Pdf - 3,43 Мб

Биология
УДК 612.337:612.338:612.898:612.71.28
А.В. СИДОРОВ, Т.В. КАРАВАЙ, А.Г. ЧУМАК
ВКЛАД СВОБОДНОРАДИКАЛЬНЫХ ФОРМ АЗОТА И КИСЛОРОДА
В ФОРМИРОВАНИЕ АКТИВНОСТИ НЕРВНЫХ ЦЕНТРОВ*
Submitted data confirmed the idea of involvement of nitrogen and oxygen free radicals forms in neural ensembles activity regulation. It’s established that hydrogen peroxide (10–4 М) can modulate spontaneous electrical activity of the neurons within Lymnaea
stagnalis respiratory and feeding central pattern generators. Intrathecal introduction of nitric monoxide (NO) methabolic precursor
(L-arginine, 10–3÷10–6 М) results in sympathoinhibitory effects and enhanced jejunum motility in rats. On the contrary, hydrogen
peroxide (10–4÷10–6 М) intrathecal introduction leads to sympathoexcitatory effects and reduced jejunum motility. Intraventricular
injection of NO donor (sodium nitroprusside, 10–6 М) results in biphasic reaction (inhibition followed by excitation) from sympathetic nervous system. It’s assumed that reactive oxygen species along with nitric monoxide are the contributors of volume transmission within nervous system.
В последние годы на страницах научных изданий утвердились два принципиально новых представления о распространении информации в нервных сетях мозга. Первое из них заключается в признании существования в нервной системе диффузной (объемной) передачи химического сигнала, допускавшейся прежде только для влияния на эффекторные клетки симпатических и парасимпатических трансмиттеров. Был доказан феномен выхода медиаторов за пределы нейро-нейрональных
синапсов при осуществлении синаптического возбуждения или торможения. Выяснилось, что утечка
(спилловер) и транспорт медиаторов с током межклеточной жидкости в пространстве мозга – довольно обычное явление [1, 2]. Второе представление состоит в «расширении» площади воспринимающих
химический сигнал областей нейрона после обнаружения внесинаптических рецепторов – приемников транспортируемых внеклеточной средой мозга нейроактивных молекул [3, 4].
Одной из таких сигнальных молекул выступает монооксид азота. Известно, что NO легко диффундирует как в водной, так и в липидной среде и может распределяться в ее объеме. На основе математических моделей было рассчитано, что сфера влияния одноточечного источника монооксида
азота имеет диаметр приблизительно 200÷400 мкм, что соответствует области, охватывающей более
2 млн синапсов на телах и отростках клеток, доступных для действия медиатора. Эти вычисления были сделаны, исходя из допущения, что эмиссия NO происходит в течение 1÷10 с с периодом «полужизни» 0,5÷5 с [5]. Прямое измерение диффузии NO в тканях подтвердило приведенные расчеты. В
пороговых для достижения физиологических эффектов концентрациях (200÷400 нМ) монооксид азота удалось обнаружить в гиппокампе на расстояниях в несколько сотен микрометров от места релизинга [6].
Поэтому можно считать, что NO является наиболее предпочтительным нейромодулятором или
нейромедиатором для исследования процессов объемной нейропередачи, тем более, что его рецепция
осуществляется не мембранными рецепторами, а преимущественно растворимой гуанилатциклазой
цитозоля. Монооксид азота, как выяснилось в последние десятилетия, широко распространен в клетках центральной нервной системы млекопитающих. При этом синтезирующие его изоформы ферментов обнаруживаются в тех областях мозга, которые ответственны за регуляцию витальных функций,
прежде всего дыхания, кровообращения и др.
Еще одной сигнальной молекулой, которая, как полагают, участвует в объемной передаче сигналов в мозге, выступает пероксид водорода.
На протяжении длительного периода, начиная с 1950-х гг., в физиологии и биохимии доминировало суждение о деструктивной роли биорадикалов в организме. Обнаружение специальной ферментной системы, обеспечивающей детоксикацию активных форм кислорода (супероксиддисмутаза, каталаза, глутатионпероксидаза и др.), равно как и открытие проявлений «окислительного стресса» при
ряде заболеваний, еще более укрепило представления о «побочности» аэробной продукции биологически активных радикалов [7]. Установление сигнальных свойств у обладающей неспаренным
электроном молекулы монооксида азота (NO•), а также идентификация мишеней его действия в
нервной ткани [8] позволили по-новому взглянуть на физиологическую роль биорадикалов, – уже как
химических передатчиков при межклеточных взаимодействиях.
