Х И М И Я Р А С... 2 2010
реклама
ISSN 1029-5151 ISSN 1029-5143 (on-line) ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ 2 2010 http://chem.wood.ru http://www.chem.asu.ru/chemwood/ Учредители Алтайский государственный университет Институт химии и химической технологии СО РАН Красноярский государственный университет Сибирский государственный технологический университет Сибирский НИИ торфа СО РАСХН Томский государственный университет Томский политехнический университет Главный редактор Н.Г. БАЗАРНОВА Редакционный совет Ю.Д. Алашкевич, А.А. Бакибаев, В.И. Белоглазов, В.К. Дубовый, Д.А. Дулькин, И.Н. Ковернинский, Б.Н. Кузнецов, А.В. Кучин, Ю.С. Оводов, Г.А. Толстиков Редакционная коллегия Э.Л. Аким, В.А. Бабкин, К.Г. Боголицын, Н.В. Бодоев, Л.М. Бурлакова, Т.И. Бурмистрова, Л.С. Гальбрайх, А.Ф. Гоготов, И.П. Дейнеко, В.А. Елкин, А.А. Ефремов, В.И. Комаров, С.Г. Маслов, А.И. Михайлов, Р.З. Пен, С.М. Репях, С.З. Роговина, В.И. Рощин, Г.Л. Рыжова, А.С. Смолин, О.М. Соколов, Р.А. Степень, Н.Е. Судачкова, В.Е. Тарабанько, Г.М. Телышева, А.В. Ткачев, А.Н. Трофимов, В.С. Шевелуха Ответственный секретарь – В.И. Маркин Журнал теоретических и прикладных исследований Номер государственной регистрации ПИ №77–16614 Журнал основан при поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (грант №96-07-89501) Журнал реферируется в РЖ «Химия» (ВИНИТИ) и Chemical Abstracts (CAS) Адрес редакции журнала: 656049, г. Барнаул, пр. Ленина, 61, Алтайский государственный университет, «Химия растительного сырья» Тел. (3852) 36-73-88 E-mail: [email protected] http://chem.wood.ru http://www.chem.asu.ru/chemwood/ Подписка на журнал оформляется через фирмы-партнеры ЗАО «Международная книга-Периодика» или непосредственно в ЗАО «МК-Периодика» по адресу: 117049, Москва, ул. Б. Якиманка, 39, ЗАО «МК-Периодика» Тел.: (095) 238-14-85, 238-46-34; факс: 238-46-34 E-mail: [email protected] Internet: http://www.periodicals.ru; http://www.mkniga.ru Подписной индекс 46465 (Роспечать) Все права защищены. Ни одна из частей журнала либо издание в целом не могут быть размножены каким бы ни было способом без разрешения авторов или издателя. Алтайский государственный университет, 2010 СОДЕРЖАНИЕ ОБЗОРЫ Беловежец Л.А., Волчатова И.В., Медведева С.А. ПЕРСПЕКТИВНЫЕ СПОСОБЫ ПЕРЕРАБОТКИ ВТОРИЧНОГО ЛИГНОЦЕЛЛЮЛОЗНОГО СЫРЬЯ ........................................................................................ 5 БИОПОЛИМЕРЫ РАСТЕНИЙ Кузнецов Б.Н., Кузнецова С.А., Данилов В.Г., Яценкова О.В., Калачёва Г.С. СОСТАВ НИЗКОМОЛЕКУЛЯРНЫХ ПРОДУКТОВ ОКИСЛИТЕЛЬНОЙ ДЕЛИГНИФИКАЦИИ ДРЕВЕСИНЫ ЛИСТВЕННИЦЫ В УКСУСНОКИСЛОЙ СРЕДЕ .......................................................................................... 17 Труфанова М.В., Селянина С.Б., Афанасьев Н.И. ВЛИЯНИЕ СУЛЬФАТНОГО ЛИГНИНА ЕЛИ НА КОЛЛОИДНО-ХИМИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА ОСНОВНЫХ КОМПОНЕНТОВ СУЛЬФАТНОГО МЫЛА (СООБЩЕНИЕ 1) .................................................................................................................................. 23 Шишмаков А.Б., Еранкин С.В., Микушина Ю.В., Корякова О.В., Валова М.С., Петров Л.А. ОКИСЛЕННЫЕ АКТИВНЫЕ УГЛИ И УГЛЕРОД-МИНЕРАЛЬНЫЕ МАТЕРИАЛЫ НА ОСНОВЕ ПОРОШКОВОЙ ЦЕЛЛЮЛОЗЫ ....................................................................................................................... 27 Веприкова Е.В., Щипко М.Л., Чунарев Е.Н. СВОЙСТВА ПОРОШКООБРАЗНЫХ И ТАБЛЕТИРОВАННЫХ ПРЕПАРАТОВ НА ОСНОВЕ ЭНТЕРОСОРБЕНТА ИЗ ЛУБА КОРЫ БЕРЕЗЫ................................................................................................................................................................ 31 Нифантьев Э.Е., Коротеев М.П., Казиев Г.З., Телешев А.Т., Матросов Е.И., Бодрин Г.В. ПРОДУКТЫ ХИМИЧЕСКОГО МОДИФИЦИРОВАНИЯ КАВИТИРОВАННОЙ ДРЕВЕСИНЫ ЛИСТВЕННИЦЫ .... 37 Ведерников Д.Н., Шабанова Н.Ю., Рощин В.И. ИЗМЕНЕНИЕ ХИМИЧЕСКОГО СОСТАВА КОРКИ И ЛУБА БЕРЕЗЫ ПОВИСЛОЙ BETULA PENDULA ROTH. (BETULACEAE) ПО ВЫСОТЕ ДЕРЕВА. .... 43 Чупрова Н.А., Рязанова Т.В. ПОЛУЧЕНИЕ БИОЭТАНОЛА ИЗ ВЕГЕТАТИВНОЙ ЧАСТИ ТОПИНАМБУРА ................................................................................................................................................ 49 НИЗКОМОЛЕКУЛЯРНЫЕ СОЕДИНЕНИЯ Дренин А.А., Ботиров Э.Х., Туров Ю.П. НОВЫЙ ГЛИКОЗИД ИЗОФЛАВОНА ИЗ TRIFOLIUM PRATENSE L. ........................................................................................................................... 53 Бабаев Б.Н., Далимов Д.Н., Тилябаев З., Тлегенов Р.Т. СИНТЕЗ, СТРОЕНИЕ И БИОЛОГИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА ФОСФОРИЛИРОВАННЫХ ПРОИЗВОДНЫХ АНАБАЗИНА ............................................... 57 Михайленко М.A., Шахтшнейдер Т.П., Брезгунова M.E., Дребущак В.А., Кузнецова С.А., Болдырев В.В. ПОЛУЧЕНИЕ И ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ СОЛЬВАТОВ БЕТУЛИНА ................................................................................................................................ 63 Шестак О.П., Чайкина Е.Л., Новиков В.Л., Анисимов М.М. ВЛИЯНИЕ ЦИКЛОПЕНТАНОВЫХ β,β-ТРИКЕТОНОВ И ИХ МЕТИЛОВЫХ ЕНОЛЬНЫХ ЭФИРОВ НА РОСТ КОРНЯ ПРОРОСТКОВ КУКУРУЗЫ ZEA MAYS L. ................................................................................................................................. 71 Оленников Д.Н., Чирикова Н.К., Танхаева Л.М. ХИМИЧЕСКИЙ СОСТАВ ШЛЕМНИКА БАЙКАЛЬСКОГО (SCUTELLARIA BAICALENSIS GEORGI) ......................................................................... 77 Танхаева Л.М., Оленников Д.Н. МЕТОДИКА КОЛИЧЕСТВЕННОГО ОПРЕДЕЛЕНИЯ СУММАРНОГО СОДЕРЖАНИЯ ПОЛИФРУКТАНОВ В КОРНЯХ ОДУВАНЧИКА ЛЕКАРСТВЕННОГО (TARAXACUM OFFICINALE WIGG.).......................................................................................................................................... 85 Федина П.А., Яшин А.Я., Черноусова Н.И. ОПРЕДЕЛЕНИЕ АНТИОКСИДАНТОВ В ПРОДУКТАХ РАСТИТЕЛЬНОГО ПРОИСХОЖДЕНИЯ АМПЕРОМЕТРИЧЕСКИМ МЕТОДОМ .................................. 91 Ханина М.Г., Ханина М.А., Родин А.П. ЭЛЕМЕНТНЫЙ СОСТАВ AGRIMONIA PILOSA LEDEB.......... 99 Сысоева М.А., Иванова Г.А., Гамаюрова В.С., Зиятдинова Г.К., Будников Г.К., Захарова Л.Я., Воронин М.А. ПОВЫШЕНИЕ АНТИОКСИДАНТНОЙ АКТИВНОСТИ ВОДНЫХ ИЗВЛЕЧЕНИЙ И МЕЛАНИНОВ ЧАГИ. I. ОБРАБОТКА ВОДНЫХ ИЗВЛЕЧЕНИЙ ЧАГИ ВОДНЫМИ РАСТВОРАМИ ГИПЕРРАЗВЕТВЛЕННЫХ ПОЛИМЕРОВ ................................................................................................... 105 Рязанов М.А. КИСЛОТНО-ОСНОВНЫЕ СВОЙСТВА КРАСНОГО ВИНА ............................................. 109 4 Мельников О.М., Верещагин А.Л., Кошелев Ю.А. ИССЛЕДОВАНИЕ БИОЛОГИЧЕСКИ АКТИВНЫХ СОЕДИНЕНИЙ ПОЧЕК И ЛИСТЬЕВ МУЖСКИХ РАСТЕНИЙ ОБЛЕПИХИ КРУШИНОВИДНОЙ ....................................................................................................................................... 113 Куркина А.В., Осипова А.А. НОВЫЕ ПОДХОДЫ К СТАНДАРТИЗАЦИИ СЫРЬЯ ЭРВЫ ШЕРСТИСТОЙ ..................................................................................................................................... 117 Кукушкина Т.А., Седельникова Л.Л. ДИНАМИКА НАКОПЛЕНИЯ ЗАПАСНЫХ ВЕЩЕСТВ В КЛУБНЕЛУКОВИЦАХ CROCUS ALATAVICUS И GLADIOLUS HYBRIDUS ......................................... 123 Момотова М.В., Иванов В.А., Левин Б.Д., Борисова Т.В. ДИНАМИКА ИРИДОИДОВ КАЛИНЫ ОБЫКНОВЕННОЙ В ПРОЦЕССЕ ВЕГЕТАЦИИ ......................................................................................... 127 Жигжитжаповa С.В., Соктоева Т.Э., Раднаева Л.Д. ХИМИЧЕСКИЙ СОСТАВ ЭФИРНОГО МАСЛА ARTEMISIA GMELINII WEB. ET STECHM, ПРОИЗРАСТАЮЩЕЙ В ЦЕНТРАЛЬНОЙ АЗИИ .................................................................................................................................................................. 131 Ефремов Е.А., Ефремов А.А. КОМПОНЕНТНЫЙ СОСТАВ ЭФИРНОГО МАСЛА ИЮЛЬСКОЙ ЛАПКИ ПИХТЫ СИБИРСКОЙ КРАСНОЯРСКОГО КРАЯ ...................................................................................... 135 Мехтиева Н.П., Серкеров С.В., Бахшалиева К.Ф. КОМПОНЕНТНЫЙ СОСТАВ И АНТИФУНГАЛЬНАЯ АКТИВНОСТЬ ЭКСТРАКЦИОННОГО МАСЛА EUPATORIUM CANNABINUM L. ФЛОРЫ АЗЕРБАЙДЖАНА ............................................................................................................................................ 139 Великородов А.В., Ковалев В.Б., Тырков А.Г., Дегтярев О.В. ИЗУЧЕНИЕ ХИМИЧЕСКОГО СОСТАВА И ПРОТИВОГРИБКОВОЙ АКТИВНОСТИ ЭФИРНОГО МАСЛА LOPHANTUS ANISATUM BENTH. ................................................................................................................... 143 Семенов К.Н., Чарыков Н.А., Арапов О.В., Проскурина О.В., Тарасов А.О., Строгонова Е.Н., Сафьянников Н.М. РАСТВОРИМОСТЬ ЛЕГКИХ ФУЛЛЕРЕНОВ В НЕКОТОРЫХ ЭФИРНЫХ И РАСТИТЕЛЬНЫХ МАСЛАХ ...................................................................................................................... 147 Чурилина Е.В., Коренман Я.И., Суханов П.Т., Болотов В.М., Шаталов Г.В. ИЗВЛЕЧЕНИЕ НАТУРАЛЬНЫХ КРАСИТЕЛЕЙ ГИДРОФИЛЬНЫМИ ПОЛИМЕРАМИ ................................................ 153 Прокофьев В.Ю., Разговоров П.Б. ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИЕ ПРОЦЕССЫ, ПРОТЕКАЮЩИЕ ПРИ ВВЕДЕНИИ КАОЛИНОВЫХ ГЛИН В РАСТИТЕЛЬНЫЕ МАСЛА ................................................. 159 ТЕХНОЛОГИИ Вураско А.В., Минакова А.Р., Дрикер Б.Н., Сиваков В.П., Косачева А.М. ТЕХНОЛОГИЯ ПОЛУЧЕНИЯ ЦЕЛЛЮЛОЗЫ ИЗ НЕДРЕВЕСНОГО РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ .................................. 165 Леонович А.А., Шелоумов А.В. ИССЛЕДОВАНИЕ ПРЕВРАЩЕНИЙ КОМПОНЕНТОВ ДРЕВЕСНЫХ ПЛИТ. 1. ТЕРМОГРАВИМЕТРИЧЕСКОЕ ИЗУЧЕНИЕ ПРЕВРАЩЕНИЙ КАРБАМИДОФОРМАЛЬДЕГИДНОГО ОЛИГОМЕРА............................................................................... 169 КРАТКИЕ СООБЩЕНИЯ Курзин А.В., Евдокимов А.Н., Павлова О.С., Голикова В.С. СИНТЕЗ 2-АЛКЕНИЛ-3-БЕНЗИЛ2-ИМИДАЗОЛИНИЕВЫХ СОЛЕЙ НА ОСНОВЕ ЖИРНЫХ КИСЛОТ ТАЛЛОВОГО МАСЛА ........... 177 Косолапова А.С., Ламберова М.Э. ИССЛЕДОВАНИЕ ВЛИЯНИЯ УЗЛЬТРАЗВУКА НА ОТДЕЛЬНЫЕ СТАДИИ В ТЕХНОЛОГИИ КУЛЬТУРЫ РАСТИТЕЛЬНЫХ КЛЕТОК И ТКАНЕЙ IN VITRO. I. СТЕРИЛИЗАЦИЯ ЭКСПЛАНТОВ ...................................................................... 179 АВТОРСКИЙ УКАЗАТЕЛЬ №2 (2010) .......................................................................................................... 181 СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ ............................................................................................................................. 183 ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 5–16. Обзоры УДК 579.26 ПЕРСПЕКТИВНЫЕ СПОСОБЫ ПЕРЕРАБОТКИ ВТОРИЧНОГО ЛИГНОЦЕЛЛЮЛОЗНОГО СЫРЬЯ © Л.А. Беловежец1*, И.В. Волчатова2, С.А. Медведева2 Иркутский институт химии им. А.Е. Фаворского СО РАН, ул. Фаворского, 1, Иркутск, 664033, (Россия) e-mail: [email protected] 2 Иркутский государственный технический университет, ул. Лермонтова, 83, Иркутск, 664074 (Россия) 1 Обзор посвящен современным достижениям в области переработки вторичного лигноцеллюлозного сырья, показаны перспективы использования этого сырья в качестве удобрения. Приведены результаты собственных исследований по разработке метода компостирования гидролизного лигнина и опилок, оценке качества готового продукта. Ключевые слова: компост, гидролизный лигнин, опилки, переработка. Введение Россия – одна из ведущих стран по объему заготавливаемой древесины. Только в Восточной Сибири ежегодно вырубается около 16 млн. м3 спелой древесины (преимущественно сосны) [1], которая применяется в лесоперерабатывающей, целлюлозно-бумажной и гидролизной промышленностью или экспортируется. При существующих способах переработки древесного сырья в целом по России используется около половины, а в сибирском регионе – лишь третья часть биомассы дерева. Объем отходов в стране чрезвычайно велик. Основные потери приходятся на древесную зелень (лесосечные отходы), кору (отходы деревопереработки), опилки и стружки (отходы лесопиления). Один из наиболее экологически вредных древесных отходов – гидролизный лигнин (ГЛ). На полигонах гидролизных заводов только Иркутской области находится свыше 2 млн. т ГЛ [2]. Необходимость утилизации отходов лесоперерабатывающей промышленности – одна из важнейших экологических проблем. К настоящему времени разработано множество технологических схем переработки различных видов вторичного древесного сырья. Среди них – весьма эффективные, базирующиеся на глубокой переработке древесных отходов. Однако их внедрение, хотя и предполагает значительный экономический эффект, требует больших капитальных и эксплутационных затрат, квалифицированных кадров, сложного оборудования. Например, химическая переработка древесных отходов может утилизировать лишь 25– 30% от их общего количества [3]. Большая же часть отходов размещается на свалках, занимающих значительные площади. Это приводит к пожароопасным ситуациям, так как все древесные отходы способны самовозгораться. С целью снижения антропогенного прессинга на территории окружающие лесоперерабатывающие предприятия наиболее экологически оправданным способом утилизации древесных отходов считается их применение в качестве удобрения. Однако образующиеся при биодеструкции токсичные вещества не позволяют использовать непосредственно древесные отходы. Необходима длительная их переработка, обогащение доступными для растения питательными элементами, чтобы из отхода производства они превратились в ценное органическое удобрение. Самостоятельное разложение отходов деревопереработки рас- * Автор, с которым следует вести переписку. 6 Л.А. БЕЛОВЕЖЕЦ, И.В. ВОЛЧАТОВА, С.А. МЕДВЕДЕВА тягивается на десятилетия, поскольку лигноцеллюлозные материалы устойчивы к микробной биодеградации и требуют заселения комплексом специфических высокоактивных микроорганизмов. Существует множество путей утилизации ГЛ. Особый интерес представляет использование ГЛ для синтеза жидких резольных лигнинсодержащих фенолформальдегидных смол, что позволяет снизить себестоимость готовой продукции без ухудшения ее качества [4]. 1. Применение вторичного лигноцеллюлозного сырья в промышленности Применение древесных отходов в промышленности ограничено вследствие непостоянства их химического и фракционного состава. Существует множество путей утилизации опилок и ГЛ. Наиболее доступно их брикетирование и применение в качестве топлива [5]. Древесные отходы (в основном ГЛ) активно используются при производстве строительных материалов. Например, замена кремнеземистого компонента в газобетоне неавтоклавного твердения древесными опилками или ГЛ способствует увеличению прочности образцов на 15–20% [6]. В натуральном или подсушенном виде ГЛ применяется в производстве ферросплавов как заменитель коксового орешка, кристаллического кремния и алюминиево-кремниевых сплавов в качестве заменителя древесного и каменного угля, нефтяного кокса [7]. Использование ГЛ как наполнителя в поливинилхлоридных композициях позволило снизить горючесть полимерных систем [8]. Модифицированные же лигнофенолами полиуретановые клеи обладают большей прочностью, нежели немодифицированные [4]. Особый интерес представляет использование ГЛ для синтеза жидких резольных лигнинсодержащих фенолформальдегидных смол, что позволяет снизить себестоимость готовой продукции без ухудшения ее качества [9]. Высокая поглотительная способность древесных отходов обусловливает его хорошие сорбционные свойства. Например, в ИрИХ СО РАН на основе лигнина путем его термической и химической обработки получены эффективные, доступные и экологически безопасные сорбенты широкого спектра действия, способные практически количественно извлекать ртуть, золото, палладий и платину из водных растворов малой концентрации в широком интервале кислотности среды, а также неионогенные и анионные ПАВ [10]. Опилки эффективно применяются для извлечения ионов меди из промышленных отходов [11]. В настоящее время в медицине активно применяется энтеросорбент на основе ГЛ – препарат «Полифепан», а также разрабатываются новые фармакологические продукты. Например, запатентован лекарственный композиционный энтеросорбент повышенной адсорбционной способности, содержащий ГЛ, микрокристаллическую целлюлозу, пектин и высокодисперсный диоксид кремния [12]. Существуют композитные материалы, включающие в состав древесные отходы. Так, был предложен новый материал для создания пленок, плиток и ДСП, на 80–99% состоящий из пористого или волокнистого материала (целлюлозы, ГЛ, древесных опилок) [13]. Наличие многочисленных вариантов утилизации древесных отходов – это первый признак отсутствия кардинального и всеобъемлющего решения проблемы [14]. 2. Использование древесных отходов в сельском хозяйстве 2.1. Использование немодифицированных отходов При современной интенсивной системе земледелия очень остро встает проблема повышения плодородия почвы, обеспечения положительного баланса элементов питания и органического вещества. В последние годы резко сократилось внесение на поля удобрений. По данным Счетной палаты РФ внесение органических удобрений составляет 6–7% от научно обоснованной потребности [15]. Следствием этого стало снижение урожайности сельскохозяйственных культур и ухудшение качества продукции. Только для покрытия дефицита гумуса необходимо внести в почву свыше 800 млн. т органических удобрений [16]. Обычной практикой стало внесение только лишь минеральных удобрений, что приводит к дополнительным потерям гумуса из-за повышения активности почвенной микрофлоры, которая при недостатке свежего органического вещества и достаточном количестве азота удовлетворяет потребность в углероде преимущественно за счет разложения гумуса [17]. Положительный баланс органического вещества в почве дает только комплексное применение минеральных и органических удобрений либо органо-минеральных [18]. ПЕРСПЕКТИВНЫЕ СПОСОБЫ ПЕРЕРАБОТКИ ВТОРИЧНОГО… 7 Привлекательно использование в виде органических удобрений нативных или модифицированных древесных отходов, не востребованных другими областями переработки. Рациональность этого пути заключается в том, что лигнин при переработке в удобрение частично превращается в гуминовые кислоты, составляющие основу гумуса почвы [19], следовательно, внесение лигноцеллюлозных компонентов в почву позволит вернуть ей утраченные в севообороте запасы гумуса, не нарушив сложившейся агроэкосистемы. Основными положительными свойствами ГЛ и опилок, определяющими их ценность в качестве органического удобрения, является высокое содержание углерода и гумусообразующий потенциал, благоприятные физико-химические свойства, высокая сорбционная способность. По своим агрохимическим свойствам лигнин приближается к верховому торфу [20], но, в отличие от последнего, в нем содержатся остаточные сахара (10–12%) и ростовые вещества. Существует несколько вариантов применения ГЛ. Наиболее простым представляется внесение в почву немодифицированного ГЛ, что улучшает ее структуру и увеличивает поглотительную способность [21]. Внесение лигнина способствует уменьшению объемной массы тяжелосуглинистых каштановых почв, что немаловажно для улучшения физико-химических свойств слабогумусированных, нередко засоленных почв в орошаемом земледелии. Вследствие своей большой влагоемкости ГЛ используется для понижения уровня грунтовых вод пахотного слоя, что было показано в условиях Архангельской области [5]. Применение лигнина уменьшает коркообразование на почве, повышает среднесуточную сумму эффективных температур. За вегетационный период на севере эта прибавка составляет 15–20%, поэтому урожай сельскохозяйственных культур созревает на 6–8 дней раньше, чем без добавки ГЛ [22]. Применение лигнина и опилок способствует восстановлению техногенно-нарушенных земель, в частности, избавлению почв от тяжелых металлов [22] или от нефти и нефтепродуктов. Так, был предложен биопрепарат для очистки почвы, состоящий из торфа, древесных опилок, навоза крупного рогатого скота, лигнина и птичьего помета [23]. Высокую эффективность препарата обеспечивает наличие микроорганизмовдеструкторов Pseudomonas putida, Rhodococcus ruber, Trichoderma citriniviride, Metarrihizium anisopliae. При всех своих достоинствах ГЛ обладает рядом существенных недостатков. Низкий уровень рН (1,5– 3,0) приводит к подкислению почвы и грунтовых вод, что оказывает негативный эффект на наиболее чувствительные к подкислению почвы культуры. Так, внесение лигнина под кукурузу отрицательно влияло на ее рост, развитие и снижало урожайность на 10–15% по сравнению с контролем [24]. В отличие от лигнина опилки не обладают повышенной кислотностью, но при попадании в почву способны спонтанно раскисляться, что снижает их рН до 3,0–3,5. Для предотвращения этих негативных последствий проводят нейтрализацию лигноцеллюлозного сырья, обычно сочетающуюся с внесением минеральных добавок. В качестве раскислителя чаще всего используют минеральные щелочи, известь и фосфоритную муку. В результате взаимодействия растительных отходов и фосфоритной муки создаются благоприятные условия для активации почвенных микроорганизмов, вследствие чего значительная часть Р2О5 переходит в доступную для растений форму [25]. Предложено смешивать лигнин с фосфатами при одновременном измельчении с общим соотношением лигнин : фосфат, равном 1 : 2 [26]. Применение таких фосфорсодержащих органо-минеральных удобрений не только усиливает минеральное питание растений, но и способствует гумусообразованию, улучшению структуры почв, сохранению влаги, препятствует выносу компонентов, необходимых для нормального развития растений. Обогащение удобрения фосфором при одновременном снижении кислотности достигается введением в упаренную последрожжевую бражку фосфоритной муки с последующим добавлением ГЛ, опилок и суперфосфатного шлама [27]. Лигноцеллюлозное сырье обладает большой способностью к физическому и химическому поглощению минеральных веществ из-за наличия функциональных групп и большой поверхностной активности частиц. Установлено, что 1 т лигнина или опилок способна физически и химически связывать весь азот, содержащийся в 1,8 т куриного помета и 42 л водного аммиака [28]. Поэтому внесение немодифицированного растительного сырья приводит к иммобилизации почвенного азота. В таких условиях растения, неспособные восполнять недостаток азота за счет азотфиксации, находятся в угнетенном состоянии, у них наблюдаются все признаки азотного голодания [29]. Следовательно, немаловажным представляется введение минерального азота. Это достигается окислением лигнина азотной кислотой с последующей нейтрализацией углеаммонийными солями 8 Л.А. БЕЛОВЕЖЕЦ, И.В. ВОЛЧАТОВА, С.А. МЕДВЕДЕВА [30] или обработкой суспензии ГЛ или опилок раствором аммиака [31]. Кебич с соавторами предлагает использовать азотнокислый аммоний или мочевину для обогащения опилок или ГЛ азотом [32]. Для улучшения свойств удобрения и в качестве нейтрализующего реагента предлагается использовать отход производства искусственного волокна – цинковый шлам в количестве 0,8–8,0% от массы лигнина [33]. Взаимодействие цинкового шлама с ГЛ ослабляет подвижность ионов цинка и снижает их способность к вымыванию. Возможны также положительное влияние ионов цинка на развитие лигнинолитической микрофлоры и стимуляция активности оксидоредуктазных ферментов [34]. В то же время несложные расчеты показывают, что общее содержание цинка в таком удобрении в 78–360 раз превышает ПДК для почв [35]. Для пролонгирования действия удобрения и снижения вымывания из него компонентов минерального питания растений предлагается дополнительная обработка (перед смешиванием с минеральными удобрениями) солями карбоновых кислот до рН 4–6. При этом остаточную кислотность нейтрализуют Сасодержащими мелиорантами до рН 6,5–7,5 [36]. Питательную ценность удобрений на основе ГЛ или опилок повышают внесением не только минеральных, но и органических компонентов. Так, предлагается способ получения органического удобрения нейтрализацией ГЛ дефекатом (отходом свеклосахарного производства, содержащим до 73% углекислого кальция) [37]. Растительное сырье, обогащенное азотом из птичьего помета, обладает высокими удобрительными качествами и служит для одновременной утилизации отходов птицефабрик и гидролизной промышленности. Для производства удобрения допускается применение исходного жидкого помета, так как ГЛ или опилки в силу своей высокой влагоемкости способны поглотить избыточную влагу [38, 39]. Эти способы используются и для других отходов животноводства. Еще эффективнее обогащают почву органическими и минеральными веществами сложные смеси. Так, предложено многокомпонентное удобрение, содержащее торф, опилки, сухой птичий помет, ГЛ, материнский слой земли, водный раствор аммиака, минеральные добавки и стимулятор [40]. Удобрения на основе ГЛ применяют и в качестве субстрата для выращивания растений в закрытом грунте [41]. Для получения такого субстрата ГЛ смешивают с органическим мелиорантом, в качестве которого используют 2–4% водную суспензию продуктов гидролиза торфа аммиачной водой или водным раствором КОН до рН 8,5–10,5. Полученный субстрат обладает высокой влагоудерживающей способностью и ионообменной емкостью. Для выращивания растений в защищенном грунте можно использовать и опилки. Предложенная автором [42] композиция содержит следующие компоненты: сухой верховой торф, биогумус, доломитовую муку, сульфированный лигнин, древесные опилки и минеральные питательные добавки. В качестве минеральных добавок содержатся кристаллин и соединения микроэлементов: хлориды и/или сульфаты цинка, меди, марганца, кобальта, молибдена и борная кислота. Большинство из описанных удобрений успешно прошло сельскохозяйственные испытания. Однако наряду с данными о положительном влиянии лигноцеллюлозных отходов на урожайность и качество возделываемых культур в литературе встречаются сведения об их негативном влиянии. Например, внесение ГЛ в легкосуглинистые почвы (Узбекистан) в дозе 60 т/га на фоне N350P250K150 показало за 5 лет наблюдений снижение урожая хлопка-сырца с 0,8 до 0,04 т/га [43]. Имеются сведения об ухудшении структуры и механического состава почвы из-за цементирующей способности ГЛ [44]. Выявлено подавление прорастания семян кукурузы и гороха, угнетение роста и ухудшение качества зерна пшеницы после внесения ГЛ в почву [45]. Отмечен выраженный фитотоксический эффект (снижение всхожести семян, задержка появления всходов, уменьшение длины и массы подземной и надземной частей проростков) по отношению к овсу и гороху в присутствии в почве ГЛ [46]. Применение опилок в качестве удобрения также имеет свои положительные и отрицательные стороны. С одной стороны, опилки дают хороший мульчирующий эффект. С другой стороны, при этом требуется дополнительное внесение высоких доз минерального азота, что провоцирует чрезмерное размножение почвенных микроорганизмов, в целом дополнительно снижающее содержание гумуса в почве [47]. Отрицательное влияние лигноцеллюлозных отходов может быть вызвано наличием или быстрым высвобождением в процессе почвенной микробной деградации биологически активных веществ. Прежде всего к ним нужно отнести низкомолекулярные фенольные соединения. Так, малые количества коричной, кумаровой, салициловой и бензойной кислот, являющиеся продуктами распада лигнина, ингибируют рост расте- ПЕРСПЕКТИВНЫЕ СПОСОБЫ ПЕРЕРАБОТКИ ВТОРИЧНОГО… 9 ний, а многие фенолкарбоновые кислоты токсично влияют на прорастание семян [48]. Влияние фенолов проявляется через ауксиновую систему: они способны регулировать синтез ауксинов из триптофана, служить протекторами или кофакторами оксидазы β-3-индолилуксусной кислоты [49]. Очевидно, что для получения полноценного удобрения на основе лигноцеллюлозных отходов простого смешивания их с минеральными или органическими добавками недостаточно. Наилучший вариант получения удобрения на основе ГЛ или опилок – компостирование. 2.2. Компостирование лигноцеллюлозных отходов Компостированию можно подвергать практически все лигноцеллюлозные отходы: ГЛ, опилки, щепу, кору и т.д. Существует множество вариантов получения удобрений из таких лигноцеллюлозных остатков. Для повышения уровня азота возможно смешивание их с птичьим пометом, использование которого в естественном виде затруднено из-за жидкой консистенции (влажность 63–72%) [20]. Создание лигнопометного компоста экономически целесообразно в регионах, имеющих достаточное количество отходов. Так, в Институте биологии Коми НЦ УрО РАН разработана технология производства компоста, содержащего лигнин и помет в соотношении 1 : 1 [50]. Компостирование проводилось в течение 8 месяцев в буртах. Полевые опыты показали, что компост – ценный источник питательных веществ пролонгированного действия, увеличивая урожайность многолетних трав на 15–83% в зависимости от дозы вносимого удобрения. Аналогичные исследования проводились и в Архангельской области. По содержанию азота полученные лигнинопометные компосты превосходили навоз крупного рогатого скота в 1,8 раза, фосфора – в 3 раза. Их применение увеличило урожайность картофеля с 66 до 106 ц/га, белокочанной капусты с – 190 до 330 ц/га [51]. На естественных кормовых угодьях лигнинопометные компосты резко улучшали ботанический состав травостоя. Содержание в нем тимофеевки луговой повышалось с 17 до 41%, райграса – с 16 до 37%, исчезли лютик едкий, хвощ, щавель и другие малоценные травы [52]. Исследование удобрительного потенциала компоста, состоящего из птичьего помета, опилок, коры и грубой некормовой соломы пшеницы, проведенное в Бурятии [53], показало высокие результаты при внесении 40 т/га под зеленую массу овса и картофель на бедных гумусом каштановых почвах. При применении сложных компостов, содержащих кору деревьев, навоз, лигнин и помет в соотношении 4 : 4 : 1 : 1, отмечались снижение плотности почвы и улучшение ее водно-физических свойств [51]. Это действие наблюдалось как при избыточном выпадении осадков, так и в засушливые годы, что прежде всего связано с увеличением влагоемкости почвы. Улучшение агрохимических показателей почвы способствовало повышению урожайности сельскохозяйственных культур, например, рапса на 45%. Отмечались хорошие результаты последействия данного компоста – прибавка сена многолетних трав составила 67%. При приготовлении удобрения возможна замена помета на навоз крупного рогатого скота. Так, Г.С. Король с соавторами [54] разработали компост, состоящий из ГЛ, предварительно нейтрализованного доломитовой пылью или мелом, гидролизного шлама и навоза. Введение в компостируемую смесь гидролизного шлама способствовало образованию пористых комкообразных агрегатов, что приводило к уменьшению содержания в удобрении частиц менее 1 мм, кольматирующих его поры и капилляры. Замена птичьего помета на хитин, хотя и удлиняет время компостирования, при внесении в почву значительно улучшает ее фитосанитарное состояние, способствуя пролиферации грамположительных бактерий, являющихся антагонистами фитопатогенных оомицетов [55]. В качестве нейтрализующего агента для расщелачивания лигноцеллюлозных отходов применяется торфяная зола или зола бурых углей. Исследования, проведенные в Лимнологическом институте СО РАН [56], показали, что внесение компоста, содержащего лигнин, золу бурых углей и навоз, снижает гидролитическую и обменную кислотность, повышает рН почвы на 1,5–2,0 единицы, увеличивает урожайность зеленой массы и клубней топинамбура. При этом отмечается рост подвижных соединений калия, азота и фосфора в почве. Предложена модификация компоста, содержащая ГЛ, последрожжевой остаток и золу ТЭЦ в соотношении 12 : 6 : 1 соответственно [57]. Полевые опыты, проведенные на горохоовсяной смеси, выявили прибавку урожайности зеленой массы на 22%; в продукции увеличивалось содержание белка и витаминов. Однако введение в компостируемую смесь золы ТЭЦ, содержащей большое количество тяжелых металлов, 10 Л.А. БЕЛОВЕЖЕЦ, И.В. ВОЛЧАТОВА, С.