12 Регуляция электронного и протонного транспорта в

12
Регуляция электронного и протонного
транспорта в фотосинтетических системах
оксигенного типа.
Математическое моделирование
А. В. Вершубский, А. Н. Тихонов∗
Физический факультет МГУ им. М. В. Ломоносова, ГСП-2, Москва, 119992, Россия
Электронная почта: ∗ [email protected]
Аннотация. Данная глава посвящена математическому анализу механизмов регуляции электронного и протонного транспорта в фотосинтетических системах оксигенного типа. Описана разработанная авторами математическая модель световых стадий фотосинтеза, учитывающая ключевые стадии переноса электронов по фотосинтетической цепи электронного
транспорта, сопряженные с процессами трансмембранного переноса протонов и синтеза
АТФ из АДФ и ортофосфата. В модели учитываются неоднородное распределение фотосистемы 1 (ФС 1) и фотосистемы 2 (ФС 2) между тилакоидами гран и стромы, а также альтернативные пути переноса электронов на акцепторном участке ФС 1 — нециклический поток
электронов от ФС 1 к НАДФ+ , циклический транспорт электронов вокруг ФС 1 и псевдоциклический транспорт электронов, связанный с переносом электронов от ФС 1 к молекулярному кислороду. Модель также описывает рН-зависимые стадии регуляции электронного
транспорта: а) влияние внутритилакоидного рН (рНin ) на фотохимическую активность ФС 2
и скорость переноса электронов на пластохиноновом участке цепи электронного транспорта
между ФС 2 и ФС 1; б) влияние рН стромы (pHout ) на скорость оттока электронов от ФС 1
за счет активации цикла Кальвина – Бенсона (ЦКБ).
Описаны основные закономерности кинетики фотоиндуцированных окислительно-восстановительных превращений Р700 (первичный донор электрона в ФС 1) и других электронных
переносчиков. Показано, что в хлоропластах могут устанавливаться неоднородные профили
рН в тилакоидах гран и межгранных тилакоидах, форма которых зависит от метаболического состояния хлоропластов и скорости диффузии ионов водорода в примембранных слоях
внутри и снаружи тилакоидов. Замедление скорости окисления пластохинола, равно как
и снижение фотохимической активности ФС 2 вследствие эффекта нефотохимического тушения при закислении люмена (pHin ↓), вызывает торможение электронного транспорта
на участке между ФС 2 и ФС 1. Результаты «численных экспериментов» показали, что наряду с изменениями рНin существенную роль в регуляции электронного транспорта в хлоропластах может играть защелачивание межтилакоидной щели, обусловленное замедлением
диффузии ионов водорода из стромы к комплексам ФС 2, расположенным в тилакоидах
гран. Светоиндуцированное защелачивание стромы (pHout ↑) является важнейшим фактором, стимулирующим реакции ЦКБ. Стимуляция синтеза АТФ при pHin ↓ и активация реакций ЦКБ при pHout ↑ сопровождаются ускорением потребления АТФ и НАДФН в ЦКБ.
Учитывая положительные и отрицательные обратные связи, влияющие на различные стадии переноса электронов, в рамках наших моделей можно численно описать индукционные
процессы в хлоропластах, в том числе многофазную кинетику электронного и протонного
транспорта при варьировании условий окружающей среды.
Ключевые слова: фотосинтез, хлоропласты, цианобактерии, математическое моделирование
Фотосинтез: открытые вопросы и что мы знаем сегодня, Аллахвердиев С. И., Рубин А. Б., Шувалов А. В. (ред.)
c Ижевский Институт компьютерных исследований, Ижевск–Москва, 2013
394
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
Список сокращений
ФС 1 — фотосистема 1
ФС,2 — фотосистема 2
ЦКБ — цикл Кальвина – Бенсона
ЦЭТ — цепь электронного транспорта
1. Введение
Структурная и функциональная организация фотосинтетического аппарата хлоропластов высших растений и цианобактерий хорошо изучена. Процессы фотосинтеза у высших растений протекают в хлоропластах — энергопреобразующих органеллах растительной
клетки. Под оболочкой хлоропласта находятся мембраны ламелл, которые образуют замкнутые мембранные везикулы — тилакоиды; внутреннее пространство хлоропласта между
оболочкой и тилакоидами называется стромой. В мембранах тилакоидов содержатся электрон-транспортные комплексы и АТФ-синтазные комплексы фотосинтетического аппарата.
Клетки цианобактерий также характеризуются развитой системой внутрицитоплазматических мембран (тилакоидов), в которых локализованы аналогичные вышеописанным компоненты фотосинтетического аппарата. Особенностью цианобактерий является способность
к бескислородному фотосинтезу, связанная с отключением ФС 2 при сохранении активности
ФС 1. В этих условиях у них возникает потребность в иных, чем вода, экзогенных донорах
электронов. Так как цепь электронного транспорта между двумя фотосистемами прерывается, синтез АТФ сопряжен только с циклическим электронным транспортом, связанным
с ФС 1. Активность фиксации СО2 за счет этого процесса существенно ниже, чем в условиях функционирования обеих фотосистем. Способность цианобактерий переключаться при
изменении условий с одного типа фотосинтеза на другой служит иллюстрацией гибкости
их светового метаболизма, имеющей важное экологическое значение.
Установлена последовательность световых и темновых стадий фотосинтеза, выявлены
молекулярные механизмы ключевых реакций электронного и протонного переноса в хлоропластах (Witt, 1979; Blankenship, 2002; Semenov et al., 2011) и синтеза АТФ (Boyer, 1993,
1997). Методом рентгеноструктурного анализа получены картины пространственного строения пигмент-белковых комплексов фотосистемы 1 (ФС 1) и фотосистемы 2 (ФС 2) (с разрешением 2.5 и 4 Å) для цианобактерий Synechococcus elongatus (Zouni et al., 2001; Jordan et al.,
2001), а также цитохромного b6 f -комплекса (Kurisu et al., 2003; Stroebel et al., 2003), расшифровано строение и выяснены механизмы работы АТФ-синтазного комплекса (Abrahams
et al., 1994; Stock et al., 1999; Biochim. Biophys. Acta., 2000; J. Bioenerg. Biomembr., 2000). Одной из наиболее актуальных задач биофизики фотосинтеза остается выяснение механизмов
регуляции биоэнергетических процессов в нативных фотосинтетических системах и адаптации их фотосинтетического аппарата к изменяющимся внешним условиям (Buchanan, 1980,
1991; Foyer and Noctor, 2000; Kramer et al., 2003, 2011).
Математическое моделирование световых стадий фотосинтеза широко применяется для
анализа кинетики световых и темновых процессов фотосинтеза и анализа регуляторных
механизмов (см., например, монографии (Рубин и Шинкарев, 1984; Кукушкин и Тихонов,
1988)), а также более поздние работы (Караваев и Кукушкин, 1993; Дубинский и Тихонов,
1994, 1995, 1997; Hope et al., 2000; Kirchhoff et al., 2000; Ризниченко и др., 2000; Лебедева
и др., 2002; Вершубский и др., 2001, 2003). Построение математических моделей фотосинтеза высших растений осложняется не только большим числом элементарных стадий, которые
необходимо учитывать для описания электронного и протонного транспорта, но также топологическими особенностями строения хлоропласта. Одной из таких особенностей является
латеральная гетерогенность ламеллярной системы хлоропластов, проявляющаяся в неравно-
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
395
мерном распределении различных белковых комплексов между гранальными и межгранными тилакоидами (Albertsson, 1995, 2001; Allen and Fosberg, 2001). Ранее нами были построены математические модели, учитывающие ключевые диффузионно-контролируемые стадии
нециклического транспорта электронов в хлоропластах класса Б и сопряженные с ними
процессы трансмембранного переноса протонов внутрь тилакоидов (Дубинский и Тихонов,
1994, 1995, 1997; Вершубский и др., 2001, 2003, 2004, 2007). При этом учитывалась обратная
связь между реакциями электронного транспорта и трансмембранного переноса протонов,
определяющая явление фотосинтетического контроля, — торможение электронного транспорта при закислении внутритилакоидного пространства.
Отличительной особенностью математических моделей, разработанных А. Ю. Дубинским и получивших дальнейшее развитие в наших работах (Дубинский и Тихонов, 1994,
1995, 1997; Вершубский и др., 2001, 2003, 2004, 2007; Вершубский и Тихонов, 2013), является то, что в них были впервые рассмотрены процессы трансмембранного переноса
протонов внутрь тилакоидов с учетом их буферных свойств, а также описаны диффузионно-контролируемые стадии переноса электронов и протонов с учетом латеральной гетерогенности ламеллярной системы хлоропластов. Были рассчитаны латеральные профили
рН внутри тилакоидов (pHi ) и pH в межтилакоидной щели (pHo ) и изучено влияние pHi
и pHo на кинетику нециклического транспорта электронов в различных метаболических состояниях. В модели учитывается, в соответствии с экспериментальными данными (Rumberg
and Siggel, 1969; Tikhonov et al., 1991; Blumenfeld and Tikhonov, 1994; Kramer et al., 1999;
Jahns et al., 2002), что накопление ионов водорода внутри тилакоидов вызывает торможение
электронного транспорта за счет рН-зависимого уменьшения скорости окисления пластохинола цитохромным b6 f -комплексом. Результаты численных экспериментов показывают, что
скорость электронного переноса в хлоропластах может регулироваться также на акцепторном участке ФС 2 (на стадии восстановления пластохонона ФС 2) за счет индуцированного
светом изменения pHo в межтилакоидных щелях гран. Результаты численного эксперимента
показали, что в определенных экспериментальных условиях должно происходить уменьшение скорости нециклического переноса электронов в результате существенного повышения
рН в межтилакоидной щели (Дубинский и Тихонов, 1997).
Моделирование процессов электронного и протонного транспорта с учетом топологических особенностей хлоропластов может играть важную роль для анализа механизмов
регуляции энергетического сопряжения в хлоропластах. Это связано с тем, что непосредственные измерения рН внутри компартментов малых размеров с помощью различных
рН-чувствительных зондов часто бывают затруднены. Дополнительные ограничения на измерения протонного потенциала2 внутри тилакоидов накладывает пространственная и функциональная неоднородность самих хлоропластов. Вопрос о существовании неоднородного
профиля протонного потенциала в хлоропластах ранее обсуждался в литературе (Haraux and
Kouchkovsky, 1981, 1983; Haraux, 1985; Тихонов и Блюменфельд, 1985) в связи с дискуссией
о существовании альтернативных механизмов переноса протонов к АТФ-синтазе («локальный» и «нелокальный» механизмы энергетического сопряжения (Williams, 1978; Kell, 1979;
Westerhoff et al., 1984; Ferguson, 1985; Dilley, 1991; Blumenfeld and Tikhonov, 1994)). Анализ этой проблемы, проведенный Л. А. Блюменфельдом вместе с одним из авторов данной
статьи (Blumenfeld and Tikhonov, 1994; Тихонов и Блюменфельд, 1985), показал, что диф2 Термином «протонный потенциал» мы называем трансмембранную разность электрохимических потенциалов
ионов водорода (ΔμH+ ), включающую в себя две составляющие — трансмембранную разность электрических потенциалов (ΔΨ) и трансмембранную разность рН (ΔpH = pHout − pHin ). Наиболее распространенным является
представление о том, что в стационарном состоянии, при освещении хлоропластов непрерывным светом, вклад
ΔΨ в величину ΔμH+ незначителен, а основную роль в энергетическом сопряжении в тилакоидных мембранах
хлоропластов играет величина ΔpH (Blankenship, 2002; Kramer et al., 1999). Согласно данным Крамера с соавт.
(Cruz et al., 2001; Kramer et al., 2003), при определенных условиях трансмембранная разность электрических потенциалов ΔΨ также может вносить заметный вклад в величину протонного потенциала тилакоидов.
396
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
фузионные ограничения, замедляющие перенос ионов водорода внутри тилакоидов, могут
вызывать неоднородное распределение ΔрН в латеральном направлении вдоль тилакоидной
мембраны хлоропластов. Однако экспериментальное наблюдение этого явления затруднено из-за малых размеров тилакоидов. Ниже мы подробнее рассмотрим результаты наших
исследований по математическому моделированию световых стадий фотосинтеза с учетом
латеральной гетерогенности ламеллярной системы хлоропластов. Заметим, что в первой работе на эту тему (Дубинский и Тихонов, 1997) рассмотрено функционирование тилакоидов
граны, в центральной части которых находились комплексы ФС 2, а в торцевой части — комплексы ФС 1 и АТФ-синтазные комплексы. В дальнейшем мы описали процессы электронного и протонного транспорта в тилакоидах двух типов — тилакоидах гран и межгранных
(стромальных) тилакоидах (Вершубский и др., 2001, 2003).
Дальнейшее развитие нашей модели было связано с рассмотрением переноса электронов по альтернативным цепям электронного и протонного транспорта (циклический и псевдоциклический перенос электронов), а также с учетом активации реакций цикла Кальвина –
Бенсона (ЦКБ). Литературные данные о функциональной роли альтернативных путей электронного транспорта противоречивы (см. обзоры (Bendall and Manasse, 1995; Allen, 2003;
Johnson, 2005; Asada, 1999; Heber, 2002; Peltier and Cournac, 2002; Badger et al., 2000) и цитированную в них литературу). В частности, остается дискуссионным вопрос о физиологической роли кислорода в качестве альтернативного акцептора электронов в ФС 1 (реакция
Мелера) у С3 -растений in vivo. Имеются данные о том, что псевдоциклический транспорт
электронов невелик (∼ 10 %) по сравнению с общим потоком электронов, поступающих от
ФС 2 к ФС 1 (Allen, 2003; Munekage et al., 2004; Heber, 2002; Peltier and Cournac, 2002;
Badger et al., 2000; Ruuska et al., 2000). Поэтому многие авторы считают, что реакция Мелера не играет принципиальной роли в работе фотосинтетического аппарата растений (Heber,
2002; Peltier and Cournac, 2002; Badger et al., 2000; Ruuska et al., 2000). Существует, однако, другой взгляд на участие кислорода в жизни растений. Так, например, в работе (Sage
et al., 2002) показано, что присутствие кислорода необходимо для активации рубиско. Кроме
этого, имеются экспериментальные указания на то, что псевдоциклический транспорт электронов (цикл «вода–вода») может играть роль «стартера», запускающего энергозависимые
стадии фотосинтеза на начальных стадиях освещения хлоропластов (Heber, 2002; Miyake
and Yokota, 2000; Makino et al., 2002). Предполагается, что отток электронов от ФС 1 на кислород позволяет избежать накопления избыточного числа восстановленных переносчиков на
акцепторной стороне ФС 1 (Asada, 1999; Heber, 2002; Peltier and Cournac, 2002; Backhausen
et al., 2000). Согласно различным оценкам (см. обзоры (Allen, 2003; Sage et al., 2002; Osmond
and Grace, 1995)), даже сравнительно небольшое ответвление потока электронов в цепь
циклического переноса электронов и на кислород, составляющее ∼ 10–15 % от нециклического потока к НАДФ+ , может обеспечить требуемую стехиометрию АТФ/НАДФH. Относительный вклад псевдоциклического транспорта электронов зависит от физиологических
условий. Известно, например, что при уменьшении влажности в листьях С3 -растений происходит перераспределение потоков электронов, связанных с восстановлением СО2 и О2
(Ziem-Hanck and Heber, 1980; Ivanov et al., 1998).
Математическое моделирование позволило описать динамику перераспределения электронных потоков на акцепторном участке ФС 1 во время индукционной фазы фотосинтеза.
