КЛОНАЛЬНОЕ РАЗМНОЖЕНИЕ РАСТЕНИЙ ЧЕРНОЙ

С.Сейфуллин атындағы ҚазАТУ-ң Ғылым жаршысы / Вестник науки КазАТУ им.
С.Сейфуллина. – 2012. - №1 (72).
КЛОНАЛЬНОЕ РАЗМНОЖЕНИЕ РАСТЕНИЙ ЧЕРНОЙ
СМОРОДИНЫ (RIBES NIGRUM L.) IN VITRO
Оразбаева Г.К., Хасанов В.Т.,
Искаков А.Р., Швидченко В.К.
Аннотация
В статье представлены результаты исследований по отработке
оптимальных параметров отдельных этапов микроклонального размножения
растений черной смородины сортов Голубка и
Алатайская десертная.
Установлено, что более высокой эффективностью при стерилизации эксплантов
растений черной смородины обладают растворы, содержащие в своем составе
сулему или мертиолят Na. Высокую приживаемость имели верхушечные и
пазушные меристемы, полученные из растений-регенерантов черной смородины
in vitro. Установлено, что концентрации ИМК в пределах 0,05-0,1 мг/л в
сочетании с 0,5 мг/л БАП, а также 6-БАП в концентрации 0,2 мг/л в сочетании с
0,5 мг/л ИМК оказывают благоприятное влияние на рост и развитие растенийрегенерантов черной смородины in vitro. Наиболее благоприятным для
приживаемости пробирочных растений черной смородины в нестерильных
условиях был торфогрунт «Садовник».
Ключевые слова: смородина, микроклональное размножение, эксплант,
меристема, культивирование, приживаемость, регуляторы роста.
В настоящее время метод
клонального размножения растений in
vitro широко используется в системе
ускоренного
производства
оздоровленного
посадочного
материала плодовых и ягодных
культур. При этом следует отметить,
что данный метод приобрел особую
актуальность
для
таких
видов
растений,
которые
трудно
размножаются
традиционными
способами [1-3]. Растения плодовых и
ягодных культур, полученные на
основе клонального размножения in
vitro обладают рядом преимуществ.
Они
отличаются
повышенной
морозоустойчивостью,
усиленным
образованием базальных побегов,
цветочных почек, высоким урожаем, а
самое главное на основе метода
клонального размножения in vitro
можно получить растения абсолютно
свободные от вирусной, грибной и
бактериальной инфекции.
Настоящая работа посвящена
разработке
этапов
клонального
размножению
растений
черной
смородины
на
искусственных
питательных средах in vitro1. Данная
работа
на
севере
Казахстана
проводится впервые и в целом носит
рекогнасцировочный характер. Черная
смородина
относится
к
легко
размножаемым
культурам.
Ее
достаточно легко можно размножить
традиционными
методами
–
одревесневшими
или
зелеными
черенками, отводками и т. д. Однако
традиционные методы не позволяют
получить свободный от вирусной
инфекции
посадочный
материал.
Основное преимущество клонального
размножения
растений
черной
смородины in vitro – это получение
генетически однородного посадочного
материала свободного от вирусной
инфекции. Достигается это путем
вычленения
меристемных тканей
апексов из верхушечных и пазушных
почек стеблей черной смородины.
Клональное размножение растений
черной смородины включает в себя
несколько этапов [4]:
- первый – выбор растения-донора,
изолирование эксплантов (введение в
культуру in vitro) и получение хорошо
растущей стерильной культуры;
второй
–
собственно
микроразмножение, когда достигается
in vitro получение максимального
количества мериклонов;
- третий – укоренение размноженных
побегов in vitro;
- четвертый – адаптация пробирочных
растений к почвенным условиям и
пересадка адаптированных растений
из условий искусственного климата в
условия естественного полевого фона.