Функционирование нейронов и нейроглии предполагает строгое соответствие молекулярных ресурсов окислительного и восстановительного характера в цитоплазме и интерстиции. Выдвинута и
*
Авторы статьи – сотрудники кафедры физиологии человека и животных.
61
Вестник БГУ. Сер. 2. 2009. № 1
обоснована концепция, согласно которой редокс-состояние должно учитываться при анализе деятельности клеток, тканей, органов и функциональных систем наряду с другими «жесткими» константами организма [9]. Свободные радикалы, среди которых важнейшими являются активные формы кислорода и азота, могут образовываться в нервной ткани при патофизиологических процессах, таких
как воспаление или ишемия. Достигаемые при этом высокие концентрации пероксида водорода вызывают повреждения мембран и клеточных структур. Однако в низких концентрациях он может участвовать в сигнальных процессах, в том числе в отношении к симпатическим эфферентным нейронам
[10] или другим нейроцитам, возможно влияя на активность ионных каналов [11].
В соответствии с рефлекторной теорией основу нервной регуляции функций в организме
животного составляет взаимодействие афферентных, вставочных и двигательных нейронов. Исходя
из принципа достаточности и требований гуманизации научного поиска, весьма продуктивным
является использование для экспериментального анализа межклеточных взаимодействий животных с
относительно простыми и анатомически доступными нервными структурами [12]. Принципиальная
однотипность элементарных механизмов, лежащих в основе электрической возбудимости любой
нервной клетки [13], определяет целесообразность подобного подхода для исследования фундаментальных принципов физиологии мозга.
Одним из модельных организмов в современной экспериментальной нейробиологии стал
пресноводный легочный моллюск Lymnaea stagnalis, у которого нейронные сети, контролирующие
легочное дыхание [14–16] и добычу пищи, являются наиболее изученными [17, 18]. Как полагают,
базовым элементом в каждой указанной системе выступает центральный генератор ритма (ЦГР). В
составе респираторного ЦГР роль «полуцентров» выполняют идентифицированные по общепринятым в лабораториях мира картам нейроны VD4 (инспирация) и Ip3I (экспирация). В настоящее
время получены доказательства того, что регулирующим звеном дыхательного осциллятора могут
быть нейроны RPeD1 (прямая активация) и VD1/RPaD2 (активация в результате растормаживания).
Процесс питания прудовика обеспечивается ритмичными движениями радулы (терки), управляемой
мотонейронами, расположенными в буккальных ганглиях (B1 – B10). В свою очередь, их активность
находится под постоянным контролем интернейронов ЦГР питания. Нейроциты N1 ответственны за
фазу протракции, N2 – за фазу ретракции и N3 – за фазу глотания. В качестве модуляторных
элементов выступают интернейроны центрального кольца ганглиев (гигантские клетки – СGС) или
самих буккальных ганглиев (нейроны медленного осциллятора – SO). Указанные идентифицируемые
в каждом конкретном опыте нейроны имеют полимедиаторные синаптические входы, но могут быть
паспортизированы и по конкретным трансмиттерам, синтезируемым в их перикарионе. При этом
важным является то, что набор нейромедиаторов и соответствующих рецепторов центральных
ганглиев моллюсков аналогичен в основном тем, которые вовлекаются в формирование активности
интернейронов спинного мозга млекопитающих, предопределяющих симпатические влияния на
органы иннервации. Поэтому определенные закономерности, установленные в экспериментах на
модельных объектах – моллюсках, могут учитываться и при анализе функционирования нервных
центров млекопитающих, тем более что доступность нейронов, например спинного мозга, у млекопитающих несравнимо меньше.
Цель работы заключалась в экспериментальном обосновании гипотезы о зависимости процессов
межклеточной сигнализации от наличия в тканевой жидкости биологически активных радикалов азота и кислорода.