А. МЕДВЕДЕВА негативно сказалось на качестве продукции. Так, содержание свинца в растениях, выращенных на удобренных данным компостом почвах, в 3–10 раз превысило ПДК. В течение 15 лет в Белоруссии проводились испытания органо-минеральных удобрений на основе ГЛ и фосфоритной муки [27]. Технология их получения предусматривает компостирование компонентов в различных соотношениях (от 8 : 1 до 15 : 1) в течение 2–3 месяцев. При необходимости полученную смесь обогащают хлористым калием и аммиаком. Применение таких фосфорсодержащих органо-минеральных удобрений не только усиливает минеральное питание растений, но и способствует гумусообразованию, улучшению структуры почв, сохранению влаги, препятствует выносу компонентов, необходимых для нормального развития растений. В природных условиях функция вовлечения древесных остатков в круговорот углерода принадлежит в первую очередь грибам [23], в образовании гуминовых кислот решающую роль играют актиномицеты [58]. Следовательно, целлюлозо- и лигнинразлагающие представители этих групп микроорганизмов могут интенсифицировать процесс компостирования. Так, введение в смесь, содержащую ГЛ, опилки и птичий помет, инокулята культуры микромицета Paecilomyces variotii [59] ускоряет компостирование, но требует большого внимания к аэрации (перемешивание необходимо проводить ежесуточно). Применение монокультуры даже самого высокоактивного микроорганизма не обеспечит полноценной переработки отходов древесины, так как в природе этот процесс многостадийный, и ассоциации микроорганизмов всегда будут более эффективными [18]. Ученые из КНР предлагают использовать для переработки отходов деревообрабатывающей промышленности и обогащения готового продукта азотом свободноживущий азотфиксатор Azotobacter sp. MIG и целлюлозолитический микроорганизм Trichoderma viride CCTCC AF 95252 [60]. Отмечается синергизм указанных микроорганизмов, улучшается качество компоста, возрастает содержание азота. Использование для компостирования растительных отходов биостимулятора в виде суспензии термофильных целлюлозоразрушающих бактерий и агрономически ценных бактерий (азотфиксирующих, фосфатразлагающих и продуцирующих ростовые вещества) Klebsiella sp., Bacillus sp., Pseudomonas putida сокращает срок созревания компоста до 7–10 дней и дает положительный эффект за счет фиксации молекулярного азота атмосферы, продуцирования физиологически активных соединений [61]. В качестве суспензии микроорганизмов используют и активный ил, являющийся отходом биологической стадии очистки сточных вод сульфатно-целлюлозного производства [62]. Повышение эффективности такого удобрения достигается путем увеличения деструкции лигнина с образованием гуминовых, фульвокислот и гуматов, которые, попадая в почву, постепенно разрушаются, обеспечивая пролонгированное действие удобрения. Отмечено также увеличение устойчивости растений, выращенных на компосте, к заболеванию снежным шютте. А добавление выделенных из почвы, торфа и навоза целлюлозоразлагающих микроорганизмов при твердофазной ферментации способствовало активизации разложения отходов, стабилизации микробиологического состава готового компоста [63]. Скорость компостирования можно увеличить добавлением в компостируемую массу хорошо перепревшего навоза или хорошо созревшего старого компоста в количестве 10–20% от исходного материала. В перепревшем навозе и компосте обитает естественным образом сложившаяся микробная ассоциация из целого комплекса микроорганизмов, принимавших участие в ферментации органических остатков и образовании гумусовых соединений из продуктов разложения [64]. Однако наибольшей эффективностью обладает так называемая «компостная закваска», изготавливаемая из специально подобранных лигно- и целлюлолитических микроорганизмов [24], что инициирует начало компостирования лигноцеллюлозных субстратов и способствует протеканию биохимических реакций в нужном направлении. Отбор микроорганизмов необходимо проводить с учетом преобладания различных видов на разных стадиях разложения органических остатков, начиная от первых фаз разложения свежего материала и заканчивая созревшим компостом. В работе Тен Хак Муна [65] предложен такой вариант закваски: грибы – Aspergillus niger, Aspergillus oryzae, Glyocladium sp., Trichoderma sp.; актиномицеты – Streptomyces griseus, S. globisporius, S. viridosporus и бациллярные формы бактерий – Bacillus cereus и B. subtilis. Большинство из этих штаммов характеризуется термотолерантностью с проявлением высокой гидролитической активности при высокой температуре. Применение этой закваски значительно ускорило распад основных компонентов компостируемой массы, в том числе трудноразлагаемых. ПЕРСПЕКТИВНЫЕ СПОСОБЫ ПЕРЕРАБОТКИ ВТОРИЧНОГО… 11 3. Ускоренное компостирование лигноцеллюлозных отходов 70 8 60 7 6 50 5 40 4 30 3 20 2 10 1 0 0 0 2 4 6 Время, нед 8 10 12 Lg(численности)/г Рис.1. Динамика количества термофилов и аэробных целлюлозолитиков в процессе компостирования гидролизного лигнина Температура, С В Институте химии СО РАН были разработаны методы ускоренного компостирования ГЛ и опилок [66]. Превращение их в удобрение осуществляется за счет активного действия ассоциации специально подобранных грибов, актиномицетов и дрожжеподобных грибов в присутствии минеральных добавок [67]. Микробная закваска выступает как основной источник продуцентов окислительных и гидролитических ферментов, интенсифицирующих процесс [35]. В качестве минеральных компонентов для питания микроорганизмов и повышения удобряющего действия используются ингредиенты, применяемые в технологии гидролизноспиртового производства. Одно из основных требований проведения компостирования – своевременное перемешивание бурта, способствующее снабжению кислородом глубинных слоев созревающего компоста. Рекомендуемые сроки перемешивания основаны на исследовании динамики температуры в центральной части бурта. На основании этого же критерия можно говорить и об окончании компостирования (температура компостируемой массы не повышается выше температуры окружающего воздуха даже после перемешивания) [68]. Применение микробной закваски значительно интенсифицирует развитие микробиоты компоста и ее биоразнообразие (количество микроорганизмов, учитываемых на МПА, на начальных стадиях компостирования превышает несколько миллиардов, а через 6 недель компостирования в созревающем компосте определяются все физиологические группы микроорганизмов). Максимумы количества аэробных целлюлозолитиков и термофилов коррелируют с максимумами температуры (рис. 1). Общее количество микроорганизмов стабилизируется к трем месяцам компостирования, оставаясь, однако, на достаточно высоком уровне. Параллельно с созданием закваски мы разработали методы определения готовности компоста. Исследование активности ферментов выявило высокую активность оксидоредуктаз уже на второй неделе ферментации. В течение всего срока компостирования уровень оксидазной активности коррелирует с изменением температурного режима компостирования. По мере созревания компоста активность ферментов этого класса снижается почти до нуля. Выявлена корреляция между активностью оксидоредуктаз и фитотоксичностью созревающего компоста, максимум которой совпадал с первыми максимумами активности пероксидазы и полифенолоксидазы через две недели компостирования (рис. 2). Отсутствие фитотоксичности отмечено к 13 недели компостирования. Таким образом, о степени готовности удобрения, кроме отсутствия фитотоксичности, свидетельствует снижение активности оксидоредуктаз (наиболее целесообразно определение активности полифенолоксидаз) и стабилизация активности инвертазы. В процессе микробиологической обработки в компосте увеличивается количество фосфора и калия в усваиваемой растениями форме (табл.). Компостирование приводит к разрушению низкомолекулярных, в частности, токсичных для растений свободных фенольных соединений ГЛ [69], а также макрокомпонентов лигноцеллюлоз – полисахаридов и самого лигнина [70]; при этом за счет вторичных процессов происходит образование гуминоподобных веществ, содержание которых со временем микробиологического воздействия увеличивается [71]. Температура Аэр. целл. Термофилы Л.А. БЕЛОВЕЖЕЦ, И.В. ВОЛЧАТОВА, С.А. МЕДВЕДЕВА 12 гл гл +м и по н 2 ч не ва д к 4 не ом д п к 6 8 не омп не д 10 д к ком не ом п 12 д к пос не ом т 13 д к по с не ом т д по ко ст мп 4 о ст не д 6 ГЛ не 8 д ГЛ не 10 д Г не Л 12 д Г не Л 13 д Г не Л д ГЛ 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 ко нт ро ль Процент проросших семян Процесс компостирования происходит в течение одного летнего сезона (три-четыре месяца в зависимости от субстрата), не требует применения дорогостоящего оборудования, может быть модифицирован и легко привязан к месту действия. Нами была исследована возможность применения компоста в качестве грунта для теплиц и наполнителя торфяных горшочков для рассады [72]. Такой грунт, обладая стимулирующими свойствами, свободен от семян сорных растений, нематод и патогенных микроорганизмов. Мы использовали смеси компост – опилки в соотношении 1 : 1, 1 : 2, 2 : 1. Ускорение прорастания семян наблюдалось во всех вариантах, растения хорошо себя чувствовали, быстро набирали листовую массу, образовывали хорошо развитую компактную корневую систему (рис. 3). Лучший результат был получен на смеси 2 : 1. При использовании чистого компоста у растений наблюдалось снижение тургора надземной части растений, подсыхание кромок листьев и их обесцвечивание. Прирост биомассы такой рассады по отношению к контролю был существенно ниже. Их состояние облегчал обильный полив, но отставание в росте все равно было значительное. По-видимому, это связано с избытком минеральных компонентов, в частности азота. По всем агрохимическим показателям полученный компост соответствует нормам, предъявляемым к органическим удобрениям на основе древесных отходов [40], содержание тяжелых металлов варьирует в пределах ПДК для почв. Полевыми опытами показано, что полученный компост достоверно (на 67–130%) увеличивает урожайность сельскохозяйственных культур (пшеницы, ячменя и кукурузы) [73]. Рост урожайности пшеницы в вариантах с внесением компостов в большой степени обусловлен повышением массы отдельного зерна. Визуальные наблюдения посевов кукурузы в период вегетации выявили заметные различия в вариантах опыта. Растения, выращенные на компосте, отличались более темной окраской, значительно большей высотой и листовой массой (рис. 4). Анализ данных по урожайности зеленой массы кукурузы показал, что внесение компоста в дозе 60 и 30 т/га дает прибавку 215 и 135% соответственно. Содержание питательных веществ (N, Р, К) в продукции для этих вариантов также значительно выше. Выращивание пшеницы и кукурузы с компостом сказалось на сроках их созревания. У кукурузы наблюдалось более раннее выметывание метелок, а количество зеленых колосьев пшеницы на момент уборки урожая составляло 1,4–2,8%, в то время как в контроле – 9%. В условиях Сибири подобное ускорение созревания культуры является весьма благоприятным. 1 сут. 2 сут. 3 сут Рис. 2. Корреляция между фитотоксичностью созревающего компоста и активностью оксидоредуктаз (––– – пероксидаза; ----- – полифенолоксидаза) Изменение химических показателей созревающего компоста Вещество Гидролизный лигнин Опилки Компост на основе ГЛ (3 мес.) Компост на основе опилок (4 мес.) Влажность, % 70–75 15–25 50–60 Зола, % 12,6 – 21,1 рНводн. 2,5 5,6 6,4 Валовое содержание, % N P2O5 K2O 3,03 0,43 0,21 0,18 – не опр. 6,65 4,45 2,47 55–65 20,7 6,2 1,62 0,22 не опр. Подвижные формы, мг/100 г N-NH4 P2O5 N-NО3 K2O 20 40 0,9 20 – 18 – 12 2000 3750 293 1320 500 1200 140 1000 ПЕРСПЕКТИВНЫЕ СПОСОБЫ ПЕРЕРАБОТКИ ВТОРИЧНОГО… Рис. 3. Внешний вид рассады, выращенной на компосте: 1 – смесь почва– опилки (2 : 1); 2 – компост–опилки (2 : 1) 13 Рис. 4. Влияние компоста на рост кукурузы Компост, приготовленный данным способом, кроме высокой удобрительной способности, обладает комплексом благоприятных для растений физико-химических свойств (влагоемкость, порозность, оптимум рН, отсутствие токсичных химических агентов и т.д.), в результате чего улучшается структуру почв, увеличивается их поглотительную способность. Заключение За последние десятилетия в нашей стране и за рубежом было опубликовано множество научных трудов, касающихся проблемы утилизации древесных отходов деревообрабатывающей и лесохимической промышленности. Обобщение литературного материала показало, что до сих пор не существует универсального способа решения этой проблемы. Среди предложенных вариантов наиболее экологически оправданы методы, позволяющие использовать древесные отходы, в той или иной мере модифицированные, в виде удобрения. Анализ проведенных в этом направлении работ выявил, что нет достаточно универсального метода, позволяющего быстро переработать большое количество имеющихся отходов. Существующие методики либо обладают определенными недостатками, либо их невозможно воспроизвести в других условиях. Например, длительный срок компостирования не подходит для сибирских регионов, так как отрицательные температуры окружающего воздуха замедляют процесс компостирования. Методики, применяемые для оценки зрелости компостов, специфичны, и поэтому не дают четких результатов при перенесении их с субстрата на субстрат. В литературе не обсуждаются вопросы управления процессом компостирования, вклада участвующих в работе микроорганизмов и вклада компонентов готового компоста в общий эффект удобрения. Все эти задачи требуют своего решения для понимания происходящих при компостировании процессов и целенаправленного получения конечного продукта с прогнозируемыми свойствами. Разработанные нами способы ускоренного компостирования лигноцеллюлозных отходов дают возможность создания ценного продукта – компоста, эффективность которого показана в полевых опытах на различных сельскохозяйственных культурах. Компостирование вторичного лигноцеллюлозного сырья позволит решить проблему утилизации крупнотоннажных отходов и восполнить недостаток органических удобрений в сельском хозяйстве, вернув в почвы, занятые под сельскохозяйственные культуры, значительное количество органического углерода. Список литературы 1. 2. Степень Р.А., Репях С.М. Альтернативные пути рациональной переработки древесных отходов // Инвестиционный потенциал лесопромышленного комплекса Красноярского края: мат. науч.-практ. конф. Красноярск, 2001. С. 14–19. О состоянии окружающей природной среды Иркутской области в 1996 году: Гос. докл. Иркутск, 1997. 230 с. Л.А. БЕЛОВЕЖЕЦ, И.В. ВОЛЧАТОВА, С.А. МЕДВЕДЕВА 14 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18. 19. 20. 21. 22. 23. 24. 25. 26. 27. 28. 29. 30. 31. 32. 33. 34. 35. Сергеева В.Н. Возможности использования отходов химической переработки древесины – лигносульфонатов и гидролизного лигнина // Перспективы использования древесины в качестве органического сырья. Рига, 1982. С. 105–125. Kadota J., Hasegawa K., Funaoka M. Modified lignophenols to polyuretans glues // Nippon setchaku gakkaishi J. Adhes. Soc. Jap. 2004. V. 40. N9. Pp. 380–384. Мальцев В.В., Запруднов В.И., Разумовский А.В. Новые теплоизоляционные материалы в малом деревянном домостроении // Сб. науч. тр. МГУЛ. М., 1999. Вып. 299. С. 5–10. Завадский В.Ф., Фомичева Г.Н., Мурзова О.В. Органо-минеральные композиции в составе ячеистых бетонов // Проблемы и пути создания композиционных материалов и технологий из вторичных минеральных ресурсов. Новокузнецк, 2003. С. 47–49. Гельфанд Е.Д. Технология гидролизных производств. Л., 1986. 230 с. Эпштейн Я.В., Ахмина Е.И., Раскин М.Н. Рациональные направления использования гидролизного лигнина // Химия древесины. 1977. №5. C. 24–44. Медведева Е.Н., Иванова Н.В., Горохова В.Г., Бабкин В.А. Активированные лигнины – заменители фенола при синтезе фенолформальдегидных смол // Химия в интересах устойчивого развития. 1998. №6. C. 355–359. Малькина А.Г., Соколянская Л.В., Цыханский В.Д., Татаринова А.А., Гусаров А.В., Хаматаев В.А., Фомина Е.Ю. Новые высокоэффективные сорбенты на основе лигнина // Химия в интересах устойчивого развития. 1996. №4. С. 307–311. Ajmal M., Hussain Khan A., Ahmad S., Ahmad A. Role of sawdust in the removal of copper (II) from industrial wastes // Water Research. 1998. V. 32. №10. Р. 3085–3091. Патент №2234931 (РФ)/ Композиционный энтеросорбент и способ его приготовления / В.И. Решетников. Опубл. 27.08.04. Патент №6863971. Strong durable low cost composite materials made from treated cellulose and plastic / I. Halahmi, M. Gross, L. Iacobs, G. Kadosh. Опубл. 08.03.05. Чудаков М.И. Промышленное использование лигнина. М., 1983. 213 c. Аналитическая записка Cчетной палаты РФ. 2002. №2 (50). Федеральная программа Мин-ва сельского хозяйства РФ. 2007. Гузев В.С., Иванов П.И. Функциональная структура зимогенной части микробной системы // Изв. РАН СССР. Cер. биол. 1986. №5. С. 739–746. Фокин Д.В., Дмитраков А.М., Соколов О.А. Участие микроорганизмов в трансформации гумуса почв // Агрохимия. 1999. №9. С. 79–90. Александрова Л.Н. Органическое вещество почвы и процессы его трансформации. Л., 1980. 287 с. Азаркин Н.М. Лигнин как источник органических удобрений // Химия в сельском хозяйстве. 1987. №9. С. 76–77. Годунова Е.И., Шевякина А.В. Способы использования лигнина для повышения плодородия солонцовых почв // Тез. докл. 2 съезда общества почвоведов. СПб., 21–30 июня. 1996. С. 269–270. Арчегова И.Б., Маркарова М.Ю., Громова О.В. Переработка гидролизного лигнина и получение на его основе материала для рекультивации техногенно-нарушенных территорий Крайнего Севера // Химия в интересах устойчивого развития. 1998. Т. 6. №4. С. 303–309 Патент №2054404 (РФ). Органо-минеральное удобрение / М.И. Лясковский, К.Н. Овчинникова, Л.З. Назирова. Опубл. 20.02.1996. Харитонова Г.В., Завальнюк Н.М., Имранова Е.Л. Применение лигнина для повышения продуктивности луговых текстурно-дифференцированных почв Приамурья // Агрохимия. 1997. №6. С. 43–49. Егоров П.А. Фосфорсодержащие органо-минеральные удобрения // Химизация сельского хозяйства. 1990. №11. С. 6–9. А.с. 1627538 СССР. Способ получения органо-минерального удобрения / С.П. Гисматуллина, М.Ю. Гилязов, Т.Х. Ишкаев, Г.С. Лучкин, Х.Г. Мухамадияров, А.С. Михеева. 1991. А.с. 1101439 СССР. Способ получения органо-минерального удобрения / Н.К. Крупский, Е.А. Головачев, А.А. Бацула. 1984. Применение органических удобрений в земледелии Хакасии (рекомендации) / УПП «Хакасия». Абакан, 1988. 50 c. Комаров А.А. Влияние различных способов нейтрализации гидролизного лигнина на продуктивность злаковых и бобовых растений // Гумус и азот в земледелии Нечерноземной зоны РСФСР. Л., 1987. С. 71–75. А.с. 1261936 СССР. Способ получения органо-минерального удобрения на основе лигнина / В.Н. Сюткин, В.А. Лодыгин, В.Д. Давыдов, В.Г. Сюткина. 1986. А.с. 1525166 СССР. Способ получения росторегулирующего вещества на основе гидролизного лигнина / В.А. Богатов, Н.Н. Поликарпова, Т.С. Медведев. 1989. Кебич М.С., Зильберглейт М.А., Горбатенко И.В., Гурьян Б.А. Гумификация древесных отходов в процессе их биодеструкции // Агрохимия. 1997. №3. С. 17–21. А.с. 1182018 СССР. Способ получения органо-минерального удобрения / В.С. Комаров, В.Е. Карпинчик / 1985. Vikas Singhal, Rathore V.S. Effect of Zn2+ and Cu2+ on growth, lignin degradation and ligninolytic enzymes in Phanerochaete chrysosporium // W. j. of Microbiol and biotechnol. 2001. V. 7. P. 235–240. Волчатова И.В., Медведева С.А. Применение углеродсодержащих твердых отходов в качестве нетрадиционных удобрений // Химия в интересах устойчивого развития. 2001. №9. С. 533–540. ПЕРСПЕКТИВНЫЕ СПОСОБЫ ПЕРЕРАБОТКИ ВТОРИЧНОГО… 15 36. А.с. 1465438 СССР. Способ получения органо-минерального удобрения / П.И. Омецинский, А.М. Абрамец, А.М. Лыч, Г.Ф. Кострома. 1989. 37. А.с. 1511253 СССР. Способ получения органо-минерального удобрения / Н.П. Крутько, Г.С. Король, М.В. Рак, М.Л. Шакун, И.А. Юшкевич, Ф.Ф. Можейко, А.Д. Майснер. 1989. 38. Патент №2086522 (РФ). Способ получения органо-минерального удобрения / Г.В. Мигутин, В.А. Алкарев, Н.В. Минобудинова, Л.Н. Сыркин. 1992. 39. А.с. 1348325 СССР. Способ обезвоживания птичьего помета / В.Я. Якушкин, О.Ф. Закрытной, В.И. Ревнивцев, Т.А. Смирнова, Ю.В. Трусов. 1987. 40. Патент №2174971 (РФ). Комплексное органо-минеральное удобрение и способ его получения / А.И. Коберник, М.Н. Чертов, В.Н. Шалобало, Л.И. Осадчая, В.А. Таранушич. 2001. 41. А.с. 1411323 CCCH. Способ получения субстрата для выращивания растений / П.И. Омецинский, А.М. Абрамец, Г.Ф. Кострома, А.И. Сорокин / 1988. 42. Патент 2029461 (РФ). Композиция для выращивания растений / В.И. Панасин. 1992. 43. Трушкин А.В. Лигнин в хлопководстве. Ташкент, 1986. 79 с. 44. Тен Хак Мун, Харитонова Г.В., Имранова Е.Л. Биопотенциальная способность лигнина в тяжелых дифференцированных почвах долины реки Амур // Геология и экология бассейна р. Амур: тез. докл. конф. 1989. С. 80. 45. Островская Р.М., Новикова Л.Н., Серышев В.А. и др. Лигнин и продукты его модификации как мутагенные и биостимулирующие соединения // Современные проблемы экологии, природопользования и ресурсосбережения Прибайкалья: Мат. юбилейной конф. Иркутск, 1998. С. 67–69. 46. Якименко О.С. // Современные проблемы почвоведения и экологии: тез. докл. школы-семинара молодых ученых фак-та почвоведения МГУ. М., 1993. С. 102. 47. Ильин Н.И. // Урожайные сотки. 1998. №1. С. 35–37. 48. Орлов Д.С., Амосова Я.М., Якименко О.С. Агроэкологические аспекты использования нетрадиционных органических удобрений на основе гидролизного лигнина // Почвоведение. 1993. №2. С. 36–44. 49. Рост растений и природные регуляторы / под ред. В.И. Кефели. М., 1977. 290 с. 50. Чеботарев Н.Т., Хмелинин И.Н., Швецова В.М. Использование лигнопометного компоста для удобрения дерново-подзолистой почвы при выращивании многолетних трав // Агрохимия. 2001. №5. С. 33–37. 51. Кононов О.Д., Лагутина Т.Б. Удобрения из отходов лесопредприятий // Химия в сельском хозяйстве. 1996. №6. С. 14–16. 52. Страхов В.Л. Лигнин и урожай // Гидролизная и лесохимическая промышленность. 1986. №4. С. 2–4. 53. Чимитдоржиева Г.Д., Егорова Р.А. Экологические аспекты использования органических удобрений // Агрохимия. 2000. №4. С. 72–74. 54. Патент 1638139 (РФ). Способ получения органического удобрения / Г.С. Король, М.Л. Шакун, М.В. Рак, О.М. Горностай, И.А. Юшкевич, Ф.Ф. Можейко. 1991. 55. Labrie C., Leclers P., Beaulieu C. Effect of waste-based composts produced by two-phase composting on two oomycete plant pathogens // Plant and soil. 2001. V. 235. P. 27–34. 56. Патент №2086521 (РФ). Способ получения органо-минерального удобрения / А.Н. Сутурин, С.М. Бойко, В.А. Бычинский, Н.К. Кочнев, Куликова Н.Н., А.В. Кулагин. 1997. 57. Сутурин А.Н., Куликова Н.Н., Парадина Л.Ф., Верхозина А.И., Антоненко А.М. Отходы гидролизных предприятий – резерв воспроизводства ресурсов плодородия // Экотехнологии и ресурсосбережение. 1996. №5–6. С. 92–96. 58. Лясковский М.И. Влияние сложного органо-минерального удобрения на основе гидролизного лигнина на рост и продуктивность овощных культур // Агрохимия. 2003. №4. С. 29–38. 59. Патент №2094414 (РФ). Способ получения органического удобрения / И.Б. Арчегова, М.Ю. Маркарова, О.В. Громова. 1997. 60. Shi Chunzhi, Pu Jitao, Zheng Zongrun, Li Rui. Action nitrogen-fixed microorganisms on the contents of nitrogen in сompost // Chin. J. Appl. and Environ. Biol. 2002. V. 8. N4. Pp. 419–421. 61. Патент № 2057103 (РФ). Биокомпост / О.Д. Сидоренко. 1996. 62. А.с. №1165674 CCCР. Способ получения органо-минерального удобрения / Л.Г. Пилюгина, Г.М. Кураева. 1985. 63. Прутенская Е.А., Сульман Э.М. Получение удобрения на основе биологически активной добавки // От фундаментальной науки к новым технологиям: химия и биотехнология БАВ, пищевых продуктов и добавок. Экологически безопасные технологии: тез. конф. молодых ученых. М.; Тверь, 2001. С. 156. 64. Тен Хак Мун. Ферментация органических остатков с целью получения удобрений. Хабаровск, 1988. 47 с. 65. Тен Хак Мун, Чень Вань Фен, Имранова Е.Л., Кириенко О.А., Ганин Г.Н. Влияние компостной закваски на ускорение компостирования органических веществ // Агрохимия. 2004. №2. С. 63–66. 66. Патент №2192403 (РФ). Способ получения органо-минерального удобрения / И.В. Волчатова, С.А. Медведева, Э.И. Коломиец, А.Г. Лобанок // БИ. 2002. №31. 67. Волчатова И.В., Беловежец Л.А., Медведева С.А. Микробиологическое и биохимическое исследование лигнокомпоста в процессе созревания // Микробиология. 2002. Т. 71. №4. С. 545–549. 68. Беловежец Л.А. Микробиологические и экологические аспекты переработки вторичного лигноцеллюлозного сырья: дис. … канд. биол. наук. Иркутск, 2007. 149 c. 69. Волчатова И.В. Физиолого-биохимические механизмы микробиологической деструкции лигнина: дис. … канд. биол. наук. Иркутск, 1994. 227 c. 16 Л.А. БЕЛОВЕЖЕЦ, И.В. ВОЛЧАТОВА, С.А. МЕДВЕДЕВА 70. Медведева С.А. Превращение ароматической компоненты древесины в биохимических процессах делигнификации: дис. … докт. хим. наук. Иркутск, 1995. 470 c. 71. Волчатова И.В., Медведева С.А., Коржова Л.Ф., Рудых Н.В. Изменение состава гидролизного лигнина в процессе компостирования // Прикл. биохимия и микробиология. 2000. Т. 36. №3. С. 293–298. 72. Беловежец Л.А., Волчатова И.В., Медведева С.А. Эффективность лигнокомпоста в зависимости от его агрохимических и биологических показателей при выращивании зерновых культур // Агрохимия. 2005. №1. С. 38–43. 73. Волчатова И.В., Медведева С.А., Бутырин М.В., Беловежец Л.А. Продуктивность агроценозов при использовании продуктов биоконверсии гидролизного лигнина // Агрохимия. 2005. №5. С. 55–58. Поступило в редакцию 28 июня 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 17–22. Биополимеры растений УДК 547.474:543.8 СОСТАВ НИЗКОМОЛЕКУЛЯРНЫХ ПРОДУКТОВ ОКИСЛИТЕЛЬНОЙ ДЕЛИГНИФИКАЦИИ ДРЕВЕСИНЫ ЛИСТВЕННИЦЫ В УКСУСНОКИСЛОЙ СРЕДЕ © Б.Н. Кузнецов1,2*, С.А. Кузнецова1, В.Г. Данилов1, О.В. Яценкова1, Г.С. Калачёва3 Институт химии и химической технологии СО РАН, Академгородок, Красноярск, 660036 (Россия) e-mail: [email protected] 2 Сибирский федеральный университет, пр. Свободный, 79, Красноярск, 660041 (Россия) 3 Институт биофизики СО РАН, Академгородок, Красноярск, 660036 (Россия) 1 Изучен состав низкомолекулярных продуктов, образующихся в процессе делигнификации древесины лиственницы пероксидом водорода в среде уксусной кислоты в присутствии сернокислотного катализатора. Предложена схема утилизации отработанного щелока уксуснокислотной делигнификации древесины лиственницы, включающая осаждение лигнина и регенерацию уксусной кислоты. Низкомолекулярный уксуснокислотный лигнин и кубовый остаток процесса регенерации щелока могут использоваться для получения востребованных фенольных веществ и компонентов моторных топлив. Ключевые слова: древесина лиственницы, уксуснокислотная делигнификация, низкомолекулярные продукты, состав, утилизация. Введение В процессе делигнификации древесины в реакционный раствор переходят фрагменты распада лигнина и легкогидролизуемых углеводов. Растворенные компоненты щелоков делигнификации содержат ценные химические продукты. Однако их выделение осложняется наличием минеральных веществ. В традиционном сульфатном процессе получения целлюлозы переработка щелоков сводится к регенерации минеральной составляющей, а органическая часть сжигается [1]. При делигнификации древесины смесью уксусной кислоты и пероксида водорода в присутствии сернокислотного катализатора [2] минеральная составляющая отсутствует, что облегчает выделение из них органических веществ. В ранее выполненном исследовании был изучен состав отработанных щелоков окислительной делигнификации древесины березы в среде «уксусная кислота – пероксид водорода – вода – H2SO4» [3]. Установлено, что отработанный щелок содержит 9,5% мас. низкомолекулярного лигнина, регенерированный щелок – преимущественно уксусную кислоту, а кубовый остаток после регенерации щелока – фурфурол, метиллевулинат, левулиновую кислоту и другие ценные химические соединения. Состав образующихся продуктов определяется условиями проведения процесса делигнификации (температура, концентрация Н2О2 и уксусной кислоты, природа катализатора и другие факторы). Cущественное влияние на состав низкомолекулярных продуктов процесса окислительной делигнификации будет оказывать и природа исходной древесины. В частности, древесина одного из наиболее распространенных видов сибирских деревьев – лиственницы – отличается высоким содержанием арабиногалактана [4], в то время как в древесине березы содержится много гемицеллюлоз [5]. Кроме того, лигнин древесины лиственницы представлен преимущественно фенилпропановыми единицами (ФПЕ) гваяцильного типа, а в лигнине березы преобладают сирингильные ФПЕ. * Автор, с которым следует вести переписку. 18 Б.Н. КУЗНЕЦОВ, С.А. КУЗНЕЦОВА, В.Г. ДАНИЛОВ И ДР. Цель настоящей работы – изучение состава низкомолекулярных веществ, образующихся при уксуснокислотной делигнификации древесины лиственницы в присутствии пероксида водорода и уксуснокислотного катализатора в условиях процесса, обеспечивающих максимальный выход качественного волокнистого продукта. Экспериментальная часть В качестве исходного сырья использовали опилки древесины лиственницы средней стволовой части (фракция 2–5 мм). Состав древесины (в % от массы абсолютно сухой древесины): целлюлоза – 34,5; лигнин – 26,1; гемицеллюлозы – 27,2; экстрактивные вещества – 13,0. Опилки предварительно высушивали при температуре 105 °С. Для делигнификации древесины лиственницы применяли водный раствор уксусной кислоты (25,8% мас.), пероксида водорода (4,2% мас.) и сернокислотного катализатора (2% мас.). Процесс делигнификации проводили в реакторе из нержавеющей стали объемом 200 см 3 при температуре 130 °С, гидромодуле 10, продолжительности 3 ч. Ранее [6] было показано, что в этих условиях достигается высокий выход волокнистого продукта (43% от массы а.с.д.) с низким содержанием остаточного лигнина (не более 1% мас.). Состав отработанного щелока процесса делигнификации, осуществляемого при указанных выше параметрах, исследовали по методике, использованной в работе [3]. Отработанный щелок подвергался регенерации в вакуумном испарителе под давлением 190–200 мм ртутного столба. Регенерированный прозрачный дистиллят возвращался в процесс делигнификации, а из кубового остатка путем разбавления водой высаждался низкомолекулярный лигнин. Кубовый остаток после растворения в этаноле экстрагировали диэтиловым эфиром. Эфирный экстракт делили на кислоты, фенольную часть и нейтральные вещества. Элементный анализ проводили на анализаторе FLASHTM 1112, производитель – Thermo Quest Italia. Спектры ЯМР 1Н препаратов кубового остатка регистрировались на спектрометре Bruker DPX-200 при частоте 200 МНZ (1Н) в растворителях D2O и CDCl3. ИК-спектры лигнина регистрировали на ИК-Фурье спектрометре (Vektor 22) в области длин волн 400–4000 см–1. Спектральную информацию обрабатывали с помощью программы OPUS/J (версия 2.2). Качественный и количественный состав экстрактов щелоков и кубового остатка делегнификации древесины лиственницы исследовали с применением хромато-масс-спектрометра GCD Plus (Hewlett Packard, USA). Использовали капиллярную колонку НP-FFAP длиной 30 м, внутренним диаметром – 0,25 мм. Условия хроматографирования: газ-носитель – гелий; скорость потока – 1 мл/мин; температура ввода образца – 140 °C; начальная температура – 120 °C, программа подъема температуры до 230 °C со скоростью 5 °C/мин; температура трансферной линии 250 °С, источника ионов – 175 °C, режим электронного удара при 70 eV, детекция масс от 45 до 450 m/z. Качественный анализ проводили, сравнивая время удерживания и полные масс-спектры с соответствующими данными библиотеки масс-спектрометра. Результаты и обсуждение Выделение и изучение растворенного лигнина. Изучен процесс высаждения растворенного лигнина при разбавлении водой концентрированных отработанных щелоков каталитической делигнификации древесины лиственницы. При подборе режимов выделения лигнина варьировалась степень концентрирования щелоков от 60 до 90%, гидромодуль высаждения лигнина от 10 до 50 и кратность высаждения лигнина от 1 до 3. Выделенный лигнин представляет собой порошок светло-коричневого цвета, который получается в количестве 9–9,5% от массы а.с.д. Его элементный состав: С – 46,58% мас., Н – 3,79% мас. ИК-спектр лигнина, выделенного из древесины лиственницы (рис.), во многом аналогичен спектру лигнина из древесины березы. В нем наблюдается интенсивная полоса поглощения в области 3400 см –1, обусловленная валентными колебаниями ОН групп. Поглощение в интервале 3070–2900 см–1 соответствует симметричным и асимметричным валентным колебаниям С–Н в метильных и метиленовых группах, а при 1720–1710 см–1 – валентными колебаниями несопряженных С=О групп. Пики при 1605–1600, 1515–1505 и 1430–1425 см–1 можно отнести к скелетным колебаниям ароматического кольца, а в области 1200–1000 см–1 к деформационным колебаниям связей СН и С–О. Полосы поглощения при 1470–1455 см–1 соответствуют асимметричным деформационным колебаниям связи С–Н, при 1370–1365, 1270–1265 и 1220–1170 см–1 – скелетным колебаниям гвая- СОСТАВ НИЗКОМОЛЕКУЛЯРНЫХ ПРОДУКТОВ … 19 цильного кольца, при 1315–1312 см–1 –скелетным колебаниям сирингильного кольца, в области 1200– 1000 см–1 – деформационным колебания связей С–Н и С–О, при 1143 и 1034 см–1 – плоскостным деформационным колебаниям С–Н связи ароматического кольца. Слабая полоса поглощения в области 885–850 см–1 (плечо), по-видимому, соответствует внеплоскостным деформационным колебаниям С–Н связи гваяцильного кольца. Пики при 779–650 см–1, вероятно, обусловлены неплоскостным деформационным колебанием незамещенного водородного атома ароматического кольца. ИК-спектр уксуснокислотного лигнина, выделенного из древесины лиственницы Изучение состава регенерированного щелока и кубового остатка. Хроматограмма гексанового экстракта регенерированного щелока процесса делигнификации древесины лиственницы указывает на наличие пяти соединений, три из которых были идентифицированы. Основным компонентом гексанового экстракта регенерированного щелока является уксусная кислота (97,5% отн.). В щелоке также обнаружены фурфурол (1,86%) и следовые количества ацетальдегида (0,08% отн.). Установлено, что в эфирном экстракте кубового остатка отработанных щелоков делигнификации древесины лиственницы содержится 30% отн. карбоновых кислот, 20% отн. фенолов, 44% отн. нейтральных веществ. Из последних методом элюентной хроматографии на силикагеле с применением в качестве десорбирующих элюентов пентана, бензола и ацетона были выделены соответственно парафино-нафтеновые, ароматические и кислородосодержащие соединения. Хроматограмма метанольной вытяжки кубового остатка после регенерации щелока процесса делигнификации древесины лиственницы указывает на наличие большого количества разнообразных органических соединений. В наиболее значимых концентрациях присутствуют уксусная кислота (25,57%), метиловый эфир гидроксиуксусной кислоты (10,04%), фурфурол (7,46%), 3-фуральдегид (5,08%), метиллевулинат (6,36%). Относительное содержание наиболее представительных соединений эфирного экстракта кубового остатка, образующегося после регенерации щелока делигнификации древесины лиственницы, приведено в таблице 1. Отнесение наблюдаемых сигналов ЯМР 1Н кубового остатка, образующегося при регенерации отработанного щелока процесса делигнификации древесины лиственницы приведено, в таблице 2. Из полученных данных следует, что фиксируется положение атомов водорода только в гваяцильных структурах, которые преобладают в лигнинах хвойных пород деревьев. В отличие от этого, при анализе спектра ЯМР 1Н кубового остатка делигнификации древесины березы, выполненного нами ранее [3], зафиксировано наличие атомов водорода как в сирингильных, так и гваяцильных фенилпропановых фрагментах. Известно, что в среде, содержащей пероксид водорода и уксусную кислоту, образуется перуксусная кислота, которая способствует окислительной деструкции фрагментов лигнина по электрофильному механизму. В кислой среде пероксид водорода способен также образовывать ионы гидроксония НО +, которые инициируют реакции деполимеризации лигнина: окислительную деструкцию ароматического кольца, элиминиро- 20 Б.Н. КУЗНЕЦОВ, С.А. КУЗНЕЦОВА, В.Г. ДАНИЛОВ И ДР. вание пропановой цепи, разрыв β-арил-эфирных связей, введение гидроксильных групп в ароматическое кольцо, окислительное деметилирование, эпоксидирование олефиновых структур. В присутствии катализаторов ускоряется распад пероксида водорода с образованием гидроксирадикалов НО • и пероксирадикалов НОО•, отличающихся высокой реакционной способностью в реакциях окисления. Таблица 1. Содержание основных соединений метанольного экстракта кубового остатка регенерации щелока делигнификации древесины лиственницы Наименование компонентов Метиловый эфир гидроксиуксусной кислоты Уксусная кислота 3-фуральдегид Фурфурол Метиллевуленат Диметиловый эфир бутадионовой кислоты 5-метил-2(5Н)-фуранон Диметиловый эфир пентадионовой кислоты Фуранон 2-гидрокси-, 3-метил-2-циклопентен-1-он Не идентифицирован Не идентифицирован 2-фуранметанол Диметиловый эфир гидроксибутадионовой кислоты Метил-2-фуроат Не идентифицирован Не идентифицирован Не идентифицирован Не идентифицирован 4-метоксикарбонил-4-бутанолид Не идентифицирован Не идентифицирован 3-(1,1-диметилэтил)-2,3-дигидрофуран Левулиновая кислота Монометиловый эфир бутадионовой кислоты Не идентифицирован Диангидро-альфа-гликопиранозил 3-фуранкарбоксиловая кислота Не идентифицирован Ванилин Метиловый эфир 4-гидрокси-3-метоксиванилиновой кислоты Гексадекановая кислота Не идентифицирован Не идентифицирован Не идентифицирован 4-гидрокси-3-метоксибензойная кислота Время удерживания, мин 2,78 3,14 3,45 3,51 4,59 4,85 6,36 6,53 7,11 12,12 12,54 12,68 13,01 13,26 13,44 13,86 15,55 17,23 18,61 19,23 19,38 19,89 20,63 21,98 22,64 22,76 23,82 25,02 26,02 28,86 30,39 Относительное содержание, % 10,04 25,57 5,08 7,46 6,36 3,15 0,67 0,32 0,61 0,90 0,79 1,57 3,80 1,07 0,34 0,33 0,41 0,47 0,28 0,50 0,69 0,88 0,93 2,05 3,71 1,25 1,16 1,42 0,45 0,82 0,80 36,86 42,27 45,09 50,46 53,25 1,46 2,18 2,16 4,63 2,34 Таблица 2. Отнесение сигналов в спектрах ЯМР 1Н кубового остатка отработанного щелока процесса делигнификации древесины лиственницы Положение атомов водорода в структурных фрагментах Альдегидные группы Ароматические кольца: – о-положение к α-карбонильной группе в гваяцильных фрагментах Метоксильные группы и основные алифатические структуры: у Сβ в β-O-4 у Сβ в β-O-4, β-5, β-1 и β-β – метоксильные группы при ароматическом кольце при Сβ в β-5 и Сγ в β-β при Сβ в β-1 и β-β Химический сдвиг 1Н, м.