Исходный материал и методы исследований
Исходным
материалом
для стерильную
агаризованную
проведения исследований послужили питательную среду Мурасиге и Скуга,
растения районированных в регионе в состав которой были включены 0,1
сортов черной смородины – Голубка и мг/л 6-БАП и 0,2
мг/л ГК [5].
Алтайская десертная. Апексы побегов Приготовление питательных сред для
меристем
размером
0,1-0,2
мм индукции побегов, микрочеренкования
изолировали из асептических почек и укоренения растений in vitro
растений смородины с помощью осуществляли
по
общепринятым
бинокулярного
микроскопа МС-2 методикам
[4,6,7,8,9].
Состав
ZOOM при увеличении × 20 и питательных сред для индукции
специального набора инструментов побегов, размножения и укоренения
(препаровальная
игла,
скальпель, смородины in vitro представлен в
пинцет). Изолированные меристемы таблице 1.
переносили
на
стандартную
Таблица 1 – Рекомендуемые концентрации биологически активных веществ и
углеводов в питательных средах на различных этапах микроразмножения чёрной
смородины
Компоненты питательных сред
Пиридоксина гидрохлорид
Тиамина гидрохлорид
Никотиновая кислота
Аскорбиновая кислота
Мезоинозит
6-бензиладенин (6-БАП)
β-индолил-3-уксусная кислота
(ИУК)
β-ндолилмасляная кислота
Среда для иниСреда для
циации культуры, размножения,
мг/л
мг/л
0,5
0,5
0,5
0,5
0,5
0,5
1,0
1,0
100
100
0,5
0,5-1,0
-
-
Среда для
укоренения,
мг/л
0,5
0,5
0,5
1,0
100
0,4-0,8
0,4-0,8
(ИМК)
Продолжение таблицы 1
1
Гибберелловая кислота (ГК)
Сахароза
рН
2
3
4
30
5,6–5,7
30
5,6–5,7
20
5,6–5,7
Культивирование растительных
объектов in vitro осуществляли в факторостатной комнате при контролируемых условиях освещенности (3-5
тыс. лк.), продолжительности фотопериода (16/8 ч), температуры (24-26˚ С)
и относительной влажности воздуха
(60-80%). Выращивание растений черной смородины в условиях искусственного климата и в условиях
естественного
полевого
фона
проводили согласно методическим
разработкам – Калашникова Е.А.,
Родин А.Р. [4].
Результаты исследований
Первый этап – выбор растениядонора, изолирование эксплантов
(введение in vitro)
и получение
хорошо
растущей
стерильной
культуры. Для работы in vitro
выбирали хорошо развитые кусты
черной смородины. С кроны куста
черной
смородины
вместе
с
пазушными и верхушечными почками
срезали однолетние побеги длиной
около 15-20 см. Срезанные побеги
помещали в сосуд с водопроводной
водой и выдерживали при комнатной
температуре до стадии появления
зеленого конуса. После появления
последнего побеги нарезали на участки
стебля с одной почкой – апикальной
или латеральной. Для введения in vitro
черенки стерилизовали.
В настоящее время имеется
достаточно
большое
количество
способов стерилизации различных
эксплантов растений плодовых и
ягодных культур [4-6]. Отдельные из
них были изучены нами при введении
эксплантов черной смородины в
стерильную
культуру.
На
растительных
объектах
черной
смородины был также изучен способ
стерилизации,
который
нами
использовался
при
стерилизации
растительных объектов карельской
березы (таблица 2).
Таблица 2 – Эффективность способов стерилизации при введении эксплантов
растений черной смородины сорта Голубка in vitro
№
Вариант стерилизации
1.
Хлорамин
1
15% в течение 15 мин.
Трех
разовая
промывка
в
Кол-во
эксплантов
в in vitro,
шт.
Кол-во
Эксплантов
без
инфекции,
шт.
Эффективность
стерилизации, %
40
33
82,5
стерильной
воде.
