накопление фотосенса® и протопорфирина ix в различных

НАКОПЛЕНИЕ ФОТОСЕНСА И ПРОТОПОРФИРИНА IX В РАЗЛИЧНЫХ
КЛЕТКАХ МЕЗЕНХИМНОГО ПРОИСХОЖДЕНИЯ
О.О. Ударцева*, Е.Р. Андреева, Л.Б. Буравкова
Учреждение Российской академии наук Государственный научный центр РФ
Институт медико-биологических проблем
* – 123007 г. Москва, Хорошевское шоссе, д. 76А,
e-mail: olja_udartseva@rambler.ru
АННОТАЦИЯ
Основным фактором, определяющим эффективность фотодинамического воздействия,
является способность клеток аккумулировать фотосенсибилизатор. В связи с этим изучение
накопления различных фотоактивных веществ в клетках является важным аспектом
скрининговых исследований, позволяющим оптимизировать условия фотодинамического
воздействия.
В
работе
было
проведено
сравнение
накопления
Фотосенса,
экзогенного
фотосенсибилизатора ряда фталоцианинов, и протопорфирина IX, эндогенного порфирина,
образуещегося
в клетках
мезенхимного
происхождения.
Показано,
Фотосенс®
увеличивалась
аккумулировать
из 5-аминолевулиновой
что
в
кислоты,
в различных
клетках
исследуемых
клеток
способность
ряду
эндотелиальные
клетки
–
мультипотентные мезенхимные стромальные клетки – макрофаги. Способность клеток
мезенхимного
происхождения
накапливать
различалась:
стромальные
клетки
протопорфирин
аккумулировали
IX
также
наибольшее
значительно
количество
фотосенсибилизатора, в то время как в эндотелиальных клетках накопление эндогенного
порфирина практически не детектировалось. Способность макрофагов аккумулировать
протопорфирин IX зависела от индивидуальных особенностей доноров.
Таким
образом,
способность
различных
клеток мезенхимного
происхождения
накапливать фотоактивные вещества существенно варьирует, что определяется не только
функциональными свойствами самих клеток, но и природой фотосенсибилизаторов.
Ключевые слова: фотодинамическое воздействие, клетки мезенхимного происхождения,
Фотосенс, протопорфирин IX.
PHOTOSENS AND PROTOPORPHYRIN IX ACCUMULATION IN
MESENCHYMAL CELLS
O.O. Udartseva, E.R. Andreeva, L.B. Buravkova
Institute of biomedical problems RAS
SUMMARY
Cell ability to accumulate photosensitizers is proposed to be the main factor which
determinates the effectiveness of photodynamic treatment. Therefore study of different photoactive
substances accumulation is the important aspect of investigations that permits to improve
photodynamic conditions.
In present study we screened the accumulation of exogenous phthalocyanine Photosens and
endogenous derivative of 5-amonolevulinic acid Protoporphyrin IX in endothelial cells, multipotent
mesenchymal stromal cells and macrophages. We demonstrated that vascular cells accumulated
photosensitizers differently. Macrophage accumulation of Photosens was the most effective while
endothelial cell accumulative ability was the lowest. Protoporphyrin IX accumulation in intimal
cells was high while endothelial cells didn’t accumulate endogenous porphyrin at all. Efficiency of
protoporphyrin IX accumulation in macrophages depended on donor’s special features.
Thus, mesenchymal cell ability to accumulate photosensitizers dramatically differs and
depends not only on cell functional activity, but on chemical properties of photoactive compounds.
Key words: photodynamic treatment, vascular cells, Photosens, protoporphyrin IX.