д. 10,00–8,00 7,90–6,25 7,80–7,23 5,20–4,50 4,50–3,95 3,95–3,55 3,55–2,50 СОСТАВ НИЗКОМОЛЕКУЛЯРНЫХ ПРОДУКТОВ … 21 Таким образом, в процессе окислительной делигнификации древесины лиственницы в среде «уксусная кислота – пероксид водорода – H2SO4» возможно протекание многочисленных реакций гетеролитического и гомолитического типов, приводящих к окислительной деструкции лигнина и карбогидратов [8, 9]. Относительный вклад гетеролитических и гомолитических реакций, вероятно, определяется условиями проведения процесса делигнификации древесины (температура, концентрация Н 2О2, уксусной кислоты, природа и концентрация катализатора и другие факторы). Тот факт, что делигнифицирующая активность таких металлсодержащих катализаторов, как H2MoO4 [10] и TiO2 [11], способствующих реализации гомолитического маршрута окисления органических соединений, сопоставима с активностью сернокислотного катализатора, может указывать на преобладание для изученной системы гомолитического маршрута окислительной деструкции компонентов древесины с участием активных радикальных частиц НО • и НОО•. Данные о составе низкомолекулярных продуктов окислительной делигнификации древесины лиственницы свидетельствуют о заметном вкладе реакций окислительной деструкции полисахарида арабиногалактана при используемых условиях процесса. Заключение Получены данные о составе низкомолекулярных веществ, образующихся при окислительных превращениях древесины лиственницы в среде уксусной кислоты в присутствии пероксида водорода и сернокислотного катализатора. В изученных условиях делигнификации протекают разнообразные реакции окислительной деструкции лигнина и полисахаридов древесины (вероятно, в первую очередь арабиногалактана), приводящие к образованию значительного числа различных органических соединений. Уксуснокислотный щелок, в отличие от щелоков традиционных процессов варки целлюлозы, не содержит минеральных примесей, что значительно облегчает его регенерацию и переработку в востребованные химические продукты. Для утилизации щелоков уксуснокислотной окислительной делигнификации древесины лиственницы предлагается схема переработки, включающая выделение растворенного уксуснокислотного лигнина, регенерацию уксусной кислоты в вакуумном испарителе и извлечение ценных органических соединений из кубового остатка процесса регенерации. Метанольный экстракт кубового остатка содержит 30% отн. карбоновых кислот (с преобладанием уксусной кислоты), 20% отн. фенолов и 44% отн. смеси парафино-нафтеновых ароматических и кислородсодержащих соединений. Наличие в экстракте кубового остатка фурфурола (7,5%), метиллевулината (6,4%), 3-фуральдегида (5,1%), эфира бутадионовой кислоты (6,9%), левулиновой кислоты (2,1%), ванилина (0,8%) и ряда других соединений позволяет использовать его для получения ценных химических веществ, высокооктановых добавок и других компонентов моторных топлив. Выделяемый из щелока уксуснокислотной делигнификации лиственницы низкомолекулярный лигнин может использоваться для химической переработки в фенольные продукты, при получении феноформальдегидных смол и других связующих материалов, снижения вязкости буровых растворов, в качестве наполнителя пластических масс и во многих других областях. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. Непенин Ю.Н. Технология целлюлозы. М., 1990. 600 с. Кузнецов Б.Н., Тарабанько В.Е., Кузнецова С.А. Новые каталитические методы в получении целлюлозы и других химических продуктов из растительной биомассы // Кинетика и катализ. 2008. Т. 49. №4. C. 541–551. Кузнецова С.А., Яценкова О.В., Данилов В.Г., Калачева Г.С., Скворцова Г.П., Кузнецов Б.Н. Состав низкомолекулярных продуктов делигнификации древесины березы в среде «уксусная кислота – перокисид водорода – вода – H2SO4» // Химия растительного сырья. 2006. №2. С. 19–24. Антонова Г.Ф., Тюкавкина Н.А. Водорастворимые вещества лиственницы и возможности их использования // Химия древесины. 1983. №2. С. 89–96. Черняева Г.Н., Долгодворова С.Я., Бондаренко С.М. Экстрактивные вещества березы. Красноярск, 1986. Кузнецова С.А., Данилов В.Г., Яценкова О.В., Иванченко Н.М. Экологически безопасный процесс получения целлюлозы из древесины березы // Журнал Сибирского федерального университета. Химия. 2008. №1. С. 80–87. Базарнова Н.Г., Карпова Е.В., Катраков И.Б. и др. Методы исследования древесины и ее производных. Барнаул, 2002. 160 с. Резников В.М. Превращения лигнина при окислении пероксидом водорода и молекулярным кислородом // Химия древесины. 1991. №2. С. 3–11. Б.Н. КУЗНЕЦОВ, С.А. КУЗНЕЦОВА, В.Г. ДАНИЛОВ И ДР. 22 Демин В.А., Шерешовец В.В., Монаков Ю.Б. Реакционная способность лигнина и проблемы его окислительной деструкции пероксиреагентами // Успехи химии. 1999. Т. 68. №11. С. 1029–1050. 10. Кузнецова С.А., Яценкова О.В., Данилов В.Г., Кузнецов Б.Н. Окислительная делигнификация древесины лиственницы в среде «уксусная кислота – пероксид водорода – вода» в присутствии катализатора H2MоО4 // Химия растительного сырья. 2005. №4. C. 35–39. 11. Kuznetsov B.N., Kuznetsova S.A., Danilov V.G., Yatsenkova O.V. Catalytic properties of TiO 2 in wood delignification by acetic acid – hydrogen peroxide mixture // React. Kinet. Catal. Lett. 2008. V. 94. N2. Pp. 311–318. 9. Поступило в редакцию 30 апреля 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 23–26. УДК 668.473:547.992.3:532.133 ВЛИЯНИЕ СУЛЬФАТНОГО ЛИГНИНА ЕЛИ НА КОЛЛОИДНОХИМИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА ОСНОВНЫХ КОМПОНЕНТОВ СУЛЬФАТНОГО МЫЛА (СООБЩЕНИЕ 1) © М.В. Труфанова*, С.Б. Селянина, Н.И. Афанасьев Институт экологических проблем Севера УрО РАН наб. Северной Двины, 23, Архангельск, 163061 (Россия) E-mail: [email protected] Исследованы коллоидно-химические закономерности поведения в водно-щелочных растворах, проведено сравнение и выявлены отличия взаимодействия сульфатного лигнина с основными компонентами сульфатного мыла – натриевыми солями смоляных и жирных кислот. Установлено, что в исследованных растворах образуются ассоциаты, отличающиеся от индивидуальных соединений по коллоидно-химическим характеристикам. Ключевые слова: сульфатное мыло, сульфатный лигнин, экстрактивные вещества, олеат натрия, абиетат натрия, поверхностно-активные вещества, поверхностное натяжение, электропроводность, мицеллообразование, адсорбция, адсорбционный слой, мономолекулярный слой. Введение При обработке растительных материалов щелочными реагентами одновременно с лигнином растворяются и экстрактивные вещества, в том числе такие, производные которых обладают поверхностно-активными свойствами. Например, в процессе делигнификации древесины сульфатным способом, помимо лигнина, в раствор в виде натриевых солей переходят карбоновые кислоты (алифатические и дитерпеновые). При концентрировании черного щелока они образуют мицеллярные агрегаты, которые выделяются из объема жидкости на поверхность в виде сульфатного мыла. Основными компонентами сульфатного мыла являются натриевые соли непредельных жирных кислот и ряд нейтральных веществ, а в некоторых случаях (например, при использовании древесного сырья хвойных пород) и соли смоляных кислот. Помимо основных компонентов, сульфатное мыло содержит значительное количество черного щелока (до 45–60%) с растворенными в нем веществами, из которых производные лигнина составляют около 30–40% [1]. При последующем подкислении сульфатного мыла образуется эмульсия таллового масла в воде, стабилизированная сульфатным лигнином [2]. В зависимости от видового и породного состава исходного сырья устойчивость лигно-талловой эмульсий существенно различается [3, 4]. Это неизбежно сказывается на протекании основных технологических процессов. Причины отличий в поведении подобных эмульсий изучены недостаточно. Коллоидно-химические свойства натриевых солей смоляных и жирных кислот исследованы [5, 6]. Они относятся к классическим мицеллообразующим ПАВ. При этом резинаты отличаются меньшей способностью понижать поверхностное натяжение на границе раздела фаз жидкость–газ и меньшей поверхностной активностью (например, максимальная депрессия поверхностного натяжения в растворах олеата натрия составляет 45 мДж/м2, в растворах абиетата натрия – 37 мДж/м2, а величина поверхностной активности – соответственно 950 и 230 мДж·м/моль) [7]. Известно, что сульфатный лигнин в растворах также проявляет поверхностно-активные свойства [8] и способен заметно влиять на коллоидно-химическое поведение натриевых солей жирных кислот [9], тогда как вопросы его взаимодействия в растворах с резинатами не обсуждались. Различия в структуре молекул олеата и абиетата натрия, из которых первые имеют линейное строение и содержат одну двойную связь, а вторые представляют собой трициклические соединения с двумя двойными связями, позволяют предполагать возможность различного взаимодействия их в растворах с лигнином. * Автор, с которым следует вести переписку. 24 М.В. ТРУФАНОВА, С.Б. СЕЛЯНИНА, Н.И. АФАНАСЬЕВ Экспериментальная часть В данном исследовании в качестве модели мыл жирных кислот, как и ранее [3, 9], использовали олеат натрия, модели резинатов – абиетат натрия. Сульфатный лигнин осаждали серной кислотой из щелока, полученного при сульфатной варке в лабораторных условиях предварительно обессмоленной древесины ели. Последовательная обработка древесного сырья петролейным эфиром и раствором гидроксида натрия позволила исключить влияние экстрактивных смолистых веществ древесины (смоляных и жирных кислот, нейтральных и окисленных веществ) на поверхностно-активные свойства полученного препарата [3]. Растворы для исследований готовили путем последовательного разбавления растворов, предварительно нейтрализованных эквимолярным количеством гидроксида натрия олеиновой кислоты (марка «ч»), абиетиновой кислоты (марка «ч») и сульфатного лигнина, смешанных в заданных соотношениях. Влияние лигнина на поведение абиетата натрия на границе раздела фаз жидкость–газ оценивали по изменению поверхностного натяжения растворов, измеренному методом Вильгельми (рис. 1), а в объемной фазе раствора – по критической концентрации мицеллообразования (ККМ), определенной методом электропроводности (рис. 2). Адсорбция олеата натрия и абиетата натрия, как мицеллообразующих ПАВ, происходит относительно быстро (в зависимости от концентрации в течение 20–100 мин) [5, 6, 10], тогда как для растворов сульфатных лигнинов для достижения адсорбционного равновесия требуется значительно большее время (от 3 до 20 ч), что характерно для релаксационных зависимостей высокомолекулярных поверхностно-активных соединений [8]. Изучение кинетики процесса адсорбции в поверхностный слой показало, что с увеличением содержания сульфатного лигнина в растворах как олеата натрия, так и абиетата натрия скорость формирования адсорбционного слоя снижается, поэтому измерение поверхностного натяжения растворов бинарных смесей проводили в условиях равновесия – через 20 ч после приготовления растворов. Обсуждение результатов Сульфатный лигнин ели, согласно изотермам поверхностного натяжения, представленным на рисунке 1 (кривые 1, 6), в водно-щелочных растворах способен снижать поверхностное натяжение на границе раздела фаз жидкость–газ в меньшей степени, чем абиетат натрия. Величина максимальной депрессии поверхностного натяжения в растворе сульфатного лигнина составляет 30 мДж/м2, что несколько ниже, чем в растворе абиетата натрия (37 мДж/м2). При этом на начальном участке изотерм (вплоть до концентрации 0,1 моль/м3) лигнин понижает поверхностное натяжение раствора в большей степени, чем абиетат натрия. Поверхностная активность, вычисляемая как тангенс угла наклона при экстраполяции зависимости поверхностного натяжения на бесконечное разбавление [10], для раствора лигнина ели составляет 3100 мДж·м/моль, а абиетата натрия – 230 мДж·м/моль. Такое отличие, по-видимому, объясняется тем, что молекула лигнина, имея в десятки раз больший размер, чем молекула абиетата натрия, занимает большую площадь при адсорбции в поверхностный слой, способствуя тем самым большему снижению поверхностного натяжения. Большее снижение поверхностного натяжения в растворе абиетата натрия по сравнению с сульфатным лигнином в равновесном состоянии свидетельствует о том, что в состоянии заполненного адсорбционного слоя для абиетата натрия характерна более плотная упаковка молекул на границе раздела фаз жидкость–газ. Концентрационные зависимости поверхностного натяжения бинарных смесей абиетата натрия с сульфатным лигнином, представленные на рисунке 1 (кривые 2–5), имеют классический вид характерных для поверхностно-активных веществ кривых без изломов. Это наглядно свидетельствует о значительных отличиях протекания адсорбции из раствора на границу раздела фаз жидкость–газ в системах абиетат натрия – лигнин по сравнению с бинарными смесями олеат натрия – лигнин [9], для которых был выявлен двуступенчатый характер формирования поверхностного слоя (при низких концентрациях протекает преимущественная адсорбция частиц, соизмеримых по размеру с молекулами сульфатного лигнина; с увеличением концентрации бинарной системы вклад молекул олеата натрия в снижение поверхностного натяжения возрастает, и, соответственно, поверхностное натяжение на границе раздела фаз жидкость–газ резко снижается до значений, близких к поверхностному натяжению растворов олеата натрия). Равновесные значения поверхностного натяжения изучаемых бинарных растворов близки к характерному для абиетата натрия. Причем система достигает равновесия при тем большей концентрации раствора, чем выше содержание сульфатного лигнина в смеси. Это свидетельствует о более значительном вкладе молекул абиетата натрия, чем лигнина в формирование поверхностного слоя. ВЛИЯНИЕ СУЛЬФАТНОГО ЛИГНИНА ЕЛИ … Рис. 1. Зависимости поверхностного натяжения от концентрации растворов абиетата натрия (1); абиетата натрия, содержащего лигнин в количестве – 1% (2), 5% (3), 20% (4), 50% (5); лигнина (6) 25 Рис. 2. Зависимость величины критической концентрации мицеллообразования от содержания лигнина в растворах: 1 – олеата натрия; 2 – абиетата натрия Поведение систем на границе раздела фаз взаимосвязано с процессами, происходящими в объемной фазе раствора. Межмолекулярные взаимодействия в объемной фазе раствора характеризовали по изменению значения критической концентрации мицеллообразования. Согласно данным, представленным на рисунке 2, величина ККМ снижается с увеличением доли лигнина в бинарных смесях, что свидетельствует о положительном влиянии сульфатного лигнина на способность к мицеллообразованию абиетата натрия. Уже при содержании сульфатного лигнина ели в бинарной смеси 5% концентрация, при которой происходит мицеллообразование, снижается в 5 раз. Для олеата натрия подобное снижение ККМ наблюдается при значительно большем содержании сульфатного лигнина в растворе (15–20%). Таким образом, в системе абиетат натрия – сульфатный лигнин образование ассоциатов в объемной фазе раствора происходит более активно, чем в системе олеат натрия – сульфатный лигнин. Различия в поведении олеата натрия и абиетата натрия в присутствии лигнина как при адсорбции на границу раздела фаз жидкость–газ, так и в объемной фазе раствора могут объясняться разной, вследствие различий в их структуре, способностью, с одной стороны, к взаимодействию с молекулами сульфатного лигнина и образованию ассоциатов, а с другой – к адсорбции в поверхностный слой. Расчет площадей, занимаемых молекулами в заполненном мономолекулярном слое [11], показал (рис. 3), что величина этого показателя приближается к значению, характерному для сульфатного лигнина, уже при содержании лигнина в бинарной смеси с абиетатом натрия 0,5%. Таким образом, как и в случае с олеатом натрия [9], при низких концентрациях бинарных растворов в поверхностный слой преимущественно адсорбируются частицы, по размеру сопоставимые с молекулами лигнина. Вместе с тем для бинарных смесей абиетат натрия – лигнин наблюдается чуть меньшее отклонение величины площади от аддитивных значений, чем в случае с олеатом натрия. По-видимому, в системе абиетат натрия – лигнин молекулы лигнина менее активно участвуют в образовании поверхностного слоя, чем в системе олеат натрия – лигнин. Анализ изотерм поверхностного натяжения изучаемых растворов позволяет определить величины поверхностной активности как тангенс угла наклона при экстраполяции зависимости поверхностного натяжения на бесконечное разбавление [10]. В системе абиетат натрия – сульфатный лигнин, как видно из рисунка 4, поверхностная активность с ростом содержания лигнина в смеси плавно возрастает до значений, характерных для растворов сульфатного лигнина ели (3100 мДж·м/моль), тогда как в системе олеат натрия – сульфатный лигнин зависимость проходит через максимум, превышая поверхностную активность компонентов в 2–6 раз. Вместе с тем отклонение обсуждаемых зависимостей от прямолинейности в область более высоких значений этого параметра, наблюдаемое и в случае бинарной системы абиетат натрия – сульфатный лигнин, свидетельствует о значительном влиянии межмолекулярных взаимодействий на формирование адсорбционного слоя в растворах сульфатного лигнина ели как с олеатом натрия, так и с абиетатом натрия. М.В. ТРУФАНОВА, С.Б. СЕЛЯНИНА, Н.И. АФАНАСЬЕВ 26 Рис. 3. Зависимость площади, занимаемой молекулой в мономолекулярном слое на границе раздела фаз жидкость–газ от содержания лигнина в растворах: 1 – олеата натрия, 2 – абиетата натрия Рис. 4. Зависимость поверхностной активности от содержания лигнина в растворах: 1 – олеата натрия, 2 – абиетата натрия Выводы Обобщая результаты представленных исследований, можно констатировать следующее. В присутствии сульфатного лигнина ели скорость процесса формирования адсорбционного слоя в растворах абиетата натрия снижается; максимальная депрессия поверхностного натяжения в бинарных растворах абиетата натрия с лигнином ели снижается до величины, характерной для абиетата натрия; поверхностная активность при этом возрастает до значений, характерных для лигнина; вместе с тем добавка лигнинов в раствор абиетата натрия приводит к повышению его мицеллообразующей способности (снижению ККМ). Имеются значительные отличия в поведении бинарных систем олеат натрия – сульфатный лигнин и абиетат натрия – сульфатный лигнин как в объемной фазе раствора, так и на границе раздела фаз жидкость–газ. Присутствие сульфатного лигнина проявляется в сложном характере адсорбции олеата натрия на границе раздела фаз жидкость–газ, тогда как адсорбция в поверхностный слой в системе абиетат натрия – сульфатный лигнин протекает по классическому механизму. Выявленные отличия влияния сульфатных лигнинов на поверхностно-активные свойства абиетата натрия и олеата натрия объясняются различной структурой этих ПАВ и способностью образовывать ассоциаты с молекулами сульфатного лигнина. Взаимодействие сульфатных лигнинов с олеатом натрия приводит к образованию более поверхностно-активных ассоциатов, концентрирующихся в поверхностном слое. Взаимодействие сульфатных лигнинов с абиетатом натрия приводит к ассоциации в объемной фазе раствора, которая протекает более активно, чем в растворах олеата натрия с сульфатными лигнинами. Список литературы Фейгус Э.И., Матонина Н.Н. Снижение потерь таллового масла с отходами разложения сульфатного мыла // Лесохимия и подсочка: обз. инф. М., 1991. №2. 36 с. 2. Селянина С.Б., Афанасьев Н.И., Макаревич Н.А. Агрегативная устойчивость водно-талловой эмульсии // Журнал прикладной химии. 2000. Т. 75. Вып. 12. С. 1986–1991. 3. Афанасьев Н.И., Селянина С.Б., Селиванова Н.В. Стабилизация эмульсии олеиновая кислота–вода сульфатными лигнинами различной природы // Журнал прикладной химии. 2008. Т. 81. №10. С. 1731–1735. 4. Afanasiev N.I., Selivanova N.V., Selyanina S.B., Trufanova M.V. The model investigations of the behaviour of heterogeneous systems with participation of lignin and extractive substances // 8th EWLP Riga, Latvia, 2004. Рp. 285–289. 5. Полежаева Н.С., Комшилов Н.Ф. Исследование мицеллообразования в растворах сульфатного мыла и его основных компонентов // Химия древесины. 1978. №1. С. 64–67. 6. Шинода К., Накагава Т., Тамамуси Б., Исемура Т. Коллоидные поверхностно-активные вещества. М., 1966. 317 с. 7. Прокшин Г.Ф., Вишнякова А.П., Селянина С.Б., Труфанова М.В. Влияние поверхностно-активных веществ на процесс сульфатной делигнификации растительных волокон // Физика волокнистых материалов: структура, свойства, наукоемкие технологии и материалы: тез. междунар. науч.-практ. семинара. Иваново, 2005. С. 219–223. 8. Селянина С.Б., Труфанова М.В., Афанасьев Н.И., Селиванова Н.В. Поверхностно-активные свойства сульфатных лигнинов // Журнал прикладной химии. 2007. Т. 80. №11. С. 1807–1810. 9. Труфанова М.В., Селянина С.Б., Афанасьев Н.И. Влияние лигнина ели на мицеллообразующую способность поверхностно-активных веществ растительного происхождения // Химия растительного сырья. 2007. №2. С. 27–32. 10. Вережников В.Н. Практикум по коллоидной химии поверхностно-активных веществ. Воронеж, 1984. 224 с. 11. Адамсон А. Физическая химия поверхностей. М.,1979. 568 с. 1. Поступило в редакцию 10 марта 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 27–30. УДК 542.943-92:661.183.2:661.728.7-026.771 ОКИСЛЕННЫЕ АКТИВНЫЕ УГЛИ И УГЛЕРОД-МИНЕРАЛЬНЫЕ МАТЕРИАЛЫ НА ОСНОВЕ ПОРОШКОВОЙ ЦЕЛЛЮЛОЗЫ © А.Б. Шишмаков*, С.В. Еранкин, Ю.В. Микушина, О.В. Корякова, М.С. Валова, Л.А. Петров Институт органического синтеза Уральского отделения РАН, ул. С. Ковалевской, 20, Екатеринбург, 620041 (Россия) e-mail: [email protected] Методом жидкофазного окисления азотной кислотой и перекисью водорода модифицированы активные угли и углерод– минеральные композиты. Углеродные материалы синтезированы на основе порошковой целлюлозы. Установлена зависимость количества функциональных кислородсодержащих поверхностных группировок от состава углеродного материала. Ключевые слова: окисление, активированный уголь, порошковая целлюлоза. Введение Углеродные сорбенты находят широкое применение в различных отраслях промышленности, где они используются и как катализаторы, и как поглотители. Для придания сорбентам необходимых физикохимических свойств (определенной пористой структуры, содержание поверхностных функциональных групп) часто используют модифицирование методом окисления. Например, обработка углеродных материалов кислородом воздуха при повышенной температуре приводит к окислению поверхности с образованием различных функциональных групп, значительная часть которых имеет кислотный характер. Также окисленная углеродная поверхность может быть получена и при воздействии других окислителей – азотной кислоты, озона, гипохлорита натрия, перманганата калия и т.п. [1]. Цель работы – модифицирование методом жидкофазного окисления активных углей и углеродминеральных композиционных материалов, полученных карбонизацией порошковой целлюлозы, и исследование их физико-химических свойств. Экспериментальная часть Порошковую целлюлозу (ПЦ) получали гидролизом сульфатной целлюлозы Байкальского ЦБК (ТУ ОП 13-027 94 88-08-91) в 2,5 н соляной кислоте при 100 °C. Гидролиз проводили в течение двух часов. Полученный продукт промывали на фильтре дистиллированной водой до нейтральной pH водной вытяжки. ПЦ отжимали на вакуум-фильтре до содержания в ней влаги 60% (вес.) и прессовали в гранулы диаметром 5 мм, длиной 15 мм. Сушили при 100 °C до постоянного веса. Для получения композиционного материала ПЦ-SiO2 производили пропитку гранул ПЦ тетраэтоксисиланом (ТЭС) до насыщения. Образец ПЦ-ТЭС помещали в эксикатор в атмосферу NH3 и Н2О (10% водный раствор аммиака) и выдерживали до прохождения гидролиза ТЭС при 20 °С. Образец ПЦ-ZrO2 получали следующим образом: гранулы ПЦ пропитывали водным раствором циркония хлорокиси (IV) 8-водной (ХЧ) – 0,3 моль/л. Образец сушили при 100 °С и помещали в эксикатор в атмосферу NH3 и Н2О (10% водный раствор аммиака) и выдерживали до прохождения гидролиза оксихлорида циркония при температуре 20 °С. Для получения ПЦ-TiO2 гранулы ПЦ пропитывали тетрабутоксититаном (ТБТ) до насыщения. Гидролиз ТБТ проводили парами воды над водяной баней в течение 3 ч. Все полученные образцы после гидролиза сушили при 100 °C до постоянного веса. * Автор, с которым следует вести переписку. А.Б. ШИШМАКОВ, С.В. ЕРАНКИН, Ю.В. МИКУШИНА … 28 Карбонизацию проводили в реакторе, снабженном гидрозатвором. Конечная температура пиролиза 600 °С, продолжительность процесса – 2 ч. Нагрев осуществляли со скоростью 2 С/мин. Активацию полученного после карбонизации материала осуществляли при 850 С в течение одного часа при расходе водяного пара – 1,5 мл Н2О/г материала. Данные элементного анализа активных композиционных углей представлены в таблице 1. ИК-спектры регистрировали на ИК-Фурье спектрометре «Spectrum One» фирмы Perkin Elmer в диапазоне частот 4000–370 см–1 в виде твердых порошков с использованием приставки диффузного отражения (DRA). Отнесение полос выполнено на основании данных [2]. Обработку и расчет интенсивностей спектров проводили с использованием специальных программ прикладного программного обеспечения спектрометра. Удельную поверхность образцов определяли методом тепловой десорбции азота на приборе SoftSorbi-II ver.1.0 с погрешностью не более ± 5%. Содержание поверхностных кислородсодержащих групп находили по методике [3]. Окисление активных углей перекисью водорода осуществляли в реакторе объемом 30 мл, в который помещали навеску гранул угля – 0,5 г, 20 мл водного раствора перекиси водорода концентрации 3,1 моль/л. Реакция проводилась при перемешивании со скоростью вращения мешалки 1 с –1 при начальной температуре реакции 20 С. По окончании одного часа реакционную массу нагревали до 90 С и выдерживали до окончания газовыделения. Далее промывали уголь декантацией дистиллированной водой. После чего сушили гранулы помещали в сушильный шкаф при температуре 90 С до постоянного веса. Окисление активного угля и композитов азотной кислотой осуществляли в термостатируемом реакторе объемом 15 мл. В реактор загружали 0,5 г гранулированного активного угля, 3 мл воды, 7 мл концентрированной азотной кислоты. Реакцию проводили при температуре 80 С, перемешивание – барботаж воздуха. Скорость подачи воздуха 2,1 л/ч. По окончании реакции промывали гранулы декантацией дистиллированной водой до нейтральной реакции. Гранулы выдерживали при температуре 90 С в сушильном шкафу до постоянного веса. Одним из показателей, определяющих катионообменные свойства активного угля, является статическая обменная емкость (СОЕ) по щелочи, которая отражает количество разнообразных кислородсодержащих функциональных групп [4]. Чем больше значение СОЕ, тем больше кислородсодержащих функциональных групп находится на поверхности угля. Полученные значения СОЕ для углеродных материалов представлены в таблице 1. Композит С-SiO2(акт.) был обработан плавиковой кислотой с целью удаления из него кремнезема. Величина СОЕ для углерода из образца после травления составила 1,7 мг-экв/г. Таким образом, углеродная матрица С-SiO2(акт.) содержит на 30% больше кислородсодержащих функциональных групп, чем С(акт.). На рисунке 1 представлены ИК-спектры углеродного материала после его активации. На всех спектрах присутствует слабое поглощение при 1580 см–1 – валентные колебания этиленовых групп [5]. Полосы поглощения в области 1000–450 см–1 характеризуют связи М-О в диоксидах металлов. При жидкофазном окислении угля происходит несколько параллельных процессов: каталитическое разложение окислителя, окислительно-восстановительное взаимодействие окислителя с углем с образованием поверхностных и фазовых окислов, а также частичное разрушение структуры до веществ гуминового характера. Полезным из этих процессов является только один – образование поверхностных окислов. В таблице 2 приведены данные по количеству функциональных кислородсодержащих поверхностных группировок после взаимодействия углей с раствором перекиси водорода. В качестве образца сравнения использовали промышленный активный уголь марки БАУ-А. Следует отметить, что все образцы углей, полученные из порошковой целлюлозы, характеризуются изначально более высоким относительно БАУ-А значением СОЕ. Таблица 1. Физико-химические свойства полученных углеродных материалов Углеродный материал БАУ-А С(акт.) С–SiO2(акт.) С–ZrO2(акт.) C–TiO2(акт.) Содержание оксида элемента в материале, % (вес.) 71 70 48 Удельная поверхность, м2/г СОЕ, мг-экв/г 790 760 360 270 145 0,4 1,3 1,6 1,5 1,6 ОКИСЛЕННЫЕ АКТИВНЫЕ УГЛИ И УГЛЕРОД-МИНЕРАЛЬНЫЕ … 29 Таблица 2. Количество функциональных кислородсодержащих группировок на поверхности окисленных перекисью водорода углеродных материалов Углеродный материал С(акт.) С–SiO2(акт.) С–ZrO2(акт.) C–TiO2(акт.) БАУ-А исходный материал 1,3 1,6 1,5 1,6 0,4 СОЕ, мг-экв/г окисленный углеродный материал через 1 ч реакции при tнач.=20С с послечерез 1 ч реакции при tнач.=20С дующим повышением t до 90 °C 1,9 2,6 1,7 2,1 1,6 1,7 1,7 2,1 1,0 1,3 По приведенным выше данным видно, что взаимодействие активных углей с перекисью водорода при комнатной температуре в течение одного часа приводит к повышению числа функциональных кислородсодержащих группировок на их поверхности. Максимальное увеличение наблюдается на С(акт.) и БАУ-А – 46 и 150% соответственно, при этом реакция сопровождается интенсивным газовыделением. Аналогично сильное газовыделение с разогревом реакционной массы наблюдается при реакции перекиси водорода с С–ZrO2(акт.). Однако роста величины СОЕ практически не происходит. И данный композит выступает как активный катализатор разложения Н2О2. Реакция с C–TiO2(акт.) и С–SiO2(акт.) характеризуется слабым газовыделением и чрезвычайно незначительным окислением поверхности композитов. Следует отметить, что сами диоксиды кремния и титана, выделенные из композитов путем увеличения времени активации и расхода пара, активности в реакции разложения перекиси водорода не проявили. Повышение температуры до 90 C приводит к интенсификации разложения Н2О2 на всех углях, о чем свидетельствует интенсивное газовыделение. При этом образец С-ZrO2(акт.) сохраняет свою устойчивость к окислению. Таким образом, к окончанию реакции величина СОЕ увеличилась на С (акт.) в 2, на БАУ-А – в 2,3 раза. На композиционных материалах C–TiO2(акт.) и С–SiO2(акт.) увеличение составляет 31%, но необходимо учитывать, что и содержание углеродной составляющей в них – 52 и 29%. В отношении C–TiO2(акт.) дополнительным фактором, препятствующим окислению, выступает низкое значение величины удельной поверхности. На рисунке 2 приведены кинетические данные по окислению активных углей раствором азотной кислоты. Обращает на себя внимание то, что результаты по С(акт.) и БАУ-А практически совпадают. Количество сформировавшихся функциональных кислородсодержащих группировок на поверхности углей при применении данного окислителя значительно превышает наблюдаемое при использовании перекиси водорода, достигая величины 4,5 мг-экв/г. Результатом применения азотной кислоты на композитах C–TiO2(акт.), С–SiO2(акт.) и С–ZrO2(акт.) явилось примерно одинаковое для всех образцов увеличение значения СОЕ до 2,4–2,6 мг-экв/г. Из окисленного азотной кислотой композита С–SiO2(акт.) (время реакции 2 ч) травлением плавиковой кислотой был полностью удален диоксид кремния. Значение СОЕ для углеродной матрицы составило 4,5 мг-экв/г. Аналогичный результат был получен и при предварительном травлении HF образца С–SiO2(акт.) с последующим двухчасовым окислением азотной кислотой. Таким образом, можно предположить, что окисление углерода азотной кислотой в углеродных материалах, синтезированных на основе порошковой целлюлозы, и БАУ-А проходит одинаково, достигая в условиях эксперимента значения СОЕ – 4,5 мг-экв/г. Вымывания оксидов из матрицы композитов при окислении в условиях эксперимента не зафиксировано. Следует отметить, что в растворе щелочи после его контакта с окисленным углем при определении СОЕ гуминовые вещества не обнаруживаются. На рисунке 3 приведены ИК-спектры окисленных азотной кислотой углей. Увеличение интенсивности полосы поглощения 1703 см–1 свидетельствует о появлении на поверхности углей в результате окисления дополнительного количества карбоксильных групп. А.Б. ШИШМАКОВ, С.В. ЕРАНКИН, Ю.В. МИКУШИНА … 30 Рис. 1. ИК-спектры углеродного материала после активации: 1 – С(акт.); 2 – С–SiO2(акт.); 3 – С–ZrO2(акт.); 4 – C–TiO2(акт.) Рис. 2. Зависимость количества поверхностных кислородсодержащих группировок на активных углях при их окислении азотной кислотой от времени: 1 – С(акт.); 2 – БАУ-А; 3 – C–TiO2(акт.); 4 – С–ZrO2(акт.); 5 – С–SiO2(акт.) Рис. 3. ИК-спектры окисленных азотной кислотой углей: 1 – С(акт.); 2 – БАУ-А Выводы 1. Жидкофазное окисление активного угля, синтезированного с использованием в качестве исходного сырья порошковой целлюлозы, перекисью водорода приводит к росту значения СОЕ до величины 2,6 мг-экв/г, что в 2 раза превышает результат, полученный для БАУ-А. 2. Композит С–ZrO2(акт.) проявляет себя как активный катализатор разложения перекиси водорода, при этом количество поверхностных кислородсодержащих группировок на нем увеличивается только на 13%, что является минимальным среди всех образцов. 3. Окисление С(акт.) азотной кислотой проходит аналогично окислению БАУ-А, величина СОЕ достигает значения 4,5 мг-экв/г. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. Тарковская И.А., Ставицкая С.С. Свойства и применение окисленных углей // Российский химический журнал. 1995. №6. С. 44–51. Беллами Л. Инфракрасные спектры сложных молекул. М., 1963. 590 c. Boehm H.P. Chemical identification of surface groups // Advances in catalysis and related subjects. 1966. N16. S. 197–274. Мазурова Е.В., Петров В.С., Епифанцева Н.С. Модификация древесно-угольных материалов // Химия растительного сырья. 2003. №2. С. 69–72. Смотрина Т.В. Изотермический термолиз целлюлозы. Исследование методами ЯМР- и ИК-спектроскопии // Структура и динамика молекулярных систем. 2003. Вып. Х. Ч. 2. C. 219–221. Поступило в редакцию 23 мая 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 31–36. УДК 676.164 СВОЙСТВА ПОРОШКООБРАЗНЫХ И ТАБЛЕТИРОВАННЫХ ПРЕПАРАТОВ НА ОСНОВЕ ЭНТЕРОСОРБЕНТА ИЗ ЛУБА КОРЫ БЕРЕЗЫ © Е.В. Веприкова, М.Л. Щипко*, Е.Н. Чунарев Институт химии и химической технологии СО РАН, ул. К. Маркса, 42, Красноярск 660049 (Россия) e-mail: [email protected] Исследованы свойства порошкообразных и таблетированных материалов на основе энтеросорбента из луба коры березы. Показано, что модифицированные порошкообразные сорбенты характеризуются высокой степенью смешения с водой, а по адсорбционным свойствам в отношении исследованных маркеров не уступают ряду медицинских сорбентов. Установлено, что таблетки энтеросорбента из луба коры березы в сочетании с крахмалом способны быстро диспергироваться в жидкой фазе и по сорбции веществ-маркеров, рекомендованных для энтеросорбентов, демонстрируют приемлемые свойства. Ключевые слова: энтеросорбент, луб коры березы, модификация, адсорбция, порошок, таблетка. Введение Метод сорбционной детоксикации занимает важное место в области эфферентной терапии, которая направлена на поддержание и восстановление естественных систем и функций организма [1, 2]. Поэтому задача получения эффективных сорбентов медицинского назначения считается актуальной и успешно решается с привлечением все новых сырьевых источников [3–5]. Эффективность использования энтеросорбентов во многом определяется выбором формы приема препарата, обеспечивающей максимальный детоксицирующий эффект. Наиболее распространенными формами приема энтеросорбентов являются порошки, гранулы и таблетки. Каждая из этих форм обладает своими преимуществами и недостатками. Например, если порошкообразный энтеросорбент обладает выраженными гидрофобными свойствами, приготовление водных суспензий для приема требует введения специальных модифицирующих добавок; таблетированные формы часто содержат вспомогательные вещества, адсорбирующиеся на поверхности частиц и снижающие способность таблеток к самопроизвольному диспергированию в жидкой фазе. Вследствие этого сорбционная активность лекарственных форм по отношению к токсинам снижается [2, 6]. Таким образом, выбор рациональной лекарственной формы энтеросорбентов требует комплексного подхода с учетом влияния модифицирующих вспомогательных веществ на физико-химические и адсорбционные свойства активного материала. Цель данной работы – изучение влияния распространенных в медицинской практике модификаторов на адсорбционные характеристики сорбента из луба коры березы и обоснование выбора наиболее удобной формы приема этого препарата. Экспериментальная часть Объектом исследования в данной работе является энтеросорбент (СКБ), полученный из луба коры березы обработкой 2% NaOH по методике, описанной в работе [7]. Энтеросорбент представляет собой порошкообразный материал светло-коричневого цвета с крупностью частиц не более 250 мкм. Показатель рН водной вытяжки – 6,8. Содержание основных компонентов в сорбенте (% от массы абсолютно сухого сорбента – а.