дистиллированной
Продолжение таблицы 2
1
2
3
4
2
Промывка в воде со стиральным
порошком
«Лотос»
(2
ч.).
Промывка в проточной воде (1
ч.).
Стерилизация
в
0,3%
растворе нитрата серебра (10
мин). Трех разовая промывка в
стерильной
дистиллированной
воде по 5 минут в каждой порции.
Сулема 0,1% (5 мин). Сулема в
сочетании с 0,1% топазом (10-30
мин.);
моющее
средство
«Доместос» в разведении 1:5 в
экспозиции 20 мин.
Промывка проточной водой с
хозяйственным
мылом.
Стерилизация
побегов
3%-м
раствором хлорамина (5 мин.).
Трехразовая
промывка
в
стерильной воде. Стерилизация
побегов
0,025%
раствором
мертиолята Na в сочетании с 7%
белизной в экспозиции 10 минут,
трехразовая
промывка
в
стерильной воде.
В основе данного способа лежало следующее: отрезки однолетних побегов
черной смородины длиной 4-6 см
тщательно промывали проточной водой с хозяйственным мылом; далее
побеги стерилизовали 3%-м раствором
хлорамина (экспозиция в стерилизующем растворе 5 минут), далее их
трижды промывали в стерильной воде;
затем проводили основную стерилизацию побегов 0,025% раствором мертиолята Na в сочетании с 7% белизной
в экспозиции 10 минут, после чего побеги трижды промывали в стерильной
воде.
3
4
5
40
35
87,5
40
40
100
40
40
100
Изучение различных способов
стерилизации эксплантов черной смородины показало их высокую эффективность. Так, например, в проводимых экспериментах при стерилизации
различными способами выход стерильных эксплантов растений черной
смородины находился в пределах от
82,5 до 100%. Наилучшие результаты
по стерилизации растительных объектов были получены в вариантах
опыта с использованием сулемы (вариант № 3) и мертиолята Na (вариант №
4) (таблица 2).
Известно, что основной сложностью технологии клонального раз-
множения in vitro растений плодовых
и ягодных культур является возможность ингибирования ростовых процессов экспланта токсическими веществами, выделяемыми им в питательную среду. Одним из способов снижения фенольного окисления является
включение в питательную среду антиоксидантов: лимонная кислота, аскорбиновая кислота, глютатион, дитиотриэтол, диэтилдитиокарбамат, поливинилпирролидон и другие [4,10-13]. В
проводимых нами исследованиях в качестве антиоксиданта применялся поливинилпирролидон в концентрации
10 000 мг/л.
В литературных источниках
имеются сообщения, что апикальные
меристемы черной смородины с
размером апексов от 0,2 до 2 мм дают,
как правило, низкий процент выхода
растений свободных от вирусной
инфекции. При этом экспланты
размерами меристем меньше 0,2 мм,
характеризуются
пониженной
регенерационной способностью. В
проводимых
нами
исследованиях
изучалась
регенерационная
способность
изолированных
меристемных эксплантов размером от
0,1 до 0,2 мм (таблица 3).
Таблица 3 – Приживаемость меристем сортов черной смородины Голубка и
Алтайская десертная
Сорт
Голубка
Алтайская
десертная
Приживаемость меристем, изолированных из различных
побегов и почек на 25-е сутки после помещения их на
искусственную агаризованную питательную среду, %
Древесные черенки
Стерильные культивируемые in
непосредственно после
vitro зеленые черенки
стерилизации
Верхушечные
Пазушные
Верхушечные
Пазушные
меристемы
меристемы
меристемы
меристемы
57
46
68
72
61
58
В целом, согласно экспериментальным
данным
таблицы
3
приживаемость меристем in vitro у
изучаемых сортов черной смородины
была относительно высокой. При этом
следует отметить, что меристемы,
вычленяемые из верхушечных и
пазушных почек зеленых черенков,
обладали
более
высокой
приживаемостью, чем меристемы,
вычлененные из верхушечных и
пазушных почек древесных черенков.