Отражением регуляторных процессов фотосинтеза в интактных фотосинтетических системах оксигенного типа является многофазная кинетика окислительно-восстановительных
превращений Р700 , которая, как известно, наблюдается в листьях (Cornic and Briantais, 1991;
Вишнякова и др., 2000; Chow and Hope, 2002; Joliot and Joliot, 2006), водорослях (Maxwell
and Biggins, 1977) и клетках цианобактерий (Trubitsin et al., 2003, 2005). Многофазная кинетика фотоокисления Р700 обусловлена различными процессами, влияющими на соотношение скоростей притока и оттока электронов от ФС 1. Такими процессами могут быть: акти-
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
397
вация ферментов цикла Кальвина (Эдвардс и Уокер, 1986), приводящая к ускорению оттока
электронов от ФС 1, перераспределение потоков электронов (циклический/нециклический
электронный транспорт) (Bendall and Manasse, 1995; Allen, 2003; Johnson, 2005; Munekage
et al., 2004; Joët et al., 2002; Joliot and Joliot, 2002, 2005; Breyton et al., 2006; Golding and
Johnson, 2003; Talts et al., 2007), перераспределение мобильных светособирающих комплексов между ФС 2 и ФС 1 (переходы «состояние 1» ↔ «состояние 2») (Allen, 1992), замедление
скорости электронного транспорта на участке цепи между ФС 2 и ФС 1 (явление фотосинтетического контроля) (Rumberg and Siggel, 1969; Stiehl and Witt, 1969; Haehnel, 1984; Tikhonov
et al., 1991; Blumenfeld and Tikhonov, 1994; Kramer et al., 1999), а также диссипация энергии
в светособирающей антенне ФС 2 (Horton et al., 1996; Niyogi, 1999; Maxwell and Johnson,
2000; Mueller et al., 2001; Niyogi et al., 2004; Карапетян, 2007). Последние два процесса, как
известно, инициируются фотоиндуцированным закислением внутритилакоидного пространства. Все эти регуляторные связи учитываются в нашей модели.
2. Описание модели
Для количественного анализа электронного транспорта мы использовали базовую математическую модель электрон-транспортных процессов в фотосинтетических системах оксигенного типа, предложенную нами ранее (Вершубский и др., 2004, 2004i, 2006, 2007;
Кувыкин и др., 2008, 2009, 2009i; Vershubskii et al., 2011; Kuvykin et al., 2011; Вершубский и Тихонов, 2013). «Архитектура» модельной системы (геометрия тилакоидов и пространственное расположение в них электронтранспортных комплексов) представлена на рисунке 1. На рисунке 1, а схематически показано пространственное строение хлоропласта,
рассматриваемого в виде совокупности тилакоидов гран и межгранных тилакоидов. Стопки коаксиально расположенных уплощенных тилакоидов радиуса a соответствуют гранам.
Межгранные тилакоиды моделируются более широкими цилиндрами радиуса b, которые
выступают за пределы гранальных тилакоидов в область стромы. Внешний цилиндр радиуса b включает в себя тилакоид граны (цилиндр радиуса a), который непрерывно переходит
в межгранный тилакоид. На рисунке 1, б изображено преимущественное пространственное
расположение комплексов ФС 2 в гранальных, а ФС 1 в межгранных тилакоидах.
Схема рассматриваемых процессов показана на рисунке 2. Находящиеся внутри тилакоидной мембраны пигмент-белковые комплексы ФС 1 и ФС 2 связаны мобильными электронными переносчиками через цитохромный b6 f -комплекс. ФС 1 обеспечивает преобразование
солнечной энергии в потенциал разделенных зарядов, способствуя переносу электрона из
люмена в строму (Jordan et al., 2001; Fromme et al., 2001). Другой пигмент-белковый комплекс ФС 2 содержит фотореакционный центр и комплекс окисления воды. Светозависимое
функционирование ФС 2 обеспечивает поступление электронов и протонов от молекул воды
и восстановление пластохинона до пластохинола (QH2 ). Таким образом, модель описывает
ключевые стадии переноса электронов и сопряженные с ними процессы трансмембранного
переноса протонов, а также синтез АТФ из AДФ и неорганического фосфата (Pi ) АТФ-синтазой типа F0 F1 . При описании электрон-транспортных процессов в цианобактериях учитывается также работа дыхательной цепи, имеющей общие участки с фотосинтетической
цепью переноса электронов.
Переменные модели
Для описания электрон-транспортных процессов рассмотрено поведение следующих
переменных: [P+
700 ] — концентрация окисленных центров Р700 (первичный донор электронов в ФС 1), [P+
680 ] — концентрация окисленных центров Р680 (первичный донор электронов
в ФС 2), [Pc] — концентрация окисленных переносчиков, являющихся непосредственными
398
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
Рис. 1. Схема строения хлоропласта (а) и расположение описываемых в модели электрон-транспортных и АТФ-синтазных комплексов в тилакоидной мембране с учетом латеральной гетерогенности
тилакоидов (б)
донорами электронов для окисленных центров Р700 (пластоцианин в хлоропластах и/или
цитохром c6 у цианобактерий), [Q] — концентрация окисленного пластохинона, [Fd+ ] — концентрация окисленного ферредоксина, [N+ ] и [NH] — концентрации терминального акцептора ФС 1 в окисленной и восстановленной формах соответственно — НАДФ+ и НАДФН,
[О2 ] — концентрация кислорода в среде. Переменная [ATP] описывает изменения концентра+
ции АТФ. Переменные [H+
i ] и [Ho ] описывают изменения концентраций ионов водорода во
внутритилакоидном пространстве и в строме соответственно.
Электронный транспорт
В нашей модели учитываются альтернативные пути электронного транспорта на акцепторном участке ФС 1 (см. подробнее обзоры (Bukhov and Carpentier, 2004; Егорова и Бухов,
2006)). Поток электронов от ФС 1 к НАДФ+ (JNADP ) обеспечивает образование НАДФH
за счет электронов, поступающих в ЦЭТ от ФС 2 (нециклический транспорт электронов:
Н2 О → ФС 2 → ФС 1 → НАДФ+ ). Акцептором электрона в ФС 1 является ферредоксин. Два
электрона от двух восстановленных молекул ферредоксина поступают к НАДФ+ (через
ферредоксин-НАДФ-редуктазу). Циклический поток электронов вокруг ФС 1, при котором
электроны возвращаются в ЦЭТ между ФС 2 и ФС 1 через ферредоксин-хинон-редуктазу,
будем называть «коротким» циклом JSC . Возможен, в принципе, также альтернативный,
«длинный» путь циклического переноса электронов вокруг ФС 1 (JLC ), когда электроны
от НАДФH возвращаются в ЦЭТ через НАД(Ф)-оксидо-редуктазу (NDH-1) (Bukhov and
Carpentier, 2004). Третий путь оттока электронов от ФС 1 — перенос электрона от ФС 1
на молекулу О2 (Mehler, 1951; Asada, 1999; Heber, 2002; Ort and Baker, 2002). Альтернативные пути электронного транспорта позволяет обеспечивать оптимальную стехиометрию
молекул НАДФH и АТФ, используемых в ЦКБ (Bukhov and Carpentier, 2004; Kramer et al.,
2004; Бухов и Егорова, 2006; Cruz et al., 2007).
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
399
Рис. 2. Процессы электронного и протонного транспорта, рассматриваемые в модели (а), и схема компартментализации ионов водорода и трансмембранных потоков протонов, описываемых в модели (б).
Обозначения: Fd — ферредоксин; FNR — ферредоксин-НАДФ-редуктаза; FQR — ферредоксин-хинон–
редуктаза; NDH-1 — НАД(Ф)H-оксидо-редуктаза; Р700 и Р680 — первичные доноры электрона фотосистемы 1 (ФС 1) и фотосистемы 2 (ФС 2) соответственно; Рс — пластоцианин; c6 — цитохром c6 ; Q —
пластохинон (окисленная форма); QH2 — пластохинол (восстановленная форма); b6 f — цитохромный
комплекс b6 f ; aa3 , bd — терминальные оксидазы типа aa3 и bd
Схема окислительно-восстановительных превращений НАДФ, рассматриваемых в модели, показана на рисунке 2, а. Восстановленная молекула НАДФ− (НАДФ+ + 2e− →
→ НАДФ− ) протонируется за счет ионов водорода, поступающих из стромы (НАДФ− +
+ Н+ → НАДФН). В модели предусмотрено, что фотоиндуцированное защелачивание стромы ускоряет потребление НАДФH и ATФ в ЦКБ. Потребление НАДФH и ATФ описывается
феноменологически с помощью функции, зависящей от концентраций НАДФH, ATФ и рН
стромы (pHo ), как это было предложено в работах (Кувыкин и др., 2009, 2009i). В модели также предусмотрена возможность окисления НАДФН дегидрогеназой типа NDH-1
(Кувыкин и др., 2009i). В этом случае электроны от НАДФН возвращаются в ЦЭТ на пластохиноновом участке.
У цианобактерий фотосинтетическая ЦЭТ сопряжена с работой дыхательной цепи
(Peschek, 1987). Для моделирования работы дыхательной цепи мы рассматриваем возмож-
400
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
ность окисления пластохинола (QH2 ) и цитохрома c6 (непосредственный донор электрона
для P+
700 у цианобактерий) терминальными оксидазами, которые передают электроны на О2
(рис. 2).
Протонный транспорт
Транспорт электронов по ЦЭТ сопряжен с генерацией трансмембранной разности рН
(ΔpH). Накопление протонов внутри тилакоидов происходит в результате индуцированного
светом разложения воды в ФС 2 и окисления QH2 цитохромным b6 /f -комплексом. В модели учитывается, что ионы водорода, локализованные внутри (люмен) и снаружи (строма)
тилакоидов, могут связываться с протон-акцепторными (буферными) группами, число которых значительно превышает число электронных переносчиков. Влияние буферных групп
заметно сказывается на кинетике достижения стационарного состояния системы, однако
стационарные значения переменных модели не должны зависеть от буферной емкости хлоропластов (Дубинский и Тихонов, 1997).
Выход протонов из тилакоидов в строму может происходить двумя путями: через
АТФ-синтазу (сопряженный с синтезом АТФ поток протонов JATP ) и путем пассивной утечки протонов, не связанной с синтезом АТФ (поток протонов JH+ ). В модели также учитывается обмен протонами между стромой и цитозолем (поток протонов Jcell ). Мы предполагаем,
что концентрации ионов водорода в строме и во внутритилакоидном пространстве, а также концентрации всех переносчиков электрона не зависят от пространственных координат,
что эквивалентно условию «быстрого перемешивания» (Дубинский и Тихонов, 1997). Значение pH в цитозоле (пространство между оболочкой хлоропласта и клеточной мембраной)
считается постоянным за счет высокой буферной емкости цитоплазмы.
Константы скоростей и параметры модели
Система кинетических уравнений, описывающих динамику изменений концентрации
электронных переносчиков, АТФ и ионов водорода, а также методология выбора эффективных констант скоростей электрон-транспортных процессов, обозначенных на рисунке 2, а,
подробно описаны в наших работах (Кувыкин и др., 2009i; Vershubskii et al., 2011; Вершубский и Тихонов, 2013). Ключевой стадией в цепи электрон-транспортных процессов,
определяющей скорость переноса электронов между ФС 2 и ФС 1, является окисление пластохинола (QH2 ) цитохромным b6 f -комплексом. Скорость окисления QH2 , как известно
(Rumberg and Siggel, 1969; Stiehl and Witt, 1969; Tikhonov et al., 1991; Nishio and Whitmarsh,
1993; Kramer et al., 1999), зависит от концентрации ионов водорода внутри тилакоидов [H+
i ].
]),
коВ нашей модели скорость окисления QH2 характеризуется функцией kQ ([Q], [Pc], [H+
i
торая соответствует эффективной константе скорости kQ , показанной на рисунке 1. Функция kQ ([Q], [Pc], [Hi ]) = 1/τQ эквивалентна кажущейся константе скорости, характеризующей совокупность процессов, приводящих к окислению QH2 . Величина τQ — характерное
время окисления QH2 , которое определяется скоростью непосредственного взаимодействия
QH2 с цитохромным b6 /f -комплексом и временем переноса электрона от b6 /f -комплекса
на молекулу пластоцианина (Pc). Адекватный выбор функции kQ ([Q], [Pc], [H+
i ]) был выполнен нами ранее (см. подробнее работы (Вершубский и др., 2004; Кувыкин и др., 2009i;
Vershubskii et al., 2011)) на основании сравнения экспериментальной и теоретической зависимостей кинетики восстановления окисленных центров P+
700 после выключения света от
внутритилакоидного pHi .
Значения других констант скоростей, характеризующих различные стадии переноса
электрона по ЦЭТ от водорасщепляющего комплекса ФС 2 к различным акцепторам ФС 1
(константы kH2 O , kP680 , kPc , kP700 , kFN , kNH , kO2 ), выбирали на основании литературных
данных по кинетике частных реакций электронного транспорта на различных участках ЦЭТ
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
401
(Vershubskii et al., 2011). Выбранные нами константы скоростей электрон-транспортных процессов находятся в диапазонах характерных времен, полученных в экспериментальных работах. Для уточнения констант, использованных в нашей модели, мы сравнивали результаты
расчетов с экспериментальными данными, полученными для различных фотосинтетических
систем оксигенного типа (хлоропласты высших растений, цианобактерии), см. подробнее
(Vershubskii et al., 2011). В качестве критерия адекватного выбора констант скоростей мы
использовали согласие теоретических кривых с экспериментальными значениями скорости
переноса электронов на участке между ФС 2 и ФС 1, а также значений pHi и pHo в метаболических состояниях 3 (условия интенсивного синтеза АТФ) и 4 (состояние фотосинтетического контроля). При этом мы исходили, в частности, из того, что в стационарных
состояниях 3 и 4 pHi ≈ 6.0–6.2 и pHi ≈ 5.4–5.6 соответственно (Тихонов, 2012).
Выбор эффективной константы скорости kFQ , характеризующей циклический транспорт электронов вокруг ФС 1 («короткий» цикл), неоднозначен, поскольку в литературе отсутствуют надежные экспериментальные данные о значениях элементарных констант скоростей на этом участке ЦЭТ. Мы рассматриваем константу kFQ в качестве варьируемого параметра, конкретное значение которой зависит от выбора моделируемой системы. Предпосылкой к этому является то обстоятельство, что циклические потоки электронов в хлоропластах
высших растений и в клетках цианобактерий могут заметно различаться. Считается, что
у цианобактерий вклад циклического транспорта электронов выше, чем у растений. Эффективная константа скорости kNQ , характеризующая скорость работы «длинного» пути циклического транспорта электронов, была выбрана на порядок ниже константы скорости kFQ .
Для описания скорости потребления АТФ и НАДФН в ЦКБ мы использовали функцию kBBC ([ATP], [NADPH], pHo ). Подробное описание этой функции и обоснование ее выбора даны в наших работах (Кувыкин и др., 2009i; Vershubskii et al., 2011). Зависимость
функции kBBC ([ATP], [NADPH], pHo ) от рН стромы позволяет описать феноменологически
светозависимую активацию реакций ЦКБ.
Модель предусматривает, что у цианобактерий окисление QH2 и связанное с этим закисление внутритилакоидного пространства может осуществляться не только b6 /f -комплексом, но и терминальной оксидазой типа bd. Цитохром c6 может служить первичным донором электронов как для ФС 1, так и для цитохромоксидазы типа aa3 . В настоящей работе
мы исходим из того, что константы скоростей kOX1 и kOX2 , характеризующие активности
терминальных оксидаз типа bd и aa3 , на порядок ниже максимального значения константы
скоросты kQ , определяющей скорость переноса электронов от ФС 2 к ФС 1.
Для моделирования процессов переноса протонов через тилакоидную мембрану мы
использовали функции, описывающие «активный» (сопряженный с синтезом АТФ, JATP )
и «пассивный» (утечка протонов через мембрану, JН+ ) потоки протонов, которые зависят
+
от разности концентраций ионов водорода [H+
i ] и [Ho ]. «Активный» поток протонов JATP
зависит также от соотношения концентраций АДФ и АТФ — субстрата и продукта реакции,
катализируемой АТФ-синтазой. Обоснование того, как выбирается функция, описывающая
трансмембранный перенос протонов через АТФ-синтазу, а также описание функций и констант, определяющих потоки JATP и JН+ , можно найти в нашей работе (Вершубский и др.,
2004). Отметим, что конкретные значения констант, входящих в формулы для протонных
потоков JATP и JН+ , были выбраны путем фитирования экспериментальных данных так,
чтобы получить наилучшее согласие расчетных и экспериментальных величин pHi и скорости синтеза АТФ при различных значениях pHo (Вершубский и др., 2004, 2004i, 2006, 2007;
Кувыкин и др., 2008, 2009, 2009i; Vershubskii et al., 2011). Функция утечки протонов, описывающая обмен протонами между стромой и цитозолем (Jcell ), была выбраны аналогично
функции JН+ (Vershubskii et al., 2011).
