-Vol.24.-P.279-284.
17. Hyunjoo Pai, Jong-Won Kim, Jungmin Kim //Antimicrob Agents and Chemother.- 2001.
–Vol.45,- P.480-484.
18. Kohler T., Michea-Hamzehpour M, Henze U //Mol. Microbiol.- 1997. –Vol. 23. –P.345354.
19. Li X. Z., Livermore, D. M., Nikaido H.// Antimicrob Agents and Chemother.-1994.-Vol.
38. – P.1732–1741.
20. Li X. Z., Zhang, L., Poole K. //J Antimicrobl Chemother. -2000.- Vol.45. –P. 433–436.
21. Livermore D. M. // Antimicrob. Agents Chemother. – 1992. –Vol. 36. – P.:2046-2048.
22. Livermore D.// Clin Microbiol Rev.-1995.-№ 8.-P.557-584.
23. Masuda N E., Sakagawa S. // Antimicrob Agents Chemother.- 1995. – Vol.39(3). – P.645–
649.
24. Miller G. // Clinical Drug Investigat.-1996.-Vol.12.-P.1-12.
10
25. Pollack M. Pseudomonas aeruginosa. In: Mandell G., Benett J., Dolin R. Principles and
practice of infectious diseases. Churchill Livingstone, London, 1995.-P.1980-2003.
26. Roca J.//Trends Biochem Sci.-1995.-Vol.20.-P.156-160.
27. Singb N., Yu V. //Chest.-2000.-Vol.117.-P.1496-1499.
28. Trouillet j., Shastre J., Vuagnant A.//Am Rev Resp Crit Care Med.- 1998.-Vol.157.-P.531539.
29. Vincent JL.// Intensive Care Med.-2000.-Vol.13.-P.3-8.
30. Wang C.Y., Jerng J.S., Cheng K.Y. // Clin Microbiol Infect. – 2006. – Vol.12. – P.63-68.
11