Второй этап – собственно
микроразмножение. Как правило, на
75
86
данном этапе используют питательную
среду Мурасиге и Скуг, содержащую
различные биологические вещества, а
также регуляторы роста. При этом
основную
роль
при
отработке
оптимальных
условий
культивирования эксплантов in vitro
играет соотношение и концентрация
внесенных в питательную среду
цитокининов
и
ауксинов.
Из
цитокининов
наиболее
часто
используют 6-БАП в концентрациях от
1 до 10 мг/л, а из ауксинов - ИУК и
НУК в концентрациях до 0,5 мг/л
[4,5,11].
В
проводимых
нами
исследованиях
использовалась
питательная среда Мурасиге и Скуг с
различным соотношением в ней
ауксинов (ИМК) и цитокининов (6БАП). Из данных таблицы 4 видно, что
концентрации ИМК в пределах 0,050,1 мг/л в сочетании с 0,5 мг/л 6-БАП
оказали положительное влияние на
размер регенерировавших побегов
черной смородины сорта Голубка. При
использовании в эксперименте ИМК в
возрастающей концентрации от 0,05
мг/л до 0,8 мг/л в сочетании с 0,5 мг/л
6-БАП, рост побегов и количество
междоузлий у растений черной
смородины in vitro уменьшались. При
увеличении концентрации ИУК от 0,05
мг/л до 0,8 мг/л в сочетании с 0,5 мг/л
6-БАП
наблюдалось,
обратная
закономерность, т.е. у растений
наблюдалось увеличение высоты и
количества
междоузлий.
Следует
отметить,
что
рассмотренные
концентрации регуляторов роста в
проводимых
исследованиях
стимулировали у растений изучаемого
сорта лишь стеблевой органогенез.
При данных концентрациях индукции
ризогенеза у культивируемых in vitro
растений не наблюдалось. При этом
около 80% полученных побегов имели
высоту менее 2 см. Для увеличения
выхода крупных побегов, пригодных
для укоренения на данном этапе нами
было изучено влияние на рост
пробирочных
растений
черной
смородины различных концентраций
6-БАП (0,2-0,5 мг/л) в сочетании с 0,5
мг/л ИМК. Данные представленные в
таблице 5 свидетельствуют о том, что
сорта черной смородины показали
лучшие результаты на питательной
среде с добавлением в нее 6-БАП в
концентрации
0,2
и
ИМК
в
концентрации
0,5
мг/л,
что
соответствует литературным данным
[14].
Третий этап – укоренение
размноженных побегов in vitro с
последующей
адаптацией
их
к
почвенным условиям искусственного
климата. При укоренении побегов
черной смородины in vitro, как
правило,
исследователи
меняют
основной состав питательной среды.