Вариации в стехиометрии пигмент-белковых комплексов ФС 1 и ФС 2 учитывали, выбирая разные соотношения параметров L1 и L2 , характеризующих число квантов света
402
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
попадающих в единицу времени к Р700 и Р680 соответственно. Для моделирования нефотохимического тушения возбуждения молекул хлорофилла в светособирающей антенне ФС 2,
которое, как известно (Rees et al., 1989; Тихонов, 2012; Noctor et al., 1991; Li et al., 2004;
Ruban et al., 2012), усиливается при закислении внутритилакоидного пространства, мы задавали L2 в виде сигмоидной функции L2 (рНi ), уменьшающейся по мере закисления внутритилакоидного пространства (см. подробнее (Вершубский и др., 2007; Кувыкин и др., 2008)).
Конкретный вид функции L2 (рНi ) был выбран исходя из литературных данных. Исходя из
сравнения расчетных кинетических кривых с экспериментальными данными (см. раздел 3),
для моделирования хлоропластов было выбрано отношение интенсивностей света L1 : L2 =
= 1 : 1.5, а для цианобактерий — L1 : L2 = 2 : 1.
Если специально не оговорено, то в качестве начальных условий было принято, что
пулы пластохинона, пластоцианина и ферредоксина окислены, а переносчики Р700 и Р680
восстановлены.
3. Латеральная гетерогенность тилакоидов
и диффузионно-контролируемые стадии электронного
и протонного транспорта
Как предполагалось ранее (Blumenfeld and Tikhonov, 1994; Kouchkovsky and Haraux,
1981; Haraux, 1985; Тихонов и Блюменфельд, 1985), функциональная и морфологическая гетерогенность ламеллярной системы хлоропластов может быть причиной того, что рН внутри
различных компартментов (например, внутри гранальных и межгранных тилакоидов) может
различаться. Неоднородность тилакоидов, наряду с их малыми размерами, существенно затрудняет измерения локальных значений рН в различных участках хлоропласта. Поэтому
математическая модель, учитывающая особенности пространственного строения хлоропласта, может служить одним из инструментов для изучения влияния диффузионных ограничений на распределение рН вдоль тилакоидной мембраны и для анализа влияния топологических факторов (пространственная организация тилакоидов) на скорости электронного
и протонного транспорта и синтеза АТФ в хлоропластах.
Высокая степень компартментализации характерна и для других фотосинтезирующих
систем. Так, например, в клетках цианобактерий имеются специальные системы — карбоксисомы, содержащие карабоангидразу и РДФ-карбоксилазные комплексы (рубиско), образующие кристаллоподобную структуру, окруженную специальной белковой оболочкой (Badger
and Price, 2003). Назначение карбоксисомы — обеспечить поддержание высокой концентрации СО2 вблизи рубиско. Для адекватного описания процессов электронного и протонного
транспорта и синтеза АТФ в хлоропластах необходимо учитывать отмеченные выше топологические особенности строения фотосинтетического аппарата и, прежде всего, латеральную
гетерогенность тилакоидной системы хлоропластов.
Проведенные нами расчеты показали, что скорость электронного переноса на пластохиноновом участке цепи может контролироваться не только величиной внутритилакоидного рНin , влияющего на скорость окисления пластохинона b6 f -комплексом, но и значением
рНo в межтилакоидной щели, от которого зависит скорость восстановления пластохинона
(Вершубский и др., 2004). Результаты численных экспериментов по варьированию геометрии тилакоидной системы и скорости латеральной диффузии протонов находятся в согласии
с экспериментальными данными. Показано, что эффективность синтеза АТФ в хлоропластах может зависеть от топологических особенности тилакоидов (например, наличие протяженных участков, вдоль которых происходит замедленная диффузия протонов). Результаты
расчетов позволяют объяснить обнаруженную ранее зависимость скорости синтеза АТФ
от осмотичности среды инкубации хлоропластов влиянием топологических факторов (Вершубский и др., 2004i).
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
403
Влияние коэффициента диффузии на скорость поглощения протонов тилакоидами
Одним из параметров модели, который не поддается прямому измерению, является
коэффициент диффузии ионов водорода DH+ внутри ограниченного внутритилакоидного
пространства или в узкой щели между близлежащими тилакоидами гран. Есть основания
считать, что эффективный коэффициент диффузии ионов водорода вблизи поверхности мембраны заметно ниже, чем в объемной водной фазе (Nagle, 1987; Badger and Price, 2003). Для
выбора реалистичного значения параметра DH+ мы воспользовались литературными данными по кинетике поглощения протонов хлоропластами, измеряемой с помощью рН-индикаторов. В работах Юнге с соавторами (Auslander and Junge, 1974; Junge and Polle, 1986) было
показано, что скорость поглощения протонов за счет работы ФС 2 зависит от структурного
состояния тилакоидной системы. В условиях, когда тилакоиды гран плотно упакованы (что
соответствует малому значению параметра модели lo ), характерное время изменений рН во
внешней среде в ответ на действие короткой вспышки света, обусловленных поглощением
протонов за счет ФС 2, составляло t1/2 ≈ 60–100 мс. Заметим, что это время на два порядка
превышает характерное время срабатывания ФС 2. Сравнительно медленные изменения рН
во внешней среде объясняются тем, что диффузия протонов внутри узкой межтилакоидной
щели в сторону комплексов ФС 2 происходит существенно медленнее, чем в объемной фазе.
Поясним, как были выбраны значения параметра модели DH+ . При срабатывании реакционных центров ФС 2 возникает поток протонов, направленный из стромы в межтилакоидную щель, который обусловлен потреблением протонов на стадии восстановления пластохинона на акцепторном участке ФС 2. Как было сказано выше, значение рН снаружи (рНs )
считается постоянным, что может быть обусловлено высокой буферной емкостью стромы.
Нетрудно, однако, вычислить число протонов ΔnH+ (t), ушедших из стромы в межтилакодную щель. Мы определяли ΔnH+ (t) как количество протонов, прошедших за время t в межтилакоидную щель через поверхность площадью 2πalo . Поток протонов через эту поверхность определяется градиентом концентрации протонов в щели в окрестности точки r = a,
который равен ∂H0 (r, t)/∂r|r=a−0 , где H0 (r, t) — концентрация ионов водорода. Количество протонов ΔnH+ (t), поглощенных тилакоидами за время t, может быть вычислено как
интеграл от потока протонов через границу, отделяющую межтилакоидную щель от стромы:
t
∂H0 (r, t)
ΔnH+ = 2πalo DH+
dt.
(1)
∂r
0
Из-за высокой буферной емкости суспензии хлоропластов фотоиндуцированные изменения
рН в среде инкубации хлоропластов обычно невелики (Auslander and Junge, 1974). Поэтому с высокой степенью точности можно принять, что величина ΔnH+ (t), рассчитанная по
формуле (1), пропорциональна фотоиндуцированному изменению рН во внешней среде.
На рисунке 3 показана кинетика убыли протонов из внешней среды в ответ на кратковременное (1 мс) включение света в момент времени t = 0. На этом рисунке приведены
кинетические кривые, рассчитанные для двух значений коэффициента диффузии ионов водорода, D = 0.1D0 и D = 0.02D0 , где D0 — «приведенный» (безразмерный) коэффициент
диффузии протонов в объемной водной фазе. Безразмерный параметр модели D0 связан
τ
с коэффициентом диффузии протонов DH+ соотношением D = l20 DH+ , где постоянные
0
величины τ0 и l0 являются нормировочными коэффициентами, равными характерному времени описываемых процессов и характерному линейному размеру системы соответственно (см. подробнее (Вершубский и др., 2004)). При τ0 = 10−3 с и l0 = 1 мкм значению
DH+ = 10−5 см2 /с (коэффициент диффузии протонов в воде) соответствует безразмерный
параметр D0 = 1.
Приведенные на рисунке 3 данные были получены в предположении равенства коэффициентов диффузии для межтилакоидной щели и внутритилакоидного пространства. Видно,
404
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
Рис. 3. Кинетика поглощения протонов из внешней среды в ответ на кратковременное освещение
хлоропластов (импульс света длительностью 1 мс), рассчитанная для двух значений приведенного
коэффициента диффузии протонов D (по материалам (Вершубский и др., 2004i)). Сплошные линии соответствуют теоретическим кривым, рассчитанным для значений D = 0.1D0 и D = 0.02D0
(см. пояснение в тексте). Пунктирная линия — кинетика фотоиндуцированного уменьшения поглощения рН-чувствительного красителя (крезоловый красный) в суспензии хлоропластов гороха в ответ на
короткую вспышку света. Данная кинетическая кривая построена на основании экспериментальной
зависимости, приведенной на рисунке 2 в работе (Junge and Polle, 1986) (вертикальными черточками
показан диапазон приборных шумов)
что скорость поглощения протонов тилакоидами существенно замедляется при уменьшении
коэффициента диффузии протонов. Для рассмотренной нами системы было получено, что
при D = 0.02D0 характерное время рассматриваемого процесса составляет t1/2 = 70 мс,
что согласуется с экспериментальными данными по кинетике изменений рН в суспензии
хлоропластов в ответ на короткую вспышку света. Действительно, для хлоропластов шпината было получено значение t1/2 ≈ 60 мс, для хлоропластов гороха — t1/2 ≈ 100 мс
(Junge and Polle, 1986). При более быстрой диффузии протонов внутри межтилакоидной
щели (D = 0.1D0 ), как показали наши расчеты (рис. 3), поглощение протонов тилакоидами
происходит существенно быстрее (t1/2 ≈ 11 мс).
Для сравнения расчетных кинетических кривых с экспериментальными данными на рисунке 3 пунктирной линией показана кривая, воспроизводящая кинетику фотоиндуцированных изменений поглощения рН-чувствительного красителя (крезоловый красный), растворенного в среде инкубации хлоропластов гороха (Junge and Polle, 1986; Вершубский и др.,
2004). Видно, что при значении параметра модели D = 0.02D0 ход теоретической кривой
на начальном участке (интервал времени 0–60 мс) хорошо согласуется с экспериментальной кривой. В дальнейшем наблюдается расхождение экспериментальной и теоретической
зависимостей — экспериментальная кинетическая кривая имеет более затянутый «хвост»
по сравнению с теоретической кривой. Последнее нетрудно объяснить тем, что в рамках нашей модели не учитываются процессы диффузии ионов водорода в объемной водной фазе
внешней среды (Вершубский и др., 2001; Вершубский и др., 2003). Нельзя также исключить
того, что двухфазный характер экспериментальной кривой может быть обусловлен гетерогенностью тилакоидной системы.
Подчеркнем, что при выбранных нами геометрических параметрах тилакоидов и коэффициенте диффузии протонов D = 0.02D0 теоретическая кривая в целом удовлетворительно описывает кинетику поглощения протонов за счет работы ФС 2, о чем свидетельствует
совпадение экспериментальной и теоретической кривых в интервале времени 0–60 мс. Отметим также, что для достижения такого согласия приходится предположить, что коэффициент диффузии ионов водорода внутри узкого пространства вблизи от поверхности тила-
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
405
коидной мембраны существенно (приблизительно в 50 раз) ниже коэффициента диффузии
в объемной водной фазе. Это неудивительно, если учесть, что зазор между близлежащими тилакоидами гран очень мал, а выступающие из противолежащих мембран белки тесно
соприкасаются друг с другом (Allen and Fosberg, 2001; Allen, 2003). Механизм замедления
латеральной диффузии ионов водорода вблизи поверхности тилакоидной мембраны заключается в том, что ионы водорода, находящиеся в водной фазе, связываются с буферными
(протон-акцепторными) группами мембраны. Процессы многократного связывания и диссоциация ионов водорода на пути их следования вдоль мембраны могут вызывать существенное замедление латеральной диффузии ионов водорода (Дубинский и Тихонов, 1997).
Латеральные профили рН внутри и снаружи тилакоидов
На рисунках 4 и 5 показаны латеральные профили рН внутри (pHi ) и снаружи (pHo )
тилакоида, рассчитанные для метаболических состояний 3 и 4. Приведенные кривые были получены для различных значений параметров модели — ширины lo межтилакодной
щели и коэффициента диффузии протонов, D = 0.02D0 (рис. 4) и D = 0.1D0 (рис. 4).
Фиксированное значение рН стромы равно рНs = 8, начальные значения рН внутри тилакоидов и в щели до начала освещения хлоропластов были равны pHs , то есть pHi (0, r) =
= рНo (0, r) = 8.
Рис. 4. Латеральные профили рН внутри (рНi ) и снаружи тилакоида (рНo ) в стационарных состояниях 3 и 4, рассчитанные для коэффициента диффузии протонов D = 0.02D0 и различных значений
параметра модели lo /li (по материалам (Вершубский и др., 2004i)). Безразмерная переменная R = r/a
характеризует удаленность от центра граны
Из рисунка 4 видно, что профили внутритилакоидного pHi (r) для стационарных состояний 3 и 4 заметно различаются. В условиях фотосинтетического контроля (состояние 4)
внутри тилакоида происходит более сильное снижение рН, чем в условиях интенсивного синтеза АТФ (состояние 3), когда происходит перенос протонов из тилакоидов наружу
через активно функционирующие АТФ-синтазные комплексы. Для состояния 4 характерен
однородный профиль внутритилакоидного рН, при этом, как видно из рисунке 3, а, степень
снижения рНi возрастает по мере увеличения ширины межтилакоидной щели lo . В состоянии 3 за счет дополнительного потока протонов из тилакоидов наружу через АТФ-синтазные комплексы, локализованные в межгранных тилакоидах, устанавливается неоднородный
профиль pHi (рис. 4, б). В гранальной области тилакоида происходит более заметное снижение pHi , чем в стромальной области внутритилакоидного пространства, откуда происходит
интенсивная утечка протонов наружу через АТФ-синтазные комплексы.
Результаты расчетов (рис. 4 и 5) также показывают, что освещение хлоропластов приводит к существенному повышению рНo в щели между тилакоидами граны (pHo ≈ 9.5–11
406
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
Рис. 5. Латеральные профили рН внутри (рНi ) и снаружи тилакоида (рНo ) в стационарных состояниях 3 и 4, рассчитанные для коэффициента диффузии протонов D = 0.1D0 и различных значений
параметра модели lo /li (по материалам (Вершубский и др., 2004i). Безразмерная переменная R = r/a
характеризует удаленность от центра граны
в зависимости от параметров модели). Уменьшение активности ионов водорода в межтилакоидной щели вызвано быстрым потреблением протонов, сопряженным с восстановление пластохинона на акцепторном участке ФС 2. При этом приток протонов из стромы
(pHs < pHo ) не успевает компенсировать фотоиндуцированное уменьшение концентрации
протонов в щели между близлежащими тилакоидами граны.
Нетрудно убедиться в том, что при рН ≈ 10–11 количество свободных ионов водорода NH+ , находящихся в системе малого объема v, которой является межтилакоидная щель,
должно быть намного меньше единицы (NH+ = 10−pH v 1). Заметим, однако, что в этом
случае мы по-прежнему можем пользоваться понятием «концентрация» (или «активность»)
ионов водорода. В данном случае количество ионов водорода (и, соответственно, их концентрация) имеет вероятностный смысл. При NH+ < 1 величина NH+ есть вероятность того,
что в момент времени t внутри малого объема v можно обнаружить один несвязанный ион
водорода. Заметим, что при этом общее количество протонов, которые могут находиться
в данной системе, велико ( 1). Однако подавляющее число этих протонов находится не
в объемной водной фазе, а связано с буферными группами тилакоидной мембраны и мембранных белков. Известно, что для описания малых систем можно пользоваться обычными
понятиями химической термодинамики, такими как концентрация (активность) ионов водорода и химический потенциал ионов водорода (см. обоснование и более подробное обсуждение данного вопроса в (Blumenfeld and Tikhonov, 1994; Тихонов, 2012)). Сказанное
дает основание считать, что для описания диффузии протонов внутри тилакоида и в межтилакоидной щели правомерно применение математического аппарата, основанного на использовании дифференциальных уравнений, в которых в качестве переменных фигурируют
концентрации ионов водорода.