ВВЕДЕНИЕ
Фотодинамическое воздействие (ФДВ) – неинвазивный двухкомпонентный метод,
составляющими которого являются низкоинтенсивное лазерное излучение и фотоактивное
вещество-фотосенсибилизатор [1]. При взаимодействии фотосенсибилизатора со светом
определенной длины волны происходит химическая реакция, результатом которой является
интенсивное выделение синглетного кислорода и образование других АФК в ходе цепной
реакции, что создает фототоксический эффект, приводящий к повреждению и гибели клеток,
накопивших фотосенсибилизатор [2]. Наличие погибших клеток и их фрагментов
индуцирует процесс естественной тканевой репарации, заключающейся в элиминации
разрушенного клеточного материала и представляющий собой последовательные фазы
воспалительной реакции. Согласно представленным в литературе данным, степень
повреждения клеток при ФДВ во многом зависит от количества накопленного
фотоактивного красителя [3]. Поскольку способность клеток разных типов накапливать
фотосенсибилизаторы значительно отличается [4], этот метод позволяет избирательно
элиминировать отдельные популяции клеток.
В настоящее время фотодинамический подход активно применяется в клинической
практике, в основном,
для лечения онкологических заболеваний [5]. В связи с этим
процессы, происходящие в малигнизированных клетках при добавлении фотоактивных
веществ, а также после ФДВ достаточно хорошо изучены. Так, в ряде работ было показано,
что эффективность элиминации опухолевых клеток основана на селективном накоплении в
них фотосенсибилизатора за счет их более высокой метаболической активности по
сравнению с окружающими здоровыми клетками [5, 6]. В то же время эффекты ФДВ, а также
аккумуляция фотоактивных веществ в нормальных (немалигнизированных) клетках
остаются до сих пор практически неисследованными. При этом известно, что метаболизм
опухолевых и неопухолевых клеток существенно различается.
Среди всех клеток организма особое значение имеют клетки мезенхимного
происхождения, которые не только принимают участие в формировании органов и тканей,
но и выполняют защитную, обменную, барьерную, регуляторную и другие функции. Кроме
того, эти клетки играют большую роль в развитии патологических процессов, что делает их
привлекательной мишенью для ФДВ. В связи с этим в настоящей работе было изучено
накопление экзогенного фотосенсибилизатора Фотосенса и эндогенного фотоактивного
вещества протопорфирина IX в различных клетках мезенхимного происхождения
(эндотелиальных
клетках,
макрофагах) in vitro.
мультипотентных
мезенхимных
стромальных
клетках
и
МЕТОДИКА
Для получения первичной культуры эндотелиальных клеток (ЭК) пупочной вены
человека использовали метод Антонова и соавт. [7]. Клетки культивировали согласно
стандартным протоколам в среде 199 (ЭК) («БиоЛот») с добавлением 10% ЭТС, 100 мкг/мл
гепарина и 200 мкг/мл фактора роста ЭК.
Мезенхимные стромальные клетки-предшественники (лМСК) выделяли из подкожной
жировой клетчатки человека. Для получения первичной культуры лМСК использовали
описанный ранее метод Zuk et al. [8] в модификации Буравковой и соавт. [9].
Моноциты получали из периферической крови человека методом центрифугирования в
градиенте плотности Ficoll-Hystopaque («Sigma») и культивировали согласно стандартному
протоколу в ростовой среде ДМЕМ («БиоЛот») с добавлением 10% ЭТС («HyClone»), 2мМ
L-глутамина («ПанЭко»), 100 ед/мл пенициллина и 100 мкг/мл стрептомицина («ПанЭко»).
7-дневную культуру адгезированных клеток считали первичной культурой макрофагов (Мф)
[10] и использовали в экспериментах.
В
качестве
фотоактивных
веществ
в
работе
были
выбраны
экзогенный
фотосенсибилизатор Фотосенс и про-фотосенсибилизатор 5-аминолевулиновая кислота
Рисунок 1. Химические формулы используемых в работе фотосенсибилизаторов (R= H или
R= SO3Na). А - Фотосенс®; Б – 5-аминолевулиновая кислота.
Фотосенс® (ФС®) представляет собой смесь натриевых солей ди-, три- и тетрасульфофталоцианина гидроксиалюминия со средней степенью сульфирования 3 (Рис. 1).