с.с.): суммарное количество легко- и трудногидролизуемых полисахаридов – 26,3; лигнина – 49,6; водорастворимых веществ – 3,8; золы – 1,6. Влажность сорбента – 4,8%. * Автор, с которым следует вести переписку. 32 Е.В. ВЕПРИКОВА, М.Л. ЩИПКО, Е.Н. ЧУНАРЕВ В качестве веществ-модификаторов были использованы водные растворы крахмала картофельного (ГОСТ 7699-78) и желатина (П-11, ГОСТ 11293-89) различной концентрации, а также 60% раствор сахарозы. Растворы модификаторов смешивали с порошком сорбента СКБ и высушивали при температуре 50–60 °С. Таблетки из СКБ с различными добавками получали методом штемпельного прессования на лабораторном ручном гидравлическом прессе с выдержкой при давлении прессования в течение 1 мин. Эффективность использования сорбентов в сочетании с упомянутыми модификаторами оценивали по способности смешиваться с водой, для таблеток определяли способность к диспергированию и для всех образцов – сорбционную активность по отношению к веществам-маркерам: йоду, метиленовому синему, моделирующим низкомолекулярные токсины, цианкобаламину (витамину В 12), представляющему «среднемолекулярные» токсиканты, и белку (желатину). Эффективность использования порошкообразных образцов как формы приема энтеросорбентов оценивали по способности смешиваться с водой следующим образом: к навеске сорбента 0,5 г, помещенной в делительную воронку, добавляли 150 мл воды и перемешивали лопастной мешалкой с интенсивностью 10010 об./мин. Определяли время полного смешения образца с водой (t см). После прекращения перемешивания суспензию выдерживали 1 мин и отделяли осевший на дно сорбент. По количеству отделенного сорбента (в % от массы навески) определяли степень смешения (Lсм) [8]. Тест на самопроизвольное диспергирование таблеток в жидкой среде (распадаемость) проводили по общепринятым методикам в 500 мл раствора, моделирующего среду желудка – 0,9 % раствор NaCl с рН 2, при температуре 37 °С и перемешивании с интенсивностью 100 об./мин. По секундомеру определяли время начала распада (to) и время полного распада таблетки (tп) [8]. Определение сорбционной активности сорбентов по йоду осуществляли по ГОСТ 6217-74. Тестирование сорбции метиленового синего из 0,15% водного раствора проводили по методике, рекомендованной для оценки адсорбционной способности энтеросорбентов и их лекарственных форм [9]. Аналогичным образом определяли активность модифицирующих веществ по этим маркерам. Также определяли сорбционную активность образцов по вышеупомянутым веществам-маркерам из модельных растворов, имитирующих в первом приближении среду желудка (0,9% раствор NaCl, рН которого доведена с помощью соляной кислоты до значения 2). В этом случае концентрация МС и витамина В12 в растворе составляла 0,01 %, желатина – 0,6% [10]. Для определения концентрации метиленового синего и витамина В 12 использовали прямую спектрофотометрию при длинах волн 6642 и 3642 нм соответственно [9, 11]. Раствором сравнения служит раствор электролита c рН 2. Определение желатина проводили с помощью биуретового реактива [12]. Предельный сорбционный объем Ws определяли по сорбции бензола согласно методике [13]. Обсуждение результатов Порошкообразные энтеросорбенты. Свойства исследуемых образцов сорбентов сравнивали по степени их смешения с водой, времени образования водной взвеси и сорбционной активности по маркерам с различной молекулярной массой. Полученные экспериментальные данные приведены в таблице 1. Таблица 1. Свойства сорбента СКБ и его модифицированных образцов Сорбент, модификатор Смод.,% Ммод., % Lсм, % tсм, мин. Амс, мг/г АJ2, % Ws, см3/г от mСКБ СКБ 0 0 90 5,0 64,4 32,7 0,187 СКБ, сироп сахарозы 60 127,7 100 0,5 45,9 18,5 0,118 60 91,4 100 1,0 51,0 20,2 0,135 60 50,0 98 1,5 56,4 28,3 0,148 СКБ, клейстер 10,5 20,8 99 1,5 46,2 30,0 0,117 крахмала 10,0 12,2 99 1,5 48,9 28,5 0,124 7,1 9,1 97 2 53,4 30,6 0,139 СКБ, гель желатина 15,0 22,7 100 0,5 64,2 32,9 0,147 10,0 15,9 100 0,5 64,5 32,7 0,168 5,0 8,0 100 0,5 73,0 33,3 0,177 Примечания: Смод. – концентрация раствора модификатора; Ммод – количество введенного модификатора в сорбент; Lсм – степень смешения с водой; tсм – время полного смешения; Амс – адсорбция метиленового синего; АJ2 – адсорбция йода;, Ws – предельный сорбционный объем. СВОЙСТВА ПОРОШКООБРАЗНЫХ И ТАБЛЕТИРОВАННЫХ ПРЕПАРАТОВ … 33 При добавлении воды к навеске исходного сорбента СКБ образец распределяется по поверхности жидкой фазы, и для образования суспензии требуется интенсивное перемешивание в течение 5 мин, причем часть сорбента остается на стенках емкости. Такие особенности поведения СКБ обусловлены гидрофобными свойствами материала. Степень смешения порошка сорбента с водой не превышает 90%, что обусловливает неудобство его применения в такой форме. Для повышения гидрофильности исходного сорбента были использованы вещества различной природы, традиционно используемые в фармацевтической промышленности. Концентрации растворов веществ-модификаторов и вводимые количества в сорбент были выбраны на основании данных, приводимых в литературе [14]. Данные таблицы 1 показывают, что модификация СКБ всеми исследованными веществами обеспечивает высокую гидрофильность порошков, что особенно характерно для сорбентов с желатином и сахаром. Целесообразность использования какого-либо модифицирующего вещества должна оцениваться по степени его влияния на сорбционные свойства сорбента. Известно, что в процессе модификации сорбента может наблюдаться следующее: во-первых, за счет сорбции модификатора на частицах сорбента происходит уменьшение объема пор, доступных различным маркерам; во-вторых, если модификатор обладает сорбционной активностью в отношении используемых маркеров, происходит их дополнительная адсорбция [15]. Влияние количества введенного в сорбент модификатора на его структурно-сорбционные свойства оценивали по величине предельного сорбционного объема (Ws), адсорбции йода и метиленового синего (МС) из водных растворов. Данные таблицы 1 показывают, что модификация исходного сорбента растворами всех использованных веществ приводит к уменьшению значений Ws, что должно сопровождаться снижением величин адсорбции выбранных маркеров. Приведенные данные показывают, что изменения сорбции этих маркеров зависят от природы веществ – модификаторов, т.е. от их способности взаимодействовать с йодом и МС. Было установлено, что собственно сорбции йода и метиленового синего на сахарозе не происходит (вещество взаимодействует с маркерами в соотношении 23,7 мг J2 и 3,9 мг МС на 1 г сахарозы соответственно). Поэтому четкая зависимость снижения значений адсорбции веществ-маркеров и Ws с ростом количества введенного в сорбент модификатора обусловлена его сорбцией в пористой матрице частиц сорбента. Крахмал обладает достаточно высокой способностью поглощать йод из растворов с образованием клатратов (249,0 мг J2 на 1 г крахмала), метиленовый синий сорбируется на этом полимере незначительно – Амс 4,0 мг/г. Как показывают данные таблицы 1, способность сорбировать йод для образцов сорбентов мало зависит от концентрации и количества модификатора, что противоречит данным об изменении значения Ws. В этом случае эффект изменения Ws компенсируется дополнительным поглощением маркера на крахмале, входящем в состав пористой матрицы. Вследствие незначительной дополнительной сорбции МС на крахмале в модифицированном образце уменьшение адсорбции данного маркера с ростом количества вводимого полимера может быть объяснено уменьшением объема пор, доступных маркеру. Использование 10 и 15% гелей желатина в качестве модификатора не приводит к ухудшению адсорбционной активности по выбранным маркерам при уменьшении значений Ws. Для образца, модифицированного 5% гелем желатина, наблюдается увеличение адсорбции МС и йода по сравнению с исходным образцом СКБ (табл. 1). Это можно объяснить дополнительным взаимодействием маркеров с желатином, входящим в состав модифицированных образцов (AJ2 и Амс для желатина составляет в условиях эксперимента 399 и 44,3 мг/г соответственно). Данные по сорбции метиленового синего, представленные на рисунках 1 и 2, демонстрируют кинетику сорбции маркера на веществах-модификаторах и модифицированных сорбентах. Поскольку только желатин характеризуется высокой активностью в отношении МС (рис. 1), модификация СКБ этим веществом будет приводить к увеличению значения адсорбции МС на модифицированном сорбенте по сравнению с исходным за счет дополнительной сорбции маркера желатином (рис. 2). Сравнение кинетических кривых сорбции МС на крахмале и модифицированном образце (рис. 1 и 2) позволяет сделать вывод, что в исследованном интервале времени рост сорбции МС для образца с крахмалом обусловлен, кроме увеличения доступности пор, возрастанием дополнительного поглощения маркера этим полимером в образце. Было установлено, что активность взаимодействия сахарозы с МС не зависит от времени. Поэтому максимальная сорбция маркера на образце достигается через 2 ч и далее не изменяется. Определения сорбции среднемолекулярного маркера (витамина В 12) и белка на исследуемых сорбентах проводили из водных растворов (рН 6,5) и из растворов, моделирующих в первом приближении среду желудка (растворы маркеров в 0,9% NaCl с рН 2,0 [10]). Поскольку в последнем случае не удалось приготовить 0,15% раствор метиленового синего из-за выпадения осадка, для определения при рН 2,0 и 6,5 использовали 0,01% раствор маркера. Е.В. ВЕПРИКОВА, М.Л. ЩИПКО, Е.Н. ЧУНАРЕВ 34 Рис. 1. Кинетические кривые сорбции метиленового синего на модифицирующих веществах: 1 – крахмал; 2 – желатин Рис. 2. Кинетические кривые сорбции метиленового синего модифицированными сорбентами: 1 – СКБ исходный; 2 – СКБ-желатин (5,0% гель,); 3 – СКБкрахмал (7,1% гель); 4 – СКБ-сахар (50,0% от mСКБ) Определения проводили для следующих модифицированных образцов, проявивших в основном тесте по МС максимальную адсорбционную активность: сорбент СКБ-крахмал, модифицированный 7,1% клейстером крахмала; сорбент СКБ-желатин, модифицированный 5,0% гелем желатина; СКБ-сахар, модифицированный 60,0% сиропом сахарозы. Количества вводимых подификаторов соответствуют данным таблицы 1. Полученные экспериментальные данные приведены в таблице 2, которые показывают, что значения сорбции всех исследуемых маркеров зависят от природы среды. В среде, моделирующей условия желудка при рН 2,0, значения сорбции всех маркеров ниже по сравнению с величинами, полученными для водных растворов. Например, в кислой среде и исходный сорбент СКБ и модифицированные образцы не способны сорбировать белок – желатин. Существенное влияние среды отмечено для сорбции витамина В 12 на образце, модифицированном желатином и крахмалом. Если значения сорбции этого маркера из водных растворов мало отличаются от показателя сорбции для исходного сорбента, то при использовании модельной среды эти показатели значительно снижаются – на 32 и 54% для образцов, модифицированных крахмалом и желатином соответственно. В целом модифицирование сорбента гелем желатина приводит к значительному снижению объема пор, доступных для среднемолекулярного маркера и белка, по сравнению с исходным сорбентом СКБ и другими модифицированными образцами. По способности сорбировать низкомолекулярный маркер МС этот модифицированный образец отличается от остальных незначительно. Таким образом, использование методики определения адсорбционной активности сорбентов по витамину В 12 и белку в условиях, моделирующих среду желудка, позволяет сделать вывод о нецелесообразности использования желатина как модификатора. Было проведено сравнение сорбционных свойств всех исследуемых сорбентов с литературными данными для различных энтеросорбентов. Установлено, что исходный сорбент СКБ и образцы на его основе, модифицированные крахмалом и сахарозой, по сорбции метиленового синего и цианкобаламина (витамина В12) при рН 2,0 не уступают промышленному энтеросорбенту «полифепан». По сорбции желатина при рН 6,5 исходный сорбент сравним с полифепаном, модифицированные образцы демонстрируют меньшую способность сорбировать этот маркер. По сорбции витамина В12 исследованные в работе сорбенты превосходят фармакопейный препарат глины белой и уступают ему только по сорбции белка. Также изученные образцы по сорбции всех исследованных маркеров превосходят фармакопейный препарат гидроксида алюминия [10]. Таблица 2. Сорбционная активность модифицированных сорбентов Сорбент СКБ исходный СКБ-крахмал СКБ-желатин СКБ-сахароза Полифепан* Глина белая* Гидроксид алюминия* * Данные работ [9, 10]. Адсорбция МС, мг/г рН 2,0 рН 6,5 10,9 11,8 10,3 11,8 10,2 12,3 9,5 11,5 10,0 … 11,4 … 3,4 … Адсорбция витамина В12, мг/г рН 2,0 рН 6,5 2,5 2,9 1,9 2,8 1,2 2,6 2,1 2,8 2,0 … 0 … 0,7 … Адсорбция желатина, мг/г рН 2,0 рН 6,5 0 33,6 0 29,8 0 7,9 0 24,3 0 32,5–50,7 32,5 … 0 … СВОЙСТВА ПОРОШКООБРАЗНЫХ И ТАБЛЕТИРОВАННЫХ ПРЕПАРАТОВ … 35 Таблетированные формы энтеросорбента из луба коры березы. Эффективность использования таблетированных форм энтеросорбентов определяется способностью самопроизвольно диспергироваться в среде желудка. В этом случае отпадает необходимость в предварительном измельчении таблеток. В данном разделе приведены исследования по получению таблеток энтеросорбента из луба коры березы и их сорбционных свойств. Методом штемпельного прессования сорбента из луба коры березы под давлением до 250 МПа были получены прочные таблетки без введения связующих и вспомогательных веществ. Также были получены таблетки на основе СКБ, содержащие добавки сухого крахмала и сахарной пудры. Полученные таблетки были исследованы на самопроизвольное диспергирование в жидкой среде и на адсорбционную способность в отношении метиленового синего (МС) и витамина В 12 из модельных растворов 0,9% NaCl с рН 2. Для определения сорбционной активности использовали растертые в порошок таблетки. Полученные экспериментальные результаты представлены в таблице 3. Данные таблицы 3 показывают, что таблетки сорбента из луба коры березы диспергируются в среде, моделирующей условия желудка, в течение длительного времени. Как показали наблюдения, таблетки, полученные при давлении прессования 233 МПа, при контакте с жидкой фазой самопроизвольно диспергируются с образованием большого количества крупных фрагментов – около 35% от массы таблетки. При диспергировании таблеток, полученных при 40 и 80 МПа, количество крупных фрагментов падает до 5 и 15% соответственно. Такой характер распада таблеток в жидкой среде приводит к снижению сорбционной активности по исследованным маркерам. Прессование сорбента в исследованном интервале давлений сопровождается снижением сорбционной активности по МС и витамину В 12 в сравнении с исходным порошкообразным сорбентом СКБ. Наибольшее уменьшение этих показателей происходит при давлении 233 МПа – на 13,3 и 24% для порошков таблеток и на 29,5 и 48% – для таблеток по МС и витамину В12 соответственно. Уменьшение времени диспергирования таблеток сорбента в модельной среде достигалось введением вспомогательных веществ: сухого крахмала и сахарозы в виде пудры. Данные таблицы 3 показывают, что добавки крахмала позволяют существенно снизить время распада таблеток. Диспергирование происходит без образования крупных фрагментов. Было установлено, что введение в состав таблетки крахмала более 20% нецелесообразно, так как приводит к обсыпанию кромок. Для получения быстро диспергирующихся таблеток необходимо вводить в смесь не менее 100% сахарозы от массы сорбента (табл. 3). В этом случае прочные образцы получаются при давлении прессования не менее 80 МПа. Так как крахмал проявляет незначительную активность по МС и В 12 (0,28 мг/г и 0,04 мг/г соответственно), а сахароза не взаимодействует с маркерами в условиях тестирования, сорбционная активность этих таблетированных форм определяется содержанием сорбента СКБ. Это подтверждается расчетами на основании данных таблицы 3. Использование крахмала как вспомогательного вещества предпочтительно, так как позволяет обеспечить содержание сорбента в таблетке не менее 85 % (табл. 3). Таблица 3. Свойства таблеток сорбента СКБ Сорбент Добавка, % от mСКБ Давление МПа 40 80 233 40 40 80 80 Время распада tп , мин 19 19 20 6 3 21 4 СКБ нет СКБ нет СКБ нет СКБ крахмал, 7,5 % СКБ крахмал, 16,4 % СКБ сахароза, 15,5 % СКБ сахароза, 100 % СКБ исходный порошкообразный * В скобках приведены значения адсорбции для таблеток сорбентов. Адсорбция МС, мг/г 9,7 (9,6)* 9,2 (8,7)* 9,1 (7,4)* 9,4 8,8 8,4 4,7 10,5 Адсорбция В12, мг/г 2,2 (2,0)* 2,1 (1,9)* 1,9 (1,3)* 2,1 1,9 1,8 1,2 2,5 Выводы Показано, что модифицирующие вещества различной природы позволяют существенно увеличить гидрофильность порошкообразных сорбентов, что подтверждается увеличением степени смешения порошка с водой и уменьшением времени получения водной суспензии. Определением сорбционной активности модифицированных порошкообразных сорбентов в условиях, моделирующих среду желудка, по метиленовому синему, витамину В12, желатину установлено, что лучшими показателями характеризуются сорбенты, модифицированные клейстером крахмала (9,1% крахмала от Е.В. ВЕПРИКОВА, М.Л. ЩИПКО, Е.Н. ЧУНАРЕВ 36 массы сорбента) и сиропом сахарозы (50,0% сахарозы от массы сорбента). По сорбционным свойствам эти сорбенты практически не уступают промышленному энтеросорбенту «Полифепан». Показано, что прямое прессование сорбента из луба коры березы позволяет получать прочные таблетки без связующих и вспомогательных веществ. Снижение времени самопроизвольного диспергирования таблеток до 3–6 мин достигается введением в состав таблетируемого образца сухих крахмала и сахарозы. Установлено, что крахмал как вспомогательное вещество предпочтителен, поскольку при его использовании быстрое диспергирование, приемлемые значения адсорбции исследованных маркеров достигаются при незначительном количестве добавки (7,5–16,4% от массы сорбента). Таким образом, модифицированные порошкообразные сорбенты и таблетированные препараты из луба коры березы являются удобными в применении лекарственными формами, характеризующиеся приемлемыми сорбционными свойствами в отношении принятых в фармакологии маркеров. По результатам исследований они могут быть рекомендованы для применения в области энтеросорбции. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. Мащенко И.С., Помойницкий В.Г. Сорбционные методы детоксикации в клинике. Минск, 1983. 182 с. Лукичев Б.Г., Цюра В.И., Панина И.Ю., Авизова Т.С. Энтеросорбция / под ред. Н.А. Белякова. Л., 1991. 328 с. Исмаилов М.Г., Махкамов Х.М., Исмаилов П.Л. Высокоэффективный углеродный сорбент медицинского назначения из хлопкового лигнина // Химико-фармацевтический журнал. 2000. Т. 34. №12. С. 38–40. Пак Т.С., Тахтаганова Д.Б., Кристаллович Э.Л. Энтеросорбент на основе фиброина натурального шелка и его механохимическая модификация дезоксипеганин гидрохлоридом // Химико-фармацевтический журнал. 2007. Т. 41. №1. С. 21–26. Веприкова Е.В., Щипко М.Л., Кузнецова С.А., Кузнецов Б.Н. Получение энтеросорбентов из отходов окорки березы // Химия растительного сырья. 2005. №1. С. 65–70. Эшер У. Дж., Девис Т.А., Клейн Э. Сорбенты и их клиническое применение / под ред. К. Джиордано. Киев, 1989. 398 с. Патент RU 2311954. Энтеросорбент и способ его получения / Кузнецова С.А., Щипко М.Л., Кузнецов Б.Н., Ковальчук Н.М., Веприкова Е.В., Лезов А.А. // БИ. 2007. № 34. С. 128. Вальтер М.Б., Тютенков О.Л., Филиппин Н.Д. Постадийный контроль в производстве таблеток. М., 1982. 315 с. Решетников В.И. Оценка адсорбционной способности энтеросорбентов и их лекарственных форм // Химикофармацевтический журнал. 2003. Т. 37. №5. С. 28–32. Маркелов Д.А., Ницак О.В., Геращенко И.И. Сравнительное изучение адсорбционной активности медицинских сорбентов // Химико-фармацевтический журнал. 2008. Т. 42. №7. С. 30–33. Полюдек-Фабини Р., Бейрих Т. Органический анализ: пер. с нем. Л., 1981. 624 с. Государственная фармакопея СССР. 11-е изд. М., 1990. Вып. 2. 679 с. Вяхирев Д.А., Шушунова А.Ф. Руководство по газовой хроматографии. 2-е изд., перераб. и доп. М., 1987. 335 с. Исмаилова М.Г. Технология получения таблеток активированного угля АУ-Л и определение их адсорбционной активности // Химико-фармацевтический журнал. 2007. Т. 41. №5. С. 49–52. Невар Т.Н., Савицкая Т.А., Осипова А.В., Макаревич С.Е., Цыганкова Н.Г., Гришпан Д.Д. Влияние коллоиднохимических свойств активированных углей на их терапевтическую эффективность // Химикофармацевтический журнал. 2007. Т. 41. №6. С. 44–48. Поступило в редакцию 5 марта 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 37–42. УДК 634.86:676.032 ПРОДУКТЫ ХИМИЧЕСКОГО МОДИФИЦИРОВАНИЯ КАВИТИРОВАННОЙ ДРЕВЕСИНЫ ЛИСТВЕННИЦЫ © Э.Е. Нифантьев¹, М.П. Коротеев², Г.З. Казиев², А.Т. Телешев², Е.И. Матросов¹, Г.В. Бодрин¹* ¹Институт элементоорганических соединений им. А.Н. Несмеянова РАН, ул. Вавилова, 28, Москва, 119991 (Россия) e-mail: [email protected] ²Московский педагогический государственный университет, Несвижский пер., 3, Москва, 119021 (Россия) e-mail: [email protected] В ходе комплексной переработки отходов лесозаготовки лиственницы с применением процесса кавитирования преобладающей по массе среди выделяемых компонентов является так называемая кавитированная древесина (КД), представляющая собой в основном целлюлозно-лигниновый композит. Одним из вариантов практического использования КД является ее химическая модификация. В связи с этим исследовано взаимодействие КД лиственницы с высокоактивными галогенидами фосфора, кремния, серы и бора, формальдегидом, производными уксусной кислоты, хлористым бензилом, пероксидом водорода и азотной кислотой, приводящее к возникновению новых потенциально перспективных материалов. Ключевые слова: лиственница, кавитированная древесина, целлюлоза, лигнин, хлорангидриды кислот фосфора, диметилдихлорсилан, сульфурил хлористый, бензолсульфохлорид, карбоксиметилирование, хлорацетат натрия, оксиметилирование, формальдегид, фурфурол, формилирование, гексаметилентетрамин, уксусная кислота, трехбромистый бор, деметилирование, окисление, пероксид водорода, ацетилирование, уксусный ангидрид, бензилирование, хлористый бензил, нитрация, азотная кислота, ИК-спектры. Работа выполнена при финансовой поддержке программы Отделения химии и наук о материалах РАН №6 (ОХНМ-06) «Научные основы рационального использования природных и техногенных ресурсов»; тема: «Комплексная переработка древесины хвойных растений». Введение Проблема комплексной переработки лиственницы, являющейся распространенной культурой лесных массивов Сибири, имеет большое народно-хозяйственное значение. К сожалению, до настоящего времени отходы лесозаготовки лиственницы – комлевые части деревьев, кора, ветви, хвоя, как правило, остаются на лесосеках, загрязняя их и создавая проблемы экологического характера. Между тем в этих отходах содержатся практически важные природные соединения. Для комплексной переработки отходов лесозаготовки лиственницы нами был разработан и запатентован оригинальный подход, позволяющий заметно повысить эффективность извлечения из указанных отходов ценных биологически активных компонентов путем комбинирования механических (кавитирование) и химических методов воздействия на древесину в водной среде [1, 2]. Сущность процесса кавитирования (от английского «cavity» – полость, впадина) заключается в разрыхлении нативной древесины и создании полостей между молекулами биополимеров в толще древесной массы. Такое разрыхление облегчает доступ к макромолекулам древесины химических реагентов. Основное внимание уделялось исследованию разделения полученной диспергированной массы на компоненты и, далее, разработке способов выделения из каждого компонента целевых продуктов. Первичное разделение продуктов проводилось по схеме, включающей в себя фильтрование (выделение первой фракции – древесной массы), экстракцию водной фазы неполярным растворителем (выделение смол, богатых изопренолами) и, наконец, экстракцию полярными растворителями (выделение полярных соединений, прежде всего флавоноидов, среди которых преобладает дигидрокверцетин). Результатом этой процедуры явилось получение химически интересных продуктов, которые затем очищались традиционными методами органической химии. Первая фракция – так называемая кавитирован* Автор, с которым следует вести переписку. 38 Э.Е. НИФАНТЬЕВ, М.П. КОРОТЕЕВ, Г.З. КАЗИЕВ, А.Т. ТЕЛЕШЕВ И ДР. ная древесина (КД), представляющая собой в основном целлюлозно-лигниновый композит и являющаяся преобладающей по массе (60 мас% и более), очищалась промывкой водой и спиртом. После высушивания полученный продукт образует гранулы небольшого размера (2–5 мм в диаметре) с волокнистой структурой, тускло-коричневатого цвета. Главная задача настоящего исследования – поиск путей наиболее рационального практического применения КД лиственницы. Учитывая, что в молекулах обоих биополимеров (целлюлоза и лигнин), входящих в состав КД, присутствуют реакционно-способные гидроксильные группы (нуклеофильные центры), то одним из основных вариантов использования этого продукта могло стать его химическое модифицирование по этим функциональным группам с целью получения новых материалов. Возможность подобного модифицирования древесины после активации несомненна, и это было показано ранее, например, для древесины осины и сосны [3, 4]. Работы по изучению процессов химического модифицирования древесины посредством реакций карбоксиметилирования, бензилирования, этерификации и др. подробно освещены в обзоре [5]. Экспериментальная часть Образцы древесины лиственницы Larix были отобраны на лесосеках в Иркутской области, по правому берегу Ангары в сентябре–октябре 2006 г., и подвергнуты обработке по указанным методикам [1, 2] для выделения КД. Предварительная подготовка образцов КД к использованию. Гранулы КД [1, 2] дополнительно измельчались в фарфоровой ступке, образуя опилки размером не более 1 мм. Часть опилок промывалась последовательно спиртом (до исчезновения окраски фильтрата), ацетоном, эфиром и сушилась в вакууме водоструйного насоса над Р2О5 при 20–25 °C (образец КД-1); т.разл. > 290 °C. Другая часть опилок (20 г) обработана разбавленной H2SO4 (~9,6 мас%, 400 мл) при 20 °C и перемешивании. Через 72 ч. осадок отделяется, промывается водой, водным аммиаком, вновь водой до pH~7, 25%-ной AcOH, водой, ацетоном, эфиром и сушится на воздухе, а затем в вакууме над P2O5. Известно, что под действием H2SO4 гемицеллюлозы, пектиновые вещества и небольшая часть лигнина древесины переходят в раствор; при этом в твердой массе остаются целлюлоза и бóльшая часть лигнина [6, c. 46]. Получено 15 г мелких светло-коричневых опилок с т.разл. > 270 °C (образец КД-2). Все эксперименты проводили в круглодонных трехгорлых стеклянных колбах, снабженных механической мешалкой, термометром и обратным холодильником с хлоркальциевой трубкой. Использовались безводные органические растворители и дистиллированная вода. Опыты с производными трехвалентного фосфора проводили в атмосфере сухого аргона. Высушивание всех полученных образцов модифицированной КД осуществляли в вакууме водоструйного насоса над P2O5 при 20–25 °C. ИК-спектры образцов исходной и модифицированной КД регистрировали в твердом виде (таблетки KBr) на спектрофотометре UR-20 (400–3700 см-1). Обсуждение результатов На первоначальном этапе наших исследований основное внимание уделялось взаимодействию КД с коммерчески доступными высокоактивными галогенидами кремния, серы, бора и, в первую очередь, фосфора. Если к настоящему времени фосфорилированию целлюлозы посвящен обстоятельный обзор [7] и было начато изучение фосфорилирования древесины сосны [8], то включение фосфора в состав КД лиственницы впервые подробно исследовалось в настоящей работе. Фосфорилирование КД под действием хлорангидридов кислот фосфора. Особый интерес представляет собой создание на базе КД оригинальных фосфорсодержащих компонентов металлокомплексных катализаторов полимерного типа за счет использования в качестве модификаторов фосфорорганических соединений различных классов [9]. Первоначально мы исследовали взаимодействие КД с высокоактивным дифенилхлорфосфином (I). Так, фосфорилирование образца КД-1 (0,88 г) хлорфосфином (I) (2,4 г) осуществлялось нагреванием компонентов в среде бензола (20 мл) при перемешивании в присутствии эквимолярного количества пиридина в качестве акцептора хлористого водорода (60–65ºС, 22 ч): (КД)–ОН + ClPPh2 + C5H5N → (КД)–OPPh2 + C5H5N∙HCl. Побочный продукт реакции – хлоргидрат пиридина удаляли промывкой выделенного материала ~ 50%-ным водным спиртом; остаток далее промывали ацетоном, эфиром и сушили. Установлено, что в указанных условиях образуется фосфорилированная КД (1,1 г, желтовато-коричневые опилки с т.разл. > 290 °C) с содержанием фосфора 7,6 мас%, в ИК-спектре образца которой наблюдаются полосы поглощения группировок Р–О–СAlk при 860 см–1 и Р–СAr при 710 и 735 см–1. Подобный вариант проведения процесса и выделения конечного продукта использовался и во всех последующих взаимодействиях КД с рядом реагентов. Было изучено также ПРОДУКТЫ ХИМИЧЕСКОГО МОДИФИЦИРОВАНИЯ … 39 фосфорилирование КД-1 при 75–80 °C и менее активными реагентами – монохлорангидридами кислородных кислот пятивалентного фосфора, а именно, дифенилхлорфосфинатом (II), О-этилметилхлорфосфонатом (III) и диэтилхлорфосфатом (IV). В этих случаях реакция протекала за 18–22 ч по аналогичной схеме в схожих масштабах. Содержание фосфора в продуктах (светло-коричневые опилки с увеличившейся на 20–25% массой) составило 2,6 мас.% [для (II), т.разл. > 280 °C], 9,6 мас.% [для (III), т.разл. > 220 °C] и 5,3 мас% [для (IV), т.разл. > 210 °C]. В ИК-спектрах образцов на основе (III) и (IV) имеются полосы поглощения групп Р=О в области 1225–1240 см–1 и группировок Р–О–СAlk в интервале 850–860 см–1. В ходе предварительного исследования комплексообразующих свойств полученных материалов по отношению к катионам тяжелых металлов выяснилось, что в кислых средах часть компонентов фосфорилированной древесины образца КД-1 переходит вместе с металлом в раствор. Для преодоления этого нежелательного явления мы перешли к работе с образцом КД-2, свободным от наличия легко гидролизуемых компонентов, который сейчас испытывается в аналогичных опытах с реагентами (I)–(IV). Помимо этого, на примере образца КД-2 (1,25 г) осуществлялось его взаимодействие с эфирохлорангидридами кислот трехвалентного фосфора, полученными по литературным методикам [10], а именно, с 2,2-диметилпропиленхлорфосфитом (V) (2,9 г), о-фениленхлорфосфитом (VI) (2,7 г), этил- (VII) (1,2 г) и метилдихлорфосфитом (VIII) (1,1 г), 1,2-пропиленхлорфосфитом (IX) (2,4 г) и PCl3 (X) (1,6 г). Процесс проводился в вышеуказанных условиях (бензол, пиридин, 60–65 °С, 15–21 ч.) с добавлением в реакционную смесь по завершении реакции 2–3 мл спирта и последующей стандартной процедурой выделения продуктов. Последние представляют собой желтые порошкообразные материалы (отмечено увеличение массы на 18–40%) с содержанием фосфора 6,9 мас% [для (V), т.разл. > 270 °C], 5,1 мас% [для (VI), т.разл. > 240 °C], 6,7 мас% [для (VII), т.разл. > 250 °C], 9,2 мас% [для (VIII), т.разл. > 230 °C], 4,2 мас% [для (IX), т.разл. > 260 °C], и 10,3 мас% [для (X), т разл. > 260 °C]. В ИК-спектрах этих продуктов наблюдаются полосы поглощения при 1035, 1065 и 1220 см–1, относящиеся к фрагментам Р–О–СAlk и P–O–CAr. Силилирование КД хлорсиланами. С целью создания на основе КД гидрофобных сорбентов, пригодных для решения чрезвычайно важной экологической проблемы – удаления нефтяных загрязнений с водной поверхности, было исследовано силилирование образца КД-2 (1,3 г) под действием Me2SiCl2 (1,8 г). При нагревании смеси компонентов в толуоле (25 мл) в присутствии двух эквивалентов пиридина (80–85 °С, 14 ч) образуется материал (1,6 г, т.разл. > 290 °C) в виде светло-желтых мелких опилок, который содержит 6,1 мас% кремния и 1,7 мас% хлора (хлоргидрат пиридина удаляли промывкой продукта СН2Сl2): (КД)–ОН + Cl2SiMe2 + C5H5N → (КД)–OSiMe2Cl + (КД)–OSiMe2O–(КД) + C5H5N∙HCl. Следует отметить, что в отсутствие органического основания реакция практически не идет. В ИКспектре образца силилированной КД имеется узкая полоса при 815 см–1, которая может быть отнесена либо к фрагменту Si–Cl, либо к фрагменту (Si)–CH3, что указывает на вхождение кремнийорганического заместителя в целлюлозный каркас. Помимо этого, в спектре наблюдается интенсивная полоса в интервале ~ 1040– 1050 см–1, которую можно связать с группой –O–SiMe2–O– [11]. Увеличение объема органического радикала при атоме кремния на примере Bu2SiCl2 или Ph2SiCl2 приводит к снижению содержания кремния в конечных продуктах до 1,8 и 1,1 мас% соответственно. Сложные эфиры КД и серосодержащих кислот. Продукты на основе КД, содержащие серу в виде эфиров серной или арилсульфокислот, можно получить взаимодействием образца КД-2 (1,25 г) с SO2Cl2 (1,9 г) либо PhSO2Cl (2,5 г) в бензоле (25 мл) в присутствии пиридина (60–65 °С, 12 ч) по вышеприведенной схеме с добавлением к смеси по завершении прогрева 2 мл метанола. Дальнейшая обработка – как в опытах с хлорангидридами кислот фосфора. Отмечено существенное возрастание массы (на 48 и 24 мас%) полученных в виде бледно-коричневых мелких опилок материалов с содержанием серы 5,5 мас% (т.разл. 165–168 °С) и 3,0 мас% (т.разл. 200–205 °С) соответственно. В ИК-спектрах продуктов наблюдаются полосы поглощения фрагментов –О–SO2–О– и –O– SO2–CAr при 1100, 1250 и 1280 см–1. Карбоксиметилирование КД. Реакциям карбоксиметилирования древесины и другого растительного сырья посвящено большое количество работ [5]. Нами изучена возможность распространения известного способа карбоксиметилирования древесины осины на образец КД-1 с целью получения нового реагента, который может быть использован в качестве добавки к промывочным жидкостям при бурении нефтяных и газовых скважин [12] и потенциально катионообменного материала. При воспроизведении этой методики последовательная обработка КД (4,0 г) раствором NaOH (2,4 г) в водном i-PrOH (38 мл; массовое соотношение спирт : вода = 4,3 : 1; 80 °С, 6 ч) и затем ClCH2CO2Na (1,0 г, 45–50 °С, 3 ч) дает продукт в виде тускложелтого мелкого порошка (3,5 г, т.разл. > 260 °C): 40 Э.Е. НИФАНТЬЕВ, М.П. КОРОТЕЕВ, Г.З. КАЗИЕВ, А.Т. ТЕЛЕШЕВ И ДР. (КД )–ОН + NaOH + ClCH2CO2Na → (КД)–OCH2CO2Na + NaCl + H2O. В ИК-спектре последнего наблюдаются интенсивные полосы поглощения при 1610 и 1410 см-1, относящиеся соответственно к антисимметричным и симметричным колебаниям фрагмента –СО2¯, что однозначно свидетельствует о преобладающем присутствии в образце КД групп –СО2Na. Данная методика легко масштабируется и пригодна для получения карбоксиметилированной КД в количествах, необходимых для проведения соответствующих испытаний. Оксиметилирование КД. Реакция оксиметилирования ароматических ядер лигнинового компонента КД проводилась по методике, предложенной ранее для синтеза жидких лигнинсодержащих фенолформальдегидных смол на основе биолигнина [13], который мы решили заменить на КД. Суть процесса заключается во взаимодействии лигнинсодержащего образца КД-1 (2,0 г) с формальдегидом (10 мл 25,2%-ного раствора в воде) и раствором NaOH (1,6 г в 25 мл воды) при 60–65 °С в течение 3 ч. Осадок отделяется, промывается водой до рН~7,0, 2%-ной АсОН, спиртом, ацетоном, эфиром и сушится. Получено 1,85 г опилок, внешне похожих на исходные, с т.