На рисунке 4 показано, каким образом стационарные профили рНo (r) и рНi (r) изменяются при варьировании размеров межтилакоидной щели. При увеличении толщины
межтилакоидной щели lo (при li = const) фотоиндуцированное повышение рН в щели
становится более слабым. Это объясняется увеличением объема межтилакоидной щели, из
которой протоны поступают к молекулам пластохинона, восстанавливаемым на акцепторном участке ФС 2. Интересно, что степень закисления внутритилакоидного пространства
и форма латерального профиля рНi (r) также чувствительны к размерам межтилакоидной
щели. Очевидно, это является отражением того, что скорость нециклического транспорта
электронов может контролироваться не только значением рНi внутри тилакоидов (влияние рНi на скорость окисления пластохинола b6 f -комплексом (Rumberg and Siggel, 1969;
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
407
Tikhonov et al., 1981; Kramer et al., 1999)), но и величиной рНo . Согласно теоретическим
предсказаниям (Vershoubskii et al., 2011), общая скорость электронного транспорта в хлоропластах снижается не только при уменьшении рНi , но и при увеличении рНo , поскольку
при уменьшении концентрации ионов водорода в межтилакоидной щели скорость восстановления пластохинона замедляется.
Из рисунков 4 и 5 видно, что в состоянии 3 происходит более сильное увеличение
рНo , чем в состоянии 4. Очевидно, это связано с тем, что в условиях интенсивного синтеза
АТФ (состояние 3) скорость потребления протонов стромы за счет работы ФС 2 выше, чем
в состоянии фотосинтетического контроля (состояние) 4. Этот результат согласуется с известными данными о том, что скорость нециклического транспорта электронов в условиях
синтеза АТФ выше, чем в состоянии 4 (Rumberg and Siggel, 1969; Tikhonov et al., 1981;
Kramer et al., 1999). Замедление электронного переноса в состоянии 4 вызвано более сильным снижением рНi , чем в состоянии 3 (рис. 4 и 5).
Другим фактором, который может влиять на латеральные профили рНo (r) и рНi (r),
является замедление скорости латеральной диффузии протонов внутри тилакоидов и в межмембраном пространстве. Влияние подвижности протонов на форму латеральных профилей
рНo (r) и рНi (r) показано на рисунках 4 и 5 для трех разных значений параметра lo . Видно,
что во всех трех случаях пятикратное увеличение коэффициента диффузии протонов приводит к изменению формы профилей рНo (r) лишь на периферии граны, в то время как значения рНo в центральной части остаются практически без изменений. В отличие от четко выраженных ступенеобразных профилей, характерных для низких коэффициентов диффузии
протонов, при более высокой скорости диффузии значения рНo в районе точки r = a (граница стромальной и гранальной областей) изменяются более плавно. Из сравнения рисунков 4
и 5 видно, что увеличение параметра D во всех случаях приводит к небольшому уменьшению значений рНi внутри тилакоида, а также к сглаживанию неравномерного профиля
рНi (r), характерного для состояния 3 при низких значениях D. Это обусловлено тем, что
ускорение диффузии протонов способствует более быстрому выравниванию концентрации
протонов во всем внутритилакоидном объеме. Повышение скорости латеральной диффузии
протонов в межтилакоидной щели, в свою очередь, способствует ускорению электронного
транспорта в хлоропластах и тем самым ускоряет работу «протонных помп», обеспечивая
более сильное снижение pHo внутри тилакоидов. Отметим, что при повышенных значениях D вид латерального профиля рНi (r) оказывается менее чувствительным к размерам
межтилакоидной щели.
Влияние диффузионных ограничений для протонов
на процессы электронного транспорта и синтеза АТФ
На рисунке 6 показано, как стационарные скорости нециклического электронного
транспорта (Je ), синтеза АТФ (JАТР ) и эффективность синтеза АТФ (отношение JАТР /Je ),
рассчитанные при двух значениях коэффициента диффузии протонов D, зависят от размеров межтилакоидной щели lo (при толщине внутритилакоидного пространства li = const).
При значении D = 0.02D0, соответствующем замедленной диффузии протонов, стационарные скорости электронного транспорта (рис. 6, а) и синтеза АТФ (рис. 6, б) существенно
ниже при плотной упаковке тилакоидов в гране (lo /li ≈ 0.1), чем в случае более рыхлой
упаковки (lo /li = 0.4). При более высокой скорости диффузии протонов (D = 0.1D0 ) влияние параметра lo на скорости электронного транспорта и синтеза АТФ становится очень
слабым. Заметим, однако, что для обоих значений коэффициента диффузии эффективность
синтеза АТФ (отношение JАТР /Je ) сравнительно слабо меняется при варьировании параметра lo (рис. 6, в).
Предсказываемая в рамках нашей модели зависимость скоростей нециклического
транспорта электронов и синтеза АТФ от топологии хлоропласта (степень уплотнения ти-
408
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
Рис. 6. Влияние геометрического параметра lo (при li = const) и коэффициента диффузии протонов DH+ на скорость нециклического электронного транспорта Je (а), синтеза АТФ JАТР (б) и эффективность фотофосфорилирования JАТР /Jе (в). Точками показаны значения величин Je , JАТР и JАТР /Jе ,
рассчитанные при различных значениях параметров модели lo /li и D
лакоидов в гране, характеризуемая параметром lo ) позволяет объяснить одно любопытное
экспериментальное наблюдение, касающееся влияния осмотичности среды инкубации хлоропластов на скорость фотофосфорилирования. В работе (Масарова и Тихонов, 1989) было
изучено влияние состава среды инкубации хлоропластов (концентрации ортофосфата, буфера MES и сорбитола) на фотоиндуцированное поглощение протонов и скорость синтеза АТФ
в хлоропластах бобов класса Б. Показано, что варьирование концентраций ортофосфата или
MES влияет как на скорость синтеза АТФ, так и на количество протонов, поглощаемых тилакоидами. Последнее не удивительно, так как оба эти соединения обладают буферными
свойствами и поэтому могут влиять на степень фотоиндуцированного уменьшения рН внутритилакоидного пространства. Следует, однако, заметить, что скорость синтеза АТФ зависит
также от содержания сорбитола, который не связывает протоны. С повышением концентрации сорбитола (при прочих равных условиях) скорость фотофосфорилирования уменьшалась на 20–40 % (в зависимости от содержания ортофосфата в среде инкубации). Варьирование осмотичности среды инкубации, как известно (Масарова и Тихонов, 1989), может влиять на внутренний (осмотический) объем тилакоидов. В гипотонической среде инкубации
тилакоиды при освещении набухают (Trubitsin and Tikhonov, 2003), поэтому можно ожидать,
что при этом упаковка тилакоидов в гранах будет становиться более рыхлой (в модели этому
соответствует увеличение параметра lo ). Напротив, в гипертоничной среде инкубации тилакоиды гран уплотняются (уменьшение параметра lo ), что, как предсказывает наша модель,
может приводить к замедлению скорости электронного транспорта вследствие диффузионных ограничений для протонов, поступающих из внешней среды к акцепторной части
ФС 2 (рис. 6, а). Следствием этого является уменьшения скорости синтеза АТФ (рис. 6, б).
Последнее обусловлено тем, что при замедлении работы цепи электронного транспорта падает производительность «протонных помп», закачивающих протоны внутрь тилакоидов.
При сравнительно низкой скорости диффузии протонов внутри тилакоидов (D = 0.02D0 ),
как показали расчеты (рис. 4), в межгранных тилакоидах, где сосредоточены АТФ-синтазные комплексы, в состоянии 3 устанавливается меньшая трансмембранная разность рН, чем
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
409
в тилакоидах гран. При ослаблении диффузионных ограничений для протонов (D = 0.1D0 )
профиль рН внутри тилакоидов выравнивается и независимо от ширины щели устанавливаются более низкие значения рНi (рис. 5). Вследствие этого при высоком коэффициенте
диффузии протонов скорость синтеза АТФ оказывается слабо чувствительной к варьированию ширины щели lo (рис. 6, б).
4. Альтернативные пути электронного транспорта
и активация цикла Кальвина – Бенсона
В этом разделе мы рассматриваем результаты моделирования фотосинтетического транспорта электронов, где наряду с нециклическим переносом электронов от ФС 2
на НАДФ учитывается функционирование циклического электронного транспорта вокруг
ФС 1 (Shikanai, 2007), возвращение электронов с НАДФ на хинон через NDH-1 и поток
электронов на кислород — реакция Мелера (Mehler, 1951). При этом, ради упрощения расчетов, мы не рассматриваем латеральную гетерогенность тилакоидов.
Влияние циклического транспорта электронов
на кинетику световых стадий фотосинтеза
Рассмотрим кинетику фотоиндуцированных редокс-превращений Р700 , ферредоксина,
НАДФ, а также изменений внутрилакоидного рН и концентрации АТФ, когда наряду с линейным транспортом электронов происходит перенос электронов по альтернативным путям (циклический и псевдоциклический электронный транспорт). На рисунке 7 приведены
кинетические кривые, описывающие окислительно-восстановительные превращения P700 ,
ферредоксина и НАДФ при постоянной концентрации кислорода ([O2 ] = 21 %). Расчеты
выполнены для начальных условий, соответствующих восстановленному ([Q]|t=0 = 0.05,
Рис. 7. Кинетика фотоиндуцированных изменений относительных концентраций окисленных форм
+
электронных переносчиков: окисленных центров Р+
700 (а, г), ферредоксина (б, д), NADP (в, е). Кривые соответствуют различным путям электронного транспорта: 1 — нециклический транспорт электронов, 2 — циклический транспорт электронов через FQR и нециклический транспорт, 3 — циклический
транспорт электронов через NDH-1 и нециклический транспорт, 4 — работают все вышеперечисленные цепи электронного транспорта. Случаи а, б, в относятся к восстановленному пулу пластохинонов
[Q]t=0 = 0.05, а случаи г, д, е — к окисленному пулу [Q]t=0 = 0.95 (по материалам (Вершубский
и др., 2007))
410
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
панели а, б, в) и окисленному ([Q]|t=0 = 0.95, панели г, д, е) пулу пластохинонов. На рисунке 8 показаны кинетические кривые изменений трансмембранной разности рН (ΔрН =
= pHo −pHi , pHo = 8 = const) и концентрации АТФ. Приведенные на рисунках 7 и 8 кривые
рассчитаны для следующих условий функционирования хлоропластов: 1 — нециклический
перенос электронов; 2 — нециклический транспорт электронов и циклический перенос электронов вокруг ФС 1 через FQR; 3 — нециклический транспорт электронов и циклический
поток электронов через NDH-1; 4 — функционирование всех перечисленных выше цепей
электронного транспорта.
Из рисунков 7, а и 7, г видно, что кривые фотоокисления P700 имеют многофазный
характер. Первая стадия — сравнительно быстрый рост концентрации P+
700 (фаза А), за ко]
до
промежуточного
квазистационарного
уровня.
Высота пика
торым следует спад [P+
700
фазы А зависит от начальных условий. Как и следовало ожидать, в случае окисленного пула
пластохинона (рис. 7, г) пик фазы А выше, чем в случае восстановленного пула (рис. 7, а).
После лаг-фазы, длительность которой зависит от метаболического состояния хлоропласта
(ср. кривые 1–4), происходит сравнительно медленный рост [P+
700 ] к стационарному значению (фаза В).
Быстрый первоначальный рост переменной [P+
700 ] (фаза А) объясняется тем, что в начальные моменты времени акцепторный участок ФС 1 не лимитирует работу цепи электронного транспорта — ферредоксин (рис. 7, б и 7, д) и НАДФ+ (рис. 7, в и 7, е) находятся преимущественно в окисленном состоянии и поэтому способны принимать электроны. После
перехода большей части пула ферредоксина в восстановленное состояние (рис. 7, б) отток
электронов от ФС 1 существенно замедляется, что проявляется в падении уровня P+
700 .
Кинетические кривые для концентраций ферредоксина и НАДФН изображены на
рис. 7, б и 7, в. В исходном состоянии эти переносчики находятся в окисленном состоянии, при включении света они быстро восстанавливаются. Степень восстановленности пулов ферредоксина и НАДФ зависит от работы цепей циклического транспорта электронов.
Особенно заметно это проявляется в кинетике фотоиндуцированных изменений [НАДФН]
(рис. 7, в и 7, е). В отсутствие циклического потока через NDH-1 (кривые 1, 2) первоначальный скачок [НАДФН] в несколько раз выше, чем в случае, когда работает NDH-1 (кривые 3,
4). Это объясняется тем, что в первом случае (кривые 1, 2) НАДФН окисляется только за
счет реакций цикла Кальвина. Во втором случае (кривые 3, 4) происходит дополнительное
окисление НАДФН за счет оттока электронов к NDH-1. Начальное состояние пула пластохинона слабо влияет на ход кинетических кривых для ферредоксина и НАДФН.
При сравнении кривых на рисунке 7, а и рисунке 8, б видно, что квазистационарный
уровень P+
700 , отвечающий лаг-фазе, соответствует метаболическому состоянию 3. В этом
состоянии активно работают АТФ-синтазы, благодаря чему происходит лишь умеренное
снижение внутритилакоидного рН (pHi ≈ 6–6.5, рис. 7, а). При этом окисление пластохинола цитохромным b6 f -комплексом, которое контролируется значением pHi , протекает
достаточно быстро и поддерживается интенсивный поток электронов от ФС 2 к ФС 1. Это
является причиной того, что в состоянии 3 большая часть центров P700 находится в восстановленном состоянии. Выход концентрации P+
700 на более высокий уровень (фаза В) связан
с переходом системы в метаболическое состояние 4, когда вследствие истощения АДФ нет
синтеза АТФ. В этом состоянии АТФ-синтаза не работает, поэтому ΔpH увеличивается и замедляется окисление пластохинола цитохромным b6 f -комплексом. Вследствие торможения
потока электронов от PQH2 к ФС 1 и возрастает концентрация P+
700 .
Из рисунка 7, а видно, что стационарные уровни P+
700 при функционировании разных
путей электронного транспорта не совпадают. Самые большие стационарные значения [P+
700 ]
получаются в случаях, когда окисление НАДФН происходит только за счет реакций цикла
Кальвина, а FQR не работает (кривая 3) и когда активированы все пути электронного транспорта (кривая 4).
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
411
Рис. 8. Кинетика фотоиндуцированных изменений ΔрН внутритилакоидного пространства (а) и относительной концентрации АТФ (б). Кривые 1–4 соответствуют таковым на рис. 7.
Кинетики фотоиндуцированных изменений ΔpH и синтеза АТФ показаны на рисунке 8.
Видно, что закисление внутритилакоидного пространства и результирующая скорость производства АТФ сравнительно слабо зависят от включения дополнительных (циклических)
путей электронного транспорта в хлоропластах.
Функционирование NDH-1 (сравним кривые 1 и 3) приводит к дополнительному оттоку
электронов от НАДФН (рис. 6, в). При этом устанавливаются более высокий уровень P+
700
и более высокая скорость синтеза АТФ (рис. 8, б). Аналогичные изменения наблюдаются
при сравнении кривых 2 и 4, но эффект выражен слабее, так как при этом имеется только
один циклический поток электронов через FQR.
Влияние циклического транспорта электронов через FQR на кинетику фотоиндуцированных превращений P700 можно проиллюстрировать на примере, когда работает только линейный транспорт электронов (кривая 1) и когда работает линейный и циклический
транспорт электронов через FQR (кривая 2). Кинетические кривые редокс-превращений P700
слабо различаются по значениям стационарных концентраций. Пул молекул ферредоксина
в присутствии потока электронов через FQR становится более окисленным, в то время как
концентрации НАДФН различаются слабо (рис. 7, в). Это свидетельствует о том, что циклический транспорт через FQR также разгружает акцепторный участок ФС 1, но, видимо,
все-таки лимитирующей стадией в переносе электрона на акцепторном участке ФС 1 является перенос электрона от ферредоксина к НАДФ.
Таким образом, описанные выше результаты численных экспериментов согласуются
с представлениями о том, что узкое место на акцепторной стороне ФС 1 — это перенос электронов от ферредоксина к НАДФ. Циклический транспорт электронов вокруг ФС 1 обеспечивает не только синтез дополнительного числа молекул АТФ, но создает условия, исключающие избыточное восстановление электронных переносчиков на акцепторном участке ФС 1.