Концентрация минеральных солей по
рецепту
Мурасиге
и
Скуга
уменьшается в 2, а иногда и в 4 раза
или питательную среду Мурасиге и
Скуга заменяют средой Уайта. В
питательной среде
уменьшают
количество сахара до 0,5-1,0% и
полностью исключают цитокиниы,
оставляя в составе питательной среды
лишь один ауксин. В качестве
стимулятора
корнеобразования
используют ИМК, ИУК или НУК (αнафтилуксусная кислота). Укоренение
микропобегов проводят двумя часто
практикуемыми способами:
- первый способ – микропобеги
выдерживают в течение 2-24 часов в
стерильном
концентрированном
растворе ауксина (20-50 мг/л). Далее
их культивируют на агаризованной
питательной среде без гормонов или
непосредственно
в
подходящем
почвенном субстрате (импульсная
обработка);
Таблица 4 – Динамика роста растений черной смородины сорта Голубка на
жидкой питательной среде Мурасиге и Скуг с различным соотношением ауксина
и цитокинина
Концентрация
Длина, см на:
Число междоузлий, шт. на:
ауксин /
5-е
10-е
20-е
5-е
10-е
20-е
цитокинин,
сутки
сутки
сутки
сутки
сутки
сутки
мг/л
МК-0,05/
2,02±0,31 2,21±0,32 3,00±0,16 3,22±0,36 3,50±0,38 3,55±0,23
6-БАП-0,5
ИМК-0,1/
2,00±0,50 2,63±0,10 3,31±0,11 2,42±0,10 2,71±0,00 2,80±0,34
6-БАП-0,5
ИМК-0,2/
1,50±0,50 1,53±0,50 2,00±0,50 2,47±0,33 2,50±0,29 2,67±0,19
6-БАП-0,5
Продолжение таблицы 4
1
2
ИМК-0,4/
6-БАП-0,5
ИМК-0,8/
6-БАП-0,5
ИУК-0,05/
6-БАП-0,5
ИУК-0,1/
6-БАП-0,5
ИУК-0,2/
6-БАП-0,5
ИУК-0,4/
6-БАП-0,5
ИУК-0,8/
6-БАП-0,5
3
4
5
6
7
1,50±0,50
1,57±0,25 2,10±0,50 2,19±1,00 2,30±0,50
2,34±0,23
1,00±0,17
1,33±0,77 1,55±0,25 2,00±0,58 2,07±0,33
2,21±0,12
1,58±0,15
1,63±0,19 2,15±0,06 2,33±0,21 2,43±0,20
2,56±0,25
1,53±0,53
1,64±0,34 1,73±0,08 2,50±0,22 2,53±0,19
2,79±0,19
1,61±0,19
1,79±0,24 1,82±0,33 2,00±1,00 2,43±0,19
2,55±0,13
1,50±0,29
2,38±0,52 2,56±0,11 2,75±0,48 2,83±0,37
3,00±0,16
2,00±0,13
2,41±0,12 2,62±0,30 2,55±0,33 2,60±0,29
2,88±0,09
Таблица 5 – Влияние регуляторов роста на этапе размножения эксплантов
черной смородины сортов Голубка и Алтайская десертная
Сорт
Голубка
Голубка
Алтайская
десертная
Алтайская
десертная
Концентрация
регуляторов роста, мг/л
6-БАП 0,2/ИМК 0,5
6-БАП 0,5/ИМК 0,5
Длина побега,
см
7,1±0,16
3,5±0,14
Количество
междоузлий, шт.
4,1±0,10
2,3±0,50
6-БАП 0,2 /ИМК 0,5
7,8±0,08
4,5±0,14
6-БАП 0,5/ИМК 0,5
5,6±0,21
3,0±0,18
- второй способ. Культивирование
микропобегов
проводят
непосредственно in vitro в течение 3-4
недель
на
питательной
среде,
содержащей ауксин в невысоких
концентрациях
(1-5
мг/л)
в
зависимости от исследуемого объекта
[4].
Отдельные авторы предлагают
осуществлять
укоренение
путем
предварительного
замачивания
микрочеренков in vitro в водном
растворе ИМК в течение нескольких
дней и последующим укоренением их
в агаризованной питательной среде.
При этом весь процесс осуществляется
в одном культивационном сосуде, в
который помещают агаризованную
питательную
среду,
а
на
ее
поверхность
наносят
раствор
стимулятора слоем 5-7 мм, в который
погружают
черенок.
После
выдерживания раствор склеивают, и
основание черенка погружают в
питательную среду на глубину 3-5 мм
[15].
В
проводимых
нами
исследованиях
полученные
пробирочные
растения
черной
смородины
сортов
Голубка
и
Алтайская десертная относительно
успешно
укоренялись
на
безгормональной
агаризованной
питательной среде Мурасиге и Скуг,
которая
содержала
половинную
концентрацию
макрои
микроэлементов [6]. Растения до
пересадки
на
среду
для
корнеобразования культивировались 5
недель на среде для микроклонального
размножения. Перед посадкой на среду
для корнеобразования микропобеги
предварительно замачивали в 25 мг/л
ИМК в течение 16 часов.