Материал и методика
Эксперименты выполнены на 19 наркотизированных (30 мг/кг нембутала и 500 мг/кг уретана,
внутрибрюшинно) крысах массой 210÷320 г, 9 кромках и препаратах мозга (n = 12) моллюска
Lymnaea stagnalis. Анализировалась симпатическая эфферентная импульсация в брыжеечном нерве и
электрическая активность соответствующего участка тонкой кишки. Импульсы регистрировались
хлорсеребряными отводящими электродами. В работе использовалась стандартная компьютеризированная электрофизиологическая установка и пакет прикладных компьютерных программ [19].
Растворы предшественника монооксида азота L-аргинина, донора NO нитропруссида натрия (sodium
nitroprusside – SNP) или пероксида водорода вводились интратекально (в ликвор спинного мозга на
уровне Th8 – Th10) через предварительно вставленный катетер [20]. Регистрация электрической
активности идентифицируемых нейронов моллюска проводилась при помощи стеклянных микроэлектродов по описанной ранее методике [21] при 25 оС. Система перфузии обеспечивала быструю
смену экспериментальных растворов во всем объеме экспериментальной камеры (200 мкл).
62
Биология
Результаты и их обсуждение
В опытах на препаратах изолированной нервной системы Lymnaea stagnalis установлено, что аппликация Н2О2 в конечной концентрации 10–4 М на поверхность ганглиев эффективно изменяла электрическую активность большинства идентифицированных нейронов. В частности, для гигантского дофаминсодержащего нейрона (RPeD1), расположенного в правом педальном ганглии (рис. 1 а), отмечено статистически достоверное (P < 0,05) снижение частоты генерации потенциалов действия (81,3 ± 4,8 % от
исходного значения) и средней амплитуды спайков (на 11,8 ± 2,4 %),
происходящее на фоне незначительной (около 5 мВ) деполяризации клетки. В препаратах, демонстрировавших фазическую активность
RPeD1 (n = 4), отмечено удлинение
межзалповых интервалов при действии пероксида водорода.
Получены данные, согласно которым в указанных концентрациях
H2O2 обладает выраженным нейромодулирующим действием и на
нейроны пищевой сети Lymnaea
stagnalis (рис. 1 б–д). В частности,
обнаружено почти двукратное увеличение частоты импульсации интернейронов центрального кольца
(CGC) и клетки B4. При анализе
потенциалов нитрергического нейрона B2 была зарегистрирована
деполяризация, возникающая после гиперполяризационного спада,
и резкое (в 2,2 раза) возрастание
амплитуды спайков. Действие пероксида водорода сказалось и в
форме трансформации паттерна
спонтанной активности клеток
B1 – B3. Был обнаружен переход с
–4
тонического на фазический (па- Рис. 1. Влияние пероксида водорода (H2O2, 10 M) на спонтанную электрическую
активность
идентифицированных
нейронов
дыхательной (а) и пищевой (б – д)
чечный) режим генерации потенсети моллюска Lymnaea stagnalis: а – гигантский дофаминергический нейрон RPeD1;
циалов и усиление залповой со- б – гигантские клетки церебральных ганглиев CGC; в – нейрон левого буккального ганглия B4, верхняя
ставляющей ритма. В то же время запись – контроль, нижняя – в условиях действия H2O2; г, д – нейроны правого буккального ганглия,
– в отсутствие исходной спонтанной ритмики (г) и при наличии исходной ритмической активности (д).
получены данные, что при ритми- B2Момент
аппликации пероксида водорода отмечен стрелкой. Пунктирная линия (а, б, г, д) нанесена
для иллюстрации изменения мембранного потенциала клетки
ческой активности нейронов пищевой сети, в частности клетки B2, аппликация пероксида водорода не приводит к ее усилению. Напротив, отмечено снижение амплитуды спайков, появление отдельных импульсов во время межзалповых интервалов.
В опытах на крысах установлено, что интратекальное введение искусственной спинномозговой
жидкости (контроль) никакими закономерными эффектами по отношению к импульсации в брыжеечном нерве и моторике кишки не сопровождалось. В экспериментальной серии инъекция под
оболочки спинного мозга метаболического предшественника NO L-аргинина (от 10–6 до 10–3 М, объем
0,1 мл) имела следствием угнетение эфферентной активности краниального брыжеечного нерва на
протяжении 20÷30 мин. Симпатоингибирующий эффект был максимальным при применении аминокислоты в концентрации 10¯3 М и выражался в уменьшении частоты импульсации до
13,1 ± 2,75 имп./с против фоновой, державшейся на уровне 35,1 ± 0,5 имп./с (Р < 0,05).