Влияние интенсивности света на окислительно-восстановительные
превращения P700 и фотоиндуцированные изменения pH внутри тилакоида
На рисунке 9 показаны кинетические кривые фотоокисления Р700 (а) и изменений
ΔрН (б), рассчитанные для разных интенсивностей действующего света в условиях, когда
функционируют все цепи электронного переноса, включающие в себя FNR, FQR, NDH-1,
а также имеется отток электронов от ФС 1 на кислород. Из рисунка 9, а видно, что при
увеличении интенсивности света ускоряется достижение стационарного состояния и происходит рост концентрации P+
700 . При этом сокращается длительность лаг-фазы, что обу-
412
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
словлено ускорением перехода из метаболического состояния 3 (интенсивный синтез АТФ)
в состояние фотосинтетического контроля (состояние 4), когда нет синтеза АТФ. Это связано
с тем, что при увеличении интенсивности света растет скорость выделения H+ во внутритилакоидное пространство. Это приводит к увеличению ΔpH (рис. 9, б) и, в свою очередь,
к ускорению синтеза АТФ на начальных стадиях (данные не показаны). Как следствие, АДФ
быстрее расходуется, система переходит в метаболическое состояние 4. В стационарном состоянии ΔpH слабо зависит от интенсивности света (рис. 9, б), в то время как уровень P+
700
немного возрастает.
Рис. 9. Кинетика фотоиндуцированных изменений относительных концентраций окисленных реакционных центров Р+
700 (А) и ΔрН внутритилакоидного пространства (б) для случая, когда работают
ферменты FQR, FNR, NDH-1 и происходит отток электронов на кислород при различных интенсивностях света (1 — 0.5 отн. ед., 2 — 1 отн. ед., 3 — 5 отн. ед.). За единицу интенсивности света выбрано
такое значение, при котором стационарный уровень относительной концентрации P+
700 (в случае пототолько
на
кислород)
равен
0.7
в
состоянии
3
и
0.9
в
состоянии
4 (по материалам
ка электронов от P+
700
(Вершубский и др., 2007))
Зависимости стационарной концентрации P+
700 и ΔpH от интенсивности света, рассчитанные для метаболических состояний 3 и 4, показаны на рисунке 10. Приведенные
на рисунке кривые соответствуют различным путям электронного транспорта: 1 — нециклический транспорт электронов, 2 — нециклический и циклический транспорт электронов
через FQR, 3 — нециклический и циклический транспорт электронов через NDH-1, 4 —
работают все вышеперечисленные цепи электронного транспорта. Во всех случаях спектральный состав света и концентрация кислорода поддерживаются постоянными. Видно,
что стационарная концентрация P+
700 монотонно возрастает с увеличением интенсивности
света в случаях, когда присутствует поток электронов через FQR (кривые 2, 4). Если поток
электронов через FQR выключен (кривые 1 и 3), то зависимость приобретает иной характер:
имеет минимум при значениях интенсивности 0.1–0.5 (в метаболическом состоянии 4) или
монотонно растет при уменьшении интенсивности света (в метаболическом состоянии 3).
Кривая 4, соответствующая случаю работы всех цепей электронного транспорта, имеет максимум в метаболическом состоянии 3 при интенсивностях около 3.5 единиц (рис. 10, а).
Характер кривых, описывающих зависимости стационарных значений концентраций
окисленных реакционных центров P+
700 от интенсивности действующего света, существенно различается в метаболических состояниях 3 и 4. Стационарный уровень P+
700 наиболее
чувствителен к варьированию светового потока в области низких интенсивностей света.
При этом как в состоянии 3, так и в состоянии 4 выключение циклического электронного
транспорта через FQR (кривые 1 и 3) приводит к тому, что уровень P+
700 падает с ростом
интенсивности света от некоторого значения до нуля. В состоянии 3 уровень ΔpH слабо
зависит от типа электронного транспорта (циклический, нециклический), а в состоянии 4
это влияние оказывается сильнее.
Для состояния 3 наши расчетные кривые хорошо согласуются с экспериментальными зависимостями, измеренными на листьях Arabidopsis thaliana (Munekage et al., 2004).
Согласно представленным данным, с возрастанием интенсивности света отсутствие элек-
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
413
Рис. 10. Стационарные значения концентрации окисленных реакционных центров P+
700 и стационарные значения ΔpH при различных интенсивностях света в состоянии 3, когда идет активный синтез
АТФ, и в состоянии 4, когда не происходит синтез АТФ. Кривые на рисунке соответствуют различным
путям электронного транспорта: 1 — нециклический транспорт электронов, 2 — нециклический и циклический транспорт электронов через FQR, 3 — нециклический и циклический транспорт электронов
через NDH-1, 4 — работают все вышеперечисленные цепи электронного транспорта (по материалам
(Вершубский и др., 2007))
тронного потока через FQR так же, как и в нашей модели, приводит к падению уровня P+
700
до нуля, а выключение цепи электронного транспорта через NDH приводит к росту P+
700 ,
однако несколько меньшему, чем при работе всех цепей электронного транспорта.
В случаях когда имеется циклический поток электронов через FQR (кривые 2, 4),
при увеличении интенсивности света происходит монотонный рост концентрации P+
700
(рис. 10, а). Это объясняется тем, что выделением бoльшего числа протонов во внутритилакоидное пространство (рис. 10, б) происходит более сильное торможение переноса электронов на участке «хинон–b6 f -комплекс», а потому приток электронов от ФС 2 к ФС 1 ослабевает. В то же время отток электронов от ФС 1 не лимитируется в силу быстрого реокисления
ферредоксина за счет работы FQR. В случае когда поток электронов через FQR (кривые 1
и 3) отсутствует, то отток электронов лимитируется сильнее за счет перевосстановления
акцепторного участка Р700 . Поэтому наблюдается различная зависимость изменения концентрации окисленных реакционных центров ФС 1 от интенсивности света. Характер этой
зависимости определяется тем, в каком метаболическом состоянии находится система, и какие пути переноса электронов работают.
Влияние активации реакций цикла Кальвина и нефотохимического тушения
на кинетику световых стадий фотосинтеза
Система регуляции цикла Кальвина сложно организована и включает метаболический,
энергетический и генетический контроль. Световая активация цикла Кальвина включает ряд
механизмов, изменяющих каталитическую активность ферментов (Buchanan, 1980, 1991;
Эдвардс и Уокер, 1986; Ruuska et al., 2000; Sage et al., 2002). Одни из них связаны с модификациями ферментов, например, за счет восстановления тиоловых групп, другие — обусловлены конформационными изменениями ферментов, индуцированными присоединением
метаболитов или энергизацией тилакоидной мембраны.
Нефотохимическое тушение возбуждения в светособирающей антенне ФС 2 — фотопротекторный механизм, который направлен на защиту фотосинтетического аппарата от
414
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
светового стресса (Horton et al., 1996; Niyogi, 1999; Müller et al., 2001; Avenson et al.,
2004; Jahns and Holzwarth, 2012; Ruban et al., 2012). Нефотохимическое тушение проявляется в уменьшении квантового выхода флуоресценции хлорофилла вследствие усиления
безызлучательного рассеяния энергии при повышенной освещенности. Его обычно разделяют на следующие компоненты: «энергетическое тушение», зависящее от величины ΔpH
тилакоидной мембраны (Rees et al., 1989), тушение вследствие фосфорилирования белков
светособирающего комплекса ФС 2 и перераспределения энергии возбуждения между ФС 2
и ФС 1 (Allen, 1992); а также тушение вследствие фотоингибирования (Osmond and Grace,
1995). Вклад каждого механизма в суммарную величину NPQ зависит от интенсивности
света. Энергетическое тушение проявляется уже при сравнительно слабом и умеренном
освещении, фотоингибирование фотосинтеза — при сильном освещении. Кроме того, процессы, ответственные за различные типы нефотохимического тушения, обладают различной
продолжительностью темновой релаксации (временами возвращения фотосинтетического
аппарата к исходному состоянию в темноте).
Предложенная нами математическая модель учитывает отмеченные выше механизмы
регуляции электронного транспорта в хлоропластах. Рассмотрим влияние рН-зависимой
регуляции цикла Кальвина – Бенсона (ЦКБ) и нефотохимического тушения на кинетику
фотоиндуцированных редокс-превращений Р700 , пластохинона, НАДФН, а также изменений внутрилакоидного рН и концентрации АТФ. На рисунке 11 приведены кинетические
кривые, описывающие окислительно-восстановительные превращения P+
700 , пластохинона
и НАДФН при постоянной концентрации кислорода ([O2 ] = 21 %). Расчеты выполнены для
начальных условий, соответствующих окисленному ([Q]|t=0 = 0.9) пулу пластохинонов.
На рисунке 12 показаны кинетические кривые закисления внутритилакоидного пространства рНi и концентрации АТФ. Приведенные на рисунке 11 и 12 кривые 1–3 относятся
к разным условиям функционирования ЦКБ. Кривые 1 относятся к случаю, когда эффективность реакций ЦКБ, в ходе которых потребляются АТФ и НАДФН, возрастает по мере
защелачивания стромы. Для сравнения на этих же рисунках приведены кривые 2 и 3, соответствующие двум крайним случаям, когда активность ферментов цикла Кальвина не изменяется: кривые 2 — потребление АТФ и НАДФН в ЦКБ остается низким в течение всего
времени освещения, кривые 3 — ЦКБ активирован изначально.
Кинетика фотоиндуцированных изменений концентрации P+
700 показана на рисунке 11, а, г. Форма кинетической кривой зависит от того, был ли ЦКБ активен с самого начала
или его активность возрастала по мере освещения (ср. кривые 1 и 3); стационарный уровень P+
700 при этом, естественно, одинаков. В условиях, когда не происходит активации ЦКБ
(кривая 2), кинетическая кривая имеет плавный вид и медленнее достигает стационарного
состояния, а сам стационарный уровень выше. Это объясняется тем, что в отсутствие потребления АТФ в ЦКБ система переходит в состояние фотосинтетического контроля (состояние 4, когда нет синтеза АТФ, рис. 12, б, г), в то время как в двух других случаях система
остается в метаболическом состоянии 3 (активный синтез АТФ, рис. 12, б, г). Сравнивая панели а и г, можем заметить, что учет эффектов нефотохимического тушения практически не
сказывается на форме кинетических кривых, а приводит лишь к повышению стационарного
уровня P+
700 на 10–15 % вследствие уменьшения притока электронов от ФС 2 к ФС 1.
Кинетические кривые для концентраций пластохинона и НАДФН изображены на рисунках 11, б, д и 11, в, е. Первоначально эти переносчики находятся в окисленном состоянии,
при включении света происходит их быстрое восстановление. Для кинетических кривых
пластохинона условия активации ЦКБ оказывают незначительное влияние (кривые 1 и 3).
Однако если ЦКБ неактивен (кривые 2), то пул пластохинонов находится в более восстановленном состоянии вследствие замедления скорости окислении пластохинола из-за более
сильного закисления внутритилакоидного пространства (см. рис. 12, а, в). По сравнению
с P+
700 влияние нефотохимического тушения на кинетику редокс-превращений пластохино-
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
415
Рис. 11. Кинетика фотоиндуцированных изменений относительных концентраций электронных переносчиков: P+
700 (а, г), окисленной формы пластохинона (б, д), НАДФH (в, е). Кривая 1 рассчитана
с рН-зависимой активацией цикла Кальвина – Бенсона (ЦКБ), 2 — при неактивном ЦКБ, 3 — изначально активный ЦКБ. Под активацией мы понимаем увеличение скорости потребления АТФ и НАДФН
в ЦКБ (kcc ) в 100 раз. Случаи а, б, в рассчитаны без учета, а случаи г, д, е — с учетом нефотохимического тушения, которое вызывает уменьшение эффективности возбуждения ФС 2 в два раза
(по материалам (Кувыкин и др., 2009))
на проявляется заметнее и приводит к повышению его стационарного уровня P+
700 в полтора
раза. Это объясняется тем, что пластохинон является непосредственным акцептором электронов, донируемых ФС 2. На кинетике изменений концентрации НАДФН эффект нефотохимического тушения практически не сказывается. Напротив, условия активации ЦКБ оказывают существенное влияние на кинетическое поведение кривых для НАДФН. Если нет
активации ЦКБ (кривая 2), то НАДФН практически не расходуется и постоянно остается на
высоком уровне. При функционировании ЦКБ (кривые 1 и 3) кинетики изменения концентрации НАДФН имеют немонотонный вид, стационарный уровень концентрации НАДФН
понижается.
Кинетики фотоиндуцированных изменений рНi , pHo и концентрации АТФ показаны
на рисунке 12. Видно, что кинетика изменений pHo (кривые 4) практически не зависит от
условий активации ЦКБ и нефотохимического тушения. С другой стороны, кинетика закисления внутритилакоидного пространства (рНi ) и результирующая скорость производства
АТФ сильно зависят от условий функционирования ЦКБ. Если цикл Кальвина неактивен
(кривые 2), то концентрация АТФ растет монотонно и достигает максимального уровня
(рис. 12, б, г). При этом происходит сравнительно сильное закисление внутритилакоидного
пространства (рис. 12, а, в). При активации ЦКБ (кривые 1, 3) примерно через 30 с по-
416
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
Рис. 12. Кинетика фотоиндуцированных изменений рНi люмена (1–3) и рНo стромы (а, в) и относительной концентрации АТФ (б, г). а, б — Нет нефотохимического тушения; в, г — с учетом эффекта
нефотохимического тушения. Кривые 1–3 соответствуют таковым на рисунке 10, 4 — кинетика изменения стромального pH, рассчитанная при рН-зависимой активацией ЦКБ (по материалам (Кувыкин
и др., 2009))
сле начала освещения происходит резкое уменьшение концентрации АТФ из-за его расхода
в ЦКБ, через 3-4 мин концентрация АТФ достигает стационарного уровня (рис. 12, б, г).
Ход кинетических кривых для АТФ коррелирует с немонотонной зависимостью закисления
внутритилакоидного пространства (рис. 12, а, в). Учет эффектов нефотохимического тушения сравнительно слабо сказывается на форме кинетических кривых, приводя лишь к уменьшению стационарной концентрации АТФ примерно на 10–15 % и некоторому повышению
стационарного уровня рНi на 0.2 единицы.
Рисунок 13 иллюстрирует распределение потоков электронов на акцепторной стороне
ФС 1 в зависимости от условий активации ЦКБ и нефотохимического тушения. В нашей модели поток электронов на акцепторной стороне ФС 1 разделяется на три части. Это линейный транспорт электронов от ферредоксина на НАДФ+ (кривая 1), циклический транспорт
через ферредоксин-хинон редуктазу (FQR), при котором электроны возвращаются в цепь
электронного транспорта на уровне пластохинонового пула (кривая 2), и поток электронов на кислород (кривая 3). Из рисунка 13 видно, что в условиях, когда цикл Кальвина
не активирован (панели а, г), поток электронов к НАДФ+ становится исчезающе малым
(кривая 1), при этом основной поток электронов от ФС 1 направлен на кислород (кривая 3).
В этих условиях также работает цепь циклического транспорта вокруг ФС 1 через FQR, но
этот поток электронов на порядок меньше, чем отток электронов на кислород. С течением
времени, после перехода системы в метаболическое состояние 4, оба эти потока уменьшаются, поскольку происходит торможение переноса электронов на участке между ФС 2 и ФС 1
вследствие закисления внутритилакоидного пространства (рис. 12). Из сравнения кинетических кривых, показанных на панелях а и в, видно, что нефотохимическое тушение слабо
сказывается на распределении электронных потоков, хотя и приводит к некоторому увеличению циклического потока. Диссипация энергии в ФС 2 приводит к уменьшению потока
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
417
Рис. 13. Потоки электронов на акцепторной стороне ФС 1: кривая 1 — от ферредоксина к НАДФ+
(в ЦКБ), 2 — от ферредоксина к хинону (циклический транспорт), 3 — от ферредоксина на кислород
(реакция Мелера), 4 — суммарный поток электронов. Случаи а, в — ЦКБ не активирован; б, г — есть
активация ЦКБ. Случаи а, б — нет нефотохимического тушения, в, г — с учетом эффекта нефотохимического тушения (по материалам (Кувыкин и др., 2009))
электронов от ФС 2 на пластохинон. В результате этого пул пластохинона становится более окисленным (см. рис. 11). Окисленный пул пластохинона, в свою очередь, стимулирует
циклический транспорт электронов.