.ФС® является гидрофильной молекулой и образует истинные растворы. Для определения
кинетики накопления клетки инкубировали с ФС® (10 мкг/мл) 1, 3, 6, 12, 24, 48 и 72 часа. В
качестве контроля использовали клетки, не инкубированные с ФС®. Для определения
внутриклеточного содержания ФС® клетки после инкубации с красителем отмывали средой
без сыворотки и лизировали 0,1 М NaOH при +370С в течение 3-х часов.
К половине клеточного лизата (не менее 700 мкл) добавляли равный объём 0,1 М NaOH
и измеряли интенсивность флуоресценции ФС® в пробе на спектрофлуориметре Schimadzu
(λ
возбуждения
= 608 нм, λ
испускания
= 687 нм). Концентрацию ФС® в лизате определяли по
калибровочному графику, полученному при измерении интенсивности флуоресценции в
пробах с известными концентрациями ФС®.
В оставшемся лизате определяли концентрацию белка по методу Лоури [11]. Для этого
к 50 или 100 мкл лизата или растворов с известной концентрацией белка (БСА) добавляли
соответственно 200 или 150 мкл раствора С и 20 мкл реактива Фолина. Инкубировали 30
минут при комнатной температуре и на спектрофотометре Labsystem Titertek измеряли
интенсивность окраски при λ = 690 нм. Внутриклеточное содержание ФС® определяли как
количество ФС® на 1 мг клеточного белка [нг/мг белка].
Протопорфирин IX (ПпIX) является фотодинамически активным веществом, которое
образуется в клетках из 5-аминолевулиновой кислоты (5-АЛА) в ходе биосинтеза гема. Для
изучения накопления ПпIX клетки инкубировали с 2 мМ 5-АЛА в ростовой среде без
сыворотки. Время инкубации составляло 1, 3, 6, 20 или 24 часа. Во время инкубации
избегали присутствия сыворотки из-за взаимодействия ПпIX с белками, которое ускоряет
выведение этого эндогенного фотосенсибилизатора [12]. После инкубации клетки трижды
промывали ФБ и экстрагировали ПпIX 1 н HCl в течение 1 часа. Клеточный экстракт
отбирали, а оставшиеся клетки лизировали 0,1 М NaOH при +60 0С в течение 1 часа. В
клеточном лизате определяли содержание белка по методу Лоури (см. выше). Клеточный
экстракт анализировали на спектрофлуориметре Schimadzu (λ
возбуждения
= 406 нм, λ
испускания
=
604 нм), концентрацию ПпIX в экстракте определяли по калибровочному графику,
полученному при измерении интенсивности флуоресценции в стандартных растворах
(разведение ПпIX в HCl) с известными концентрациями ПпIX. Уровень ПпIX определяли
как количество ПпIX на 1 мг клеточного белка [нг/мг белка].
РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
Было
показано,
что
способность
клеток
мезенхимного
происхождения
аккумулировать фотоактивные вещества существенно различается.
Во всех исследованных клетках характер накопления ФС описывался многофазной
кривой, состоящей из чередующихся участков быстрого накопления и плато (или
медленного накопления) (Рис. 2). Продолжительность 1-й фазы быстрого накопления
составляла 3 часа вне зависимости от типа клеток. В это время содержание
фотосенсибилизатора в клетках увеличивалось экспоненциально, однако количество
накопленного красителя было низким. Последующая фаза медленного накопления была
наиболее выражена у ЭК, у которых ее длительность составляла 9 часов. В этот период
содержание ФС® в клетках практически не изменялось. Основное количество красителя в
клетках мезенхимного происхождения накапливалось во время 2-й экспоненциальной фазы,
продолжительность которой у ЭК была около 25 часов, у лМСК и Мф – 18 часов. Далее
скорость накопления фотосенсибилизатора значительно замедлялась, а кривые накопления
выходили на плато. Таким образом, основное количество ФС® накапливалось в лМСК и Мф
к 24 часам, а в ЭК – к 50 часам инкубации с красителем. Для Мф была характерна также 3-я
фаза быстрого накопления, которая начиналась через 48 часов после инкубации с
фотосенсибилизатором (Рис. 2 В). В этот период количество ФС® в клетках увеличивалось
линейно с течением времени.