разл. > 290 °C. В последующих опытах с участием этих образцов КД осуществлялось варьирование температуры реакции (30–70 °C), времени взаимодействия (до 10 ч) и количества использованного формальдегида (возрастало в 4–5 раз). Во всех случаях наблюдалась частичная деструкция образцов (с потерей массы образца до 10 мас%), а образующиеся оксиметилированные производные представляют собой сыпучие порошкообразные материалы, цвет которых в зависимости от условий проведения процесса варьируется от желтоватого до коричневого. При этом температуры разложения продуктов, полученных в этой серии экспериментов, существенно не отличаются от значений таковых для исходных образцов КД-1 и КД-2. Замена формальдегида на фурфурол (6,3 г) в опыте с КД-2 (1,1 г) и NaOH (2,2 г в 26 мл воды) в атмосфере аргона (60–65 °C, 4 ч) ведет к продукту в виде опилок темно-серого цвета (1,0 г, т.разл. > 300 °C), что, видимо, связано с протекающей параллельно реакцией оксиметилирования полимеризацией исходного гетероароматического альдегида. Была исследована также возможность формилирования ароматических ядер лигнинового компонента образца КД-1 (1,95 г) гексаметилентетрамином (4,2 г) в условиях реакции Соммле [14]. Смесь реагентов в 50%-ной AcOH (50 мл) нагревается при перемешивании (92–97 °С, 8 ч); осадок после отделения промывается водой (до обесцвечивания промывок), спиртом, ацетоном, эфиром и сушится. Выделен материал, представляющий собой окрашенные в грязно-серый цвет электризующиеся опилки (1,85 г, т.разл. > 300 °C). В ИК-спектре этого образца появляется полоса поглощения альдегидной группы при 1740 см –1. С целью увеличения реакционной способности ароматических ядер лигнина КД посредством превращения их в двух- и трехатомные фенолы в изучаемой реакции оксиметилирования было решено осуществить предварительное деметилирование метоксильных групп лигнина. В качестве деметилирующего агента был выбран BBr3, который, согласно литературным данным [15], способен легко расщеплять С–О-связь в простых эфирах, в частности, в алкиловых эфирах фенолов. Осуществлено взаимодействие раствора этого реагента (17 г) в CH2Cl2 (30 мл) с образцом КД-1 (2,1 г) в CH2Cl2 (30 мл) при перемешивании (20 °С, 8 ч). Смесь разлагается холодной водой (100 мл); осадок отделяется, промывается водой до исчезновения окраски, 5%-ным водным NaOH, водой, 5%-ной AcOH, водой до рН~6, спиртом, ацетоном и сушится. Выделены сыпучие светло-коричневые опилки (1,6 г, т.разл. > 260 °C), причем наблюдалась ожидаемая убыль массы образца (~24 мас%). Полученный в реакции деметилирования образец КД (1,5 г) был далее обработан формальдегидом в вышеописанных условиях (30 °C, 8 ч). Конечным продуктом этих последовательных химических превращений явился бледно-коричневый мелкий сыпучий порошок (1,45 г, т.разл. > 260 ºC). Следует отметить, что в ходе реакции оксиметилирования масса образца осталась практически неизменной. Ужесточение условий деметилирования образца КД-1 (бензол вместо CH2Cl2, 80 °С, 5 ч) и распространение их на образец КД-2 способствовало уменьшению массы модифицированных образцов обоих типов на 33–40 мас% после первой стадии этого двухстадийного процесса (у них т-ры разл. > 250 °C), а после второй стадии (оксиметилирования формальдегидом) были опять-таки выделены сыпучие порошки с более глубокой коричневой окраской и с т.разл. > 280 °C. При этом наблюдалась незначительная (до 10 мас%) убыль массы образцов и на второй стадии процесса. Нами также изучена возможность осуществления целенаправленной частичной деполимеризации уже не целлюлозного, а лигнинового компонента КД. Для этого образец КД-2 (1,1 г) нагревали (~ 80 °C, 10 ч) в среде водного этанола (1 : 1, 30 мл) в присутствии катализатора – концентрированной HCl (0,3 мл) [6, с. 101]. Осадок отделили, промыли водой, спиртом, ацетоном и высушили. Полученный материал (0,85 г, тускложелтые опилки) далее вводили в реакцию оксиметилирования в стандартных условиях. В результате этого двухстадийного процесса был выделен сыпучий порошок тускло-коричневого цвета (0,72 г, т.разл. > 290°C). ПРОДУКТЫ ХИМИЧЕСКОГО МОДИФИЦИРОВАНИЯ … 41 Таким образом, все выполненные нами эксперименты по оксиметилированию КД, независимо от условий их осуществления, приводят к твердым порошкообразным продуктам, а не к ожидаемым смолистым веществам, образование которых наблюдалось ранее при использовании гидролизного (органорастворимого) лигнина [16]. Подобный результат может быть объяснен как наличием в КД целлюлозного компонента, так и высокой молекулярной массой присутствующего в ней лигнина. Окисление КД. К смеси образца КД-2 (1,1 г), NaOH (2,0 г) и воды (28 мл) при перемешивании прикапывается 20%-ная водная H2O2 (10 мл) с последующим нагреванием (45–50 °С, 1 ч) и добавлением (при 20 °C) концентрированной HCl (4,0 мл). Осадок отделяется, промывается водой до pH~6, спиртом, ацетоном и сушится, давая светло-желтый, напоминающий вату, волокнистый продукт (0,85 г, т.разл. > 300 °C); убыль массы происходит главным образом за счет распада лигниновой составляющей КД [6, с. 52]. Реакция ацетилирования древесины, изменяющая термопластичные свойства последней, исследована наиболее полно из всех реакций химического модифицирования древесины [5]. Мы провели ацетилирование КД-2 (1,0 г) смесью AcOH – Ac2O (1 : 1, по 10 мл) в присутствии каталитических количеств (2 капли) 14,5 М HNO3 при кипячении смеси (~120 °C, 5 ч) [6, с. 88]: (КД)–ОН + Ас2О → (КД)–ОАс + АсОН. Осадок после отделения, промывки водой до pH~6.0, спиртом, ацетоном и сушки представляет собой мелкие опилки тускло-желтого цвета (1,15 г, т.разл. > 310 °C). В ИК-спектре продукта обнаружены интенсивные полосы поглощения при 1245 и 1750 см -1, соответствующие колебаниям О–С и С=О связей ацетатной группы [11]. Эти данные, наряду с заметным ростом массы образца, говорят о высокой степени внедрения ацетильных групп в состав компонентов КД. Интерес к реакции бензилирования древесины возрос за последние 20–30 лет благодаря перспективам использования бензилированной древесины в качестве компонента в различных композиционных материалах [5]. Нами осуществлено бензилирование КД лиственницы в оптимальных условиях, найденных ранее для хлопкового волокна [17], в соответствии со схемой: (КД)–ОН + NaOH + ClCH2Ph → (КД)—OCH2Ph + NaCl + H2O. Так, к образцу КД-2 (1,25 г) добавляли раствор NaOH (0,8 г) в воде (2,9 мл) и этаноле (2 мл), выдерживали 2 ч при 80 °С. Затем смесь разбавляли избытком (20 мл) хлористого бензила и перемешивали 4 ч при температуре бани 95 °С. Осадок отделяли, промывали последовательно спиртом, 25%-ной АсОН, водой, спиртом, ацетоном, эфиром и сушили в вакууме. Получено 1,5 г продукта в виде бледно-желтых опилок с т.разл. > 300 °С. Сравнивая брутто-формулы, рассчитанные по данным элементных анализов исходной КД-2, содержащей 48,35 мас% углерода и 6,65 мас% водорода, и бензилированной КД (найдено 64,06 мас% углерода и 5,96 мас% водорода) и допуская при этом, что количество кислорода в образце по ходу процесса остается неизменным, можно отметить увеличение количества углерода в продукте реакции в 2 раза, а средней молекулярной массы – в 1,5 раза. Нитрация КД изучалась в различных условиях с целью получения продуктов, содержащих нитрогруппы прежде всего в виде сложных эфиров целлюлозного компонента, которые наблюдались ранее при обработке нитрующими смесями древесины осины [18]. Взаимодействие образца КД-1 (2,1 г) с 14,5 м. HNO3 (43 мл) в присутствии ледяной AcOH (32 мл) и Ac2O (25 мл) протекает при 0 °С и перемешивании в течение 1 ч [19, с. 48]. Осадок отделяется, промывается холодной AcOH (до обесцвечивания промывок), затем водой до рН~6,0, спиртом, ацетоном и сушится. Выделен продукт (1,9 г) в виде светло-коричневых опилок (т.разл. > 220 °C), в ИК-спектре которого, однако, не наблюдаются полосы поглощения в ожидаемых областях. Видимо, указанные условия реакции ведут лишь к окислению и деструкции древесины, а не к образованию нитроэфиров [6, c. 66]. Повторение процесса с этим же образцом КД (1,7 г) и 14,5 м. HNO3 (30 мл) в безводной среде – в присутствии избытка Ac2O (77 мл), связывающего воду, позволяет получить продукт (2,1 г) в виде тускло-желтых опилок, в котором по данным ИК-спектра присутствуют как нитро-, так и нитрозогруппы (поглощение при 1290 и 1670 см-1): (КД)–ОН + НNO3 + Ac2O → O=N–O–(КД)–ONO2 + AcOH. Температура разложения этого нитроэфира КД выше 190 °С, а содержание в нем азота по данным элементного анализа составляет ~8,5 мас%. В отличие от концентрированной HNO3, разбавленная водно-этанольная HNO3 (14,5 М кислота, 10 мл, и спирт, 40 мл) при 3-часовом кипячении с образцом КД-2 (2,0 г) нитрует лишь лигнино- Э.Е. НИФАНТЬЕВ, М.П. КОРОТЕЕВ, Г.З. КАЗИЕВ, А.Т. ТЕЛЕШЕВ И ДР. 42 вый компонент, а целлюлозная часть КД в этих условиях остается неизменной и может быть легко отделена от перешедшего в раствор образующегося нитролигнина [6, с. 24]. После промывки водой, спиртом, ацетоном и сушки получен бледно-желтый волокнистый материал (0,92 г, т.разл. > 280 °C), который, по данным элементного анализа, содержит 43,25 мас% углерода и 6,45 мас% водорода, что хорошо удовлетворяет брутто-формуле целлюлозы (С6Н10О5∙0,25Н2О)n. Указанный процесс может быть рекомендован в качестве простого и удобного метода количественного определения целлюлозной составляющей КД. В то же время образец КД-2, как отмечалось выше, содержит 48,35 мас% углерода и 6,65 мас% водорода. Полученные данные позволяют рассчитать для него элементный состав лигнинового компонента, отвечающий усредненной брутто-формуле (С11Н17О6,3)n. Выводы 1. Изучено химическое модифицирование КД – основного по массе продукта комплексной переработки древесины лиственницы с использованием различных элементоорганических, органических и неорганических реагентов. 2. На примерах взаимодействия КД с элементоорганическими реагентами просматривается взаимосвязь между размерами молекулы реагента (объемом радикалов при гетероатоме) и глубиной протекания реакции по объему КД (количеством элемента, вошедшего в состав модифицированной КД). 3. Показана возможность создания на базе КД целой гаммы оригинальных материалов с широким спектром потенциального практического использования. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18. 19. Пат. 2233858 РФ. Способ комплексной переработки древесины лиственницы / Нифантьев Э.Е., Коротеев М.П., Казиев Г.З., Волков Г.А., Гатауллин Р.Ш. // БИ. 2004. №22. Нифантьев Э.Е., Казиев Г.З., Коротеев М.П., Усов А.И., Нифантьев Н.Э. Проблема комплексной переработки древесины лиственницы // Ресурсы. Технологии. Экономика. 2005. №4. С. 24–29. Катраков И.Б., Маркин В.И., Базарнова Н.Г. Переработка отходов растительного сырья с использованием метода кавитационной предобработки // Химия и технология растительных веществ: материалы III Всерос. конф. (7–10 сентября 2004). Саратов, 2004. 348 с. Базарнова Н.Г., Петраков А.Д., Катраков И.Б., Маркин В.И., Фролова Т.В. Кавитация как способ предобработки растительного сырья // Строение, свойства и качество древесины–2004: труды IV междунар. симпозиума 13–14 сентября 2004. СПб., 2004. Т. 1. С. 241–244. Базарнова Н.Г., Катраков И.Б., Маркин В.И. Химическое модифицирование древесины // Российский химический журнал. 2004. Т. XLVIII. №3. С. 108–115. Никитин В.М. Лигнин. М.; Л., 1961. 316 с. Нифантьев Э.Е. Фосфорилирование целлюлозы // Успехи химии. 1965. Т. 34. Вып. 12. С. 2206–2219. Лагуткина Е.В., Скрипченко Е.С., Быстрова А.К., Житков К.Е. Фосфорилирование древесины фосфористой кислотой и ее производными // Химия и технология растительных веществ: материалы III Всерос. конф. (7–10 сентября 2004). Саратов, 2004. 348 с. Корбридж Д. Фосфор: основы химии, биохимии и технологии: пер. с англ. М., 1982. 680 с. Кормачев В.В., Федосеев М.С. Препаративная химия фосфора. Пермь, 1992. 468 с. Беллами Л. Инфракрасные спектры сложных молекул: пер. с англ. М., 1963, 590 с. Базарнова Н.Г., Чубик П.С., Хмельницкий А.Г., Галочкин А.И., Маркин В.И. Карбоксиметилированная древесина – химический реагент для приготовления буровых растворов // Журнал прикладной химии. 2001. Т. 74. Вып. 4. С. 660–666. Медведева Е.Н., Бабкин В.А., Синицын А.П., Попова Н.Н. Синтез лигнинсодержащих фенолоформальдегидных смол // Химия растительного сырья. 2000. №1. С. 51–54. Baker W., McOmie J.F.W., Miles D. Synthesis of aurantiogliocladin // J. Chem. Soc. 1953. N3. P. 820–822. McOmie J.F.W., Watts M.L., West D.E. Demethylation of aryl methyl ethers by boron tribromide // Tetrahedron. 1968. V. 24. N5. Pp. 2289–2292. Медведева Е.Н., Бабкин В.А. Использование лигнина для синтеза фенолоформальдегидных смол // Химия в интересах устойчивого развития. 1996. Т. 4. №4–5. С. 333–342. Klein E., Stanonis D.J., Harbrink P., Berni R.J. The preparation and properties оf partially benzylated cotton // Textile Res. J. 1958. V. 28. N8. Рp. 659–668. Панченко О.А., Титова О.И. Проблемы и достижения при получении нитратов целлюлозы // Химия растительного сырья. 2005. №3. С. 85–88. Байклз Н., Сегал Л. Целлюлоза и ее производные: пер. с англ. М., 1974. Т. 2. 512 с. Поступило в редакцию 26 июля 2009 г. После переработки 27 февраля 2010 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 43–48. УДК 582.632+1:57.014 ИЗМЕНЕНИЕ ХИМИЧЕСКОГО СОСТАВА КОРКИ И ЛУБА БЕРЕЗЫ ПОВИСЛОЙ BETULA PENDULA ROTH. (BETULACEAE) ПО ВЫСОТЕ ДЕРЕВА © Д.Н. Ведерников*, Н.Ю. Шабанова, В.И. Рощин Санкт-Петербургская государственная лесотехническая академия им. С.М.Кирова, Институтский пер., 5, Санкт-Петербург, 194021 (Россия) e-mail: [email protected] В статье приводятся результаты определения группового химического состава отдельных частей коры березы повислой Betula pendula (Betulaceae) на различной высоте дерева. Определено, что доля коры в исследуемой березе составляет 14%, в том числе 5,4% бересты и 8,6% луба. После метанолиза луба установлено содержание по высоте ствола основных групп веществ: целлюлозы, лигнина, экстрактивных и минеральных веществ, свободных кислот и углеводов в бересте и лубе. Ключевые слова: Betula pendula Roth. (Betula verrucosa Ehrh.), кора, корка, луб, групповой химический состав, изменение по высоте ствола, полисахариды, лигнин, жирные кислоты луба, продукты метанолиза луба. Введение Береза – ценное сырье для различных отраслей промышленности, причем все ее части – почки, ветки, листья, береста, сок и особенно древесина – широко используются. В настоящее время в промышленности перерабатывается в основном стволовая древесина, которая находит применение в целлюлозно-бумажной и деревообрабатывающей промышленности, а также при изготовлении древесного угля. Небольшое количество бересты используется для получения дегтя. На лесосеках после рубки и на деревообрабатывающих предприятиях, в результате окорки, скапливается большое количество отходов, которые не имеют промышленного применения. Наиболее многотоннажным из отходов березы является кора. Кора составляет значительную часть (10–15%) массы березы [1], которая может быть источником ценных биологически активных веществ (бетулин, бетулиновая кислота) [2]. Разрабатываемые методы извлечения бетулина [3–9], обладающего биологически активными свойствами, включают стадию отделения бересты от луба. В отличие от исследований бересты, работ по изучению химического состава луба и направлениям его использования недостаточно. Предлагают использовать луб для получения дубильных веществ, содержание которых достигает 8–11% [10]. В другой работе [11] дубильные вещества извлекают спиртовой щелочью, а остаток от экстракции применять в качестве энтеросорбента. Экспериментальная часть В качестве объекта исследования использовали кору березы повислой Betula pendula Roth. Отбор проб провели в ноябре 2001 г. со свежесрубленного дерева в пос. Песочном (Ленинградская обл.). Возраст березы – около 55 лет. Части ствола дерева, предназначенные для окорки, не содержащие сучков, отбирали по всему сечению на высоте: 0,1; 0,3; 0,6; 0,9 от его общей высоты (26 м). Длина образцов 33–54 см. С каждого отобранного образца собирали отдельно бересту и луб с тканями прикамбиальной зоны, удаляя посторонние примеси (лишайники, песок). Сырье измельчали на дисковой мельнице и просеивали на ситах. Заготовлен* Автор, с которым следует вести переписку. 44 Д.Н. ВЕДЕРНИКОВ, Н.Ю. ШАБАНОВА, В.И. РОЩИН ные образцы бересты в виде чешуек длиной 1,02,8 мм, шириной 0,51,0 мм и толщиной 0,10,2 мм хранили при комнатной температуре, образцы луба (фракцию с размером частиц 0,350,71 мм) высушивали до воздушно-сухого состояния. Массовое содержание бересты, луба и древесины определяли в свежезаготовленных образцах в пересчете на сухое сырье. Абсолютную влажность (влагосодержание) определяли методом высушивания при 1032 С до постоянного веса [12]. Определение содержания экстрактивных веществ проводили в аппарате ускоренного действия [12]. Вещества, растворимые в горячей воде, экстрагировали из сырья на кипящей водяной бане [12]. Для определения содержания структурных компонентов и других анализов экстрактивные вещества удаляли этанолом в аппарате Сокслета емкостью 1000 мл в течение 6 часов с момента первого слива. Бересту и луб анализировали согласно схеме, которая приведена ниже. В остатке после экстракции этиловым спиртом были определены целлюлоза азотно-спиртовым методом (в лубе); пентозаны бромид-броматным полумикрометодом [12]. Для удаления суберина проводили омыление спиртовым раствором щелочи [11]. В остатке после удаления суберина была выделена холоцеллюлоза делигнификацией надуксусной кислотой с добавкой этанола [12]. В исходном сырье были также установлены азот по Кьельдалю [13], минеральные вещества сжиганием [12]. Для определения содержания лигнина по методу Классона из луба и бересты после экстракции диэтиловым эфиром и этанолом удаляли суберин и остаток экстрагировали 1%-ным водным раствором NaOH [15]. Состав сахаров определяли в виде силиловых эфиров методом хромато-масс-спектрометрии после метанолиза луба [16]. Прибор – хромато-масс-спектрометр с газовым хроматографом 6850А модели – G2629A c селективным массспектрометрическим детектором HP5973 Network, модели – G2577A фирмы «Agilent Technologies, Inc.». Энергия ионизации 70 эВ. Температура сепаратора 280 °С, ионного источника – 230 С. Колонка кварцевая HP-5MS 300000,25 мм со стационарной фазой (5% фенилметил-силоксан) толщиной 0,25 мкм. Температура колонки: программирование температуры от 150 до 280 С со скоростью 5 С в мин, выдержка при 280 С 5 мин. Температура испарителя 280 С. Скорость газа носителя (гелия) 1 см3/мин. Дозируемый объем 0,1 мкл. Соединения идентифицировали по табличным временам удерживания для индивидуальных соединений, сравнением получаемых масс-спектров со спектрами индивидуальных соединений, а также библиотекой NIST 98.L. Вещества луба, растворимые в диэтиловом эфире, и вещества бересты, растворимые в диэтиловом эфире, разделили на свободные кислоты и нейтральные вещества [17]. Кислоты эфирорастворимых веществ луба перед хромато-масс-спектрометрическим анализом метилировали диазометаном. Индексы удерживания метиловых эфиров кислот определяли по [18]. Схема анализа химического состава бересты и луба березы ИЗМЕНЕНИЕ ХИМИЧЕСКОГО СОСТАВА КОРКИ И ЛУБА БЕРЕЗЫ … 45 Обсуждение результатов Отобранные с разных высот образцы дерева разделили на древесину, корку и луб с прикамбиальной зоной. В образцах древесины, луба и корки методом высушивания установлены абсолютные влажности, что позволило определить соотношение выбранных частей дерева по массе (табл. 1). Массовая доля древесины уменьшается по высоте ствола, а коры увеличивается от 13,7 до 18,8% от массы сух. сырья. Доля корки в нижней части ствола выше, чем луба. По высоте дерева происходит снижение массовой доли корки и в вершинной части дерева соотношение корки и луба составляет 1 : 3. Высокая доля флоэмной части в верхней части ствола, вероятно, связана с основной функцией – проведение соков вниз по флоэме. Поэтому количество ситовидных трубок в функциональной части флоэмы примерно одинаково по высоте ствола, а массовая ее доля увеличивается по сравнению с ксилемой и коркой. Определив изменения в содержании частей коры и древесины в образцах по высоте ствола и зная их массу, методами интерполирования и интегрирования, рассчитали приблизительный вес срубленного ствола без веток. Он составил 685 кг, в том числе луба 59 кг, а корки 37 кг. Таким образом, содержание коры в надземной части ствола данного дерева – 14,0%, в том числе 5,4% корки и 8,6% луба. Химический состав корки и луба, определенный примерно на первой трети высоты дерева, значительно различается (табл. 2). Из бересты извлекали диэтиловым эфиром в 6 раз, а этанолом в 2 раза больше экстрактивных веществ, чем из луба. В лубе содержится значительно (в 20 раз) больше веществ, экстрагируемых горячей водой. Но количество веществ, извлекаемых 1% -ным раствором NaOH, в бересте уже больше (34,5%), чем в лубе (25,5%). Отличительной чертой бересты является наличие гидрофобного компонента – суберина. Его содержание составило около трети бересты и около 1% от массы луба. Содержание углеводной части, в том числе целлюлозы и пентозанов в лубе, значительно больше содержания углеводной части в корке. Содержание лигнина определяли двумя способами: в первом случае после последовательной экстракции диэтиловым эфиром и этанолом исследуемый образец обрабатывали 1% раствором щелочи; во втором – после экстракции органическими растворителями образец обрабатывали спиртовой щелочью для удаления суберина, а затем водным раствором 1% щелочи. В лубе было получено одинаковое содержание лигнина в обоих случаях – около 18%, а в корке без выделения суберина содержание лигнина составило более 30%, а после отделения суберина – только 7%. В литературе содержание лигнина в бересте приводится от 1,3% [20] до 10–13% [14, 19]. В лубе содержание лигнина определено в количестве 20,3% [20]. Луб содержит в 3 раза больше минеральных веществ, чем береста. Содержание минеральных веществ увеличивается к комлю, что можно объяснить выполнением лубом рециркуляционной функции, позволяющей растению использовать только часть ионов, попадающих из почвы в растение [21, с. 345]. Содержание минеральных компонентов в бересте увеличивается по высоте ствола. По высоте ствола содержание основных групп соединений изменяется как в лубе, так и в бересте (табл. 3). Содержание веществ, растворимых в диэтиловом эфире, в бересте увеличивается по высоте ствола с 16,3 до 27,5%, а в лубе снижается с 3,2 до 2,5%. Аналогично распределятся в бересте и лубе вещества, растворимые в этаноле: по высоте ствола их содержание в бересте увеличивается, а в лубе снижается. Луб содержит значительное количество (19,3%) водорастворимых соединений. Содержание веществ, извлекаемых горячей водой, увеличивается сверху вниз как в лубе, так и в бересте (табл. 3). Наибольшее содержание суберина, холоцеллюлозы и минеральных веществ определено в бересте, отобранной из вершинной части дерева. Целлюлоза и лигнин в лубе распределены примерно одинаково по высоте ствола: содержание целлюлозы колеблется от 22 до 24% с тенденцией снижения по высоте ствола; содержание лигнина более постоянно – около 18%. Таблица 1. Влагосодержание (%) и массовая доля (%) частей коры и древесины по высоте дерева Части ствола Корка Луб Древесина 0,1 (2,6 м) ВлагосоМассовая держание доля 12,9 7,6 72,1 6,1 68,0 86,3 Относительная высота отбора образцов 0,3 (7,8 м) 0,6 (15,6 м) ВлагосоМассовая ВлагосоМассовая держание доля держание доля 37,6 5,7 33,0 5,3 70,6 10,7 65,3 12,8 86,9 83,6 88,7 81,9 0,9 (23,4 м) ВлагосоМассовая держание доля 40,6 4,6 61,8 13,5 77,3 81,9 Д.Н. ВЕДЕРНИКОВ, Н.Ю. ШАБАНОВА, В.И. РОЩИН 46 Таблица 2. Групповой состав бересты и луба березы повислой на относительной высоте 0,3 Содержание, % от массы сухого сырья береста луб Группы соединений Экстрактивные вещества, извлекаемые: диэтиловым эфиром этанолом горячей водой Вещества, растворимые в 1%-ном растворе NaOH Суберин Холоцеллюлоза Целлюлоза Пентозаны Лигнин после экстракции органическими растворителями и 1% раствором щелочи Лигнин после экстракции органическими растворителями, удаления суберина омылением и экстракции 1% раствором щелочи Минеральные вещества Азот 19,6 29,1 0,9 34,5 33,1 8,5 7,3 3,1 33,2 3,0 15,8 19,3 25,5 1,4 38,7 23,4 21,8 18,1 7,1 18,1 0,3 0,52 1,5 0,45 Таблица 3. Распределение основных компонентов бересты и луба по высоте дерева, % от массы сухого сырья Группы соединений Экстрактивные вещества, извлекаемые: диэтиловым эфиром, из них кислот: этанолом горячей водой Суберин Холоцеллюлоза Минеральные вещества 0,1 16,3 25 24,2 1,8 26,4 7,6 0,28 Высота, доли от общей высоты ствола 0,3 0,6 Береста 19,6 25 29,1 0,9 33,1 8,5 0,31 0,9 21,5 10 32,0 0,9 34,5 9,1 0,48 27,5 10 37,9 0,6 39,3 9,7 0,51 2,0 15 14,4 18,9 22,6 23,7 18,5 0,6 2,5 12 13,6 15,0 22,5 25,5 18,5 0,5 Луб Экстрактивные вещества, извлекаемые: диэтиловым эфиром, из них кислот: этанолом горячей водой Целлюлоза Пентозаны Лигнин Минеральные вещества 3,2 30 17,3 19,6 23,9 20,0 18,1 1,6 3,0 19 15,8 19,3 23,4 21,8 18,1 1,5 В экстрактивных веществах, извлекаемых диэтиловым эфиром из луба и бересты, определили содержание свободных кислот. Доля кислот в экстрактивных веществах бересты снижается по высоте ствола (табл. 3), в то время как общее количество экстрактивных веществ увеличивается. Ранее [18] нами было определено, что в состав свободных кислот бересты входят в основном тритерпеновые кислоты. Их содержание составило около 94% от массы свободных кислот углеводородного экстракта, а содержание жирных кислот не превышало 6%. Доля свободных кислот в экстрактивных веществах луба уменьшается по высоте ствола в пределах от 30 до12% от эфирного экстракта. Свободные кислоты луба (табл. 4) состоят из насыщенных и ненасыщенных жирных и насыщенных дикарбоновых кислот. Количество пентозанов оценивается по выходу фурфурола – продукта дегидратации пентоз, образующихся при гидролизе различных пентозанов и пентоз-содержащих полисахаридов. Для того чтобы определить, какие виды полисахаридов прежде всего влияют на изменение содержания пентозанов по высоте ствола, исследовали состав моносахаридов после метанолиза луба с различных высот до и после экстракции горячей водой. Моносахариды силилировали и анализировали хромато-масс-спектрометрическим методом. Экстракция горячей водой позволяет удалить водорастворимые полисахариды: пентозан – арабинан, галактан, крахмал и моносахара. ИЗМЕНЕНИЕ ХИМИЧЕСКОГО СОСТАВА КОРКИ И ЛУБА БЕРЕЗЫ … 47 Количественное содержание полисахаридов, дающих при метанолизе ксилозу, увеличивается по высоте ствола (табл. 5). На количественное содержание ксилозы в продуктах метанолиза луба экстракция луба горячей водой практически не влияет. По высоте ствола содержание ксилозы увеличивается. Скорее всего, за увеличение содержания пентозанов по высоте дерева ответственен ксилан. Основным нецеллюлозным полисахаридом луба, как установлено, является 4-О-метилглюкуроноксилан [22, 23]. Количество водорастворимых веществ, в состав которых входит крахмал, уменьшается в лубе по высоте ствола (табл. 3) и этот факт соответствует уменьшению содержания глюкозы в продуктах метанолиза луба. Таблица 4. Состав кислот экстрактивных веществ луба Кислоты Относительное содержание Октандиовая Нонандиовая Пальмитиновая Гептадекановая Линолевая Олеиновая Стеариновая Нонадекановая Арахиновая Генэйкозановая Бегеновая Трикозановая Лигноцериновая Не идентифицировано 3,8 34,3 30,4 1,4 3,1 5,9 4,8 1,2 3,2 1,6 5, 1 1,2 1,0 3,0 Газохроматографический индекс удерживания метилового эфира (I) 1446 1548 1928 2021 2081 2085 2106 2221 2321 2430 2530 2631 2731 Таблица 5. Содержание продуктов метанолиза луба, отобранного с различных высот в исходном образце до и после экстракции горячей водой. 0,1 Компоненты Арабиноза Ксилоза Рамноза Манноза Галактоза Глюкоза Галактуроновая кислота % к сумме % к лубу сахаров до после до после 2,6 1,6 10,0 9,0 12,1 12,0 46,4 67,8 0,5 0,3 1,9 1,7 0,4 0,4 1,5 2,2 1,5 1,0 5,7 5,6 6,5 0,9 24,9 5,1 2,5 1,5 9,6 8,5 0,3 0,6 % к сумме % к сумме % к лубу % к лубу сахаров сахаров до после до после до после до после 2,8 1,7 10,6 9,0 2,.9 1,8 10,7 9,0 13,6 13,3 51,5 70,7 14,8 14,5 54,6 72,9 0,5 0,3 1,9 1,6 0,5 0,3 1,8 1,5 0,3 0,3 1,1 1,6 0,2 0,3 0,7 1,5 1,5 1,1 5,7 5,9 1,6 1,0 5,9 5,0 5,3 0,8 20,1 4,2 4,8 0,8 17,7 4,0 2,4 1,3 9,1 6,9 2,3 1,2 8,5 6,0 0,9 % к сумме сахаров до после до после 3,0 1,8 10,7 8,3 16,1 15,8 57,5 72,5 0,6 0,3 2,1 1,4 0,2 0,2 0,7 0,9 1,7 1,1 6,1 5,0 4,4 0,7 15,7 3,2 2,0 1,9 7,1 8,7 % к лубу Выводы Определено, что доля коры в исследуемой березе составляет 14%, в том числе 5,4% бересты и 8,6% луба. По высоте дерева масса луба увеличивается с 6,1 до 13,5%, а бересты уменьшается с 7,6 до 4,6%. Определен общий химический состав отдельных частей коры березы повислой Betula pendula Roth. и его зависимость от высоты ствола. Содержание веществ, экстрагируемых диэтиловым эфиром и этанолом, в бересте увеличивается по высоте ствола, а в лубе – снижается. Установлен состав высших жирных кислот луба и углеводов после метанолиза луба. Список литературы 1. 2. 3. 4. Черняева Г.Н., Долгодворова С.Я., Бондаренко С.М. Экстрактивные вещества березы. Красноярск. 1986. 123 с. Кислицын А.Н. Экстрактивные вещества бересты: выделение, состав, применение. Обзор // Химия древесины. 1994. №3. С. 3–28. Patent 09/038173 (US) Birch bark processing and isolation of natural products from Birch bark / P.A. Krasutsky, R.M. Carlson, I.M. Kolomitsyn, C. Edwardson, V.V. Nesterenko. 2001. Aug 23. Патент 2184120 (РФ ) Способ получения бетулина / В.И. Рощин, Н.Ю. Шабанова, Д.Н. Ведерников // БИ. 2001. №18 (II ч). С. 16–17. Д.Н. ВЕДЕРНИКОВ, Н.Ю. ШАБАНОВА, В.И. РОЩИН 48 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18. 19. 20. 21. 22. 23. Штанько Н.Г. Получение бетулина и синтез сложноэфирных пленкообразователей на его основе: автореф. дис. … канд. техн. наук. М., 1953. 10 с. Патент 2138508 (РФ) Способ выделения бетулинола / Кислицын А.Н., Сластников И.И., Трофимов А.Н. // БИ. 1999. №27 (II ч). С. 263. Eckerman C., Ekman R. Comparison of solvents for extraction and crystallisation of betulinol from birch bark waste // Paperi ja Puu. 1985. N3. Рp. 100–106. А.с. 382657 СССР. Способ выделения бетулина и суберина / Т.И. Федорищев, В.Г. Калайков // БИ. 1973. №23. С. 66–67. Патент 2131882 (РФ). Способ получения бетулина / В.А. Левданский, Н.И. Полежаева, А.П. Еськин, В.А. Винк, Б.Н. Кузнецов // БИ. 1999. №17. С. 350. Рязанова Т.В., Левданский В.А., Кузнецова С.А., Щипко М.Л. Изучение процесса экстракции дубильных веществ из луба березовой коры // Химия и технология растительного сырья: тез. докл. III Всерос. конф. Саратов, 2004. С. 242–243. Рязанова Т.В., Кузнецов Б.Н., Кузнецова С.А., Левданский В.А., Чупрова Н.А., Киселев Е.Г. Оптимизация процесса получения дубильного экстракта из луба березовой коры // Химия растительного сырья. №3. 2004. С. 29–33. Оболенская А. В., Ельницкая З.П., Леонович А.А. Лабораторные работы по химии древесины и целлюлозы. М., 1991. 320 с. Жигунов А. и др. Проведение биохимического анализа растительных образцов: практ. рекомендации. Л., 1979. 44 с. Шарков В.И., Куйбина Н.И., Соловьева Ю.П., Павлова Т.А. Количественный химический анализ растительного сырья. М., 1976. 72 с Ukkonen K., Erä V. Birch bark extractives // Kemia-Kemi. 1979. V. 6. №5. Р. 217–220. Sundberg A., Sundberg K., Lillandt C., Holmbom B. Determination of Hemicelluloses and pectins in wood and pulp fibres by acid methanolysis and gas chromatography // Nord. Pulp. Pap. Res. 1996. V. 11. №4. P. 216–226. Рощин В.И., Баранова Р.А., Белозерских О.А., Соловьев В.А. Состав экстрактивных веществ хвои и побегов ели европейской // Химия древесины. 1983. №4. C. 56–61. Ведерников Д.Н., Рощин В.И., Состав жирных и тритерпеновых кислот углеводородного экстракта из бересты Betula pendula Roth. // Растительные ресурсы. 2008. Т. 44. №3. С. 75–82. Левданский В.А. Комплексная переработка древесной коры с использованием процессов экстракции и взрывного автогидролиза: автореф. дис. … д-ра хим. наук. Красноярск, 2006. 40 с. Pulkkinen E., Nurmesniemi H. Studies on the chemical composition of the inner bark of Betula Verrucosa // Paperi ja Puu. 1980. V. 62. №4. Pp. 285–288. Алехина Н.Д., Балнокин Ю.В., Гавриленко В.Ф., Жигалова Т.В., Мейчик Н.Р., Носов А.М., Полесская О.Г., Харитонашвили Е.В., Чуб В.В. Физиология растений. М., 2005. 640 с. Nurmesniemi H. and Pulkkinen E. Isolation and partial hydrolysis of acidic xylan from birch (Betula Verrucosa) inner bark // Paperi ja Puu. 1981. N3. Рp. 121–125. Nurmesniemi H. Molecular properties of 4-O-methylglucuronoxylan from birch (Betula Verrucosa) inner bark // Paperi ja Puu. 1981. N1. Рp. 25–29. Поступило в редакцию 4 мая 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 49–52. УДК 576.6.086.83:661.72.093.8 ПОЛУЧЕНИЕ БИОЭТАНОЛА ИЗ ВЕГЕТАТИВНОЙ ЧАСТИ ТОПИНАМБУРА © Н.А. Чупрова , Т.В. Рязанова* Сибирский государственный технологический университет, пр. Мира, 82, Красноярск, 660049 (Россия) Работа посвящена изучению химического состава вегетативной части топинамбура с целью отыскания путей его квалифицированного использования, а именно в качестве сырья для биохимической переработки. Показана возможность получения биоэтанола из вегетативной части топинамбура. Ключевые слова: топинамбур, вегетативная часть, моно- и олигосахариды, легко- и трудногидролизуемые полисахариды, редуцирующие вещества, гидролизат, сусло, бражка, сбраживаемые сахара, биоэтанол. Введение В последние годы во всем мире уделяется серьезное внимание вопросам химической и биотехнологической переработки биомассы легковозобновляемого растительного сырья. Разные направления биохимических производств предъявляют специфические требования к сырью, но одно и в первую очередь необходимое требование для всех производств – высокое содержание полисахаридов, т.е. целлюлозы, крахмала, гемицеллюлоз. Этому требованию, согласно данным химического состава, удовлетворяет вегетативная часть топинамбура. Так, содержание полисахаридов в ней колеблется от 30 до 58% в зависимости от времени уборки, кроме того, он служит хорошим источником сбраживаемых сахаров. Эффективность превращения углеводов составляет от 80 до 95% [1–3]. Из известных способов гидролиза полисахаридов более приемлемым для данного вида сырья может быть кислотный способ гидролиза. На основе полученных гидролизатов могут осуществляться любые типы ферментации – культивирование микроорганизмов, продуцирующих белок, этанол и другие продукты микробного синтеза [4, 5]. Производство этих продуктов – задача весьма актуальная. В высокоразвитых странах биоэтанол рассматривают как перспективный вид экологически чистого топлива для двигателей внутреннего сгорания. На данном этапе это возможно за счет внедрения в технологический процесс новых нетрадиционных видов сырья, технологических приемов его переработки, приводящих к максимально возможному выходу готовых продуктов. С этой точки зрения вегетативная часть топинамбура является перспективным видом сырья. Экспериментальная часть Объектом исследования служила вегетативная (надземная) часть топинамбура, отобранная в октябре. Исследования химического состава проводили по методикам, принятым в химии растительного сырья, в определенной последовательности [6]. В исходном образце определяли влажность и проводили экстракцию горячей водой. Для получения достоверных результатов все основные компоненты (легко- и трудногидролизуемые полисахариды и лигноподобные вещества) анализировали в остатке после извлечения горячей водой. Исследование состава сахаров водного экстракта и гидролизатов легко- и трудногидролизуемых полисахаридов проводили методом газожидкостной хроматографии после синтеза их триметилсилильных (ТМС) эфиров на хроматографе «Хром-5» в следующих условиях: хроматографическая колонка длиной 3 м и диаметром 3 мм заполнена хромосорбом (120/140 меш) с нанесенной неподвижной жидкой фазой – полиметилфенилсиликоновая жидкость (ПМФМ-6). Температура колонки – 170 °С, газ-носитель – гелий, расход – 60 мл/мин, температура испарителя – 250 ° С. Идентификацию сахаров проводили по временам удерживания. * Автор, с которым следует вести переписку. Н.