В случае когда имеет место pH-зависимая активация реакции ЦКБ, происходит гораздо
более существенное перераспределение электронных потоков на акцепторной стороне ФС 1.
Из рисунка 13 видно, что в результате ускоренного потребления субстратов в ЦКБ резко
возрастает поток электронов к НАДФ+ и одновременно резко уменьшается поток на кислород. При этом также ослабляется циклический поток электронов вокруг ФС 1. В отличие
от предыдущего случая рН-зависимая диссипация энергии в ФС 2 приводит к уменьшению
общего потока электронов более чем на 20 %.
Кинетика редокс-превращений P700: сравнение расчетных
и экспериментальных данных для хлоропластов и цианобактерий
Исходя из литературных данных, касающихся вариации в стехиометрии пигмент-белковых комплексов, для моделирования хлоропластов (Albertsson, 1995, 2001) было выбрано
отношение интенсивностей света ФС1 : ФС2 = 1 : 1.5, а для цианобактерий — ФС1 : ФС2 =
= 2 : 1. При моделировании кинетики электрон-транспортных процессов в хлоропластах
и клетках цианобактерий мы предположили, что буферная емкость протон-акцепторных
групп, локализованных в водных объемах внутри и снаружи тилакоидной мембраны, примерно в 10 раз меньше для цианобактерий, чем в случае хлоропластов. При моделировании хлоропластов отсутствовал «длинный» путь циклического переноса электронов вокруг
ФС 1 (JLC ), когда электроны от НАДФH возвращаются в ЦЭТ через НАД(Ф)-оксидо-редуктазу (NDH-1). Также не учитывались общие с фотосинтетической ЦЭТ звенья дыхательной
цепи: темновое восстановление пластохинона, светонезависимое окисление терминальны-
418
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
ми оксидазами типа bd и aa3 пластохинона и пластоцианина соответственно. Кроме того,
в случае хлоропластов концентрация кислорода всегда оставалась постоянной, а при моделировании цианобактерий она могла быть как постоянной, так и изменяться с течением
времени за счет баланса выделения и потребления в результате работы ЦЭТ.
На рисунке 14 приведены для сравнения экспериментальные и расчетные кинетические
кривые фотоиндуцированных изменений концентрации P+
700 в хлоропластах высших растений in situ (рис. 14, а) и в клетках цианобактерий (рис. 14, б). Теоретические кривые были
получены при разных стехиометрических соотношениях ФС 2 и ФС 1 для случая исходно
окисленного пула пластохинона. Видно, что в обоих случаях кривые фотоокисления P700
имеют многофазный характер. Сразу после включения света происходит сравнительно быст+
рый рост [P+
700 ] (фаза А), за которым следует спад [P700 ] до промежуточного уровня В. Высота пика А зависит от начальных условий: в случае исходно окисленного пула пластохинона
пик фазы А выше, чем в случае восстановленного пула (данные не приведены). Глубина
спада [P+
700 ] (уровень В) существенно зависит от стехиометрии ФС 2 и ФС 1. Чем выше доля ФС 2, тем сильнее спадает [P+
700 ] вследствие более сильного потока электронов от ФС 2
к ФС 1 (поток JPS2 ). На стадии А – В отток электронов от ФС 1 является лимитирующей
стадией в цепи нециклического транспорта электронов. При этом происходит «перевосстановление» акцепторного участка ФС 1 вследствие того, что отток электронов от ФС 1
в ЦКБ лимитирован низкой скоростью потребления NADPH. Затем происходит сравнительно медленный рост [P+
700 ] к стационарному значению (уровень С), обусловленный двумя
причинами: а) активацией реакций ЦКБ вследствие фотоиндуцированного увеличения рН
стромы (pHo ↑); б) ослабление потока электронов от ФС 2 к ФС 1 вследствие уменьшения рН
внутритилакоидного пространства (pHi ↓), см. подробнее (Kuvykin et al., 2011).
Рис. 14. Расчетная кинетика фотоиндуцированных изменений относительных концентраций окисленных реакционных центров P+
700 в хлоропластах (а) и клетках цианобактерий (б) при разных стехиометрических соотношениях ФС 2 и ФС 1. Кривые 1–4 рассчитаны для отношений ФС 2 : ФС 1, равных
0.5 (1), 1.0 (2), 1.5 (3) и 2.0 (4) соответственно. Для сравнения c расчетными кривыми приведены экспериментальные кривые фотоиндуцированных изменений величины сигнала ЭПР от P+
700 в аэробных
условиях в адаптированных к темноте (8–10 мин) листе китайской розы (а) и клетках цианобактерий (б). Экспериментальные кривые заимствованы из работ (Kuvykin et al., 2011) и (Trubitsin et al.,
2003) соответственно
Как видно из рисунка 14, при выбранных нами значениях эффективных констант скоростей и параметров модели (соотношение пулов мобильных переносчиков электронов) наилучшее совпадение расчетных кривых с экспериментальными данными получается при стехиометрических отношениях ФС 1 : ФС 2 = 3 : 2 для хлоропластов и ФС 1 : ФС 2 = 2 : 1
для цианобактерий. Этот результат согласуется с литературными данными о различии стехиометрии ФС 2 и ФС 1 в хлоропластах и клетках цианобактерий (Peschek, 1987). Ослабле-
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
419
ние потока электронов от ФС 2 к ФС 1, обусловленное сравнительно низким содержанием
ФС 2 у цианобактерий, компенсируется притоком электронов в ЦЭТ (на пластохиноновом
участке между ФС 2 и ФС 1) от эндогенных доноров дыхательной цепи (Peschek, 1987).
Нециклический, циклический и псевдоциклический потоки электронов
В данном разделе мы анализируем результаты численных экспериментов по моделированию динамики распределения потоков электронов через ФС 2 (JPS2 ) и потоки электронов
на акцепторной стороне ФС 1 в хлоропластах растений и клетках цианобактерий. На акцепторной стороне ФС 1 поток электронов может разделяться на три части: 1) линейный поток
электронов от ферредоксина к NADP+ (JNADP ); 2) циклический транспорт вокруг ФС 1 через FQR («короткий» путь, поток JSС ) и через NDH-1 («длинный» путь, поток JLС ), когда
электроны возвращаются в ЦЭТ на уровне пластохинонового пула; 3) поток электронов
на кислород (JO2 ).
На рисунке 15 показано, как изменяются потоки электронов в ходе индукционного периода. Изменения потоков электронов и соотношения между ними обусловлены несколькими факторами: а) зависимостью фотохимической активности ФС 2 от внутритилакоидного
и стромального рН; б) активацией ферментов ЦКБ в результате фотоиндуцированного защелачивания стромы; в) влиянием рН внутритилакоидного пространства на скорость работы
АТФ-синтазы. Из рисунка 15 видно, что в обеих модельных системах (модели хлоропластов и цианобактерий) поток электронов от ФС 2 к пластохиноновому пулу (JPS2 ) немонотонно изменяется со временем. После включения света происходит значительный скачок
потока JPS2 , который затем сменяется его постепенным уменьшением. Ослабление потока
электронов через ФС 2 вызвано несколькими причинами. Индуцированное светом закисление внутритилакоидного пространства (pHi ↓) подавляет фотохимическую активность ФС 2
за счет усиления нефотохимического тушения возбуждения в светособирающей антенне
ФС 2. Кроме этого, уменьшение pHi вызывает замедление скорости окисления пластохинола (QH2 ) цитохромным b6 f -комплексом. Наконец, индуцированное светом защелачивание стромы (pHo ↑) должно затруднять протонирование пластохинола, восстанавливаемого
за счет ФС 2 (Q + 2e− + H+
o → QH2 ), дополнительно ослабляя тем самым поток электронов
от ФС 2 к ФС 1. Все эти регуляторные связи были учтены при построении нашей модели.
Из рисунка 15 видно, что в обоих случаях, как в случае «цианобактерий», так и в «хлоропластах», поток электронов через ФС 2 (кривая 1) заметно выше, чем остальные по-
Рис. 15. Потоки электронов на акцепторной стороне ФС 1 для хлорпластов (а) и цианобактерий (б)
при газовом составе атмосферы: [О2 ] = 21 %, [СО2 ] = 0.04 %. Кривая 1 — поток электронов через
ФС 2, 2 — поток электронов от НАДФH в ЦКБ (JNADP ), 3 — поток электронов от ферредоксина к O2 ,
4 — поток электронов от ферредоксина к хинону («короткий» цикл), 5 — поток электронов от НАДФH
в пластохинону, «длинный» цикл (по материалам (Вершубский и Тихонов, 2013))
420
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
токи электронов. Особый интерес представляет тот факт, что во время индукционной
фазы происходит существенное перераспределение потоков электронов на акцепторной
стороне ФС 1. В начальный период, составляющий около 20 секунд для «хлоропластов»
(рис. 15, а) и около 2 секунд для «цианобактерий» (рис. 15, б), имеется значительный поток электронов от ФС 1 к О2 (кривая 3). Это согласуется с известными представлениями
о том, что поток электронов на О2 (реакция Мелера) играет роль шунта, который позволяет избежать «перевосстановления» переносчиков на акцепторной стороне ФС 1. Эта роль
молекулярного кислорода особенно заметна на начальных стадиях освещения, когда поток
электронов от ФС 1 в ЦКБ (кривая 2) сравнительно мал из-за низкой активности ферментов
ЦКБ. В начальный стадии индукционной кривой также виден заметный вклад циклического потока электронов вокруг ФС 1 (кривая 4, «короткий» цикл). В случае «цианобактерий» заметную роль играет и «длинный» цикл (циклический перенос электронов по цепи
ФС 1 → НАДФH → NDH-1 → Q, кривая 5). По мере активации реакций ЦКБ, после некоторой лаг-фазы длительностью ∼ 5 с, отток электронов от ФС 1 в ЦКБ заметно возрастает
и, соответственно, ослабевают остальные потоки электронов.
Поток электронов от ФС 1 в ЦКБ (кривая 2) возрастает по мере активации ЦКБ. В случае «хлоропластов» происходит более заметное увеличение потока от ФС 1 в ЦКБ (JNADP )
по сравнению с «цианобактериями». При этом, однако, меньшую роль играет циклический
электронный транспорт (рис. 15, б). «Короткий» циклический поток электронов вокруг ФС 1
(через FQR, кривая 4) и «длинный» циклический поток (через NDH-1, кривая 5) играют заметную роль в перераспределении потоков электронов на акцепторной стороне ФС 1 лишь
в случае «цианобактерий» (рис. 15, а).
Влияние СО2 и О2 на фотоиндуцированные редокс-превращения P700
Рассмотрим влияние газового состава на кинетику фотоиндуцированных редокс-превращений Р700 и генерацию трансмембранной разности рН. Фотосинтетический транспорт
электронов у фотосинтезирующих организмов оксигеннного типа зависит от концентраций
СО2 и О2 в атмосфере листа или в суспензии клеток цианобактерий. Увеличение концентрации СО2 и О2 стимулирует поток электронов от ФС 1 и уменьшает нефотохимическое
тушение (Kanazawa and Kramer, 2002).
На рисунке 16, а показаны кривые, моделирующие кинетику фотоокисления Р700 в зависимости от концентрации О2 в суспензии цианобактерий при двух фиксированных концентрациях СО2 . Видно, варьирование концентрации кислорода заметно сказывается на
кинетике фотоокисления Р700 как в присутствии СО2 (рис. 16, а), так и в его отсутствие
(рис. 16, б). В ответ на включение света происходят немонотонные изменения концентра+
ции P+
700 . После быстрого первоначального скачка [P700 ] сначала падает, а затем сравнительно медленно растет до стационарного уровня. С понижением концентрации О2 сильнее
спадает [P+
700 ], при этом появляется сравнительно длительная лаг-фаза, предшествующая
+
росту [P+
700 ]. Стационарный уровень [P700 ] заметно снижается. Эти результаты хорошо согласуются с экспериментальными данными по кинетике фотоиндуцированных превращений Р700 в клетках цианобактерий (Trubitsin et al., 2003, 2005) и в листьях высших растений
(Кувыкин и др., 2008; Kuvykin et al., 2011). В отсутствие СО2 влияние О2 на кинетику фотоокисления P+
700 становится еще более выраженным (рис. 16, б). Если в присутствии СО2
сравнительно высокий стационарный уровень P+
700 поддерживается за счет оттока электронов к NADP+ , который регенерируется в результате потребления NADPH в ЦКБ, то при
низких концентрациях О2 ( 2 %) стационарная концентрация P+
700 падает до нуля.
Кинетика фотоокисления Р700 определяется соотношением скоростей оттока и притока
электронов к ФС 1. Скорость переноса электронов на участке ЭТЦ между ФС 2 и ФС 1, как
известно (Rumberg and Siggel, 1969; Tikhonov et al., 1981), контролируется величиной внутритилакоидного pHi . Поэтому можно предположить, что уменьшение концентрации P+
700
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
421
Рис. 16. Влияние газового состава (CO2 и O2 ) на кинетику фотоиндуцированных изменений переменных [P+
700 ] и рНi . [СО2 ] = 0.04 % (а); [СО2 ] = 0 (б). Кривые 1–4 соответствуют различным
концентрациям О2 : 1 — 40 % О2 , 2 — 21 % О2 , 3 — 10 % О2 , 4 — 2 % О2 (по материалам (Вершубский
и Тихонов, 2013))
в анаэробных условиях обусловлено не только ослаблением оттока электронов от ФС 1,
но и ускорением притока электронов к ФС 1. Последнее может быть связано с более слабым снижением pHi и/или возрастанием циклического потока электронов вокруг ФС 1. Из
рисунка 15 видно, что в отсутствие СО2 происходит более сильное закисление внутритилакоидного пространства, чем в «атмосферных» условия (0.03 % СО2 ). Это понятно —
в отсутствие СО2 не происходит потребления АТФ в ЦКБ, а потому АТФ-синтазы работают
менее интенсивно и, соответственно, ослабляется утечка протонов из тилакоидов в строму.
Снижение pHi при удалении СО2 , в свою очередь, должно ослаблять приток электронов
к ФС 1 по двум причинам: из-за торможения реакции окисления пластохинола и усиления
нефотохимической диссипации энергии в ФС 2. При этом приток электронов к Р700 , связанный с циклическим потоком электронов, из-за отключения оксидаз в анаэробных условиях возрастает несущественно. На основании этого мы можем заключить, что уменьшение
концентрации P+
700 при удалении СО2 обусловлено в первую очередь замедлением оттока
электронов от ФС 1, а не усилением притока электронов к ФС 1.
Рассмотрим теперь влияние СО2 и О2 на стационарную концентрацию P+
700 и рНi .
На рисунке 17 представлены стационарные значения переменных [P+
]
и
рН
в
зависимоi
700
сти от концентраций СО2 (панель а) и О2 (панель б) для двух случаев: при атмосферной
концентрации газов и в условиях деаэрации (2 % О2 , панель а, и 0 % СО2 , панель б). Видно,
что в обеих модельных системах (хлоропласты и цианобактерии) при атмосферной концентрации О2 стационарный уровень P+
700 практически не зависит от концентрации СО2
(рис. 17, а). Это хорошо согласуется с экспериментальными результатами, полученными на
листьях Hibiscus rosa-sinensis (см., например, рис. 6 в работе (Kuvykin et al., 2011)). Заметим,
что в случае цианобактерий стационарный уровень P+
700 при тех же интенсивностях света
несколько ниже, чем для хлоропластов, из-за наличия дополнительных путей электронного
транспорта (за счет циклического транспорта через NDH-1 и дополнительного потока электронов от дыхательной цепи). Иная ситуация наблюдается при недостатке О2 . В этом случае
нет сброса электронов от ФС 1 на О2 , а потому переменная [P+
700 ] заметно падает с уменьшением концентрации СО2 . Это означает, что в условиях, когда отток электронов от ФС 1
в ЦКБ лимитирован (низкие концентрации СО2 ), кислород выступает в роли эффективного акцептора электрона (реакция Мелера), поддерживающего поток электронов через ФС 1
(псевдоциклический транспорт электронов).