Рисунок 2. Кинетика накопления ФС® (10 мкг/мл) клетками мезенхимного происхождения
(M±SD). А – кривая накопления ФС® ЭК пупочной вены человека (n=3); Б – кривая
накопления ФС® лМСК (n=4); В – кривая накопления ФС® Мф (n=4). N – количество
независимых экспериментов в каждом случае.
При использовании 5-АЛА было показано, что способность исследуемых клеток
аккумулировать ПпIX значительно различается: лМСК накапливали наибольшее количество
фотосенсибилизатора,
в то время как накопление ПпIX в ЭК практически не
детектировалось. Способность Мф аккумулировать краситель зависела от индивидуальных
особенностей доноров: клетки от некоторых доноров достаточно эффективно накапливали
ПпIX (Мф+), в то время как от других – не накапливали вообще (Мф–). Характер накопления
фотосенсибилизатора в лМСК и Мф+ описывался трехфазной кривой, состоящей из
чередующихся участков быстрого и медленного накопления (Рис. 3). Продолжительность
первой фазы быстрого накопления составляла 5-6 часов. К этому времени содержание ПпIX
в лМСК составляло в среднем 200 нг/мг белка, а в Мф+ – в два раза меньше. Наибольшее
количество фотосенсибилизатора накапливалось в клетках через 24 часа после добавления 5АЛА в среду культивирования – во время второй фазы быстрого роста.
Рисунок 3. Накопление протопорфирина IX в клетках мезенхимного происхождения (M±SD).
Представлены усредненные данные 3-х независимых экспериментов.
Природа ФС® и ПпIX, а также механизм их накопления значительно отличаются,
поэтому способность клеток аккумулировать эти фотоактивные вещества определяется
разными
свойствами.
Так,
ФС®
относится
к
экзогенным
гидрофильным
фотосенсибилизаторам, которые захватываются клетками путем эндоцитоза. Напротив, ПпIX
– эндогенный порфирин, который синтезируется из 5-АЛА в ходе биосинтеза гема.
Соответственно, в первом случае эффективность накопления фотоактивного вещества
должна определяться, в первую очередь, интенсивностью процессов эндоцитоза, а во втором
– активностью ферментов цепи биосинтеза гема.
При изучении аккумуляции ФС® было обнаружено, что кривые накопления этого
фотосенсибилизатора в исследованных клетках во многом схожи, в то время как кинетика
его накопления существенно различается. Можно предположить, что подобное сходство
характера накопления ФС® в ЭК, лМСК и Мф определяется как общим мезенхимным
происхождением этих клеток, так и видовой специфичностью. Несмотря на то, что в
настоящее время работы, посвященные изучению аккумуляции фотосенсибилизаторов в
неопухолевых клетках, в литературе практически не представлены, имеющиеся данные по
накоплению металлсодержащих фталоцианинов в малигнизированых клетках животных и
человека, подтверждают наше предположение. Ранее было показано, что характер
накопления фталоцианина алюминия в опухолевых клетках мыши, китайского хомячка и
человека значительно отличается, в то время как кинетика аккумуляции этих ФС в
различных мышиных клетках мезенхимального происхождения (как опухолевых, так и
нормальных) практически одинакова [13, 14, 15].
Различия в кинетике накопления ФС® в ЭК, лМСК и Мф объясняются, вероятно,
функциональными
особенностями
этих
клеток.
Так,
ЭК
в
сосудах
формируют
полупроницаемый барьер, обеспечивающий регуляцию обмена веществ между кровью и
тканями. Избирательный транспорт веществ через эндотелиальный слой осуществляется
преимущественно путем трансцитоза – специализированного транспорта отдельных
макромолекул через клетку. В связи с этим накопление различных веществ, в том числе и
ФС®, в ЭК происходит значительно медленнее, чем в других клетках. В отличие от
эндотелия, Мф выполняют в организме, прежде всего, защитную функцию, которая
осуществляется
этими клетками посредством фагоцитоза.