Увеличение содержания предшественника монооксида азота в ликворе повлекло за собой появление в электромиоэнтерограмме потенциалов действия гладких мышц, сопровождаемых механическими сокращениями петли тощей кишки. Частота суммарных потенциалов действия, составлявшая в
фоне 49,2 ± 6 сокр./мин, к 20÷30 мин максимально увеличилась до 130,8 ± 6 сокр./мин (Р < 0,05) при
63
Вестник БГУ. Сер. 2. 2009. № 1
концентрации L-аргинина, равной 10¯3 M.
При этом суммарная «площадь» (интеграл амплитуды медленных волн) базального ритма
тощей кишки возросла от 1459 ± 176 маш. ед. в
фоне до 4775 ± 202 маш. ед. (Р < 0,05).
Интратекальное введение Н2О2 (10–6, 10–5,
–4
10 М) уже на первой минуте вызывало увеличение тонической эфферентной активности брыжеечного нерва (рис. 2). Симпатоактивирующий эффект наблюдался в течение
первых 5 мин. По сравнению с фоновым
уровнем, принятым за 100 %, частота импульсов на пике реакции возросла на
18 ± 12 %, 61 ± 17 % и 122 ± 7 % соответстРис. 2. Нейрограммы эфферентной симпатической импульсации
в брыжеечном нерве крысы до (1) и после введения H2O2
венно
(Р < 0,05, n = 5).
в спинномозговой ликвор (Th8 – Th10) в концентрации 10–6 (2),
Применение
пероксида водорода в ука10–5 (3), 10–4 (4) моль/л соответственно
занных концентрациях сопровождалось сопутствующим угнетением моторной реакции кишки. Частота сокращений (частота появления суммарных потенциалов действия), зарегистрированных в фоне на уровне 45 ± 3 сокр./мин, увеличилась
до 58,8 ± 3, 70,8 ± 1,2, 123,6 ± 6 сокр./мин
(Р<0,05) соответственно введенной в ликвор
дозе (10–6, 10–5, 10–4 М) Н2О2. «Площадь» базального ритма тощей кишки при этом достоверно уменьшилась от 1140 ± 38 до
331 ± 46 маш. ед. при применении раствора
Н2О2 в концентрации 10–3 М.
Существенные изменения симпатической
эфферентной импульсации в вегетативных
нервах обнаружены и при введении донора
монооксида азота в ликвор головного мозга.
В этой серии опытов (n = 9) донор NO –
нитропруссид натрия – вводился кроликам в
изотоническом растворе NaCl в полость
правого бокового желудочка через предварительно (за 7 сут до острого опыта) имплантированную металлическую канюлю.
Установлено (рис. 3), что в течение первых
2 мин после введения 10–6 М раствора нитропруссида натрия (объем 0,1 мл) в ликвор
тоническая импульсация в почечном нерве
достоверно снижалась, затем 5÷10 мин оставалась на этом уровне, после чего постепенно
усиливалась в течение 10÷15 мин. На этом
фоне отмечено уменьшение частоты сердечных сокращений, увеличение продолжительности вдоха при уменьшении частоты
дыхания. Это, вероятнее всего, и обусловливало снижение уровня симпатической эффе–6
Рис. 3. Влияние интравентрикулярного введения SNP в дозе 10 M рентной активности, поскольку в данной фана симпатическую эфферентную импульсацию в почечном нерве, зе реакции сохранялось такое следование
потенциалы межреберных мышц и ЭКГ. Данные одного опыта: а – динамика залповых разрядов эфферентных волокон,
изменений площади симпатической активности (1), электрической активности
при котором каждому сердечному сокращеинспираторных межреберных мышц (2) и частоты сердечных сокращений (3) после
введения SNP (стрелка); б – г – нейрограмма почечного нерва (1), ЭКГ- (2) и электронию соответствовал синхронный разряд
миограмма межреберных мышц (3) соответственно до (а) и на фоне (б, г) действия
нитропруссида натрия. Запись а проведена на 5-й, г – на 25-й минуте после введения препарата симпатических эфферентных волокон, при64
Биология
чем его интенсивность была меньше в инспираторной фазе дыхательного цикла. Однако на фоне последующего усиления симпатической импульсации, зарегистрированного на 15÷20 мин после инъекции SNP, частота дыхания резко уменьшалась, в нейрограмме появлялись несинхронные с сердечными сокращениями межзалповые разряды, импульсация становилась десинхронизированной (рис. 3 г).