Четвертый этап – адаптация
пробирочных растений к почвенным
условиям и пересадка адаптированных
растений из условий искусственного
климата в условия естественного
полевого фона. При адаптации
растений
к
нестерильным
условиям
многие
исследователи
используют субстрат, состоящий из
смеси торфа и песка в отношении 31;
торф, дерновую почву, перлит в
соотношении 1:1:1; торф, песок,
перлит в соотношении 1:1:1. [4, 9].
В проводимом эксперименте для
адаптации к нестерильным условиям
использовались пробирочные растения
черной смородины, которые имели два
три листа и хорошо развитую
корневую
систему.
Растения
осторожно вынимали из пробирок
пинцетом.
Корни
отмывали
от
остатков агара и высаживали в
субстрат,
предварительно
простерилизованный при 85-90º С в
течение 1-2 часов. В качестве
субстрата в эксперименте были
использованы: почвогрунт (контроль);
торф, песок (3:1); торф, дерновую
почву, перлит (1:1:1); готовый к
применению
универсальный
питательный
грунт
«Садовник»
(таблица 6).
Таблица 6 – Результаты приживаемости пробирочных растений черной смородины
сортов Голубка и Алтайская десертная на различных типах субстрата
№
п/п
1
2
Сорт
Почвогрунт
(контроль)
Голубка
Алтайская
десертная
58
46
Тип субстрата
Торф песок
Торф, дерновая
(3:1)
почва, перлит
(1:1:1)
85
82
79
70
Торфогрунт
«Садовник»
94
87
Примечания
1
Настоящая публикация сделана в рамках подпроекта, финансируемого в
рамках СКГ, поддерживаемого Всемирным Банком и Правительством Республики
Казахстан. Заявления авторов могут не отражать официальной позиции
Всемирного Банка и Правительства Республики Казахстан.
Список литературы
1. Hall H.K. Raspberry breeding and genetics /H.K. Hall, K. Hammer, A.R.
Jamieson, S.N. Jennings, C.A. Weber //Plant breeding reviews. – 2009. – V.32. – P. 353.
2. Атрощенко Г.П. Научные основы ускоренного оздоровления и
размножения смородины при производстве элиты /Г.П. Атрощенко //Автореф. дис.
д-ра с.-х. наук. – Мичуринск. – 1995. – 57 С.
3. Казаков И.В. Использование метода микроклонального размножения для
ускорения селекционного процесса и производства посадочного материала малины
/ И.В. Казаков, С.Н. Евдокименко, В.Л. Кулагина, И.В. Денисов //Использование
биотехнологических методов для решения генетико-селекционных проблем. –
Мичуринск. – 1998. – С. 20-22.
4. Калашникова Е.А., Родин А.Р. Получение посадочного материала
древесных, цветочных и травянистых растений с использованием методов
клеточной и генной инженерии. Учебное пособие, Москва, 2001 г., 71 с.
5. Кушнаренко С.В., Ковальчук И.Ю., Ромаданова Н.В. и др.
Криосохранение апикальных меристем плодовых и ягодных культур.
Методические рекомендации, Алматы, 2011, 43 с.
6. Титаренко Т.Е. Оптимизация методов введения в культуру in vitro
некоторых ягодных культур – смородины чёрной (Ribes nigrum L.), смородины
красной (Ribes rubrum L.) и крыжовника (Ribes uvacrispa L.) / Біотехнологія. Наука.
Освіта. Практика: тези доповідей IV Міжнародної науково-практичної
конференції (Дніпропетровськ, 11 – 13 листопада 2008 р.) – Дніпропетровськ,
2008. – С. 174-175.