А. ЧУПРОВА , Т.В. РЯЗАНОВА 50 С целью более полного извлечения сахаров в работе рассмотрены различные варианты гидролиза вегетативной части топинамбура. Облагораживание гидролизата, исследование состава сусла и его сбраживание проводили по методикам, принятым в технологии гидролизных и микробиолигических производств [7]. Состав этилового спирта, получаемого при брожении топинамбурного сусла, определяли газохроматографически (ГЖХ) на приборе «Кристалл-2000 М», с пламенно-ионизационным детектором на капиллярной колонке ZB – FFAР, длиной 50 м, диаметром – 0,5 мм. Обсуждение результатов Химический состав вегетативной части топинамбура, как видно из таблицы 1, сложен и разнообразен. Вегетативная часть топинамбура более чем на 45% представлена веществами, извлекаемыми горячей водой. Эти вещества на 60,5% состоят из простых сахаров (моно- и олигосахаридов), причем олигосахаридов содержится в 3,5 раза больше, чем моносахаридов. Наряду с моно- и олигосахарами, как видно из таблицы 1, в вегетативной части топинамбура содержатся также и полисахариды (29,52%). Полисахариды не все гидролизуются одинаково. Легко гидролизуется 36%, а трудно – 64%. Всего веществ углеводной природы содержится в вегетативной части топинамбура 57,87%, из них 67% приходится на долю легкодоступных. Следует отметить, что целесообразность использования вегетативной части топинамбура определяется не только общим составом углеводов, но и количеством отдельных сахаров (табл. 2). Водный экстракт представлен, как видно из таблицы 2, четырьмя сахарами, основная доля приходится на фруктозу 46,7% и глюкозу 34,4%. Гидролизаты легкогидролизуемых полисахаридов содержат шесть сахаров. Преобладающим сахаром в них является фруктоза (85,4%). Гидролизаты трудногидролизуемых полисахаридов на 94,3% представлены глюкозой, при незначительном содержании фруктозы. Исследование основных характеристик вегетативной части топинамбура позволяет рекомендовать ее в качестве сырья для биохимической переработки. Исходя из результатов определения химического состава, с целью более полного извлечения веществ сахарной природы из вегетативной части топинамбура, процесс их извлечения проводили в несколько этапов. Таблица 1. Химический состав вегетативной части топинамбура Наименование показателя Зольные вещества Вещества, экстрагируемые горячей водой, в том числе: моносахаров олигосахаров Всего сахаров Легкогидролизуемые полисахариды Трудногидролизуемые полисахариды Сумма полисахаридов Всего углеводов Лигноподобные вещества Содержание в % от а.с.в. 8,58 45,28 6,10 21,23 27,33 10,69 18,83 29,52 57,87 11,11 Таблица 2. Состав сахаров вегетативной части топинамбура Наименование сахара Глюкоза Фруктоза Манноза Ксилоза Арабиноза Галактоза Водный экстракт 34,4 46,7 1,5 – – 16,3 Содержание, % от редуцирующих веществ (РВ) Легкогидролизуемые полисахариды Трудногидролизуемые полисахариды 3,9 94,3 84,5 0,2 0,5 5,5 1,3 – 8,8 – 0,9 – ПОЛУЧЕНИЕ БИОЭТАНОЛА ИЗ ВЕГЕТАТИВНОЙ ЧАСТИ ТОПИНАМБУРА 51 На первом этапе для совмещения стадии извлечения моносахаридов и инверсии олигосахаридов проводили гидролиз вегетативной части топинамбура разбавленной минеральной кислотой. В данной работе в качестве катализатора реакции гидролиза была выбрана серная кислота, обладающая наибольшей каталитической активностью. Условия гидролиза были следующие: гидролизующий агент – 1% Н2SO4, жидкостный модуль – 15, температура – 100 °С, продолжительность гидролиза контролировали по концентрации редуцирующих веществ (РВ). Как показали результаты эксперимента, максимального значения концентрация редуцирующих веществ в растворе (1,88%) достигала при продолжительности процесса 120 мин. Выход РВ при этом составил 29,2%. Остаток после гидролиза содержал еще 21,8% полисахаридов, которые представлены на 80% трудногидролизуемыми полисахаридами и на 20% – гемицеллюлозами. Поскольку полисахариды твердого остатка после низкотемпературного гидролиза в основном представлены трудногидролизуемыми, гидролиз их проводили в более жестких условиях, а именно: при повышенной температуре (150–170 °С). Гидролиз в жестких условиях, как показали результаты проведенных исследований, приводит не только к увеличению выхода РВ, но и также к увеличению содержания вторичных продуктов в гидролизате. Поэтому для предотвращения деструкции сахаров твердый остаток после низкотемпературного гидролиза был подвергнут двухступенчатому гидролизу при следующем режиме: температура гидролиза – 150 °С, продолжительность одной ступени – 30 мин, жидкостный модуль – 10, концентрация варочной кислоты – 1% Н2SO4. Применение многоступенчатого гидролиза позволило увеличить общий выход редуцирующих веществ (с учетом РВ низкотемпературного гидролиза) до 44,2 %. Для повышения концентрации РВ в гидролизате использовали батарейно-противоточный метод. В батарею объединены три аппарата-гидролизера. На первый, загруженный свежим сырьем, подавали гидролизат из второго аппарата (2,4–2,8% РВ) и кислые промывные воды с концентрацией редуцирующих веществ 0,13%. Гидролизат из третьего аппарата, с РВ 1,6–1,8% подавали вместо кислоты во второй. Гидролизат, отобранный из первого аппарата, имел концентрацию редуцирующих веществ 3,2–3,5%. Для повышения биологической доброкачественности гидролизат охлаждали и нейтрализовали в две ступени, на первой ступени известковым молоком до рН 3,6 и на второй ступени аммиачной водой до рН 4,0–4,2. Облагороженный гидролизат, так называемое сусло, использовали в качестве субстрата для сбраживания. Для установления биологической доброкачественности питательных сред в них определяли содержание истинных сахаров, олигосахаридов, бромируемых веществ, минеральных и органических кислот. Данные по составу сусла представлены в таблице 3, из которых видно, что сусло имеет благоприятный состав, так как содержит достаточно большое количество редуцирующих веществ, которые на 77,5% представлены истинными сахарами. Содержание бромируемых веществ, обладающих ингибирующим действием, невелико (0,06–0,08%). В анализируемом сусле содержание минеральных и органических кислот мало. Для сбраживания сусла использовали промышленные штаммы дрожжей Saccharomyces cerevisiae. Процесс брожения проводили в анаэробных условиях. Такие параметры, как температура и продолжительность процесса брожения, на основании практических данных, согласно технологическим регламентам гидролизных заводов, были застабилизированы на постоянном уровне: температура – 35 °С, продолжительность – 6 ч. Результаты ранее проведенных исследований показали, что большое влияние на полноту сбраживания и содержание этанола в бражке оказывает концентрация дрожжей в сусле. Установлено, что при сбраживании сусла с концентрацией РВ 3–4% необходима концентрация дрожжей не менее 30 г/л, в пересчете на дрожжи 75%-ной влажности. Результаты анализа показали, что выход спирта со Таблица 3. Состав сусла вегетативной части 100 кг РВ сусла составляет 58,7–62,5 л, что в пересчете топинамбура на исходное сырье составит 26,6–28,1 л со 100 кг а.с. м. Наименование показателей Содержание, % вегетативной части топинамбура. Редуцирующие вещества 3–5 Из полученной бражки отгоняли спирт. Состав поИстинные сахара 2,3–3,8 лученного спирта определяли с помощью газохроматоБромируемые вещества 0,06–0,08 Минеральные кислоты 0,12-0,21 графического анализа (табл. 4). Органические кислоты 0,12–0,36 Следует отметить, что по физико-химическим показателям спирт, полученный из вегетативной части, соответствует ГОСТу 17299-78 «Спирт этиловый технический». Н.А. ЧУПРОВА , Т.В. РЯЗАНОВА 52 Таблица 4. Состав этилового спирта, полученного из вегетативной части топинамбура Наименование компонентов Формальдегид Уксусный альдегид Этилацетат Метанол Этанол Пропанол Х1 Изобутанол Изоамиловый спирт Уксусная кислота Фурфурол Время удерживания, мин 08:28 08:50 09:55 10:56 11:36 14:30 15:58 16:21 20:49 31:55 36:56 Содержание, % 1,62∙10–2 2,64∙10–2 0,91∙10–2 42,74∙10–2 96,20 13,76 ∙10–2 60,50 ∙10–2 87,94∙10–2 51,32∙10–2 3,83∙10–2 0,76∙10–2 Выводы Изучен химический состав и установлено, что биомасса вегетативной части топинамбура содержит около 57% углеводов, в том числе половина из них водорастворимых, и 29,3% полисахаридов, а это в свою очередь позволяет использовать его в качестве сырья для получения углеводсодержащих субстратов. Рассмотрены варианты извлечения углеводов. Показано, что более полное их извлечение, 79% от содержащихся в сырье, происходит только при кислотном гидролизе. Предложены условия сбраживания сусла, полученного на основе гидролизатов: концентрация редуцирующих веществ 3–5%, рН 4–4,2, начальная концентрация дрожжей 33–35 г/л, температура процесса 35– 38 °С, продолжительность 8–10 ч. Выход спирта составил 58,7–62,5 л со 100 кг РВ, что в пересчете на исходное сырье составит 26,6–28,1 л со 100 кг а.с.м. топинамбура. Установлено, что спирт, полученный из вегетативной части топинамбура, соответствует ГОСТу 17299-78 78 «Спирт этиловый технический». Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. Рязанова Т.В., Чупрова Н.А., Богданов А.В., Шалина Ж.В., Дорофеева Л.А. Химический состав вегетативной части топинамбура и ее использование // Известия вузов. Лесной журнал. 1997. №4. С. 71–75. Кахана Б.М., Аврамович В.В. Биохимия топинамбура. Кишинев, 1974. 88 с. Дорофеева Л.А. Комплексная переработка вегетативной части топинамбура: автореф. дис… канд. техн. наук. Красноярск, 2000. 23 с. Эйхе Э.П. Вопросы химии и биохимии топинамбура // Известия АН Латв. ССР. 1976. №3. С. 77–89. Голубев В.Н., Пасько Н.М., Волкова И.В. Топинамбур – пищевой, биоэнергетический и экологосберегающий ресурс // Сельскохозяйственная биология. 2000. №1. С. 41–45. Рязанова Т.В., Чупрова Н.А., Исаева Е.В. Химия древесины: учеб. пособие для студентов вузов. Красноярск, 1996. 358 с. Емельянова И.З. Химико-технический контроль гидролизных производств: учебник для вузов. М., 1969. 368 с. Поступило в редакцию 4 июля 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 53–56. Низкомолекулярные соединения УДК 547.972 НОВЫЙ ГЛИКОЗИД ИЗОФЛАВОНА ИЗ TRIFOLIUM PRATENSE L. А.А. Дренин*, Э.Х. Ботиров, Ю.П. Туров Сургутский государственный университет, ул. Энергетиков, 22, Сургут, 628412 (Россия) e-mail: [email protected] Статья посвящена фитохимическому исследованию состава изофлавоноидов клевера лугового (Trifolium pratense L.). Из этого растения впервые выделен циклополиол (+)-пинитол, известные изофлавоны формононетин, прунетин, генистеин, прунетин-4'-О-β-D-глюкопиранозид, три моногалактозида изофлавонов – формононетин-7-О-β-D-галактопиранозид, инермин-3-О-β-D-галактопиранозид, генистеин-7-О-β-D-галактопиранозид, а также новое соединение – прунетин-4'-О-α-D-глюкопиранозид. Структура выделенных соединений установлена методами УФ-, ИК-, 1Н- и 13С-ЯМРспектроскопии, масс-спектрометрии и спектроскопии кругового дихроизма. Приводятся данные по биологической активности (+)-пинитола. Ключевые слова: Trifolium pratense L. – клевер луговой, изофлавоноиды, прунетин-4'-О--D-глюкопиранозид, (+)-пинитол. Введение Клевер луговой (Trifolium pratense L.) распространен практически на всей территории России. Растет по лугам, опушкам леса, полянам [1]. Широко применяется в народной медицине: обладает отхаркивающим, смягчающим, мочегонным, потогонным, противовоспалительным и антисептическим действием. Настой из цветочных головок и листьев принимают при малокровии, простудных заболеваниях, кашле, простудных и ревматических болях; в дерматологии траву клевера рекомендуется использовать как внутрь в виде настоя при аллергических заболеваниях, васкулитах, витилиго, так и наружно в виде примочек, припарок при фурункулезах и экземах [2, 3]. На основе экстрактов клевера лугового создан ряд биологически активных добавок, обладающих широким спектром фармакологического действия [3]. В частности, отечественные БАД «Атероклефит» компании «Эвалар» и «Кардиин» (Нутрифарм), а также их американский аналог «Red Clover Plus» (Nutri-Caer) применяют для профилактики и вспомогательного лечения заболеваний сердечно-сосудистой системы. БАД «Клевер» используют как иммуномодулирующее, антиоксидантное, антианемическое, ранозаживляющее, отхаркивающее, антиаллергическое, бактерицидное, сосудорасширяющее, спазмолитическое, диуретическое, потогонное, успокаивающее средство. Многочисленные исследования клевера свидетельствуют о наличии в нем изофлавоноидов биоханина А, формононетина, даидзеина, прунетина, генистеина, пратензеина, псевдобаптигенина, каликозина, гликозидов ононина, сиссотрина, трифолина, изотрифолина, эфирных и жирных масел, витамина С, каротина и других соединений [1–3]. В рамках данной работы проводилось исследование химического состава изофлавоноидов клевера лугового, произрастающего на территории Ханты-Мансийского автономного округа. Ранее фенольные соединения клевера указанной территории не изучались. Методика исследования Сбор надземной части клевера проводили на территории Сургутского района в окрестностях д. Сайгатина в июле 2006 г., подземная часть растения была собрана на той же территории в конце сентября. * Автор, с которым следует вести переписку. 54 А.А. ДРЕНИН, Э.Х. БОТИРОВ, Ю.П. ТУРОВ Воздушно-сухие навески измельченной подземной (0,5 кг) и надземной (1,0 кг) части пятикратно экстрагировали 85% этиловым спиртом при комнатной температуре. Экстракты сгущали упариванием в вакууме и обрабатывали последовательно гексаном, хлороформом, этилацетатом и н-бутанолом. Полученные фракции хроматографировали на колонках с силикагелем в градиенте этанола в хлороформе. Из хлороформной фракции подземной части был получен флавоноид (I) (88,3 мг). Из этилацетатной фракции были элюированы вещества II (250 мг) и III (500 мг). Из хлороформной фракции экстракта надземной части было выделено соединение IV (70 мг), из этилацетатной – изофлавон V (45 мг), гликозиды изофлавоноидов VI (350 мг), VII (25 мг) и VIII (35 мг). Из бутанольной фракции надземной части получили вещество IX (600 мг). Тонкослойную хроматографию проводили на пластинках Sorbfil ПТСХ-П-А-УФ с закрепленным слоем силикагеля. Для ТСХ применяли следующие системы растворителей: 1) хлороформ – этилацетат (9 : 1); 2) хлороформ – этанол (9 : 1); 3) хлороформ – этилацетат – этанол (6 : 1 : 3); 4) этилацетат – этанол – вода (6 : 3 : 1); 5) н-бутанол – этанол – вода (5 : 3 : 2). Пятна флавоноидов на пластинках просматривали в ультрафиолете в хроматографическом облучателе УФС-254/365 при 254 и 365 нм, а также обнаруживали проявлением 3% спиртовым раствором ванилина в смеси с концентрированной соляной кислотой в соотношении 4 : 1. Моносахариды обнаруживали опрыскиванием хроматограмм серной кислотой с последующим нагреванием при 100–110 °С в течение 20 мин. Температуры плавления выделенных индивидуальных веществ определяли капиллярным методом в серной кислоте. УФ-спектры регистрировали на спектрофотометре СФ-2000. ИК-спектры снимали на ИК-Фурье-спектрометре Perkin Elmer Spectrum 100 методом НПВО на приставке ITR-Miracle (однократное нарушенное полное внутреннее отражение). Разрешение – 4,00 см-1, аподизация – «strong». Спектры кругового дихроизма снимали в этаноле на спектрополяриметре Jasco J-20. Масс-спектры ацилированных производных флавоноидов и их гликозидов снимали на хромато-массспектрометре Perkin Elmer Clarus 500 ms. Масс-спектрометр: энергия ионизации – 70 эВ, диапазон развертки – 40–400 Да, скорость развертки – 3 скана/сек. Хроматограф: ГЖХ, колонка SE-54 (L=30 м, d=0,25 см); режим программируемой температуры термостата: изотермическая выдержка при 800С, затем нагрев со скоростью 10°/мин до 270 °С. Температура испарителя – 270 °С. Газ-носитель – гелий (расход – 0,5 мл/мин). 1 H-ЯМР- и 13С-ЯМР-спектры снимали в диметилсульфоксиде (DMSO-d6) и дейтерированном пиридине (Pyd-d5) на приборе Bruker AVACE AV300 с рабочей частотой 300 МГц (1H-ЯМР) и 75 МГц (13С-ЯМР). Идентификация TMS-эфиров моносахаридов, полученных в результате гидролиза гликозидов, проводилась на газо-жидкостном хроматографе «Кристалл 2000-М», на колонке (L=15 м, d=0.32 см) с неподвижной фазой SE-54; режим программируемой температуры термостата: изотермическая выдержка при 70 °С, затем нагрев до 200 °С со скоростью 4°/мин. Детектор – пламенно-ионизационный (t=280 °С), температура испарителя – 250 °С. Газ-носитель – гелий (расход – 3 мл/мин). Результаты и обсуждение Из надземной и подземной частей клевера лугового были выделены четыре известных изофлавона: формононетин (I), прунетин (IV), генистеин (V) и прунетин-4'-О-β-D-глюкопиранозид (VI), а также три новых галактозида изофлавоноидов: формононетин-7-О-β-D-галактопиранозид (II), инермин-3-О-β-D-галактопиранозид (III) и генистеин-7-О-β-D-галактопиранозид (VIII). Установление структуры этих соединений было описано ранее [4, 5]. УФ-спектр соединения VII состава С22Н22О10 с т.пл. 259–260 °С характерен для производных изофлавона и имеет максимумы поглощения при этанол 263, 292, 335 нм. При снятии УФ-спектра с добавлением ацетата max натрия не наблюдалось батохромного сдвига полосы II, что свидетельствует об отсутствии свободной фенольной гидроксильной группы в положении С-7 [6]. Батохромный сдвиг полосы II на 10 нм наблюдался при снятии спектра с добавлением хлорида алюминия, что обусловлено наличием фенольного гидроксила при С-5 [6, 7]. В ИК-спектре вещества VII имеются полосы колебаний гидроксильных групп (3317 см–1), карбонила γ-пирона (1645 см–1), ароматических углерод-углеродных связей (1600 см–1) и С–О-связей гликозидов (1015 см–1). НОВЫЙ ГЛИКОЗИД ИЗОФЛАВОНА ИЗ TRIFOLIUM PRATENSE L. 55 При кислотном гидролизе были получены агликон и моносахарид. Агликон сравниванием с заведомым образцом (ТСХ, ГЖХ ацетил-производных, метод смешанной пробы) идентифицирован как прунетин. Моносахарид в присутствии свидетеля идентифицирован как D-глюкоза (ГЖХ ТМС-эфиров). В результате ацетилирования изофлавона уксусным ангидридом в пиридине было получено пентаацетильное производное VIIa, в масс-спектре которого наблюдаются пики ионов со следующими значениями m/z: 368 (M+, 2%), 284 (100), 255 (10), 166 (50), 138 (40), 118 (30) и др. Пики ионов с m/z 166 и 118, образующиеся в результате ретродиенового распада, характерны для производных изофлавонов, содержащих гидроксильную группу в кольце В, а также гидроксильную и метоксильную группы в кольце А. В спектре 13С-ЯМР (ДМСО-d6) гликозида VII Таблица 1. Данные 1Н- и 13С-ЯМР-спектров проявляются сигналы атомов углерода агликона и прунетин-4’-О-α-D-глюкопиранозида сахарной части (табл. 1). Сигнал аномерного протона глюкозы в спектре 1H-ЯМР проявляется в виде дублета при 5,36 м.д. с J=4,5 Гц. Такое значение константы спин-спинового взаимодействия сигнала аномерного протона, а также парамагнитный сдвиг сигналов протонов углеводной части на 1,5 м.д. по сравнению с β-формой свидетельствуют в пользу α-пиранозной конфигурации глюкозы [8, 9]. Значения химсдвигов сигналов остальных протонов сахарной части лежат в области 4,58–5,18 м.д. Таким образом, вещество VII имеет структуру прунетин-4'-О-α-D-глюкопиранозида. O 2 CH2OR O OR OR 2' 1' 3' 4' OR O 6' A C 4 B 5' 3 8 OCH3 9 6 10 O VII. R=H VIIa. R=COCH3 7 5 OR Атом С δс (м.д.) δН (J, Гц) Агликон 2 3 4 5 6 7 8 9 10 1΄ 2΄/6΄ 3΄/5΄ 4΄ OCH3 153,6 121,4 180,3 157,7 98,6 164,9 92,6 157,5 105,3 122,5 130,1 116,1 162,1 56,2 8,46 с ОН (С–5) Глюкоза 1" 2" 3" 4" 5" 6" 100,3 73,1 76,5 69,6 77,0 60,2 6,41 ус 6,66 ус 7,50 д (8,1) 7,09 д (8,1) 3,86 с 12,92 с 5,36 д (4,5) 4,58–5,18 4,58–5,18 4,58–5,18 4,58–5,18 4,58–5,18 Прунетин-4'-О-α-D-глюкопиранозид в литературе не описан и является новым соединением. Вещество IX С7Н14О6 ([]D (этанол) +65,63°) не дает поглощения в УФ- и видимой области, а в его ИКспектре присутствуют полосы колебаний гидроксильных групп (3600–3250 см–1), алифатических С–С связей (2300–2950 см–1) и С–О связей (1175 см–1) Ацетилированием вещества IX хлористым ацетилом было получено его пентаацетильное производное IXa. В масс-спектре соединения IXa наблюдаются пики ионов с m/z 404 (М+, 3%), 345 (2), 285 (2), 243 (8), 182 (35), 150 (50), 109 (15), 87 (45), что соответствует структуре метоксиинозитола. В спектре ЯМР-13С (ДМСО-d6) присутствуют сигналы шести атомов углерода циклогексанового кольца, связанных с кислородной функцией (70,1–83,8 м.д.) и сигнал углерода метоксильной группы со значением химсдвига 59,7 м.д. В ЯМР-1Н-спектре проявляются сигналы Таблица 2. Данные 1Н- и 13С-ЯМР-спектров соединения IX пяти атомов водорода >СН–ОR групп циклоАтом С δс (м.д.) δН (J, Гц) гексанового кольца в области 4,34–4,73 м.д. и 1 70,9 4,47 д (6,6) сигналы протонов метоксильной группы при 2 72,4 4,52 д (4,8) 3,62 м.д. Сигнал протона при С-6 проявляется в 3 70,1 4,72 д (2,1) виде триплета в более сильном поле при 4 72,6 4,63 д (2,1) 5 71,9 4,35 д (5,7) 3,00 м.д. (табл. 2). Парамагнитный сдвиг сигна6 83,8 3,00 т (9,3, 9,3) ла Н-6 по сравнению с таковым циклогексана ОСН3 59,7 3,62 с обусловлен наличием метоксильной группы А.А. ДРЕНИН, Э.Х. БОТИРОВ, Ю.П. ТУРОВ 56 при ипсо-атоме углерода, а сигналов остальных пяти атомов водорода цикла – наличием пяти спиртовых гидроксильных групп [10]. Детальный анализ данных 1H-ЯМР-спектра, сопоставление значений химсдвигов сигналов протонов и значений констант спин-спинового взаимодействия позволили идентифицировать соединение IX как (1R, 2S, 3s, 4S, 5S, 6r)-6-метоксициклогексан-1,2,3,4,5-пентаол (пинитол). OCH3 RO OR RO OR OR H3 OR H4 RO H1 OR H2 H5 OR OCH3 OR H 6 IX. R=H IXa. R=COCH3 У представителей семейства Бобовые довольно часто обнаруживают пинитол в больших количествах, однако из клевера лугового это соединение выделено впервые. Пинитол запатентован в США в качестве гипогликемического и антидиабетического средства [11]. Содержание этого вещества в надземной части клевера лугового в период сбора (июль) составило 0,9%. Выводы 1. Из корней клевера лугового выделены два моногалактозида изофлавоноидов (формононетин-7-О-β-Dгалактопиранозид и инермин-3-О-β-D-галактопиранозид), а также формононетин (7-гидрокси-4'-метоксиизофлавон). 2. Из надземной части клевера получен новый гликозид прунетин-4'-О-α-D-глюкопиранозид, а также генистеин-7-О-β-D-галактопиранозид, формононетин, прунетин, генистеин и прунетин-4'-О-β-Dглюкопиранозид. 3. Из надземной части клевера лугового впервые выделен циклополиол (+)-пинитол. Таким образом, обнаружен новый перспективный источник этого биологически активного соединения. 4. Структура выделенных соединений установлена на основании данных химических превращений (ацетилирование, гидролиз), а также методами УФ-, ИК-, 1Н- и 13С-ЯМР-спектроскопии, масс-спектрометрии и спектроскопии кругового дихроизма. Список литературы Растительные ресурсы СССР: Цветковые растения, их химический состав, использование. Семейства Hydrangeaceae – Haloragaceae / отв. ред. В. П. Соколов. Л., 1987. С. 137–142. 2. Кьосев П.А. Полный справочник лекарственных растений. М., 2005. С. 887. 3. Лекарственное растительное сырье. Фармакогнозия / Под ред. Г.П. Яковлева, К.Ф. Блиновой. СПб., 2004. С. 728. 4. Дренин А.А., Ботиров Э.Х., Петруляк Е.В. Два новых моногалактозида изофлавоноидов из корней Trifolium pratense L. // Xимия природных соединений. 2008. Т. 44. №1. С. 21–23. 5. Дренин А.А., Ботиров Э.Х., Петруляк Е.В. Новый моногалактозид генистеина из надземной части Trifolium pratense L. // Химия природных соединений. 2008. Т. 44. №2. С. 141–143. 6. Markham K.R. Techniques of Flavonoid Identification. London, 1982. P. 113. 7. Литвиненко В.И., Максютина Н.П. Спектральное исследование флавоноидов. Обнаружение свободных фенольных оксигрупп в различных положениях // Химия природных соединений. 1965. Т. 4. №3. С. 420–425. 8. Mabry T.J., Markham K.R., Thomas M.B. The Systematic Identification of Flavonoids. New York, 1970. 354 p. 9. Степаненко Б.Н. Химия и биохимия углеводов (моносахариды). М., 1977. С. 87–93. 10. Плиев Т.Н. Молекулярная спектроскопия: в 5-ти т. Владикавказ, 2004. Т. 3. C. 573–600. 11. Misra L.N., Siddiqi S.A. Dhaincha (Sesbania bispinosa) leaves: A good source for antidiabetic (+)-pinitol // Current Science. 2008. V. 87. №11. P. 1507. 1. Поступило в редакцию 5 марта 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 57–62. УДК 541.69:542.91:577.150.4 СИНТЕЗ, СТРОЕНИЕ И БИОЛОГИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА ФОСФОРИЛИРОВАННЫХ ПРОИЗВОДНЫХ АНАБАЗИНА © Б.Н. Бабаев, Д.Н. Далимов, З. Тилябаев, Р.Т. Тлегенов* Институт биоорганической химии им. А.С. Садыкова АН РУз, пр. Мирзо Улугбека, 83, Ташкент, 100125 (Республика Узбекистан) e-mail: [email protected] Синтезированы О-алкил-О-(анабазиноизопропил)- и О-алкил-О-(анабазинобутин-2-ил)фенилфосфонаты и дифенилфосфинаты. Строение соединений подтверждено ИК-, ПМР- и масс-спектрами. Исследование биологических свойств соединений показало, что они превосходят по антимонооксигеназной активности стандартный ингибитор SKF-525A как в отношении инсектицида (параоксона), так и лекарственного препарата (амидопирина); антиферментная активность веществ зависит от строения фосфорильной части, алкильного радикала и источника фермента. Выявлены эффективные ингибиторы ферментов. Ключевые слова: фосфорилированные производные анабазина, фенилфосфонаты и дифенилфосфинаты, синтез, строение, ингибиторы эстераз и монооксигеназ. Введение Узбекистан располагает большими ресурсами лекарственных растений. Многие из них с древних времен используются в народной медицине, быту и сельском хозяйстве, а в настоящее время они представляют богатейший источник для получения физиологически активных веществ. Особое место в этом отношении занимает ежовник безлистый (Anabasis aphylla L.), произрастающий в пустынных и полупустынных зонах республики. Из 10 алкалоидов, выделенных из этого растения [1], три относятся к пиридиновому (анабазин, анабазамин, основание 9) и семь к хинолизидиновому (лупинин, афиллин, оксоафиллидин, метиловый эфир афиллиновой кислоты, оксиафиллин, афиллидин, N-оксид афиллина) рядам. Использование анабазина, представляющего собой отход фармацевтического производства, привело к получению целого ряда высокоэффективных препаратов. Так, сульфат анабазина на протяжении ряда лет использовался для борьбы с членистоногими – вредителями хлопчатника [2] и других сельскохозяйственных культур [3], а после открытия никотиноподобных свойств гидрохлорид анабазина был рекомендован как средство против курения [4]. Анализ литературных сведений позволяет предположить, что специфика структуры анабазина может служить основой для поиска регуляторов активности ферментов [5]. Поэтому с целью выяснения данного предположения, а также установления зависимости «строение-активность» синтезированы новые фосфорилированные производные анабазина, изучены кинетические параметры их взаимодействия с ферментами метаболизма, в частности, с холинэстеразами и монооксигеназами теплокровных и членистоногих. Экспериментальная часть Индивидуальность синтезированных соединений контролировали методом тонкослойной хроматографии (носитель – Al2О3 II степени активности). В качестве элюента использовали систему растворителей – бензол : эфир : этанол (10 : 5 : 2). Проявитель – пары йода. Вещества очищены методом колоночной хроматографии (Al2О3 II степени активности, элюент – абсолютный эфир). ИК-спектры полученных соединений сняты на прибо- * Автор, с которым следует вести переписку. Б.Н. БАБАЕВ, Д.Н. ДАЛИМОВ, З. ТИЛЯБАЕВ, Р.Т. ТЛЕГЕНОВ 58 ре «Specord IR-71» в вазелиновом масле и в таблетках KBr. Спектры ПМР регистрировали на приборе «XL-200 Varian» (США) с рабочей частотой 200 МГц, растворитель – ССl4. Масс-спектры соединений измерены на приборе «MAT-311» фирмы «Varian» (США), система прямого ввода при температуре ионизирующей камеры 100– 120 °С, ионизирующем напряжении 70 В, ионизирующем токе 300 мкА и температуре испарителя 20–40 °С. По ранее описанным методикам получены хлорангидриды О-алкилфенилфосфоновых [6–8] и дифенилфосфиновой [9, 10] кислот, а также анабазиноизопропанол и анабазинобутин-2-ол [11]. Синтез О-алкил-О-[анабазиноизопропил]фенилфосфонатов (1–3, 5–7) и О-алкил-О-[анабазинобутин-2-ил]фенилфосфонатов (4, 8). В колбу, снабженную обратным холодильником и капельной воронкой, помещали раствор 0,03 моля хлорангидрида О-алкилфенилфосфоновой (или дифенилфосфиновой) кислоты в 70 мл абсолютного эфира. При интенсивном перемешивании и охлаждении прикапывали смесь 0,03 моля N--оксипропиланабазина (или анабазинобутин-2-ола) и 0,03 моля триэтиламина, растворенную в 80 мл абсолютного эфира. Добавив реагент, реакционную смесь перемешивали в течение 1–2 ч при температуре кипения растворителя. После отделения от выпавшего осадка хлоргидрата триэтиламина и отгонки растворителя конечный продукт очищали методом колоночной хроматографии. Изучение активности производных анабазина. Основным методом исследования каталитической активности эстераз служил калориметрический метод Эллмана [12], основанный на изменении скорости образования тиохолина при ферментативном гидролизе ацилтиохолиновых субстратов с помощью 5,5'дитиобис(2-нитробензойной кислоты). В качестве источников ферментов применяли очищенные препараты ацетилхолинэстеразы (КФ 3.1.1.7 – АХЭ) эритроцитов человека и бутирилхолинэстеразы (КФ 3.1.1.8. – БуХЭ) сыворотки крови лошади с удельной активностью соответственно 1,2 и 9,6 ед. (производства Пермского НИИ вакцин и сывороток) и водные гомогенаты (45 мг/мл) тканей насекомых (ситатрога Sitatroga cerealella O. и восковая моль Galleriae mellonella L..), полученные центрифугированием при 5000 об/мин (15 мин). Определение констант ингибирования активности ферментов проводили по [13]. Источником монооксигеназы служила печень мыши, активность которой определяли как в [14]. Антимонооксигеназная активность соединений в опытах in vitro оценивалась по величине концентрации ингибитора, снижающей скорость окисления субстрата на 50% (I50, M). Ферментативную реакцию окисления субстратов определяли по методу Омура и Сато [15]. Обсуждение результатов Производные фенилфосфоновой (1–3, 5–7) и дифенилфосфиновой (4, 8) кислот, содержащие остатки анабазина, синтезированы взаимодействием соответствующих хлорангидридов с анабазиноизопропанолом или анабазинобутин-2-олом в среде абсолютного эфира: O Ph P OCH(CH3)CH2 N R 1-4 N HOCH(CH3)CH2R O HOCH2C CCH2R Ph P Cl R O Ph P OCH2C CCH2 N R 5-7 N Выходы, показатели преломления и данные элементного анализа фосфорилированных производных анабазина (1–8) приведены в таблице 1. В ИК-спектре О-пентил-О-[анабазиноизопропил]фенилфосфоната (1) имеются полосы поглощения следующих функциональных групп (, см1): (Р–О–С5Н11) 990–1000, (Р=О) 1250, (Р–С6Н5) 1450, (С–N в цикле) 1550. В ИК-спектре О-изопентил-О-[анабазиноизопропил]фенилфосфоната (3) наблюдаются полосы поглощения (, см1): (Р–О–С5Н11 -изо) 975–990, (Р=О) 1240, (Р–С6Н5) 1460, (С–N в цикле) 1560. Для ИК-спектра О-анабазиноизопропилдифенилфосфоната (4) характерны сигналы (, см1): (Р=О) 1220–1230, (Р–С6Н5) 1450, (С–N) 2850-2860, (С6Н5) 1520–1540. В ИК-спектре О-гексил-О-[анабазинобутин-2-ил]фенилфосфоната (6) зарегистрированы следующие полосы поглощения (, см1): (Р–О–С6Н13) 990–1000, (Р=О) 1245, (Р–С6Н5) 1450, (С–N в цикле) 1540–1550, (С–Н) 1850. В спектре ПМР О-пентил-О-[анабазиноизопропил]фенилфосфоната (1) в области слабого поля, помимо мультиплета протонов (7,18–7,29 м.д.), наблюдаются характерные сигналы -замещенного пиридина: СИНТЕЗ, СТРОЕНИЕ И БИОЛОГИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА … 59 Н – 8,46; Н – 8,40; Н – 7,62 и Н – 7,13 м.д. Метиновый протон резонирует при 4,63 м.д. в виде мультиплета. Сигнал метильной группы проявляется в виде дублета при 1,25 м.д. (3Н, J=6,5 Гц). Сигналы пиперидинового цикла анабазина имеют следующие параметры: Н2a – 3,27, Н6e – 2,78, Н6a – 2,45 м.д., а остальные протоны (6Н, м, СН2) резонируют в области 1,10–1,90 м.д. Концевая метильная группа резонирует при 0,87 м.д. В ПМР спектре О-анабазиноизопропилдифенилфосфоната (4) в области слабого поля (7,15–7,86 м.д.) наблюдаются сигналы протонов двух фенильных радикалов (10Н, м) и характерные сигналы -замещенного пиридина: Н – 8,45; Н’– 8,40; Н – 7,62 и Н – 7,14 м.д. При 4,56 м.д. в виде мультиплета резонирует метиновый протон. Сигнал метильной группы проявляется в виде дублета при 1,25 м.д. (3Н, J=6,5 Гц). Сигналы пиперидинового цикла анабазина имеют следующие параметры: Н2a – 3,27; Н6e – 2,78; Н6a – 2,45 м.д., а остальные протоны (6Н, м, СН2) резонируют в области 1,10–1,90 м.д. В спектре ПМР О-анабазинобутин-2-илдифенилфосфината (8) в области слабого поля помимо сигналов двух фенильных радикалов наблюдаются сигналы -замещенного пиридина, характерного для молекулы анабазина: Н – 8,46; Н – 8,41; Н – 7,60 и Н – 7,15 м.д. Двойной триплет при 4,70 м.д. и триплет при 3,05 м.д. принадлежат сигналам соответственно ОСН2 и N-СН2 групп, разделенных тройной связью. Сигналы пиперидинового цикла анабазина имеют следующие химические сдвиги: Н 2a – 3,27; Н6e – 2,78; Н6a – 2,45 м.д., а остальные протоны (6Н, м, СН2) резонируют в области 1,10–1,90 м.д. [16]. Масс-спектрометрическая фрагментация молекулярного иона фосфорилированных производных анабазина зависит как от природы заместителей у центрального атома фосфора, так и самого анабазина [17]. Пик молекулярного иона О-гексил-О-[анабазиноизопропил]фенилфосфоната (2) (рис. 1) обладает средней интенсивностью. В масс-спектре данного соединения присутствует сигнал [М-Н]+ иона, образованного при удалении одного атома водорода из гетероциклической системы. Этот ион [m/z 443 (1,0)] уступает по интенсивности молекулярному иону, хотя при изучении масс-спектрометрического распада самого анабазина получены и противоположные результаты [18]. Фрагментация молекулярного иона протекает в различных направлениях. Так, в результате разрыва С–С связи в анабазиноизопропильной части вещества образуется ион с m/z 202, который обладает высокой интенсивностью. Образование таких аммонийных ионов отмечалось и ранее [19]. При удерживании положительного заряда в фосфорсодержащей части молекулы подобный разрыв приводит к малоинтенсивным фрагментам – О-гексил-О-винилфосфонату (m/z 268) и оксивинилфосфоновой кислоте (m/z 185). Таблица 1. Выходы, показатели преломления и данные элементного анализа производных фенилфосфоновой (1–3, 5–7) и дифенилфосфиновой (4, 8) кислот № Найдено % Выход, соедиНазвание R nD20 % С Н Р нения 1 О-амил-О-[анабазиноC5H11O 41 1,5117 67,12 8,10 7,30 изопропил]фенилфосфонат 2 О-гексил-О-[анабазиноC6H13O 39 1,5128 67,61 8,29 7,05 изопропил]фенилфосфонат 3 О-изоамил-О-[анабазино- i-C5H11O 44 1,5112 66,80 8,30 7,10 изопропил]фенилфосфонат 4 О-[анабазиноизопроPh 48 1,5599 71,45 7,03 7,40 пил]дифенилфосфинат 5 О-амил-О-[анабазинобутC5H11O 44 1,5365 68,23 7,48 6,95 2-инил]фенилфосфонат 6 О-гексил-О-[анабазинобут- C6H13O 45 1,5350 68,59 7,80 6,90 2-инил]фенилфосфонат 7 О-изоамил-О-[анабазино- i-C5H11O 46 1,5165 68,03 7,47 7,11 бут-2-инил]фенилфосфонат 8 О-[анабазинобут-2Ph 54 1,5692 72,60 6,37 7,26 инил]дифенилфосфинат Вычислено % Формула С Н Р С24Н35О3РN2 66,95 8,19 7,19 С25Н37О3РN2 67,54 8,38 6,96 С24Н35О3РN2 66,95 8,19 7,19 С25Н29О2РN2 71,40 6,95 7,36 С25Н33О3РN2 68,16 7,55 7,03 С26Н35О3РN2 68,70 7,76 6,81 С25Н33ОРN2 68,16 7,55 7,03 С26Н27О2РN2 72,54 6,32 7,19 60 Б.Н. БАБАЕВ, Д.Н. ДАЛИМОВ, З. ТИЛЯБАЕВ, Р.