Эти результаты не противоречат имеющимся в литературе сведениям о двухфазном, прессорном и
гипотензивном, влиянии симпатической нервной системы на сосуды при введении доноров монооксида азота в мозг [22].
Наличие NO-синтазной активности в нервной системе Lymnaea stagnalis было впервые показано в
середине 1990-х гг. [23]. Оказалось, что монооксид азота является одним из доминирующих начал,
ответственных за инициацию и последующее поддержание работы «пищевого» генератора [24]. Было
установлено, что, диффундируя за пределы источников своей продукции (в основном нейронов буккальных ганглиев), NO оказывает выраженное нейромодулирующее действие на нейронные сети легочной респирации и локомоции, а также на оборонительные нейроны [25, 26]. Изменение продукции
NO вызывает колебания уровня свободнорадикальных форм в нервной ткани моллюска [27]. Предполагается, что это может быть обусловлено в том числе и влиянием на количество потребленного животным кислорода, одноэлектронное восстановление которого в электронтранспортной цепи митохондрий приводит к генерации его активных форм (супероксид-анион, гидроксил-радикал). Их участие в качестве вторичных внутриклеточных посредников при передаче сигнала внутрь клетки, в
частности в мозге млекопитающих, не вызывает сомнений [28].
Имеются данные, свидетельствующие о высокой продуктивности H2O2 в некоторых участках мозга позвоночных, – его локальные концентрации могут достигать нескольких миллимолей [29]. Сообщалось, что пероксид водорода оказывал выраженное нейромодулирующее влияние на дофамин- и
холинергическую синаптическую передачу, К+-проводимость, изменял активность ключевого регуляторного фермента синаптической области – протеинкиназы С [30–33].
Результаты наших исследований также подтверждают вовлеченность свободнорадикальных форм
кислорода в регуляцию работы крупных клеточных ансамблей, в частности нейронных осцилляторов.
Экспериментально установлено симпатоингибирующее действие введенного в ликвор спинного мозга предшественника монооксида азота L-аргинина и симпатоактивирующий эффект в тех же методических условиях пероксида водорода. При этом влияние сигнальных молекул свободнорадикальной
природы определено по отношению к той доле симпатических эфферентных волокон, которые регулируют моторику тощей кишки. Для монооксида азота, его доноров и предшественников тормозное
и/или возбуждающее влияние на нейронные популяции в мозге доказано. Активные формы кислорода (О2¯, H2O2) способны модулировать синаптическую передачу сигналов. Установленная в наших
опытах активация эфферентного звена симпатической нервной системы, вызванная увеличением ликворной концентрации H2O2 (изменение прооксидантно-антиоксидантного баланса), рассматривается
как часть системной реакции, сходной с состоянием стресса.
Таким образом, исходя из полученных данных, можно полагать, что наряду с монооксидом азота
активные формы кислорода и их производные являются действующими факторами объемной передачи сигнала. Вовлекая в ответную реакцию целую совокупность клеток, расположенных на значительном по сравнению с размерами синаптической области расстоянии, они обеспечивают генерализованные влияния в пределах нервной ткани. При этом итоговый ответ определяется сложным характером полимедиаторных взаимодействий между отдельными нервными центрами, основанных на
прямых синаптических контактах между ними.
Работа выполнена при поддержке БРФФИ (проекты № Б07К-041, Б08Р-075).
1. K u l l m a n n D . M . // Prog. Brain Res. 2000. Vol. 125. P. 339.
2. V i z i E . S . // Pharmacol. Rev. 2000. Vol. 52. P. 63.
3. S e l m e c z y Z . , V i z i E . S . , C s ó k a B . et al. // Neurochem. Int. 2008. Vol. 52. P. 52.
4. S y k o v á E . , N i c h o l s o n C . // Physiol. Rev. 2008. Vol. 88. P. 1277.
5. W o o d J . , G a r t h w a i t e J . // Neuropharmacology. 1994. Vol. 33. P. 1235.
6. L e d o А . , B a r b o s a R . M . , G e r h a r d t G . A . et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. Vol. 102. P. 17483.