422
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
Рис. 17. Стационарные значения переменных [P+
700 ] и рНi в зависимости от концентрации СО2 (а)
и О2 (б). Кривые, обозначенные звездочками, относятся к хлоропластам; кривые, обозначенные треугольниками, относятся к цианобактериям. Кривые, обозначенные цифрой 1, соответствуют атмосферным концентрациям соответствующих газов. Кривые, обозначенные цифрой 2, соответствуют
[О2 ] = 2 %, панель а, или [СО2 ] = 0, панель б (по материалам (Вершубский и Тихонов, 2013))
Эффект удаления СО2 проявляется также в том, что при этом дополнительно снижается рНi . В эксперименте этот эффект проявляется в том, что при уменьшении концентрации СО2 возрастает нефотохимическое тушение флуоресценции хлорофилла, которое вызывается уменьшением рНi (Avenson et al., 2004; Kuvykin et al., 2011). Уменьшение рНi при
ослаблении потока электронов в ЦКБ обусловлено, очевидно, тем, что ослабляется расход
АТФ в ЦКБ. С уменьшением потребления АТФ уменьшается скорость оборота АТФ-синтаз,
в результате чего утечка протонов из тилакоидов наружу через АТФ-синтазные комплексы
ослабевает и происходит дополнительное снижение рНi (Kuvykin et al., 2011). Наша модель также предсказывает, что в аэробных условиях зависимости стационарного уровня рНi
от концентрации СО2 для хлоропластов и цианобактерий практически совпадают.
На рисунке 17, б показаны стационарные значения переменных [P+
700 ] и рНi , рассчитанные при концентрациях О2 в интервале 2–40 % для случаев, когда СО2 в газовой атмосфере
отсутствует (контурные символы) или присутствует (сплошные символы) в своей атмосферной концентрации. Видно, что [P+
700 ] заметно снижается при деаэрации как у цианобактерий, так и в хлоропластах. Это хорошо согласуется экспериментальными данными (Kuvykin
et al., 2011). Уменьшение [P+
700 ] в анаэробных условиях может быть вызвано «перевосстановлением» акцепторного участка ФС 1 из-за отключения кислородзависимого канала оттока
электронов от ФС 1. Другая возможная причина уменьшение [P+
700 ] — ослабление эффекта
фотосинтетического контроля (торможение электронного транспорта между ФС 2 и ФС 1
при понижении рНi ) вследствие более слабого закисления внутритилакоидного пространства.
5. Заключение
В настоящей статье обобщены результаты наших исследований, посвященных математическому моделированию процессов электронного и протонного транспорта в фотосинтетических системах оксигенного типа. Особенностью нашей работы является то, что мы описали процессы протонного транспорта (связанного как с работой АТФ-синтазы, так и с пассивным трансмембранным переносом и с латеральным переносом в строме и люмене за
счет диффузии), сопряженные с работой электронно-транспортной цепи хлоропластов выс-
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
423
ших растений. При моделировании этих процессов в цианобактериях мы также учли работу
дыхательной цепи, имеющей в этих клетках общие звенья с фотосинтетической цепью.
Среди разнообразных процессов регуляции электронного транспорта, которые служат
для оптимизации фотосинтеза, особый интерес представляют регуляторные механизмы, связанные с фотоиндуцированными изменениями стромы и люмена. рН-зависимые механизмы
регуляции электронного транспорта обеспечивают метаболическую стабильность фотосинтетического аппарата хлоропластов и цианобактерий при флуктуациях параметров окружающей среды: например, изменения освещенности и газового состава атмосферы. Изменение внутритилакоидного рН является одним из главных факторов, контролирующих
скорость и величину потока электронов между ФС 2 и ФС 1. Такое фотоиндуцированное
увеличение pHin вызывает торможение переноса электронов на участке ЭТЦ, связанном
с b6 f -комплексом, и запускает механизм, способствующий увеличению рассеяния энергии
в светособирающей антенне ФС 2, препятствуя таким образом перевозбуждению реакционных центров ФС 2 и чрезмерному закислению люмена.
Моделирование процессов электронного и протонного транспорта с учетом латеральной гетерогенности ламеллярной системы показало, что в хлоропластах могут устанавливаться неоднородные профили рН в тилакоидах гран и межгранных тилакоидах. Латеральные профили рНin и pHout зависят от метаболического состояния хлоропластов и скорости
диффузии ионов водорода в примембранных слоях внутри и снаружи тилакоидов.
В рамках разработанной нами модели адекватно описаны основные закономерности
кинетики фотоиндуцированных окислительно-восстановительных превращений Р700 — первичного донора электронов ФС 1 и других переносчиков электрона. Результаты «численных экспериментов» свидетельствуют о том, что наряду с изменениями внутритилакоидного рНin существенную роль в регуляции электронного транспорта в хлоропластах может
играть защелачивание межтилакоидной щели, обусловленное замедлением диффузии ионов
водорода из стромы к комплексам ФС 2, расположенным в тилакоидах гран. Предложенная
нами модель адекватно описывает процессы энергетического сопряжения в хлоропластах
с учетом гибкой стехиометрии между реакциями электронного и протонного транспорта.
Другой механизм контроля электронного транспорта в хлоропластах связан с изменениями стромального рН. Светоиндуцированное защелачивание стромы (pHout ↑) является
важнейшим фактором, инициирующим темновые реакции ЦКБ. Замедление электронного
транспорта на участке между двумя фотосистемами, равно как и снижение фотохимической
активности ФС 2 вследствие эффекта нефотохимического тушения (при закислении люмена pHin ↓), в свою очередь, вызывает замедление протонирования пластохинона. С другой стороны, стимуляция синтеза АТФ при pHin ↓ и активация реакций ЦКБ при pHout ↑
сопровождается ускорением потребления АТФ и НАДФН в ЦКБ. Учитывая положительные и отрицательные обратные связи, влияющие на различные стадии переноса электронов
в рамках наших моделей можно численно описать индукционные процессы в хлоропластах,
в том числе многофазную кинетику электронного и протонного транспорта при варьировании условий окружающей среды.
Авторы благодарны В. И. Приклонскому за помощь и консультации при разработке математической модели. Работа выполнена при частичной поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (проект 12-04-01267а) и Министерства образования и науки
РФ (Госконтракт 14.512.11.0096).
Литература
Abrahams J. P., Leslie A. G. W., Lutter R., Walker J. E. (1994) Structure at 2.8 A resolution of
F1-ATPase from bovine heart mitochondria. Nature. 370: 621–628.
424
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
Albertsson P.-A. (1995) The structure and function of the chloroplast photosynthetic membrane —
a model for the domain organization. Photosynth. Res. 46: 141–149.
Albertsson P.-Е. (2001) A quantitative model of the domain structure of the photosynthetic
membrane. Trends in Plant Science. 6: 349–354.
Allen J. F. (1992) Protein phosphorylation in regulation of photosynthesis. Biochim. Biophys. Acta.
1098: 275–335.
Allen J. F., Forsberg J. (2001) Molecular recognition in thylakoid structure and function. Trends
in Plant Science 6: 317–326.
Allen J. F. (2003). Cyclic, pseudocyclic and noncyclic photophosphorylation: new links in the
chain. Trends Plant Sci. 8: 15–19.
Asada K. (1999) The water-water cycle in chloroplasts: scavenging of active oxygen and
dissipation of excess photons. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 50: 601–639.
Avenson T. J., Cruz J. A., Kramer D. M. (2004) Modulation of energy dependent quenching of
excitons in antenna of higher plants. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 101: 5530–5535.
Auslander W., Junge W. (1974) The electric generator in the photosynthesis of green plants. II.
Kinetic correlation between protolytic reactions and redox reactions. Biochim. Biophys. Acta
357: 285–298.
Backhausen J. E., Kitzmann C., Horton P., Scheibe R. (2000) Electron acceptors in isolated
intact spinach chloroplasts act hierarchically to prevent over-reduction and competition for
electrons. Photosynth. Res. 64: 1–13.
Badger M. R., von Caemmerer S., Ruuska S., Nakano H. (2000) Electron flow to oxygen in
higher plants and algae: rates and control of direct photoreduction (Mehler reaction) and
rubisco oxygenase. Philos. Trans. R. Soc., London B 355: 1433–1446.
Badger M. R., Price G. D. (2003) CO2 concentrating mechanisms in cyanobacteria: molecular
components, their diversity and evolution. J. Exp. Botany. 54: 609–622.
Bendall D. S., Manasse R. S. (1995) Cyclic photophosorylation and electron transport. Biochim.
Biophys. Acta 1229: 23–38.
Biochim. Biophys. Acta. (2000) Special Issue. Guest Editor: J. Walker 1458. No. 2–3.
Blankenship R. E. (2002) Molecular Mechanisms of Photosynthesis. — Blackwell Science Inc.,
Malden, MA.
Blumenfeld L. A., Tikhonov A. N. (1994) Biophysical Thermodynamics of Intracellular Processes.
Molecular Machines of the Living Cell. — Springer, New York.
Boyer P. D. (1993) The binding change mechanism for ATP synthase — some probabilities and
possibilities. Biochim. Biophys. Acta, 1140: 215–250.
Boyer P. D. (1997) The ATP synthase — a splendid molecular machine. Annu. Rev. Biochem. 66:
717–749.
Breyton C., Nandha B., Johnson G., Joliot P., Finazzi G. (2006) Redox modulation of cyclic
electron flow around Photosystem I in C3 plants. Biochemistry 45: 13465–13475.
Buchanan B. B. (1980) Role of light in the regulation of chloroplast enzymes. Annu. Rev. Plant
Physiol. 31: 341–374.
Buchanan B. B. (1991) Regulation of CO2 assimilation in oxygenic photosynthesis: the
ferredoxin/thioredoxin system. Perspective on its discovery, present status, and future
development. Arch. Biochem. Biophys. 288: 1–9.
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
425
Bukhov N., Carpentier R. (2004) Alternative photosystem I-driven electron transport routes:
mechanisms and functions. Photosynth. Res. 82: 17–33.
Chow W. S., Hope A. B. (2004) Electron fluxes through photosystem I in cucumber leaf discs
probed by far-red light. Photosynth. Res. 81: 77–89.
Cornic G., Le Gouallec J. L., Briantais J. M., Hodges M. (1989) Effect of dehydration and high
light on photosynthesis of two C3 plants (Phaseolus vulgaris L. and Elatostema repens (Lour.)
Hall f.). Planta 177: 84–90.
Cruz J. A., Sacksteder C., Kanazawa A., Kramer D. M. (2001) Contribution of electric field Δψ to
steady-state transthylakoid proton motive force in vitro and in vivo. Control of pmf parsing
into Δψ and ΔpH by counterion fluxes. Biochemistry 40: 1226–1237.
Cruz J. A., Kanazawa A., Treff N., Kramer D. M. (2005) Storage of light-driven transthylakoid
proton motive force as an electric field (Δψ) under steady-state conditions in intact cells of
Chlamydomonas reinhardtii. Photosynth Res. 85: 221–233.
Cruz J. A., Avenson T. J., Kanazawa A., Takizawa K., Edwards G. E., Kramer D. M. (2007)
Plasticity in light reactions of photosynthesis for energy production and photoprotection.
J. Exp. Botany 56: 395–406.
Dilley R. A. (1991) Energy coupling in chloroplasts: a calcium-gated switch controls proton fluxes
between localized and delocalized proton gradients. Curr. Top. Bioenerg. 16: 265–318.
Ferguson S. J. (1985) Fully delocalised chemiosmotic or localised proton flow pathways in energy
coupling? A scrutiny of experimental evidence. Biochim. Biophys. Acta 811: 47–95.
Foyer C. H., Noctor G. (2000) Homeostasis of adenylate status during photosynthesis in
a fluctuating environment. J. Exp. Botany 51: 347–356.
Fromme P., Jordan P., Krauss N. (2001) Structure of photosystem I. Biochim. Biophys. Acta 1507:
5–31.
Golding A. J., Johnson G. N. (2003) Down-regulation of linear and activation of cyclic electron
transport during drought. Planta 218: 107–114.
Haehnel W. (1984) Photosynthetic electron transport in higher plants. Annu. Rev. Plant Physiol.
Plant Mol. Biol. 35: 659–693.
Haraux F., de Kouchkovsky Y. (1983) The energy transduction theories: a microchemiosmotic
approach in thylakoids. Physiol. Veg. 21: 563–576.
Haraux F. (1985) Localized or delocalized protons and ATP synthesis in biomembranes. Physiol.
Veg. 23: 397–410.
Heber U. (2002) Irrungen, wirrungen? The Mehler reaction in relation to cyclic electron transport
in C3 plants. Photosynth. Res. 73: 223–231.
Hope A. B. (2000) Electron transfers amongst cytochrome f , plastocyanin and photosystem I:
kinetics and mechanisms. Biochim. Biophys. Acta 1456: 5–26.
Horton P., Ruban A. V., Walters R. G. (1996) Regulation of light harvesting in green plants. Annu.
Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 47: 655–684.
Ivanov B., Kobayashi Y., Heber U. (1998) Photosystem I-dependent cyclic electron flow in intact
spinach chloroplasts: occurrence dependence on redox conditions and electron acceptors and
inhibition by antimycin A. Photosynth. Res. 57: 61–70.
J. Bioenerg. Biomembr. (2000) 32: No. 4 and No. 5. Minireview series, ATP synthesis in the Year
2000: current views about structure, motor components, energy interconversions and catalytic
mechanisms, Parts I and II.
426
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
Jahns P., Holzwarth A. R. (2012) The role of the xanthophyll cycle and of lutein in photoprotection
of photosystem II. Biochim. Biophys. Acta 1817: 182–193.
Joët T., Cournac L., Peltier G., Havaux M. (2002) Cyclic electron flow around photosystem I in
C3 plants. In vivo control by the redox state of chloroplasts and involvement of the NADHdehydrogenase complex. Plant Physiol. 128: 760–769.
Johnson G. N. (2011) Physiology of PSI cyclic electron transport in higher plants. Biochim.
Biophys. Acta 1807: 906–911.
Johnson G. N. (2005) Cyclic electron transport in C3 plants: fact or artefact? J. Exp. Bot. 56:
407–416.
Joliot P., Joliot A. (2002) Cyclic electron transfer in plant leaf. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 99:
10209–10214.
Joliot P., Joliot A. (2005) Quantification of cyclic and linear flows in plants. Proc. Natl. Acad.
Sci. USA 102: 4913–4918.
Joliot P., Joliot A. (2006) Cyclic electron flow in C3 plants. Biochim. Biophys. Acta. 1757:
362–368.
Jordan P., Fromme P., Witt H.-T., Klukas O., Saenger W., Krauß N. (2001) Three-dimensional
structure of cyanobacterial photosystem I at 2.5 Е resolution. Nature 411: 909–917.
Junge W., Polle A. (1986) Theory of proton flow along appressed thylakoid membranes under
both non-stationary and stationary conditions. Biochim. Biophys. Acta 848: 265–273.
Kanazawa A., Kramer D. M. (2002) In vivo modulation of non-photochemical exciton quenching
(NPQ) by regulation of the chloroplast ATP synthase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 99:
12789–12794.
Kell D. B. (1979) On the functional proton current pathway of electron transport phosphorylation.
An electrodic view. Biochim Biophys Acta 549: 55–99.
Khomutov G. B., Gilmiyarova S. G., Tikhonov A. N. (1996) EPR study of surface potential and
buffer capacity of thylakoid membranes. Current Topics in Biophysics 20: 31–35.
Kirchhoff H., Horstmann S., Weis E. (2000) Control of the photosynthetic electron transport by
PQ diffusion in microdomains in thylakoids of higher plants. Biochim. Biophys. Acta. 1459:
148–168.
de Kouchkovsky Y., Haraux F. (1981) H2 O effect on the electron and proton flow in isolated
chloroplasts. Biochim. Biophys. Res. Commun. 99: 245–249.
Kramer D. M., Avenson T. J., Edwards G. E. (2004) Dynamic flexibility in the light reactions of
photosynthesis governed by both electron and proton transfer reactions. Trends Plant. Sci. 9:
349–357.
Kramer D. M., Sacksteder C. A., Cruz J. A. (1999) How acidic is the lumen? Photosynth. Res. 60:
151–163.
Kramer D. M., Cruz J. A., Kanazawa A. (2003) Balancing the central roles of the thylakoid proton
gradient. Trends Plant Sci. 8: 27–32.
Kramer D. M., Evans J. R. (2011) The importance of energy balance in improving photosynthetic
productivity. Plant Physiol. 155: 70–78.