Т. ТЛЕГЕНОВ Разрыв связи между пиперидиновым атомом азота анабазина и -углеродом дает ион О-гексил-Опропиленфенилфосфоната (m/z 282), обладающий довольно высокой интенсивностью. В дальнейшем этот фрагмент переходит в ион О-пропилфенилфосфоновой кислоты (m/z 198). Вследствие разрыва С-О-связи в отщепляющейся части молекулы вещества образуются пары ионов. При этом пики азотсодержащих ионов (m/z 175 и 202) обладают высокой интенсивностью. Фосфорсодержащая часть образует ион протонированной формы О-гексил-фенилфосфоновой кислоты (m/z 243), который в свою очередь дает ион протонированной фенилфосфоновой кислоты (m/z 159) и ион с m/z 225. Эти и с m/z 349 ионы приводят к иону фенилфосфония (m/z 141). В отличие от фрагментации данного соединения, при масс-спектрометрическом распаде О-изоамил-О-[анабазинобутин-2-ил]фенилфосфоната (5) образуется сравнительно малое количество фосфорсодержащих ионов (рис. 2). Надо отметить, что при распаде обоих соединений образуются ионы, характерные для распада молекулы анабазина. Полученные данные по масс-спектрометрическому распаду фосфорилированных производных анабазина показывают, что при фрагментации О-гексил-О-[анабазиноизопропил]фенилфосфоната (2) образуется больше фосфорсодержащих ионов, чем при распаде О-изоамил-О-[анабазинобутин-2-ил]фенилфосфоната (5). Спектры этих соединений отличаются еще и интенсивностью образованных аммонийных ионов, в частности, иона с m/z 175. По мнению большинства исследователей, в основе токсичности фосфорорганических ядов лежит их способность избирательно, в очень низких концентрациях блокировать ацетилхолинэстеразу (АХЭ) – фермент, участвующий в холинергической медиации. Исследование взаимодействия с холинэстеразой ряда фосфорорганических соединений, имеющих логически изменяющуюся структуру, позволяет получить новые данные о механизме угнетения этого важного фермента, а также выявить особенности строения участка активной поверхности холинэстеразы (ХЭ), к которому присоединяется молекула фосфорорганического ингибитора [11]. Поэтому полученные соединения (1–8) исследованы в качестве ингибиторов ацетилхолинэстеразы (АХЭ) эритроцитов крови человека и бутирилхолинэстеразы (БуХЭ) сыворотки крови лошади, а также аналогичных ферментов вредителей зерновых культур – восковой моли и ситатроги (табл. 2). Из полученных данных следует, что активность ферментов теплокровных, особенно БуХЭ наиболее эффективнее тормозится этими соединениями. Замена в структуре А насыщенной изопропильной группировки на фрагмент с тройной связью сопровождается некоторым снижением ингибирующей активности полученных веществ. Рис. 1. Распад О-гексил-О-(анабазиноНапример, О-пентил- (1) и О-гексил- (2) О-(анаизопропил)фенилфосфоната (2) базиноизопропил)фенилфосфонаты почти в 1,1 раза эффективнее по сравнению с О-пентил- (5) и О-гексил- (6) О-(анабазинобутин-2-ил)фенилфосфонатами. В ряду этих соединений наименее активными являются О-изопентил-О-(анабазиноизопропил)- (3) и О-пентил-О-(анабазинобутин-2-ил)- (5) фенилфосфонаты. В данном случае БуХЭ слабо чувствует изменения в структуре А. Величины pKi наиболее высоки для О-гексилО-(анабазиноизопропил)- (2) и О-гексил-О-(анабазинобутин-2-ил)- (6) фенилфосфонатов, хотя разница в избирательности составляет чуть больше единицы. Рис. 2. Масс-спектрометрический распад О-изоамилО-(анабазинобутин-2-ил)фенилфосфоната (5) СИНТЕЗ, СТРОЕНИЕ И БИОЛОГИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА … 61 Для АХЭ наблюдается почти такая же картина изменения чувствительности фермента: разница только в количественных параметрах, которые выше в случае БуХЭ и ниже в отношении АХЭ. О-алкил-О-(аннабазинобутин-2-ил)фенилфосфонаты (5-7) были исследованы на способность сдерживать ферментативную активность восковой моли и ситатроги – вредителей злаковых культур. Чувствительность ферментов вредителей несколько снижается у О-гексил-О-(анабазинобутин-2-ил)фенилфосфоната (6), а при смене алкильного радикала на изопентильный вновь отмечается увеличение ингибирующей активности соединения. При сопоставлении ферментов восковой моли и ситатроги можно отметить, что pKi АХЭ и БуХЭ последней от 1,5 до 1,8 раза выше при действии О-пентил-О-(анабазинобутин-2-ил)фенилфосфоната (5). В 2,3 и 1,6 раза эффективнее действие О-гексил-О-(анабазинобутин-2-ил)фенилфосфоната (6) в отношении к БуХЭ, чем АХЭ. Если сравнить чувствительность БуХЭ теплокровных и вредителей, то их можно расположить в ряд БуХЭ теплокровных > БуХЭ ситатроги > БуХЭ восковой моли. А в отношении АХЭ изученных организмов чувствительность уменьшается от АХЭ ситатроги, далее АХЭ теплокровных и на последнем месте АХЭ восковой моли. Наблюдаемые различия, вероятнее всего, связаны с отличиями в структуре активной поверхности ферментов, на которых происходит сорбция синтезированных соединений. На основании полученных данных можно заключить, что чувствительность ферментов ситатроги существенно выше АХЭ и БуХЭ теплокровных и восковой моли, что делает возможным использование их в качестве избирательных ингибиторов АХЭ ситатроги. Как уже сказано, одним из центральных звеньев метаболизма ксенобиотиков в организме животных является их окисление под действием цитохром Р-450 зависимых микросомальных монооксигеназ (ММ, К.Ф. 1.14.14.1.). Результатом этого окисления является повышение гидрофильности соединений, их ускоренное выделение из организма и детоксикация (лекарственные препараты, карбаматы и пиретроидные инсектициды) или, наоборот, усиление токсичности (фосфорорганические инсектициды) и приобретение канцерогенных свойств (полициклические углеводороды) [20]. Ингибирование ММ может быть использовано для пролонгирования действия лекарственных препаратов и повышения эффективности инсектицидов в борьбе с насекомыми-вредителями, особенно в случае возникновения резистентности, связанной с повышением активности ММ. Полученные данные (табл. 3) показывают, что исследованные соединения обладают высокой активностью и по способности ингибировать ММ in vitro значительно превосходят SKF-525A, который является стандартным ингибитором ММ. Наблюдаются различия во влиянии соединений на скорость окисления субстратов. Реакция О-деметилирования п-нитроанизола была заметно менее чувствительна, чем реакции О-деацетилирования параоксона и N-деметилирования амидопирина. Видимо, это объясняется тем, что исследованные ингибиторы имеют большее структурное сходство с двумя последними субстратами. Таблица 2. Константы обратимого конкурентного ингибирования АХЭ и БуХЭ О-алкилфенилфосфонатами Ph(OR)P(O)-А-R' Соединение R A 1 C5H11 OCH(CH3)CH2 2 C6H13 - // 3 i-C5H11 - // 5 C5H11 OCH2C≡CCH2 6 C6H13 - // 7 i-C5H11 - // R' – остаток анабазина (во всех таблицах). Теплокровные АХЭ БуХЭ 3,89 6,36 5,07 6,71 3,06 5,58 3,75 5,71 4,24 6,49 3,91 6,3 pKi Восковая моль АХЭ БуХЭ Ситатрога АХЭ БуХЭ 3,247 2,995 3,699 6,04 4,74 6,52 3,466 2,20 3,518 5,20 5,18 5,23 Таблица 3. Ингибирующая активность фосфорилированных производных анабазина Ph(R)P(O)-А-R' в отношении реакции окисления субстратов (I50·10–5 M) под действием ММ печени мыши Соединение R А 1 2 3 4 5 6 7 8 SKF-525A C5H11O C6H13O i-C5H11O Ph C5H11O C6H13O i-C5H11O Ph OCH(CH3)CH2 - // - // - // OCH2C≡CCH2 - // - // - // - п-нитроанизол 0,10±0,02 8,2±1,2 0,13±0,02 0,30±0,7 8,9±1,5 6,0±1,0 8,5±1,4 0,24±0,3 0,25±0,7 Субстрат амидопирин 30,0±0,7 95,0±0,6 параоксон 4,1±0,5 77±1,1 4,3±0,6 82±1,1 1,4±0,1 40,0±0,6 35,0±0,1 3,6±0,3 62±0,8 3,0±0,3 Б.Н. БАБАЕВ, Д.Н. ДАЛИМОВ, З. ТИЛЯБАЕВ, Р.Т. ТЛЕГЕНОВ 62 Зависимость ингибирующей активности веществ от их строения слабо выражена. В целом соединения, содержащие тройную связь, несколько сильнее своих β-оксипропильных аналогов, за исключением опыта с амидопирином. Удлинение О-алкильных радикалов от амильного до гексильного у фенилфосфоновых производных приводит к усилению ингибирующего действия, особенно в опытах с параоксоном. Изоамильные производные практически не отличаются по силе действия от амильных. Производные дифенилфосфиновой кислоты (4 и 8) слабее производных О-гексилфенилфосфоновой кислоты (2, 6) в опытах с п-нитроанизолом и практически не уступают им в опытах с параоксоном и амидопирином. Полученные данные показывают, что фосфорилированные производные анабазина обладают значительной антимонооксигеназной активностью, превосходящей активность стандартного ингибитора SKF-525A как в отношении инсектицида параоксона, так и лекарственного препарата амидопирина. Заключение Таким образом, синтезированы новые О-алкил-О-(анабазиноизопропил)- и О-алкил-О-(анабазинобутин2-ил)фенилфосфонаты и дифенилфосфинаты. При исследовании антиферментативной и антимонооксигеназной активности соединений выявлено, что среди них имеются вещества, которые являются избирательными ингибиторами АХЭ ситатроги, а ряд соединений по антимонооксигеназной активности превосходит стандартный ингибитор SKF-525A. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18. 19. 20. Садыков А.С., Асланов Х.А., Кушмурадов Ю. Алкалоиды хинолизидинового ряда (химия, стереохимия, биогенез) М., 1975. 292 с. Мельников Н.Н. Химия пестицидов. М., 1968. 440 с. Газалиев А.М., Журинов М.Ж., Фазылов С.Д. Новые биоактивные производные алкалоидов. Алма-Аты, 1992. С. 3–87. Насыров С.Х., Хазбиевич И.С. Фармакология алкалоидов Anabasis aphylla L. и клиническое применение анабазина гидрохлорида. Ташкент, 1982. 160 c. Садыков А.С. Химия алкалоидов Anabasis aphylla. Ташкент, 1956. С. 153–156. Гефтер Е.Л. Улучшенные методы синтеза фенилдихлорфосфина и дихлорангидрида фенилфосфиновой кислоты // Журнал общей химии. 1958. Т. 28. Вып. 5. С. 1338–1340. Смирнов Е.А., Зиновьев Ю.М., Петрунин В.А. Синтез алкил- и арилдихлорфосфинов из углеводородов и пятихлористого фосфора // Журн. общ. химии. 1968. Т. 38. Вып. 7. С. 1551–1552. Бабаев Б.Н. Методы синтеза хлорангидридов кислот фосфора // Вестник ГулГУ. 2006. №3–4. С. 9–13. Кабачник М.И., Медведь Т.Я., Поликарпов Ю.М., Юдина К.С. Реакции окиси винилдифенилфосфина // Изв. АН СССР. ОХН. 1962. №9. С. 1584–1589. Saunders B.C., Worthy T.S. Esters Containing Phosphorus. Part XI. Ethylphosphonic Dichloride Containing 32P // J. Chem. Soc. 1953. N7. Pp. 2115–2117. Абдувахабов А.А., Садыков А.А., Далимов Д.Н., Асланов Х.А. Алкалоиды и их производные как инструмент для изучения холинергической системы. Ташкент, 1984. 288 с. Ellman G.L., Countrey R.D., Anders V., Feather K.M A new and rapid colorimetric determination of acetylcholinesterase activity // Biochem. Pharm. 1961. V. 7. P. 88–95. Бресткин А.П., Виняр Т.Н., Розенгарт Е.В. Взаимодействие холинэстеразы мозга лягушки с некоторыми обратимыми ингибиторами // Биохимия. 1981. Т. 46. Вып. 6. С. 1042–1048. Далимов Д.Н., Моралев С.Н., Бабаев Б.Н., Кормилицын Б.Н., Прохоренко Н.К., Розенгарт В.И., Абдувахабов А.А. Синтез и биологическая активность производных кислот фосфора, содержащих циклические амины // Узбкский химический журнал. 1992. №1. С. 32–38. Omura T., Sato R. The carbon monoxide-binding pigment of liver microsomes. I. Evidence for its homoprotein nature // J. Biol. Chem. 1964. V. 239. N7. P. 2370–2378. Леонтьев В.Б., Мухамедханова С.И., Абдурахманов Ш.Д., Левкович М.Г. Конформационные состояния и реакционная способность азотсодержащих алициклических cоединений // Проблемы и перспективы развития химии природных и физиологически активных веществ. Ташкент, 1988. С. 25–77. Тимбеков Э.Х., Эшбаев Ф.Ш., Асланов Х.А. и др. Масс-спектрометрическое изучение производных группы хинолизидина // Химия природных соединений. 1972. №2. С. 194–199. Будзикевич Г.К., Джерасси К., Уильямс Д. Интерпретация масс-спектров органических соединений. М., 1966. 131 c. Терентьев В.Б., Станкявичюс А.П. Масс-спектрометрический анализ биологически активных азотистых оснований. Вильнюс, 1987. С. 235–328. Далимов Д.Н., Моралев С.Н., Бабаев Б.Н., Кормилицын Б.Н. и др. Синтез и биологическая активность производных кислот фосфора, содержащих циклические амины // Узб. хим. журн. 1992. №1. С. 32–38. Поступило в редакцию 19 августа 2009 г. После переработки 18 декабря 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 63–70. УДК 615.322:548.56:543.226 ПОЛУЧЕНИЕ И ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ СОЛЬВАТОВ БЕТУЛИНА © М.A. Михайленко1,2*, Т.П. Шахтшнейдер1,2, M.E. Брезгунова1,2, В.А. Дребущак2,3, С.А. Кузнецова4, В.В. Болдырев1,2 Институт химии твердого тела и механохимии СО РАН, ул. Кутателадзе 18, Новосибирск, 630128 (Россия) e-mail: [email protected] 1 2Научно-образовательный центр «Молекулярный дизайн и экологически безопасные технологии» при НГУ, Новосибирск (Россия) 3Институт геологии и минералогии СО РАН, пр. ак. Коптюга, 3, Новосибирск, 630090 (Россия) e-mail: [email protected] 4 Институт химии и химической технологии СО РАН, ул. К. Маркса, 42, Красноярск, 660049 (Россия) e-mail: [email protected] Перекристаллизацией бетулина из растворителей различной полярности (ацетона, метанола, этанола, пропанола, бутанола, этилацетата, хлороформа, дихлорметана) получены псевдополиморфные формы (сольваты) бетулина. Физикохимические свойства сольватов изучены методами оптической микроскопии, рентгеновской дифракции, термического анализа и ИК-спектроскопии. Показано, что перекристаллизация из растворителей и последующее высушивание при температуре 170–180 °С позволяют понизить содержание лупеола в образцах бетулина менее чем на 1%. Ключевые слова: сольваты бетулина, термический анализ, рентгеновская дифракция. Работа выполнена при финансовой поддержке Президиума СО РАН (программа РАН «Фундаментальные науки – медицине»), CRDF (RUX0-008-NO-06), РФФИ (08-03-12130). Введение Бетулин (3β,28-дигидрокси-20(29)-лупен) относится к пентациклическим тритерпеноидам ряда лупана и является одним из основных компонентов, получаемых из коры березы [1]. В последнее время широко исследуется биологическая активность бетулина и его производных как противовирусных, противовоспалительных, противоопухолевых средств [2, 3]. Однако физико-химические свойства бетулина недостаточно изучены. В литературе отсутствует информация о полиморфных и псевдополиморфных (сольватных) формах бетулина. В работах [4–6] сообщаются различные температуры плавления бетулина, выделенного разными способами и перекристаллизованного из различных растворителей, что может указывать на существование нескольких полиморфных модификаций или сольватов бетулина с органическими растворителями. Исследование полиморфизма лекарственных и биологически активных веществ, как известно, является необходимым этапом при создании новых лекарственных форм [7, 8]. С другой стороны, перекристаллизация из органических растворителей используется для очистки выделенного бетулина, и применение различных растворителей может оказаться перспективным для удаления примесей из полученных образцов, в том числе и постоянного спутника бетулина в коре березы – лупеола. Цель настоящей работы – исследование возможности образования сольватов бетулина при перекристаллизации его из различных растворителей. Физико-химические свойства полученных образцов были исследованы методами оптической микроскопии, рентгеновской дифракции, термического анализа и ИК-спектроскопии. Содержание лупеола в полученных продуктах определяли с помощью хроматографических методов. * Автор, с которым следует вести переписку. 64 М.A. МИХАЙЛЕНКО, Т.П. ШАХТШНЕЙДЕР, M.E. БРЕЗГУНОВА И ДР. Экспериментальная часть В работе использовали бетулин, полученный в ИХХТ СО РАН (Красноярск) по оригинальной технологии [9]. Измельченную бересту обрабатывали смесью вода–спирт–щелочь при использовании ударноакустического воздействия в течение 5 мин при температуре 70 °С. Ударно-акустическая активация интенсифицирует гидролиз бересты, ускоряет переход бетулина в раствор и способствует повышению его выхода. Бетулин осаждали из упаренного раствора при разбавлении его водой и отделяли фильтрованием. Перед проведением экспериментов бетулин дополнительно очищали путем промывания гексанового экстракта 15%-ным раствором NaOH. В работе использовали растворители ацетон ч.д.а., метанол техн., этанол ГОСТ 5963-67, н-пропанол х.ч., н-бутанол х.ч., этилацетат ч.д.а., хлороформ ч.д.а., дихлорметан х.ч.. Метанол очищали по методу, описанному в [10], хлороформ и этилацетат предварительно подвергали перегонке. Анализ методом газо-жидкостной хроматографии масс-спектрометрии (ГЖХ-МС) проводили на приборе Agilent 5080 (Varian), колонка DB-1, температура колонки 280°С. ВЭЖХ анализ осуществляли на микроколоночном хроматографе Милихром А-02 (Эконова, Россия) с УФ-детектором. Условия хроматографирования: колонка N2301 2,075 мм, сорбент ProntoSIL 120-5C18 AQ, размер частиц 5.0 мкм, подвижная фаза Н 2О (А) – СН3СN (В), градиентный режим 80–100–100% В. Объем аликвоты составлял 2 мкл. Скорость потока 100 мкл/мин, Т=35 °С. Содержание бетулина и лупеола определяли на длине волны 200 и 210 нм. Коэффициенты поглощения на этих длинах волн считали одинаковыми. Хроматограммы обработаны в программе МультиХром, прилагаемой к данному оборудованию. Для перекристаллизации бетулина готовили его растворы c концентрацией 90% от равновесной при н.у. растворимости в используемых растворителях [11], растворение проводили при нагревании на водяной бане. Полученные растворы отфильтровывали и оставляли на воздухе при комнатной температуре для медленного испарения растворителя. После испарения 80–90% объема растворителя кристаллы извлекали. Нагреванием перекристаллизованных образцов при температуре 180 °С в течение 5 ч получали десольватированные продукты. Для микроскопических исследований использовали оптический микроскоп NU-2E (Carl Zeiss Jena), снабженный цифровой камерой, увеличение 50. Порошковые рентгенограммы регистрировали на дифрактометре D8 DISCOVER с двухкоординатным детектором GADDS (Bruker), CuKα-излучение. Образцы мягко растирали перед съемкой. Дифрактограммы снимали с вращением держателя с образцом. Термогравиметрические (ТГ и ДТГ) измерения были выполнены на приборе TG-209 (Netzch) с использованием алюминиевых тиглей в атмосфере сухого аргона (25 мл/мин) в температурной области от 25 до 270 °C при скорости 10 °C/мин. Масса образцов составляла 2,77–2,78 мг. Измеренные значения m(T) были скорректированы с помощью эксперимента с пустым тиглем. Калориметрические измерения (ДСК) осуществляли на приборе DSC-204 (Netzch) в стандартных алюминиевых тиглях, закрытых крышками, но не запаянных, в атмосфере чистого N2 при скорости протока 100 см3/мин. Эксперименты проводили со скоростью 10 °C/мин в температурной области – (140–160) °C – 270 °C. Инфракрасные спектры нарушенного полного внутреннего отражения (НПВО) в диапазоне частот 4000– 600 см–1 снимали на Фурье ИК-спектрометре Digilab Excalibur 3100 (США) с использованием приставки НПВО фирмы Pike с кристаллом ZnSe без прессования образцов. Обсуждение результатов Согласно данным ГЖХ-МС, исходный образец содержал не менее 95% бетулина и 5% лупеола. Оптико-микроскопические исследования полученных перекристаллизацией кристаллических форм бетулина показали, что кристаллы из различных растворителей отличаются по своей морфологии: имеют разную длину, толщину и различного типа сочленение игольчатых кристаллов в агрегаты (рис. 1). Большинство образцов оказались относительно хорошо окристаллизованными, о чем свидетельствует наличие четких рефлексов на рентгеновских дифрактограммах в области 2θ=5–25о. Дифрактограммы различались для образцов, полученных из разных растворителей (рис. 2, 3). Рентгенограммы снимали как для свежеприготовленных образцов, так и после их хранения при комнатной температуре в течение 2,5 и 8 ч, а также после нагревания до 180 °C. Результаты показали, что перекристаллизованные образцы неустойчивы при хранении при ПОЛУЧЕНИЕ И ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ … 65 комнатной температуре. В случае растворителей с малым размером молекул и низкой температурой кипения, такими как ацетон, метанол, этанол или пропанол, рентгенограммы изменялись уже после 2,5 ч (рис. 2). Сольваты с бутанолом, хлороформом, дихлорметаном и этилацетатом были более стабильны при хранении при комнатной температуре, их рентгенограммы начинали изменяться только после 8 ч хранения (рис. 3). Тем не менее даже неустойчивые сольваты можно было получить в виде хорошего качества монокристаллов, достаточно устойчивых при комнатной температуре. Были выращены монокристаллы сольвата бетулина с этанолом и определена их структура [12]. Рис. 1. Микрофотографии сольватов бетулина, полученных перекристаллизацией из ацетона (1), метанола (2), дихлорметана (3), этилацетата (4), бутанола (5), пропанола (6), этанола (7), хлороформа (8) 3 3 2 2 1 1 5 10 20 25 5 2degree a) 5 в) 15 10 15 2degree 10 б) 20 15 20 25 2 degree 3 3 2 2 1 1 5 25 г) 10 15 20 25 2degree Рис. 2. Рентгеновские дифрактограммы образцов бетулина, перекристаллизованного из ацетона (a); метанола (б); этанола (в); пропанола (г): 1 – исходный; 2 – после 2,5 ч хранения; 3 – после нагревания М.A. МИХАЙЛЕНКО, Т.П. ШАХТШНЕЙДЕР, M.E. БРЕЗГУНОВА И ДР. 66 3 3 2 2 1 1 5 10 15 20 5 25 б) 2degree a) 10 15 20 2 degree 3 3 2 2 1 5 в) 10 15 2degree 20 25 1 25 5 г) 10 15 20 25 2degree Рис. 3. Рентгеновские дифрактограммы образцов бетулина, перекристаллизованного из бутанола (a); этилацетата (б); хлороформа (в); дихлорметана (г): 1 – исходный; 2 – после 8 ч хранения; 3 – после нагревания Рентгенограммы для сольватов бетулина с метанолом, этанолом и пропанолом имели сходные положения и интенсивности рефлексов, и при хранении образцов пики на дифрактограммах сдвигались одинаковым образом. Можно предположить, что эти растворители входят в решетку бетулина одинаковым образом, образуя одни и те же связи с молекулами бетулина. В случае образцов, перекристаллизованных из дихлорметана, нагревание не оказывало влияния на положение и форму рентгеновских пиков. Это позволяет предположить, что при образования сольвата растворитель входит в кристаллическую решетку бетулина с образованием структуры типа клатратной. Рентгеновские дифрактограммы всех других перекристаллизованных образцов изменялись при нагревании (рис. 2, 3), что может быть результатом десольватации или полиморфного превращения бетулина из одной кристаллической модификации в другую. Результаты термоаналитических исследований полученных перекристаллизацией образцов бетулина представлены на рисунке 4 и в таблице 1. Согласно данным ТГ и ДТГ, образцы, выделенные из различных растворителей теряют массу при нагревании, что является доказательством образования сольватов при перекристаллизации. На термоаналитических кривых образцов, полученных кристаллизацией из ацетона и метанола, наблюдается несколько стадий потери массы. Это может быть связано с удалением не только кристаллизационного растворителя из структуры сольвата, но также растворителя, окклюдированного в кристаллической решетке или между зернами твердого тела. Нельзя также исключить возможность образования разного типа сольватов бетулина при кристаллизации из данных растворителей. Только одна стадия потери массы наблюдалась в случае продуктов перекристаллизации из бутанола, этилацетата, хлороформа. Количественный анализ потери массы в процессе десольватации показал близкие к стехиометрическим соотношения масс бетулина и сольвента в кристаллической решетке в случае всех исследованных образцов (табл. 1). Эндотермические эффекты на кривых ДСК совпадают с эффектами на кривых ДТГ, которые отвечают потере растворителя, а также соответствуют плавлению лупеола (200–220 °C) и бетулина (254–259 °C) (рис. 4). Измерение кривых ДСК при низких температурах показало, что в образцах отсутствовал окклюди- ПОЛУЧЕНИЕ И ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ … 67 рованный растворитель в виде отдельной фазы. В случае продуктов, перекристаллизованных из метанола, этанола, хлороформа и ацетона, наблюдался эндотермический пик при 0 °C, свидетельствующий о том, что при кристаллизации из этих растворителей в кристаллах была окклюдирована вода. На рисунке 5 представлены два крайних случая присутствия окклюдированной воды в образцах сольватов бетулина в случае хлороформа (максимальное) и метанола (минимальное). Анализ теплоты плавления показывает, что содержание окклюдированной воды в кристаллах не превышает 1–1,5%. Точно определить температуру плавления бетулина после разложения сольватов оказалось затруднительным вследствие процессов сублимации и испарения, протекающих одновременно с плавлением. Уширение пиков плавления может быть также связано с повышенной дефектностью образцов после десольватации. 20 0,0 25 -0,2 20 0,0 -0,5 15 -1,5 -2,0 10 -2,5 5 -0,8 dm / dt, % / min -0,6 15 mW / mg 10 dm / dt, % / min mW / mg -1,0 -0,4 5 -3,0 0 -1,0 50 100 150 200 0 250 a) -3,5 50 o temperature, C 100 б) 150 200 250 o temperature, C 0,0 25 0,0 20 -0,2 14 -0,5 -1,5 8 -2,0 mW / mg 10 -0,4 15 -0,6 10 dm / dt, % / min -1,0 dm / dt, % / min mW / mg 12 -2,5 6 -0,8 -3,0 5 4 -3,5 50 в) 100 150 200 o temperature, C -1,0 250 50 100 г) 150 200 250 o temperature, C Рис. 4. ДСК и ДТГ кривые сольватов бетулина: a – с метанолом; б – с этанолом; в – с пропанолом; г – с хлороформом 5,0 exo 2,10 4,0 2,05 3,5 2,00 mW/mg mW/mg 4,5 3,0 Рис. 5. Кривые ДСК сольватов бетулина с хлороформом и метанолом в области температуры плавления воды 1,95 2,5 0 5 10 o temperature, C 15 68 М.A. МИХАЙЛЕНКО, Т.П. ШАХТШНЕЙДЕР, M.E. БРЕЗГУНОВА И ДР. Таблица 1. Термические характеристики перекристаллизованных образцов бетулина * Температура десольватации, оС Потеря Соотношение бетулин – Температура массы, % растворитель (моль) плавления, оС Tначала Tmax Ацетон 56, 85 74, 100 3,0 2:1 258 Метанол 50, 71, 122 57, 87, 134 6,0 1:1 261 Этанол 130 135 7,3 1:1 261 н-пропанол 96 102 11,0 1:1 257 **259(257) н-бутанол 20 58 13,0 1:1 Этилацетат 67 75 11,0 2:1 258 Хлороформ 51 73 7,8 2:1 261 Дихлорметан 75 145 4,5, 6,3 2:1 262 *Потерю массы при десольватации оценивали как потерю массы до 200 oC (или, в случае дихлорметана, отдельно до 200 и до 250 °C). **Сольват с бутанолом имеет пик плавления с точкой перегиба, и дифференцирование показывает возможное наличие второго пика при 257 °C. Растворитель На кривых ДСК фиксируется также протекание экзотермических процессов. Например, в случае распада сольвата бетулина с хлороформом потеря массы заканчивается при 135–140 °C, затем наблюдается экзотермический эффект в области 150–190 °C с максимумом при 170 °C (рис. 4). Таким процессом может быть рекристаллизация, которая является обычной стадией для топохимических реакций разложения твердого тела, поскольку продукты разложения могут иметь повышенную дефектность и значительную степень разупорядочения кристаллической решетки. Аналогичные процессы рекристаллизации могут протекать и в случае разложения других сольватов. Так, между 170 и 200 °С, согласно данным ДСК, происходит уменьшение теплоемкости образцов, полученных из этанола и пропанола, что может свидетельствовать о протекании экзотермического процесса. Полученные данные позволяют предполагать, что можно выбрать наиболее оптимальные условия проведения разложения сольватов для получения фаз бетулина с высокой степенью разупорядочения и высокой энергией кристаллической решетки, которые, как известно, обладают более высокой реакционной способностью, в частности, скоростью растворения и растворимостью, что может иметь значение при использовании бетулина в фармации. На ИК-спектрах всех перекристаллизованных образцов бетулина (данные не приведены) наблюдались дополнительные полосы, принадлежащие соответствующим растворителям, что подтверждает образование сольватов. Поведение ИК-спектров при разложении сольватов исследовано на примере сольвата бетулина с этанолом при проведении процесса при различных температурах. При нагревании образцов при 170 °C полосы растворителя исчезают (рис. 6). Так, в ИК-спектре исходных кристаллов сольвата бетулина с этанолом имеются шесть полос, отвечающих симметричным и асимметричным колебаниям трех видов С–О связей: при первичном и вторичном атомах углерода молекулы бетулина и в молекуле этанола. После нагрева до 170 °С, когда, согласно данным ТГ, завершается разложение сольвата, в ИК-спектре остаются четыре полосы поглощения, относящиеся к молекуле бетулина. Кроме того, наблюдаются изменения в области валентных колебаний ОН. Для сольвата в области валентных колебаний О-Н наблюдаются три полосы, принадлежащие этанолу (3480 см–1) и отличающимся по своему окружению OH группам бетулина (~3350 и 3270 см–1). После нагревания при 170 °С в течение 30 мин полоса при 3480 см–1 исчезает, а колебания ОН бетулина испытывают гипсохромный сдвиг и уширяются. Изменение данных полос бетулина свидетельствует о том, что при нагревании происходит разрыв водородных связей между молекулами бетулина и растворителя, которые образовались при кристаллизации, что было подтверждено результатами рентгеноструктурного анализа [12], и образуется разупорядоченная структура бетулина. При проведении процесса разложения сольвата с этанолом при 200 и 230 °С на ИК-спектрах наблюдается батохромный сдвиг полос поглощения валентных колебаний С–О и ОН относительно исходного сольвата, что говорит о формировании водородных связей между молекулами бетулина и образовании упорядоченной кристаллической структуры. Таким образом, из ИК-спектроскопических исследований видно, что разложение сольвата бетулина с этанолом при различных температурах может приводить к продукту с различной степенью разупорядочения. Данные по содержанию лупеола в полученных перекристаллизацией продуктах и десольватированных образцах представлены в таблице 2. Видно, что перекристаллизация и последующее удаление растворителя в процессе сушки позволяют понизить содержание примеси лупеола в бетулине менее чем на 1%. Снижение содержания лупеола при сушке обусловлено, по-видимому, его более низкой, по сравнению с бетулином, температурой возгонки. ПОЛУЧЕНИЕ И ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ … 69 Рис. 6. ИК-спектры сольвата бетулина с этанолом: 1 – исходный; 2 – после 30 мин нагрева при 170 °C; 3 – при 200 °C; 4 – при 230 °C Таблица 2. Содержание примеси лупеола в кристаллах, полученных из различных растворителей Растворитель Метанол Этанол Пропанол Бутанол Ацетон Этилацетат Дихлорметан Хлороформ Содержание лупеола в полученных сольватах, % менее 1,0 1,0 1,0 1,2 1,5 1,7 1,9 2,7 Содержание лупеола после прогрева при 180оС, % менее 1,0 менее 1,0 менее 1,0 1,0 менее 1,0 1,5 менее 1,0 менее 1,0 Выводы Перекристаллизацией бетулина из восьми растворителей различной полярности выделены псевдополиморфные формы (сольваты) бетулина. Показано, что сольваты, перекристаллизованные из ацетона, метанола, этанола и пропанола, являются нестабильными и теряют растворитель при хранении при комнатной температуре. Более стабильными оказались сольваты, полученные из бутанола, этилацетата, хлороформа и дихлорметана. Многостадийный характер десольватации при нагревании сольватов с метанолом и ацетоном позволяет предположить, что молекулы растворителя могут иметь различное окружение в кристаллической решетке сольвата. Перекристаллизация из растворителей и последующее высушивание образцов при температуре 170–180 °С позволяют понизить содержание лупеола в образцах бетулина менее чем на 1%. Образование сольватов бетулина при перекристаллизации его из различных растворителей следует принимать во внимание при выборе оптимальных условий высушивания перекристаллизованных продуктов с целью получения материалов с различной степенью разупорядочения кристаллической решетки и, следовательно, реакционной способностью. Авторы выражают благодарность Т. Дребущак и Н. Туманову за съемку рентгеновских дифрактограмм. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. Кислицын А.Н. Экстрактивные вещества бересты: выделение, состав, свойства, применение // Химия древесины. 1994. №3. С. 3–28. Толстиков Г.А., Флехтер О.Б., Шульц Э.Э., Балтина Л.А., Толстиков А.Г. Бетулин и его производные. Химия и биологическая активность // Химия в интересах устойчивого развития. 2005. №13. С. 1–30. Кузнецова С.А., Васильева Н.Ю., Калачева Г.С., Титова Н.М., Редькина Е.С., Скворцова Г.П. Получение диацетата бетулина из бересты коры березы и изучение его антиоксидантной активности // Журнал Сибирского федерального университета. Химия. 2008. Т. 1. №2. С. 151–165. Hayek E.W.H., Jordis U., Moche W., Sauter F. A bicentennial of betulin // Phytochemistry. 1989. V. 28. Pp. 2229–2242. Komissarova N.G., Belenkova N.G., Spirikhin L.V., Shitikova O.V., Yunusov M.S. Selective oxidation of betulin by Cr(VI) reagents // Chemistry of Natural Compounds. 2002. V. 38. Pp. 58–61. М.A. МИХАЙЛЕНКО, Т.П. ШАХТШНЕЙДЕР, M.E. БРЕЗГУНОВА И ДР. 70 6. Tong-Shuang Li, Jian-Xin Wang, Xue-Jing Zheng. Simple synthesis of allobetulin, 28-oxyallobetulin and related biomarkers from betulin and betulinic acid catalysed by solid acids // J. Chem. Soc., Perkin Trans. 1998. V. 1. Pp. 3957– 3965. 7. Byrn S.R., Pfeiffer R.R., Stowell J.G. Solid-State Chemistry of Drugs. SSCI, West Lafayette, IN, 1999. 8. Winter G. Polymorphs and solvates of molecular solids in the pharmaceutical industry // Reactivity of Molecular Solids. Ed. Boldyreva, E.V., Boldyrev, V.V. New York a.o.: John Wiley & Sons LTD, 1999. Pp. 241–270. 9. Патент 2264411 (РФ) Способ получения бетулина / Кузнецова С.А., Кузнецов Б.Н., Михайлов А.Г., Левданский В.А. // БИ. 2005. №33. 10. Титце Л., Айхер Т. Препаративная органическая химия. M. 1999. 704 с. 11. Dan Cao, Guoling Zhao, Weidong Yan. Solubilities of betulin in fourteen organic solvents at different temperatures // J. Chem. Eng. Data. 2007. V. 52. Pp. 1366–1368. 12. Дребущак Т.А., Михайленко М.А., Брезгунова M.E., Шахтшнейдер Т.П., Кузнецова С.А. Кристаллическая структура сольвата бетулина с этанолом // Журнал структурной химии. (в печати). Поступило в редакцию 10 апреля 2009 г. После переработки 25 марта 2010 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 71–76. УДК 547.514.472:582.657.24 ВЛИЯНИЕ ЦИКЛОПЕНТАНОВЫХ β,β-ТРИКЕТОНОВ И ИХ МЕТИЛОВЫХ ЕНОЛЬНЫХ ЭФИРОВ НА РОСТ КОРНЯ ПРОРОСТКОВ КУКУРУЗЫ ZEA MAYS L. © О.П. Шестак*, Е.Л. Чайкина, В.Л. Новиков, М.М. Анисимов Тихоокеанский институт биоорганической химии ДВО РАН, пр. 100 лет Владивостоку, 159, Владивосток, 690022 (Россия) e-mail: [email protected] Изучено влияние природного циклопентанового β,β'-трикетона, корусканона В, и его метилового енольного эфира, корусканона А, а также 14-ти синтетических аналогов этих вторичных метаболитов высших растений на рост главного корня проростков Zea mays L. Обнаружено, что корусканоны А и В обладают слабой рострегулирующей активностью в интервале концентраций 0,01–100,0 мкг/мл. Среди синтетических циклопентановых β,β'-трикетонов и их метиловых енольных эфиров найдены вещества, проявляющие небольшое ростстимулирующее действие в концентрациях 0,01– 10,0 мкг/мл. Все синтетические соединения в концентрации 100,0 мкг/мл активно ингибируют рост корня проростков кукурузы. Наибольшим ингибирующим действием отличаются хлорсодержащие соединения: 2-ацетил-4,5дихлороциклопент-4-ен-1,3-дион и его метиловый эфир. Ключевые слова: циклопентановые β,β'-трикетоны, 2-ацил-циклопентан-1,3-дионы, метиловые енольные эфиры, корусканоны А и В, кукуруза, Zea mays L., рост корня, проростки, ингибирующее действие, стимулирующее действие. Работа выполнена при финансовой поддержке гранта Дальневосточного отделения Российской академии наук (проект №09-III-А-05-149). Введение Природные циклопентеновые β,β'-трикетоны (2-ацилциклопент-4-ен-1,3-дионы) – корусканон В 1 [1], линдерон [2], луцидон [3], хризотрионы А и В [4] и их метиловые енольные эфиры – корусканон А 2 [1], метиллиндерон [2] и метиллуцидон [3] привлекли в последние годы внимание высокой биологической активностью [1–7]. O 5 1 2 OR 1' H3C 4 3 O 2' 3' 1 R=H; 2 R=CH3 Синтетические циклопентеновые β,β'-трикетоны и их метиловые енольные эфиры 3–16, которые можно рассматривать в качестве структурных аналогов природных β,β'-трикетонов и их метиловых енольных эфиров, также привлекают внимание своим высоким химическим и биологическим потенциалом [8-12]. В результате исследования биологического действия серии метиловых енольных эфиров циклопентеновых β,β'-трикетонов – аналогов корусканона А 2 был сделан вывод, что 2-(1′-метоксиметилиден)циклопент4-ен-1,3-дионовый фрагмент структуры этих соединений является фармакофорной группировкой, обеспечивающей высокий уровень биологической активности эфиров данного структурного типа [1, 5]. Поскольку * Автор, с которым следует вести переписку. О.