Благодаря интенсивному
эндоцитозу (в т.ч. высокой фагоцитарной активности) Мф способны активно поглощать и
аккумуливать в цитоплазме значительные количества различных веществ, что и определяет
высокую скорость накопления ФС®.
При использовании 5-АЛА в нашей работе не ставилось задачи исследовать механизм
аккумуляции ПпIX в клетках мезенхимного происхождения, однако на основании
представленных в литературе данных можно выдвинуть несколько предположений о
причинах различного накопления эндогенного фотосенсибилизатора в ЭК, лМСК и Мф. Так,
поскольку ПпIX является промежуточным продуктом биосинтеза гема, его внутриклеточная
концентрация должна определяться как активностью ферментов цепи биосинтеза (в первую
очередь, феррохелатазы, порфобилиноген деаминазы и копропорфириноген оксидазы), так и
количеством АЛА в клетках [1, 16]. При этом активность ферментов зависит от
функциональных особенностей клеток, в то время как внутриклеточное содержание АЛА –
от её концентрации во внеклеточной среде и способности клеток к её поглощению [17].
Среди ферментов цепи биосинтеза гема основную роль отводят феррохелатазе,
катализирующей синтез гема из ПпIX. Низкая активность этого фермента характерна для
опухолевых и некоторых других клеток, способных аккумулировать значительное
количество
фотосенсибилизатора
[18].
Увеличение
активности
феррохелатазы
сопровождается уменьшением способности клеток накапливать ПпIX. Поскольку в активном
центре этого фермента содержатся ионы Fe3+ и Cu2+, для косвенного определения активности
феррохелатазы можно использовать хелатные соединения (ЭДТА, десферриоксамин и др.),
которые способны её ингибировать. В исследованиях Lim et al. было показано, что
добавление ЭДТА в среду культивирования значительно увеличивает накопление ПпIX в
эндотелии, что свидетельствует о высокой активности этого фермента [19]. Результаты этой
работы, полностью согласуются с полученными нами данными о следовом накоплении
эндогенного фотосенсибилизатора в ЭК, а также объясняют устойчивость этих клеток к
АЛА-ФДВ [20]. В отличие от эндотелия, чувствительность фибробластов из различных
источников к такому воздействию достаточно высока, что связано с их способностью
эффективно аккумулировать ПпIX [12, 21, 22]. При этом добавление хелаторных соединений
к фибробластам незначительно изменяет количество накопленного ими эндогенного
фотосенсибилизатора, что указывает на низкую активность феррохелатазы в них [18, 22].
ЛМСК являются стромальными фибробластоподобными клетками,
поэтому можно
предположить, что их способность аккумулировать ПпIX также коррелирует с низкой
активностью ключевого фермента, контролирующего синтез гема.
Исследования, посвященные изучению чувствительности Мф к АЛА-ФДВ, в
литературе
практически
не
представлены.
В
существующих
единичных
работах,
проведенных на макрофагах RAW 264.7, было выявлено, что активность феррохелатазы в
неактивированных клетках достаточно высока [23]. Как известно, при активации Мф
возрастает их цитотоксическая активность, направленная на уничтожение чужеродных
агентов, что связано с увеличением продукции оксида азота (II). При этом было показано,
что NO, синтез которого можно стимулировать липополисахаридом и IFN-γ, способен
существенно ингибировать феррохелатазу [23]. Соответственно, можно предположить, что
обнаруженные нами различия в способности Мф накапливать ПпIX связаны с различной
степенью активации этих клеток, полученных от разных доноров: чем выше синтез NO в
Мф, тем больше ПпIX они накапливают. Кроме того, в области поражений большинство Мф,
вероятно, будут эффективно аккумулировать эндогенный фотосенсибилизатор, что позволит
эффективно элиминировать эти клетки.