Kurisu G., Zhang H., Smith J. L., Cramer W. A. (2003) Structure of the cytochrome b6 f complex
of oxygenic photosynthesis: tuning the cavity. Science. 302: 1009–1014.
Kuvykin I. V., Ptushenko V. V., Vershubskii A. V., Tikhonov A. N. (2011) Regulation of electron
transport in C3 plant chloroplasts in situ and in silico. Short-term effects of atmospheric СО2
and О2 . Biochimica et Biophysica Acta 1807: 336–347.
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
427
Li X.-P., Gilmore A. M., Caffarri S., Bassi R., Golan T., Kramer D., Niyogi K. K. (2004)
Regulation of photosynthetic light harvesting involves intrathylakoid lumen pH sensing by
the PsbS protein. J. Biol. Chem. 279: 22866–22874.
Makino A., Miyake C., Yokota A. (2002) Physiological functions of the water-water cycle. Plant
Cell Physiol. 43: 1017–1026.
Maxwell P. C., Biggins J. (1977) The kinetic behavior of P-700 during the induction of
photosynthesis in algae. Biochim. Biophys. Acta 459: 442–450.
Mehler A. H. (1951) Studies on reactions of illuminated chloroplasts. I. Mechanism of the
reduction of oxygen and other Hill reagents. Arch. Biochem. Biophys. 33: 65–77.
J. Bioenerg. Biomembr. (2000) 32: No. 4 and No. 5. Minireview series, ATP synthesis in the Year
2000: current views about structure, motor components, energy interconversions and catalytic
mechanisms, Parts I and II.
Müller P., Li X.-P., Niyogi K. K. (2001) Non-photochemical quenching. A response to excess light
energy. Plant Physiol. 125: 1558–1566.
Munekage Y., Hashimoto M., Miyake C., Tomizawa K.-I., Endo T., Tasaka M., Shikanai T.
(2004) Cyclic electron flow around photosystem I is essential for photosynthesis. Nature
429: 579–582.
Miyake C. and Yokota A. (2000) Determination of the rate of photoreduction of O2 in the waterwater cycle. Plant Cell. Physiol. 41: 335–343.
Nagle J. F. (1987) Theory of passive proton conductance in lipid bilayers. J. Bioenerg.
Biomembr. 19: 413–426.
Nishio J. N., Whimarsh J. (1994) Dissipation of the proton electrochemical potential in intact
chloroplasts. II. The pH gradient monitored by cytochrome f reduction kinetics. Plant
Physiol. 101: 89–96.
Niyogi K. K. (1999) Photoprotection revisited: genetic and molecular approaches. Annu. Rev. Plant
Physiol. Plant Mol. Biol. 50: 333–359.
Niyogi K. K., Li X.-P., Rosenburg V., Jung H.-S. (2004) Is PsbS the site of nonphotochemical
quenching in photosynthesis? J. Exp. Bot. 56: 375–382.
Noctor G., Rees D., Young A., Horton P. (1991) The relationship between zeaxanthin, energydependent quenching of chlorophyll fluorescence and the transthylakoid pH-gradient in
isolated chloroplasts. Biochim. Biophys. Acta 1057: 320–330.
Ort D. R., Baker N. R. (2002) A photoprotective role for O2 as an alternative electron sink in
photosynthesis? Curr. Opp. Plant Biol. 5: 193–197.
Osmond C. B., Grace S. C. (1995) Perspectives on photoinhibition and photorespiration in the
field: quintessential inefficiencies of the light and dark reactions of photosynthesis? J. Exp.
Bot. 46: 1351–1362.
Peltier G., Cournac L. (2002). Chlororespiration. Annu. Rev. Plant Biol. 53: 523–550.
Peschek G. A. (1987) Respiratory electron transport, in: The Cyanobacteria (Fay P. and
Van Baalen C. eds.). — Elsevier, Amsterdam, The Netherlands, pp. 119–161.
Phündel E. E., Dilley R. A. (1993) The pH dependence of violaxanthin deepoxidation in isolated
pea chloroplasts. Plant Physiol. 101: 65–71.
Rees D., Young A., Noctor G., Britton G., Horton P. (1989) Enhancement of the ΔpH-dependent
dissipation of excitation energy in spinach chloroplasts by light-activation; correlation with
the synthesis of zeaxanthin. FEBS Lett. 256: 85–90.
428
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
Ruban A. V., Johnson M. P., Duffy C. D. P. (2012) The photoprotective molecular switch in the
Photosystem II antenna. Biochim. Biophys. Acta 1817: 167–181.
Rumberg B., Siggel U. (1969) pH changes in the inner phase of the thylakoids during
photosynthesis. Naturwissenschaften 56: 130–132.
Ruuska S. A., Badger M. R., Andrews T. J., von Caemmerer S. (2000) Photosynthetic electron
sinks in transgenic tobacco with reduced amounts of Rubisco: little evidence for significant
Mehler reaction. J. Exp. Bot. 51: 357–368.
Sage R. F., Cen Y.-P., Li M. (2002) The activation state of rubisco directly limits photosynthesis
at low CO2 and low O2 partial pressure. Photosyn. Res. 71: 241–250.
Semenov A. Yu., Kurashov V. N., Mamedov M. D. (2011) Transmembrane charge transfer
in photosynthetic reaction centers: some similarities and distinctions. J. Photochem.
Photobiol. B 104: 326–332.
Shikanai T. (2007) Cyclic electron transport around photosystem I: Genetic approaches. Annu.
Rev. Plant Biol. 58: 199–217.
Stiehl H. H., Witt H. T. (1969) Quantitative treatment of the function of plastoquinone in
photosynthesis. Z. Naturforsch. Teil B 24: 1588–1598.
Stock D., Leslie A. G. W., Walker J. E. (1999) Molecular architecture of the rotary motor in ATP
synthase. Science 286: 1700–1705.
Stroebel D., Choquet Y., Popot J.-L., Picot D. (2003) An atypical heam in the cytochrome b6 f
complex. Nature 426: 413–418.
Talts E., Oja V., Rämma H., Rasulov B., Anijalg A., Laisk A. (2007) Dark inactivation of
ferredoxin-NADP reductase and cyclic electron flow under far-red light in sunflower leaves.
Photosynth. Res. 94: 109–120.
Tikhonov A. N., Khomutov G. B., Ruuge E. K., Blumenfeld L. A. (1981) Electron transport
control in chloroplasts. Effects of photosynthetic control monitored by the intrathylakoid
pH. Biochim. Biophys. Acta 637: 321–333.
Trubitsin B. V., Tikhonov A. N. (2003) Determination of a transmembrane pH difference in
chloroplasts with a spin label tempamine. J. Magn. Res. 163: 257–269.
Trubitsin B. V., Mamedov M. D., Vitukhnovskaya L. A., Semenov A. Yu., Tikhonov A. N. (2003)
EPR study of light-induced regulation of photosynthetic electron transport in Synechocystis
sp. strain PCC 6803. FEBS Lett. 544: 15–20.
Trubitsin B. V., Ptushenko V. V., Koksharova O. A., Mamedov M. D., Vitukhnovskaya L. A.,
Grigor’ev I. A., Semenov A. Yu., Tikhonov A. N. (2005). EPR study of electron transport in
the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Oxygendependent interrelations between
photosynthetic and respiratory electron transport chains. Biochim. Biophys. Acta 1708:
238–249.
Vershubskii A. V., Kuvykin I. V., Priklonsky V. I., Tikhonov A. N. (2011) Functional and
topological aspects of pH-dependent regulation of electron and proton transport in
chloroplasts in silico. Biosystems 103: 164–179.
Westerhoff H. V., Melandri B. A., Venturoli G., Azzone G. F., Kell D. B. (1984) Mosaic protonic
coupling hypothesis for free energy transduction. FEBS Lett. 165: 1–5.
Williams R. J. P. (1978) The multifarious couplings of energy transduction. Biochim. Biophys. Acta
505: 1–44.
Witt H. T. (1979) Energy conversion in the functional membrane of photosynthesis. Analysis by
light pulse and electric pulse methods. Biochim. Biophys. Acta 505: 355–427.
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
429
Ziem-Hanck U., Heber U. (1980) Oxygen requirement of photosynthetic CO2 assimilation.
Biochim. Biophys. Acta 591: 266–274.
Zouni A., Witt H.-T., Kern J., Fromme P., Krauß N., Saenger W., Orth P. (2001) Crystal structure
of photosystem II from Synechococcus elongatus at 3.8 Å resolution. Nature 409: 739–743.
Бухов Н. Г., Егорова Е. А. (2006) Немонотонные редокс-превращения Р700 при освещении
листьев дальним красным светом, обусловленные различным вкладом отдельных альтернативных путей переноса электронов в индукционном периоде. Физиология растений 53: 863–868.
Вершубский А. В., Приклонский В. И., Тихонов А. Н. (2001) Электронный и протонный
транспорт в хлоропластах с учетом латеральной гетерогенности тилакоидов. Математическая модель. Биофизика 46: 471–481.
Вершубский А. В., Приклонский В. И., Тихонов А. Н. (2003) Математическая модель диффузионно-контролируемых процессов электронного и протонного транспорта в хлоропластах с неоднородным распределением фотосистем I и II в тилакоидах. Биологические
мембраны 20: 184–192.
Вершубский А. В., Приклонский В. И., Тихонов А. Н. (2004) Математическое моделирование
электронного и протонного транспорта, сопряженного с синтезом АТФ в хлоропластах.
Биофизика 49: 57–71.
Вершубский А. В., Приклонский В. И., Тихонов А. Н. (2004i) Влияние диффузионных и топологических факторов на эффективность энергетического сопряжения в хлоропластах с неоднородным латеральным распределением белковых комплексов в гранальных
и межгранных тилакоидах. Математическое моделирование. Биохимия 69: 1251–1260.
Вершубский А. В., Приклонский В. И., Тихонов А. Н. (2007) Взаимодействие фотосинтетической и дыхательной цепей электронного транспорта в клетках цианобактерий. Математическая модель. Химическая физика 26: 54–64.
Вершубский А. В., Тихонов А. Н. (2013) Электронный транспорт и трансмембранный перенос протонов в фотосинтетических системах оксигенного типа in silico. Биофизика. 58:
75–89.
Вишнякова Е. А., Трубицин Б. В., Тихонов А. Н. (2000) Кинетика фотоиндуцированных
окислительно-восстановительных превращений реакционного центра Р700 в листьях С3
и С4 растений. Биофизика 45: 899–904.
Дубинский А. Ю., Тихонов А. Н. (1994) Регуляция электронного и протонного транспорта
в хлоропластах. Кинетическая модель и ее сравнение с экспериментом. Биофизика. 39:
652–665.
Дубинский А. Ю., Тихонов А. Н. (1995) Математическое моделирование фотоиндуцированного поглощения протонов хлоропластами для различных механизмов утечки протонов
через тилакоидную мембрану. Биофизика 40: 365–371.
Дубинский А. Ю., Тихонов А. Н. (1997) Математическая модель тилакоида как распределенной гетерогенной системы электронного и протонного транспорта. Биофизика 42:
644–661.
Егорова Е. А., Бухов Н. Г. (2006) Механизмы и функции альтернативных путей переноса
электронов в хлоропласте, связанных с фотосистeмой I. Физиология растений. 53:
645–657.
Караваев В. А., Кукушкин А. К. (1993) Теоретическая модель световых и темновых процессов фотосинтеза: проблема регуляции. Биофизика 38: 958–975.
430
А. В. В ЕРШУБСКИЙ , А. Н. Т ИХОНОВ
Карапетян Н. В. (2007) Нефотохимическое тушение флуоресценции у цианобактерий. Биохимия 72: 1385–1395.
Кувыкин И. В., Вершубский А. В., Приклонский В. И., Тихонов А. Н. (2009i) pH-зависимая
регуляция электронного транспорта в хлоропластах. Компьютерное исследование. Биофизика 54: 647–659.
Кувыкин И. В., Вершубский А. В., Птушенко В. В., Тихонов А. Н. (2008) Кислород как альтернативный акцептор электрона в фотосинтетической цепи электронного транспорта
С3 -растений. Биохимия. 73: 1329–1343.
Кувыкин И. В., Вершубский А. В., Тихонов А. Н. (2009) Альтернативные пути фотоиндуцированного электронного транспорта в хлоропластах. Химическая физика 28: 64–76.
Кукушкин А. К., Тихонов А. Н. (1988) Лекции по биофизике фотосинтеза высших растений. — М.: Изд-во МГУ.
Лебедева Г. В., Беляева Н. Е., Демин О. В., Ризниченко Г. Ю., Рубин А. Б. (2002) Кинетическая модель первичных процессов фотосинтеза в хлоропластах. Описание быстрой
фазы индукции флуоресценции хлорофилла при различной интенсивности света. Биофизика 47: 1044–1058.
Масарова М., Тихонов А. Н. (1989) Влияние внутритилакоидной буферной емкости на фотоиндуцированное поглощение протонов и скорость фосфорилирования в хлоропластах.
Биофизика 34: 142–143.
Ризниченко Г. Ю., Лебедева Г. В., Демин О. В., Беляева Н. Е., Рубин А. Б. (2000) Уровни
регуляции процессов фотосинтеза. Биофизика 45: 452–460.
Рубин А. Б., Шинкарев В. П. (1984) Транспорт электронов в биологических системах. — М.:
Наука.
Тихонов А. Н. (2012) Энергетическая и регуляторная роль протонного потенциала в хлоропластах. Биохимия 77: 1155–1176.
Тихонов А. Н., Блюменфельд Л. А. (1985) Концентрация водородных ионов в субклеточных
частицах: физический смысл и методы определения. Биофизика 30: 527–537.
Эдвардс Дж., Уокер Д. (1986) Фотосинтез С3 - и С4 -растений: механизмы и регуляция. —
М.: Мир.
Regulation of Electron and Proton Transport in Photosynthetic Systems
of Oxygenic Type. Mathematical Model
A. V. Vershubskii, A. N. Tikhonov
Faculty of Physics, M. V. Lomonosov Moscow State University
This chapter summarizes results of our mathematical analysis of the mechanisms of electron
and proton transport control in photosynthetic systems of oxygenic type. We have developed
a mathematical model of photosynthetic light-induced processes taking into account key stages
of electron transfer coupled to transmembrane proton transport processes and ATP synthesis. The
model takes into account the non-uniform partitioning of photosystems I and II (PS I and PS II)
between granal and stromal thylakoids: PS I complexes are situated predominantly in stromal
and PS II complexes are localized exclusively in granal regions of the thylakoid membrane. The
model takes into account three alternative pathways of electron outflow from PS I. The first one
is associated with the non-cyclic electron flow from PS II to NADP+ which produces NADPH.
The second pathway is a «short» cyclic electron flow around PS1 that returns electrons to the
Р ЕГУЛЯЦИЯ
ЭЛЕКТРОННОГО И ПРОТОННОГО ТРАНСПОРТА
431
electron transport chain in the region between PS II and PS1. The third path of electron outflow
from PS I is associated with the Mehler reaction (electron transfer from ferredoxin to O2 ). The
model describes the light-induced generation of a transthylakoid ΔpH difference, which is the
driving force for ATP synthesis, and envisages pH-dependent activation of the Calvin – Benson
cycle (CBC) reactions induced by the light-induced alkalization of stroma.
The model describes kinetics of the light-induced photooxidation of P700 (primary electron
donor in PS1) and redox transients of other electron carriers. It has been shown that in chloroplasts
can be established the non-uniform lateral profiles of pH in the lumen and in the narrow
inter-thylakoid gap due to restrictions to proton diffusion inside small sub-compartments of
a chloroplast. The acidification of the thylakoid lumen (pHin ↓) causes a slowing down of
plastoquinol oxidation and stimulates an increase in non-photochemical dissipation of excess
energy in PS2 light-harvesting antenna, which results in the deceleration of linear electron flux
between PS II and PS I. Model experiments in silico made it clear that along with the acidification
of lumen a considerable role in the electron transport control plays the alkalization of stroma
(pHout ↑). The latter is one of the factors for activation of the CBC, thus leading to more intensive
consumption of ATP and NADPH. The interplay of positive and negative feedback reactions in
the framework of our model manifests itself in affecting the various stages of electron transfer and
makes it possible to describe the induction processes in chloroplasts under varying environmental
conditions, including multiphase patterns of P700 and redox transients of other electron carriers,
and transmembrane transfer of protons.