7. Бутенко Р.Г. Культура изолированных тканей и физиология морфогенеза
растений.- М., 1964, 272 с.
8. Murashige Т. & Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays
with tobacco tissue cultures // Physiologia Plantarum, 1962, v. 15, p. 473.
9. Колбанова Е.В., Кухарчик Н.В. Технология создания оздоровленного
маточного насаждения смородины чёрной в республике Беларусь РУП «Институт
плодоводства», ул. Ковалева, 2, пос. Самохваловичи, Минский район, 223013,
Беларусь, e-mail: Кolbanova@tyt.by, Kychnataly@rambler.ru
10. Муромцев Г.С., Бутенко Р. Г., Тихоненко Т.И. и др. Основы
сельскохозяйственной биотехнологии. М. ВО Агропромиздат, 1990, с. 221-222.
11. Калинин Ф.Л. и др. Технология микроклонального размножения
растений. Киев: Наукова думка, 1992, с. 187-190.
12. Constantin M.J., Henke R.R. Mansur M.A. Effect of activated Ckarcoal on
Callas growth and shoot organogenesis in tobacco in vitro, 13, 1977, Р. 293.
13. Атрощенко Г.П. Способ клонального микроразмножения смородины и
антиоксидант для клонального микроразмножения смородины. Патент Российской
Федерации №2080060, бюл. №15, опубл. 27.05.97.
14. Сковородников Д.Н., Сазонов Ф.Ф., Райков И.А. Опыт использования
клонального микроразмножения смородины черной в селекционном процессе,
www.belsad.by/conference3/conference articles 2010 / 20b.doc.
15. Туровская Н.И., Пронина И.Н., Матушкина О.В. Способ укоренения
побегов плодовых культур, полученных in vitro, патент РФ №20606446,
опубл.27.05.1996г. Бюл. № 15.
Түйін
Бұл жұмыс in vitro қара қарақат өсімдігінің клоналды көбеюіне арналған.
Құрамында алмаз немесе Na мертиоляты бар ерітінділер қара қарақат өсімдігі
экспланттарын стерилдеу кезінде жоғары тиімділікке ие екені анықталды. Зерттеу
нәтижелері in vitro қара қарақат өсімдік-регенерантынан алынған ұшарбасындағы
және қуыс мерижүйесінің өміршеңдігі жоғары екендігін көрсетті. 0,05-0,1 мг/л
шегіндегі ИМК концентрациясы 0,5 мг/л 6-БАП үйлесуі кезінде in vitro қара
қарақат өсімдік-регенерантының өсуі мен дамуына игі әсер ететіні байқалды. Іn
vitro қара қарақат өсімдік-регенерантын өсіру және дамыту үшін ең оңтайлы орта
болып 0,2 мг/л концентрациядағы 6-БАП пен 0,5 мг/л концентрациядағы ИМК
қосылған қоректендіргіш орта табылады. Жүргізілген зерттеулерде стерилдемеген
жағдайда қара қарақат сынамалы өсімдігінің өміршеңдігіне «Садовник» шымтезек
топырағы ең қолайлы болды.
Summary
The clone propagation of plants of black currant in vitro work is considered in this article. Found
that solutions containing in its composition, or corrosive sublimate mertiolyat Na, have a higher
efficiency of sterilization of explants of plants of black currant. The results showed that the high survival
rates were apical and auxiliary meristems derived from the regenerated plants of black currant in vitro.
Found that the concentration of IMC in the range 0.05-0.1 mg / l in combination with 0.5 mg / l BAP
have a positive impact on growth and development of regenerated plants of black currant in vitro. The
most optimal environment for growth and development of regenerated plants of black currant in vitro is
the culture medium with the addition of her 6-BAP at a concentration of 0.2 mg / l and IBA at a
concentration of 0.5 mg / l. In the experiments the most favorable survival rate for the test-tube plants
of black currant in the non-sterile conditions was peat soils “Gardener”.