В исследованиях, проведенных на клетках линии U937, было показано, что транспорт
экзогенной 5-АЛА через клеточную мембрану опосредуется переносчиками β-аминокислот
[24]. При этом добавление β-аланина в среду культивирования приводит к значительному
уменьшению количества накопленного макрофагами эндогенного фотосенсибилизатора.
Соответственно, различное накопление ПпIX может быть связано также с различной
экспрессией молекул-переносчиков β-аминокислот в Мф от разных доноров.
Еще одним фактором, определяющим способность некоторых клеток аккумулировать
ПпIX, является их пролиферативная активность. Так, в ряде исследований было обнаружено,
что активная пролиферация спленоцитов и ЭК коррелирует с повышенной способностью
накапливать ПпIX [17, 25]. В то же время снижение пролиферативной активности (плато на
кривой роста) приводит к уменьшению аккумуляции эндогенного фотосенсибилизатора в
этих клетках. В настоящей работе для определения внутриклеточного содержания ПпIX
использовали ЭК и лМСК в состоянии предмонослоя, а также первичную культуру Мф,
которые, как известно, пролиферировать не способны. При этом известно, что контактное
торможение у стромальных клеток (лМСК) выражено меньше, чем у ЭК. Соответственно,
ещё одной из вероятных причин высокого накопления эндогенного фотосенсибилизатора в
перицитоподобных клетках может быть более высокая их пролиферативная активность по
сравнению с другими исследуемыми клетками.
Таким образом, способность ЭК, лМСК и Мф аккумулировать эндогенные и
экзогенные фотосенсибилизаторы значительно отличается, что определяется, по-видимому,
функциональными особенностями этих клеток, а также различной активностью ферментов
цепи биосинтеза гемма в них.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
[1] Castano A.P., Demidova T.N. and Hamblin M.R. Mechanisms in photodynamic therapy: part
one – photosensitizers, photochemistry and cellular localization. Photodiag. Photodynam. Ther.
2004. Vol. 1. P. 279-293.
[2] Красновский А.А. Синглетный молекулярный кислород и первичные механизмы
фотодинамического действия оптического излучения. Итоги науки и техники. 1992. Т. 3. С.
63-132.
[3] Henderson B.W. and Dougherty T.J. How does photodynamic therapy work? Photochem.
Photobiol. 1992. Vol. 55. P. 145-157.
[4] Андреева Е.Р., Ударцева О.О., Кузьмин С.Г. и др. Изучение in vitro фотодинамического
воздействия на возможные клетки-мишени сосудистой стенки. Кардиологический вестник.
2008. Т. 3. Вып. 15. № 2. С. 12-15.
[5] Гельфонд М.Л. Фотодинамическая терапия в онкологии. Практическая онкология. 2007.
Т. 8. № 4. С. 204-210.
[6] Кудинова Н.В. и Березов Т.Т. Фотодинамическая терапия рака: поиск идеального
фотосенсибилизатора. Биомед. Хим. 2009. Т. 55. № 5. С. 558-569.
[7] Антонов А.С., Крушинский А.В., Николаева М.А. и др. Первичная культура
эндотелиальных клеток из пупочной вены человека: идентификация и характеристика
растущей и конфлуентной культуры. Цитология. 1981. Т. 23. С. 1154-1159.
[8] Zuk P.A., Zhu M., Ashjian P. et al. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells.
Molecular biology of the cell. 2002. Vol. 13. Р.4279-4295.
[9] Буравкова Л.Б., Гринаковская О.С., Андреева Е.Р. и др. Характеристика мезенхимных
стромальных клеток из липоаспирата человека, культивируемых при пониженном
содержании кислорода. Цитология. 2009. Т. 51. №1. С. 5-11.
[10] Andreesen R., Bross K., Osterholz J. et al. Human macrophage maturation and heterogenity:
analysis with newly generated set of monoclonal antibodies to differentiation markers. Blood. 1986.