7. Ф р и д о в и ч И . // Свободные радикалы в биологии: в 2 т. М., 1979. Т. 1. С. 272.
8. G a r t h w a i t e J . // Trends Neurosci. 1991. Vol. 14. P. 60.
9. М а р т и н о в и ч Г . Г . , Ч е р е н к е в и ч С . Н . // Вестн. БГУ. Сер. 1. 2004. № 1. C. 28.
10. K i r k l a n d R . A . , W i n d e l b o r n J . A . , K a s p r z a k J . M . , F r a n k l i n J . L . // J. Neurosci. 2002. Vol. 22. P. 6480.
11. G a m p e r N . , Z a i k a O . , L i Y . et al. // EMBO J. 2006. Vol. 25. P. 4996.
12. К э н д е л Э . Клеточные основы поведения. М., 1980.
65
Вестник БГУ. Сер. 2. 2009. № 1
13. К о с т ю к П . Г . // Журн. эволюц. биохимии и физиологии. 1979. Т. 15. № 3. С. 222.
14. S y e d N . I . , B u l l o c h A . G . M . , L u k o w i a k K . // Science. 1990. Vol. 250. P. 282.
15. S y e d N . I . , H a r r i s o n D . , W i n l o w W . // J. Comp. Physiol. 1991. Vol. 169A. P. 541.
16. S y e d N . I . , W i n l o w W . // Ibid. P. 555.
17. B e n j a m i n P . R . , S t a r a s K . , K e m e n e s G . // Learning and Memory. 2000. Vol. 7. P. 124.
18. M c C r o h a n C . R . // J. Exp. Biol. 1984. Vol. 113. P. 351.
19. С о л т а н о в В . В . , Б у р к о В . Е . // Новости мед.-биол. наук. 2005. № 1. С. 90.
20. Чу м а к А . Г . , С о л т а н о в В . В . , К у л ь ч и ц к и й В . А . // Современные проблемы физиологии вегетативных
функций. Самара, 2001. С. 81.
21. С и д о р о в А . В . , К а з а к е в и ч В . Б . // Журн. эволюц. биохимии и физиологии. 2001. T. 37. С. 191.
22. Ш а п о в а л Л . Н . , Д м и т р е н к о О . В . , П о б е г а й л о Л . С . и др. // Нейрофизиология. 2007. Т. 39. № 3. С. 232.
23. M o r o z L . L . , B u l l o c h A . G . M . , L u k o w i a k K . , S y e d N . I . // Neth. J. Zoology. 1994. Vol. 44. № 3-4. P. 535.
24. M o r o z L . L . , P a r k J . H . , W i n l o w W . // Neuroreport. 1993. Vol. 4. P. 643.
25. M o r o z L . L . , P a r k J . H . // J. Physiol. 1993. Vol. 473. P. 188.
26. К а з а к е в и ч В . Б . , С и д о р о в А . В . , Г у р и н В . Н . // Весцi НАН Беларусi. Сер. бiял. навук. 2002. № 1. С. 73.
27. S i d o r o v A . V . , M a s l o v a G . T . // J. Evol. Biochem. Physiol. 2008. Vol. 44. № 5. P. 435.
28. F i n k e l T . // Curr. Opin. Cell Biol. 1998. Vol. 10. P. 248.
29. C h e n B . T . , A v s h a l u m o v M . V . , R i c e M . E . // J. Neurophysiol. 2001. Vol. 85. P. 2468.
30. Ibid. 2002. Vol. 87. P. 1155.
31. G i n i a t u l l i n A . R . , G i n i a t u l l i n R . A . // J. Physiol. 2003. Vol. 552. P. 283.
32. S i d l ó Z . , R e g g i o P . H . , R i c e M . E . // Neurochem. Int. 2008. Vol. 52. P. 80.
33. G o p a l a k r i s h n a R . , A n d e r s o n W . B . // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1989. Vol. 86. P. 6758.
Поступила в редакцию 18.12.08.
Александр Викторович Сидоров – кандидат биологических наук, доцент.
Татьяна Викторовна Каравай – аспирант. Научный руководитель – А.Г. Чумак.
Анатолий Георгиевич Чумак – доктор биологических наук, заведующий кафедрой.
66