Vol. 87. Р.1257-1264.
[11] Lowry O.H., Rosebrough N.J., Lewis F.A. et al. Protein measurment with the Folin phenol
reagent. J. Biol. Chem. 1951. Vol. 193. P. 265-275.
[12] Iinuma S., Farshi S., Ortel B. and Hasan T. A mechanistic study of ctllular photodestruction
with 5-aminolevulinic acid-induced porphyrins. Br. J. Cancer. 1994. Vol. 70. P. 21-28.
[13] Ben-Hur E., Siwecki J.A., Newman H.C. et al. Mechanism of uptake of sulfonated
metallophtalocyanines by cultured mammalian cells. Cancer Letters. 1987. Vol. 38. P. 215-222.
[14] Chan W.S., Svensen R., Phillips D. and Hart I.R. Cell uptake, distribution and response to
aluminium chloro sulphonated phthalocyanine, a potential anti-tumour photosensitizer. Br. J.
Cancer. 1986. Vol. 53. P. 255-263.
[15] He J., Horng M., Deahl T. et al. Variation in photodynamic efficacy during the cellular uptake
of two phtalocyanine photosensitizers. Photochem. Photobiol. 2002. Vol. 67. № 6. P. 720-728.
[16] Van Hillegersberg R., Van den Berg J.W., Kort W.J. et al. Selective accumulation of
endogenously produced porphyrins in a liver metastasis model in rats. Gastroenterology. 1992. Vol.
103. P. 647-651.
[17] Wild L., Burn J.L., Reed M.W.R. and Brown N.J. Factors affecting aminolaevulinic acidinduced generation of protoporphyrin IX. Br. J. Cancer. 1997. Vol. 76. № 6. P. 705-712.
[18] Berg K., Anholt H., Bech O. and Moan J. The influence of iron chelators on the accumulation
of protoporphyrin IX in 5-aminolevulinic acid-treated cells. Br. J. Cancer. 1996. Vol. 74. P. 688697.
[19] Lim H.W., Behar S. and He D. Effect of porphyrin and irradiation on heme biosynthesis
pathway in endothelial cells. Photodermatol. Photoimmunol. Photomed. 1994. Vol. 10. № 1. P. 1721.
[20] Spörri S., Chopra V., Egger N. et al. Effects of 5-aminolaevulenic acid on human ovarian
cancer cells and human vascular endothelial cells in vitro. J. Photochem. Photobiol. B. 2001. Vol.
64. P. 8-20.
[21] Wu S.M., Ren Q.G., Zhou M.O. et al. Photodynamic effects of 5-aminolevulinic acid and its
hexylester on several cell lines. Acta. Biochim. Biophys. Sin. 2003. Vol. 35. № 7. P. 665-660.
[22] Egli R.J., Schober M., Hempfing A. et al. Sensitivity of osteoblasts, fibroblasts, bone marrow
cells and dendritic cells to 5-aminolevulinic acid based photodynamic therapy. J. Photochem.
Photobiol. B. 2007. Vol. 89. P. 70-77.
[23] Furukawa T., Kohno H., Tokunaga R. and Takotani S. Nitric-oxide-mediated inactivation of
mammalian ferrochelatase in vivo and in vitro: possible involvement of the iron-sulfur cluster of
enzyme.// Biochem. J. 1995. Vol. 310. P. 533-538.
[24] Okimura Y., Fujita H., Ogino T. et al. Regulation of 5-aminolevulinic acid-dependent
protoporphyrin IX accumulations in human histiocytic lymphoma U937 cells. Physiol. Chem. Phys.
2007. Vol. 39. P. 69-82.
[25] Rebeiz N., Rebeiz C.C., Arkins S. et al. Photodestruction of tumor cells by induction of
endogenous accumulation of protoporphyrin IX: enhancement by 1,10-phenanthroline. Photochem.
Photobiol. 1992. Vol. 55. № 3. P. 431-435.