П. ШЕСТАК, Е.Л. ЧАЙКИНА, В.Л. НОВИКОВ, М.М. АНИСИМОВ 72 2-(1′-гидроксиметилиден)циклопент-4-ен-1,3-дионовый фрагмент является базовым элементом структуры всех 2-ацилциклопент-4-ен-1,3-дионов в силу того, что енолизации в них подвергается исключительно карбонильная группа боковой цепи, можно утверждать, что именно он представляет собой фармакофорную группировку, ответственную за высокий уровень биологического действия как свободных β,β'-трикетонов, так и их производных по 1'-гидроксигруппе. Это показано нами ранее при изучении активности ряда синтетических 2-ацетилциклопент-4-ен-1,3-дионов [8]. Данные биологического действия свободных β,β'-трикетонов и их метиловых енольных эфиров показывают, что замена протона 1'-гидроксигруппы на метил в значительной мере меняет основную направленность биологического действия соединений типа 1. R R 2 1 5 O 1 2 2 5 1 4 R COMe 3 O 3, 5, 7, 9 4 R O 12 OMe Me 3 O 4, 6, 8, 10 3, 4 R1=R2=H; 5, 6 R1=Me, R2=H; 7, 8 R1=R2=Cl; 9, 10 R1=R2=SMe OMe O O Me COMe COMe COMe Me O O 11 O 12 O OMe COMe Me OMe 14 13 O Me Me Me O COMe Me O 15 O 16 В этой связи интересно было изучить влияние как свободных природных и синтетических циклопентановых β,β'-трикетонов, так и их метиловых енольных эфиров на рост корня проростков Zea mays L. и оценить, наблюдается ли существенное различие в рострегулирующем действии этих трикетонов и их метиловых эфиров. Для природного циклопентенового β,β'-трикетона корусканона В 1 и его метилового енольного эфира корусканона А 2 нами ранее была обнаружена рострегулирующая активность в отношении проростков Fagopyrum esculentum Moench. [12], а для трикетонов 5 и 9 было показано ингибирующее действие на рост корня проростков Cucumis sativus L. [11] и F. esculentum [12]. Сообщалось также, что трикетон 11 является ингибитором соевой уреазы [13]. Для проведения корреляционного анализа «структура – активность» в ряду природных и синтетических циклопентановых β,β'-трикетонов и их производных мы синтезировали метаболиты высших растений – корусканоны А и В, их простейшие структурные аналоги – моноциклические циклопентеновые β,β'-трикетоны с различными заместителями при 4,5-двойной связи цикла 3, 5, 7, 9, моноциклический циклопентановый β,β'-трикетон 11, бициклический циклопентановый β,β'-трикетон 13 и ряд неизвестных ранее метиловых енольных эфиров 4, 6, 8, 10, 12, 14 этих трикетонов. Для сравнения использовали также товарный ароматический циклопентановый β,β'-трикетон – 2-ацетилиндан-1,3-дион 15 и полученный ранее енольный эфир этого трикетона 16 [14]. Цель данной работы – изучение спектра действия всех этих соединений на рост главного корня проростков Zea mays L. Экспериментальная часть Корусканон В 1 получали путем основно-каталитической перегруппировки 2-метил-4-(Циннамоилметилиден)бут-2-енолида, синтезированного через реакцию Виттига соответствующего фосфорана с метилмалеиновым ангидридом, а корусканон А 2 – путем метилирования корусканона В 1 под действием ВЛИЯНИЕ ЦИКЛОПЕНТАНОВЫХ β,β-ТРИКЕТОНОВ … 73 (CH3)2SO4/K2CO3 в ацетоне в соответствии с методиками [1]. 2-ацетилциклопент-4-ен-1,3-дионы 3, 5 и 7 получали путем ацилирования 2-метилвинилацетата (изопропенилацетата) соответствующими малеиновыми ангидридами [8], а трикетон 11 – через ацилирование изопропенилацетата янтарным ангидридом [8]. Серосодержащий трикетон 9 синтезировали через реакцию дихлортрикетона 7 с метилмеркаптидом натрия в CH3ОН в присутствии КF. Трикетон 13 получали путем термической диеновой конденсации трикетона 5 с 2,3-диметилбутадиеном-1,3 в растворе бензола [9]. Данные спектров ЯМР1Н и 13С показывают, что трикетоны 1, 3, 5, 7 и 9 в растворе CDCl3 полностью енолизированы и существуют в виде различного числа резонансно гибридизованных енольных форм с прочной внутримолекулярной водородной связью [8, 15]. Трикетонная форма этих соединений в растворе CDCl3 не обнаруживается. Доминирующией реакцией является енолизация карбонильной группы ацетила, что следует из анализа данных спектров ЯМР1Н и 13С и результатов квантово-химических расчетов [16]. Конверсию трикетонов 3, 5, 7, 9, 11, 13 и 15 в соответствующие метиловые енольные эфиры 4, 6, 8, 10, 12, 14 и 16 осуществляли через их взаимодействие с 3% раствором СН 2N2 в абс. эфире при комнатной температуре с выходами 22–71% [14, 17, 18]. В качестве биологического теста использовали семена кукурузы Zea mays L. сорта Славянка, полученные из Приморского научно-исследовательского института сельского хозяйства РАСХН (Уссурийск Россия). Действие β,β′-трикетонов на рост проростков кукурузы оценивали по ранее описанной методике [19]. Навески исследованных веществ растворяли в соответствующем объеме диметилсульфоксида (ДМСО). Растворы трикетонов в ДМСО разбавляли дистиллированной водой до получения растворов концентрации 100.0 мкг/мл. Растворы меньших концентраций получали методом дальнейшего кратного разведения водой. Концентрация ДМСО в конечных растворах не превышала 0.3%. Сухие семена раскладывали на полосы фильтровальной бумаги размером 12×42 см, предварительно смоченной испытуемым раствором, свертывали в рулоны, помещали в стаканы с небольшим количеством испытуемого раствора (100 мл) и оставляли в термостате при 26–27 °С. Через 72 ч производили измерение длины главного корня проростков. В качестве контрольного образца использовали проростки той же культуры, выращенные в дистиллированной воде. Результаты испытаний оценивали как среднее арифметическое трех повторных опытов (по 25 семян в каждом) и стандартные отклонения и представляли в виде отношения длины главного корня опытных проростков к длине главного корня контрольных проростков в процентах. Для статистической обработки полученных данных применяли компьютерную программу ORIGIN 7.0. В качестве контрольного рострегулирующего вещества использовали ретардант АМО 1618. Обсуждение результатов Результаты исследования влияния циклопентановых β,β'-трикетонов на рост главного корня проростков Zea mays представлены в таблице. Анализ данных таблицы показывает, что конверсия трикетонов в эфиры неоднозначно сказывается на активности полученных производных в качестве регуляторов роста. Все свободные синтетические трикетоны по степени ингибирования роста корня проростков можно разделить на две группы. Первую группу составляют трикетоны 3, 5, 13 и 15, которые ингибируют рост проростков активнее, чем их метиловые эфиры 4, 6, 14 и 16 соответственно. По активности свободные трикетоны этой группы можно расположить в ряд 3>5>15>13, а их метиловые эфиры – в ряд 6>4>16>14. Вторую группу составляют трикетоны 7, 9 и 11, активность которых близка к активности их метиловых эфиров 8, 10 и 12 соответственно. Природные соединения корусканон B 1 и корусканон A 2 по-разному действуют на проростки кукурузы. Так, корусканон B 1 проявляет небольшой стимулирующий эффект на рост корня в концентрациях 0,01– 1,0 мкг/мл, который ослабевает в концентрациях 10,0 и 100,0 мкг/мл. Корусканон A 2 наоборот оказывает слабое ингибирующее действие на рост корня, причем лишь в концентрации 100,0 мкг/мл. Сопоставление значений активности корусканонов А и В в отношении роста проростков Zea mays и F. esculentum [12] показало, что проростки F. esculentum более чувствительны к действию этих природных соединений. О.П. ШЕСТАК, Е.Л. ЧАЙКИНА, В.Л. НОВИКОВ, М.М. АНИСИМОВ 74 Вещество Влияние циклопентановых β,β'-трикетонов и их метиловых енольных эфиров на рост корня проростков Zea mays L. сорта Славянка 0 M ± sd* 0,01 % M ± sd Концентрация, мкг/мл 0,1 1,0 10,0 Длина главного корня проростков, % к контролю % M ± sd % M ± sd 1 87±2,4 100 93±4,1 107 91±0,9 105 91±1,2 2 87±2,4 100 84±4,5 96 87±2,0 100 89±1,2 3 85±4,4 100 87±6,1 102 87±3,1 102 93±3,7 4 83±0,6 100 85±0,5 102 89±1,9 107 85±1,4 5 84±1,7 100 83±3,7 99 82±3,4 98 82±1,1 6 84±1,7 100 85±2,9 101 83±0,2 99 84±1,3 7 82±1,7 100 83±2,0 101 82±2,1 100 78±1,0 8 82±1,7 100 82±3,1 100 82±2,5 100 82±1,2 9 86±2,1 100 86±1,9 100 93±5,1 108 95±1,7 10 86±1,2 100 90±1,6 105 92±0,3 107 91±2,3 11 85±4,4 100 91±1,8 107 85±3,6 100 83±1,0 12 86±2,4 100 88±1,9 102 86±5,0 100 85±2,1 13 84±5,3 100 81±0,7 96 81±4,2 96 77±1,2 14 82±2,8 100 82±1,5 100 81±1,7 99 81±1,7 15 84±5,3 100 81±1,2 96 79±1,5 94 79±0,3 16 86±2,4 100 80±1,2 96 82±5,5 95 80±3,3 АМО 82±1,7 100 85±2,4 104 83±3,8 102 88±2,3 1618 * М±sd – длина главного корня в мм; ± – стандартные отклонения. 100,0 % M ± sd % M ± sd % 105 102 109 102 98 100 95 100 110 106 98 99 92 99 94 93 88±0,9 89±1,9 91±2,2 93±2,1 83±2,4 82±2,7 74±0,4 81±4,6 81±1,4 86±3,0 84±0,7 88±1,2 79±0,8 81±1,5 80±3,9 79±5,6 101 102 107 112 99 98 90 99 94 100 99 102 94 99 95 92 89±2,6 79±1,8 30±1,4 54±3,4 30±1,1 38±1,1 21±1,0 20±1,7 43±2,0 37±4,6 75±3,7 74±0,1 55±1,1 67±4,5 43±1,4 65±0,6 102 91 35 65 36 45 26 24 50 43 88 86 65 82 51 76 107 90±1,3 110 66±1,5 80 Активность синтетических трикетонов и их метиловых эфиров как стимуляторов роста корня проростков кукурузы выражена в незначительной степени. Так, в концентрации 0,01 мкг/мл небольшой стимулирующий эффект проявляют лишь трикетон 11 и енольный эфир 10; в концентрации 0,1 мкг/мл – трикетон 9 и эфиры 4 и 10; в концентрации 1,0 мкг/мл – трикетоны 3 и 9, а также эфир 10; в концентрации 10,0 мкг/мл – трикетон 3 и эфир 4. Тем не менее данные таблицы показывают, что для каждой из изученных концентраций среди свободных трикетонов и их метиловых енольных эфиров можно найти 1–3 вещества, которые по своему стимулирующему действию на рост главного корня проростков кукурузы превосходят действие контрольного вещества – известного ретарданта АМО 1618. Механизм стимулирующего действия соединений 3, 4, 9, 10 и 11 на рост корня проростков Zea mays в настоящее время неясен. Возможно, этот эффект связан как с увеличением количества клеток корня, так и с удлинением самих клеток корня без увеличения их числа, или с протеканием обоих процессов одновременно. Как эффективные ингибиторы роста корня проростков кукурузы все изученные соединения, за исключением корусканонов В 1 и А 2, начинают проявлять себя лишь в концентрации 100,0 мкг/мл. Наиболее высокое ингибирующее действие среди всех изученных соединений обнаружено при использовании в этой концентрации дихлорзамещенного трикетона 7 и его метилового эфира 8, а наименее высокое – при использовании трикетона 11 и его эфира 12. В ранее приведенном исследовании на проростках гречихи [12] трикетон 11 также оказался наиболее слабым ростингибирующим агентом среди всех изученных. Строение циклопентанового β,β'-трикетона и его метилового енольного эфира сильно сказывается на проявлении ими рострегулирующего действия в отношении главного корня проростков кукурузы. Бициклические трикетоны 13 и 15 и их эфиры 14 и 16 значительно уступают в проявлении как стимулирующего, так и ингибирующего действия своим моноциклическим аналогам. Важную роль в проявлении моноциклическими трикетонами и их эфирами ингибирующего действия играет наличие двойной связи в положении 4(5). Удаление ее из структуры значительно снижает активность как трикетона, так и его эфира, что видно из сопоставления данных для трикетонов 3 и 11 , а также их эфиров 4 и 12, соответственно, полученных при использовании этих соединений в концентрации 100.0 мкг/мл. Существенное влияние на уровень активности циклопентановых трикетонов 3, 5, 7 и 9, а также их эфиров 4, 6, 8 и 10, соответственно, оказывают как природа заместителей при двойной связи в положениях 4 и 5, так и их число. Природа ацильного радикала в положении 2 также оказывает значительное влияние на уровень рострегулирующего действия циклопентеновых трикетонов и их эфиров. Природный трикетон ко- ВЛИЯНИЕ ЦИКЛОПЕНТАНОВЫХ β,β-ТРИКЕТОНОВ … 75 русканон В 1 с циннамоильной группой при С-2 проявляет более слабое ингибирующее действие на рост проростков кукурузы, чем его синтетический аналог 5 с ацетильной группой в этом положении. В равной мере это относится и к метиловому эфиру трикетона 1 – корусканону А 2, что видно из сопоставления данных по рострегулирующему действию для этого эфира и его синтетического аналога – эфира 6. Выводы Полученные в результате проведенного исследования данные свидетельствуют, что циклопентановые β,β'-трикетоны и их метиловые енольные эфиры обладают способностью модифицировать рост проростков Zea mays. Характер и степень рострегулирующего действия изученных соединений зависит как от структурных особенностей, так и от действующей концентрации веществ. В низких концентрациях (0,01–10,0 мкг/мл) некоторые из циклопентановых трикетонов и их эфиров проявляют небольшое стимулирующее действие на рост главного корня проростков кукурузы, а в высокой концентрации (100,0 мкг/мл) все синтетические трикетоны и даже некоторые из их эфиров оказывают сильное ингибирующее действие. Наиболее активными ингибиторами в концентрации 100,0 мкг/мл оказались 2-ацетил-4,5-дихлороциклопент-4-ен-1,3-дион и его метиловый енольный эфир. Природный циклопентеновый трикетон – корусканон В и его метиловый енольный эфир – корусканон А проявили слабую рострегулирующую активность в отношении проростков Zea mays. Проведенное исследование показало, что четкая корреляция между уровнями рострегулирующего действия свободных циклопентановых β,β’-трикетонов и их метиловых эфиров не прослеживается. Рострегулирующее действие изученных циклопентановых трикетонов и их метиловых эфиров в отношении проростков кукурузы Zea mays аналогично действию известного ретарданта АМО 1618, который также оказывает небольшое стимулирующее действие в концентрациях 0,01–10,0 мкг/мл и умеренное ингибирующее действие в концентрации 100,0 мкг/мл. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. Li X.-C., Ferreira D., Jacob M.R., Zhang Q., Khan S.I., ElSohly H.N., Nagle D.G., Smillie T.J., Khan I.A., Walker L.A., Clark A.M. Antifungal cyclopentenediones from Piper coruscans // J. Am. Chem. Soc. 2004. V. 126. N22. Pp. 6872–6873. Hwang E., Lee Y.M., Lee S.M., Yeo W.H., Moon S., Kang T.H., Park K.D., Kim S.U. Inhibition of сhitin synthase 2 and antifungal activity of lignans from the stem bark of Lindera eritrocarpa // Planta Med. 2007. V.73. N7. Pp. 679–682. Wang Sh.-Y., Lan X.-Y., Xiao J.-H., Yang J.-Ch., Kao Y.-T., Chang Sh.-T. Antiinflammatory activity of Lindera eritrocarpa fruits // Phytother. Res., 2008. V. 22. N2. Pp. 213–216. Gilardoni G., Clericuzio M., Tosi S., Zanoni G., Vidari G. Antifungal acylcyclopentenediones from fruiting bodies of Hydrophorus chrysodon // J. Nat. Prod. 2007. V. 70. N1. Pp. 137–139. Babu K.S., Li X.-C., Jacob M.R., Zhang Q., Khan S.I., Ferreira D., Clark A.M. Synthesis, antifungal activity and structure-activity relationships of coruscanone A analogues // J. Med. Chem. 2006. V. 49. N26. Pp. 7877–7886. Aoyama Y., Konoike T., Kanda A., Naya N., Nakajima M. Total synthesis of human chimase inhibitor methyllinderone and structure – activity relationships of its derivatives // Bioorg. Med. Chem. Lett. 2001. V. 11. N13. Pp. 1695–1697. Oh H.-M., Choi S.-K., Lee J.M., Lee S.-K., Kim H.-Y., Han D.Ch., Kim H.-M., Son K.-H., Kwon B.-M. Cyclopentenediones, inhibitors of farnesyl protein transferase and anti-tumor compounds, isolated from the fruit of Lindera erythrocarpa Makino // Bioogr. Med. Chem. 2005. V. 13. N22. Pp. 6182–6187. Шестак О.П., Новиков В.Л., Стехова С.И., Горшкова И.А. Синтез и биологическая активность некоторых 2-ацетилциклопент-4-ен-1,3-дионов // Химико-фармацевтический журнал. 1999. Т. 33. №1. С. 18–21. Шестак О.П., Новиков В.Л., Прокофьева Н.Г., Чайкина Е.Л. Синтез и цитотоксическая активность 2ацетилциклопент-4-ен-1,3-дионов и их производных // Химико-фармацевтический журнал. 1999. Т. 33. №12. С. 5–8. Новиков В.Л., Шестак О.П., Логачев В.В., Анисимов М.М. Влияние некоторых синтетических аналогов природных (циклопентеновых) β,β'-трикетонов на рост корня проростков (на примере Cucumis sativus L.) // Растительные ресурсы. 2003. Т. 39. Вып. 4. С. 87–94. Лапшина Л.А., Шестак О.П., Реунов А.В., Новиков В.Л., Анисимов М.М. Антивирусная активность некоторых аналогов природных циклопентеновых β,β'-трикетонов // Растительные ресурсы. 2006. Т. 42. Вып. 1. С. 107–113. Демина Е.А., Шестак О.П., Новиков В.Л., Анисимов М.М. Рострегулирующее действие природных и синтетических 2-ацилциклопент-4-ен-1,3-дионов и их производных на проростки Fagopyrum esculentum // Химия растительного сырья. 2008. №3. С. 107–110. Tarun E.I., Rubinov D.B., Metelitza D.I. Inhibition of urease by cyclic β-triketones and fluoride iones // Appl. Biochem. Microbiol. 2004. V. 40. N4. P. 337–344. Новиков В.Л., Шестак О.П., Баланева Н.Н., Паулиньш Я.Я., Еляков Г.Б. Взаимодействие 2-ацетил-1,3индандиона с диазометаном // Известия АН Латв. ССР. Сер. хим. 1985. №6. C. 718–724. 76 О.П. ШЕСТАК, Е.Л. ЧАЙКИНА, В.Л. НОВИКОВ, М.М. АНИСИМОВ 15. Forsen S., Merenyi F., Nilsson M. Spectroscopic studies on enols. Part 7. NMR and IR investigations of hydrogen bonding and tautomerism in cyclopentane enols // Acta Chem. Scand. 1964. V. 18. N5. Pp. 1208–1221. 16. Бердышев Д.В., Глазунов В.П., Новиков В.Л. Квантово-химическое исследование строения и таутомерии 2-ацетилциклопент-4-ен-1,3-дионов – структурных аналогов уникальных природных циклопентеновых β,β'-трикетонов // Химия и медицина: тез. докл. VI Всерос. науч. семинара. Уфа, 2007. П-133. 17. Новиков В.Л., Шестак О.П., Камерницкий А.В., Еляков Г.Б. Взаимодействие 2-ацетил-4-метилциклопент-4диона-1,3 с диазометаном // Известия АН СССР. Сер. хим. 1981. №1. С. 236–237. 18. Патент №1549017 (РФ) Производные хлорированного циклопентено-идного β,β'-трикетона, проявляющие антимикробную активность / В.Л. Новиков, О.П. Шестак, С.И. Стехова // 1993. БИ. 1996. Вып. 21. С. 264. 19. Чайкина Е.Л., Шевченко Н.М., Звягинцева Т.Н., Анисимов М.М. Влияние углеводсодержащих биополимеров из морских водорослей на прорастание семян и рост проростков Glycine max (Fabaceae) и Fagopyrum esculentum (Polygonaceae) // Растительные ресурсы. 2009. Т. 45. Вып. 3. С. 138–144. Поступило в редакцию 7 июля 2009 г. После переработки 29 января 2010 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 77–84. УДК 543.854.74+547.917 ХИМИЧЕСКИЙ СОСТАВ ШЛЕМНИКА БАЙКАЛЬСКОГО (SCUTELLARIA BAICALENSIS GEORGI) © Д.Н. Оленников*, Н.К. Чирикова, Л.М. Танхаева Институт общей и экспериментальной биологии СО РАН, ул. Сахьяновой, 6, Улан-Удэ, 670047 (Россия) e-mail: [email protected] Проведено химическое исследование шлемника байкальского (Scutellaria baicalensis Georgi, Lamiaceae), в ходе которого изучены динамика накопления химических соединений в процессе вегетации растения, химический состав морфологических групп и элементный состав. Установлено, что максимальное содержание биологически активных веществ в надземной части S. baicalensis наблюдается в фазе цветения. Морфологические группы данного вида отличаются по составу групп соединений. Выявлено наличие линейных и нелинейных корреляций между содержанием некоторых элементов (Ba, Co, Cu, Mo и др.) и флавоноидов, а также показано, что состав почвы сказывается на количественном содержании ряда веществ в надземной части S. baicalensis. Ключевые слова: Scutellaria baicalensis Georgi, Lamiaceae, динамика накопления веществ, вегетационный период, морфологические группы, элементный состав, линейные и нелинейные корреляции, почва. Сокращения: ВРПС – водорастворимые полисахариды, КБН – коэффициент биологического накопления, ЦП – ценопопуляция, Σ – суммарное содержание. Введение Нами продолжено исследование шлемника байкальского (Scutellaria baicalensis Georgi) [1–6]. Цель настоящей работы – исследование различных физиолого-биохимических аспектов развития данного вида: выявление особенностей изменения химического состава в процессе вегетации растения, изучение состава морфологических групп сырья, определение элементного состава S. baicalensis и установление корреляционных связей между накоплением ряда элементов и флавоноидов, а также изучение влияния состава почв на химический состав S. baicalensis. Экспериментальная часть Сырье S. baicalensis (надземная часть) было собрано в 2005 г. в пяти ценопопуляциях Читинской области (табл. 1). Количественный анализ проводился для следующих классов соединений: углеводы [7] (свободные углеводы, все группы гемицеллюлоз – в пересчете на глюкозу, водорастворимые полисахариды – в пересчете на галактозу, пектиновые вещества – в пересчете на галактуроновую кислоту), флавоноиды [6] (группа I – 6-оксифлавоны в пересчете на скутеллярин, для корней в пересчете на байкалин; группа II – флавоны в пересчете на лютеолин-7гликозид), алкалоиды, липиды [8], каротиноиды [9] (в пересчете на β-каротин), хлорофиллы [10], тритерпеновые соединения [11] (в пересчете на урсоловую кислоту), гумус и азот в почве [12]. Таблица 1. Характеристика ценопопуляций (ЦП) ЦП 1 2 3 4 5 * Расположение 3 км на запад от станции Приисковая, экспозиция склона – юг северо-запад от станции Приисковая, экспозиция склона – запад 2 км на юг от с. Савватеево, экспозиция склона – юг 3 км на юго-восток от с. Савватеево вверх по течению горного ручья, экспозиция склона – юго-запад 1,5 км на север от с. Умыкей, экспозиция склона – юго-запад Автор, с которым следует вести переписку. Д.Н. ОЛЕННИКОВ, Н.К. ЧИРИКОВА, Л.М. ТАНХАЕВА 78 Элементный состав исследуемого сырья определяли с применением эмиссионного спектрального анализа на спектрографе ДФС-8 в образцах проб, высушенных до воздушно-сухого состояния и подвергнутых сухому озолению. Регрессионный анализ проводили с применением пакета программ Advanced Grapher ver. 2.11 (Alentum Software Inc., США). Результаты и их обсуждение Изменение химического состава надземной части S. baicalensis в течение вегетационного периода. Изменения состава растительных тканей в течение вегетации связаны с физиологическим состоянием растительной клетки и напрямую отражают процессы, происходящие в ней. Для изучения вегетационной изменчивости надземной части S. baicalensis были исследованы образцы сырья из одной ценопопуляции (ЦП-3), собранные в фазах начала вегетации, бутонизации, цветения, плодоношения и конца вегетации (табл. 2). Установлено, что содержание свободных углеводов в надземной части S. baicalensis постепенно увеличивается до фазы цветения (10,79%) и уменьшается к концу вегетации; аналогичная динамика наблюдается для водорастворимых полисахаридов (ВРПС). При сравнительной оценке содержания свободных углеводов и ВРПС в конце вегетационного периода следует отметить резкое падение концентрации последних (0,26%). Пектиновые вещества в отличие от ВРПС являются компонентами клеточной стенки, и их содержание возрастает до фазы плодоношения (9,08%) и затем несколько снижается (8,15%). Группой углеводов, для которых наблюдается постоянное накопление, являются гемицеллюлозы, суммарное содержание которых в сенильных растениях составляет около 20%. Характер накопления фенольных соединений в S. baicalensis типичен для большинства цветковых растений [13]. Содержание флавонов, производных лютеолина и апигенина, снижается в течение развития от 9,21 до 0,91%. Общим для флавоноидов является постепенное возрастание их концентрации к фазе цветения (32,72%), и после некоторого падения в фазу бутонизации (22,34%) она снижается к концу вегетационного периода (3,03%). В характере накопления фотосинтетических пигментов следует указать отличия для каротиноидов и хлорофиллов. Если наибольшее содержание каротиноидов отмечается в фазу цветения (0,9%), то для хлорофиллов в целом и двух основных его форм (а и b) после фазы бутонизации (8,70%) наблюдается постепенное понижение (0,2%). Изменения в содержании липидов и тритерпеновых соединений подобны: наибольшее содержание характерно для фазы цветения – 1,90 и 0,42% соответственно. Обобщая полученные данные, следует отметить, что наибольшее содержание биологически активных соединений в надземной части S. baicalensis наблюдается в фазу цветения. Таблица 2. Изменения химического состава надземной части S. baicalensis в течение вегетационного периода, % от массы а.с.с. Фаза вегетации* I II III IV Свободные углеводы 6,85 7,01 10,79 8,63 Водорастворимые полисахариды 1,84 1,85 1,93 0,95 Пектиновые вещества 4,63 4,67 4,87 5,71 Гемицеллюлозы А 5,11 6,14 4,69 6,74 Геммицеллюлозы Б 6,19 5,15 4,88 10,28 Σ гемицеллюлоз 11,30 11,29 9,57 17,02 Σ полисахаридов 17,77 17,81 16,37 23,68 Флавоноиды I 16,44 14,56 27,56 7,67 Флавоноиды II 9,21 7,78 5,16 4,18 Σ флавоноидов 25,65 22,34 32,72 11,94 Каротиноиды, мг% 48 70 91 23 Хлорофилл а, мг% 396 453 280 173 Хлорофилл b, мг% 411 417 400 155 Σ хлорофиллов, мг% 807 872 679 328 Тритерпеновые соединения 0,36 0,31 0,42 0,30 Общие липиды 0,86 1,31 1,90 0,78 * I – начало вегетации, II – бутонизация, III – цветение, IV – плодоношение, V – конец вегетации. Группа соединений V 2,12 0,26 2,79 8,03 11,36 19,39 22,44 2,12 0,91 3,03 4 11 9 20 0,11 0,33 ХИМИЧЕСКИЙ СОСТАВ ШЛЕМНИКА БАЙКАЛЬСКОГО … 79 Химический состав морфологических групп S. baicalensis. Для изучения химического состава органов надземной части S. baicalensis исследованы образцы, рекомендуемые в качестве лекарственного сырья, т.е. собранные в фазу цветения; также параллельно определялся состав биологически активных соединений подземных органов растения в этой же фазе развития. Групповой состав углеводного комплекса в разных органах S. baicalensis отличается довольно резко (табл. 3). Цветки содержат наибольшее количество свободных углеводов (27,40%) и водорастворимых полисахаридов (1,83%), что объясняется интенсивностью метаболических процессов в данном генеративном органе. Для листьев характерны средние показатели по всем группам углеводов. Наибольшее накопление гемицеллюлоз (11,37%) характерно для стеблей, а максимальное содержание полисахаридов (17,25%) отмечено в корнях, главным образом за счет группы пектиновых веществ (10,15%). Различия в содержании фенольных соединений в органах S. baicalensis касаются не только качественного состава, но и количественного содержания. Содержание 6-оксифлавонов и флавононов максимальное в корнях (32,57%), а в надземной части – в цветках (26,76%); аналогичная картина наблюдается для общего содержания флавоноидов – 45,72 и 35,94% соответственно. Для производных лютеолина и апигенина в надземной части доминирующим органом являются листья (10,53%). Общее содержание липидов по органам отличается незначительно и составляет 1,59–1,87%. Наибольшее содержание тритерпеновых соединений и каротиноидов отмечено в листьях, которые также являются концентратором хлорофиллов (до 11,50%). Элементный состав надземной части S. baicalensis. Проведенные ранее исследования элементного состава S. baicalensis выявили его тенденцию к накоплению ряда элементов (Fe, Mn, Cu, Co и др.), характерных для растений с фенольным типом биосинтеза, при этом выявление корреляционных зависимостей между содержанием отдельных элементов и фенольных соединений не проводилось [14, 15]. Исследованию по характеру накопления 29 элементов были подвергнуты надземные и подземные части S. baicalensis, а также образцы почв, собранные из пяти ценопопуляций (табл. 4). Установлено, что в отличие от корней в надземной части отсутствуют Co, Ga, Sc и Yb. Сравнение данных о содержании элементов в надземной и подземной частях S. baicalensis из различных ценопопуляций обнаружило изменчивость концентрирования в широких пределах. Учитывая величину коэффициента вариации (v), элементы можно разделить на четыре группы: с нормальным 0–40%, значительным 40–70%, высоким 70–90% и аномальным >90% уровнями вариации (рис. 1). Элементы Al, Be, Ca, La, Li, Ti, V отличаются низким уровнем вариации для надземной и подземной частей; для других элементов характер варьирования содержания для обеих частей растения отличается. Аномальный уровень варьирования наблюдается для Y (надземная часть), Fe, Ni, P, Pb (подземная часть). Таблица 3. Химический состав морфологических групп S. baicalensis, % от массы а.с.с. Группа углеводов Свободные углеводы Водорастворимые полисахариды Пектиновые вещества Гемицеллюлозы А Гемицеллюлозы Б Σ гемицеллюлоз Σ полисахаридов Флавоноиды I Флавоноиды II Σ флавоноидов Каротиноиды, мг% Хлорофилл а, мг% Хлорофилл b, мг% Σ хлорофиллов, мг% Тритерпеновые соединения Общее содержание липидов стебли 4,54 0,27 2,72 2,83 8,54 11,37 14,36 25,54 5,40 30,94 17 265 249 514 0,43 1,87 Морфологическая группа листья цветки 9,32 27,40 1,75 1,83 4,93 2,79 0,80 0,61 3,32 2,19 4,12 2,80 10,80 7,42 21,75 26,76 10,53 9,18 32,28 35,94 27 17 339 – 811 – 1150 – 0,57 0,31 1,79 1,59 корни 16,10 1,08 10,15 1,26 4,76 6,02 17,25 32,57 13,15 45,72 11 – – – 0,18 1,81 80 Таблица 4. Элементный состав надземной и подземной частей S. baicalensis, % м.а.с.с. Элемент ЦП-2 2,10·10–5 0,07 1,05·10–2 0,70·10–5 0,42 – 0,73·10–4 0,74·10–3 3,50·10–2 – 0,21·10–3 0,21·10–3 0,35 1,11·10–2 0,21·10–4 0,14 0,21·10–3 0,04·10–3 0,28 1,44·10–4 – 0,21 0,21·10–4 2,13·10–2 0,70·10–4 0,70·10–4 – 3,50·10–3 0,72·10–3 Надземная часть ЦП-3 0,11·10–5 0,11 2,22·10–2 1,13·10–5 1,10 0,88·10–4 1,10·10–4 1,70·10–3 11,10·10–2 – 0,33·10–3 0,30·10–3 1,10 6,63·10–2 0,88·10–4 0,22 0,33·10–3 0,06·10–3 1,10 1,10·10–4 – 0,55 0,33·10–4 2,24·10–2 1,12·10–4 1,10·10–4 – 1,10·10–3 1,11·10–3 ЦП-4 1,48·10–5 0,11 1,11·10–2 1,12·10–5 0,59 – 0,74·10–4 0,74·10–3 3,70·10–2 0,74·10–4 0,30·10–3 0,22·10–3 0,37 1,48·10–2 0,29·10–4 0,21 0,22·10–3 0,02·10–3 0,37 0,74·10–4 – 0,44 0,22·10–4 3,70·10–2 0,74·10–4 0,74·10–4 – 0,74·10–3 1,10·10–3 ЦП-5 0,24·10–5 0,05 0,87·10–2 0,84·10–5 0,80 – 0,84·10–4 0,80·10–3 4,22·10–2 – 0,24·10–3 0,24·10–3 0,80 4,71·10–2 0,48·10–4 0,05 0,24·10–3 0,08·10–3 0,64 0,80·10–4 – 0,16 0,24·10–4 1,62·10–2 0,81·10–4 0,80·10–4 – 0,83·10–3 0,48·10–3 ЦП-1 0,17·10–5 0,86 0,86·10–2 3,44·10–5 0,86 1,72·10–4 2,61·10–4 0,86·10–3 17,20·10–2 1,29·10–4 0,43·10–3 0,26·10–3 0,86 0,52·10–2 0,26·10–4 0,52 0,26·10–3 0,17·10–3 0,03 1,29·10–4 0,86·10–4 0,86 0,26·10–4 4,33·10–2 5,16·10–4 1,72·10–4 0,86·10–5 0,86·10–3 3,44·10–3 ЦП-2 0,21·10–5 0,86 0,86·10–2 1,07·10–5 1,07 3,21·10–4 10,70·10–4 1,60·10–3 21,40·10–2 1,61·10–4 0,43·10–3 0,32·10–3 1,07 1,07·10–2 0,54·10–4 0,54 0,32·10–3 0,32·10–3 0,05 1,07·10–4 2,14·10–4 1,07 0,32·10–4 5,35·10–2 8,56·10–4 4,28·10–4 1,07·10–5 1,07·10–3 3,21·10–3 Подземная часть ЦП-3 0,04·10–5 1,04 1,56·10–2 3,12·10–5 1,04 2,08·10–4 3,12·10–4 1,52·10–3 10,46·10–2 1,04·10–4 0,42·10–3 0,62·10–3 0,83 0,62·10–2 0,52·10–4 0,52 0,31·10–3 0,21·10–3 0,06 1,04·10–4 1,04·10–4 1,04 0,31·10–4 5,20·10–2 6,24·10–4 2,08·10–4 1,04·10–5 1,04·10–3 5,21·10–3 ЦП-4 0,20·10–5 1,01 1,01·10–2 4,02·10–5 1,01 1,51·10–4 6,03·10–4 1,00·10–3 15,13·10–2 2,01·10–4 0,50·10–3 0,50·10–3 0,60 0,81·10–2 0,50·10–4 0,81 0,30·10–3 0,20·10–3 0,03 8,12·10–4 1,01·10–4 1,01 0,50·10–4 5,03·10–2 6,04·10–4 1,07·10–4 1,01·10–5 2,01·10–3 5,03·10–3 ЦП-5 0,30·10–5 0,80 1,01·10–2 4,04·10–5 1,01 0,81·10–4 5,10·10–4 0,20·10–3 15,12·10–2 1,51·10–4 0,41·10–3 0,30·10–3 0,61 1,52·10–2 0,81·10–4 0,80 0,30·10–3 1,52·10–3 0,51 5,06·10–4 1,01·10–4 1,01 0,30·10–4 5,06·10–2 6,07·10–4 2,02·10–4 1,01·10–5 1,01·10–3 1,01·10–3 Д.Н. ОЛЕННИКОВ, Н.К. ЧИРИКОВА, Л.М. ТАНХАЕВА Ag Al Ba Be Ca Co Cr Cu Fe Ga La Li Mg Mn Mo Na Nb Ni P Pb Sc Si Sn Ti V Y Yb Zn Zr ЦП-1 0,90·10–5 0,14 0,90·10–2 0,90·10–5 0,91 – 0,91·10–4 0,92·10–3 2,71·10–2 – 0,36·10–3 0,27·10–3 0,90 1,80·10–2 0,36·10–4 0,14 0,27·10–3 0,05·10–3 0,14 0,93·10–4 – 0,18 0,27·10–4 2,72·10–2 0,92·10–4 9,05·10–4 – 2,71·10–3 0,90·10–3 ХИМИЧЕСКИЙ СОСТАВ ШЛЕМНИКА БАЙКАЛЬСКОГО … Надземная часть 81 Подземная часть Рис. 1. Межценопопуляционная изменчивость содержания элементов в надземной и подземной частей S. baicalensis. УВ – уровни варьирования содержания элемента: Н – нормальный (0–40%), З – значительный (40–70%), В – высокий (70–90%), А – аномальный (>90%) Для оценки способности растений концентрировать элементы ценная информация может быть получена при анализе величин коэффициентов биологического накопления (КБН), представляющих собой соотношение содержания элемента в растении к таковому в почве. Известно, что растения с фенольным типом биосинтеза способны накапливать такие элементы, как Co, Cr, Cu, Fe, Mn, реже Al, Ba, V [16]. Исследованные образцы отличаются низкими уровнями КБН указанных элементов: достоверное накопление в надземной части наблюдается для Ag (КБН = 1,48–2,10), Ca (КБН = 1,40–2,75), Mg (КБН = 1,00–1,83) и Р (КБН = 0,93– 13,75); в подземной – Ca (КБН = 1,01–3,57), Mg (КБН = 1,08–1,38) и Р (КБН = до 6,38). При сравнении концентраций ряда элементов с величиной кларка, представляющего собой величину среднего содержания, отклонения также свидетельствуют о характере накопления элемента. В отличие от КБН кларк представляет собой общую характеристику вида как концентратора того или иного элемента. Установлено, что надземная часть S. baicalensis является умеренным накопителем Al, Ba, Cr, Cu, Fe, Mn, реже V, причем для Fe и Mn наблюдаются случаи сверхконцентрирования (табл. 5). Для подземной части характерно накопление этих же элементов и отличительной особенностью является сверхконцентрирование Al (в 43–52 раза), Cr (в 17–71 раз) и Fe (в 10–21 раз). Все указанные элементы участвуют в биосинтезе фенольных соединений как компоненты ферментных систем [17], поэтому их накопление вполне закономерно. Следует также отметить высокое содержание Si в надземной и подземной частях растения. Регрессионный анализ результатов исследования элементного состава сырья обнаружил высокую корреляционную зависимость (r2 > 0.5) между отдельными парами элементов: для надземной части – Cu–Fe, Mn–Fe, Cr–Fe, Mn–Cu, Cr–Cu; для подземной части – Co–Fe, Cr–Fe, Co–Cu, т.е. для элементов, представленных в ферментных системах фенольного биосинтеза (табл. 6). Таблица 5. Величины превышения содержания некоторых элементов в надземной и подземной частах S. baicalensis в сравнении со значением кларка*, раз Элемент Надземная часть Подземная часть ЦП-1 ЦП-2 ЦП-3 ЦП-4 ЦП-5 ЦП-1 ЦП-2 ЦП-3 ЦП-4 ЦП-5 Al 7 3,5 5,5 5,5 2,5 43 43 52 50,5 40 Ba 2,5 3 6 3 2,5 2,5 2,5 4,5 3 3 Co – – 3 – – 6 11 7 5 3 Cr 6 5 7 5 6 17 71 21 40 34 Cu 1,8 1,5 3,4 1,5 1,6 1,7 3,2 3 2 0,4 Fe 2,7 3,5 11 3,7 4 17 21 10,5 15 15 Mn 4 2,5 15 3 10,7 1,2 2,4 1,4 1,8 3,5 Mo 0,4 0,2 0,9 0,3 0,5 0,3 0,5 0,5 0,5 0,8 Ni 0,1 0,1 0,2 0,06 0,2 0,5 0,9 0,9 0,6 4,3 V 0,9 0,7 1,1 0,7 0,8 5 9 6 6 6 Zn 0,5 0,7 0,2 0,2 0,2 0,2 0,2 0,2 0,4 0,2 * значения кларков, %: Al – 0,02, Ba – 3,5·10–3, Co – 3·10–5, Cr – 1,5·10–5, Cu – 5·10–4, Fe – 0,01, Mn – 4,4·10–3, Mo – 1·10–4, Ni – 3,5·10–4, V – 1·10–4, Zn – 5·10–3 [16]. Д.Н. ОЛЕННИКОВ, Н.К. ЧИРИКОВА, Л.М. ТАНХАЕВА 82 Таблица 6. Матрицы взаимных корреляций между содержанием элементов в S. baicalensis Fe Fe Cu Co Mn Cr Fe Cu Co Mn Cr Cu Co Надземная часть 0,9069 0,9069 0,7327 0,6825 0,6543 0,8870 Подземная часть 0,3191 0,7291 0,7950 0,7950 0,2880 0,0792 0,1274 0,3938 0,3191 0,7291 0,0552 0,7996 Mn Cr 0,7327 0,6543 0,6825 0,8870 0,2159 0,2159 0,0552 0,2880 0,0792 0,7996 0,1274 0,3938 0,2071 0,2071 При составлении объединенной матрицы корреляций для обеих частей растения остается только одна пара – Fe–Cr, влияние которой, вероятно, наибольшее. Для исследования влияния микроэлементов на накопление фенольных соединений проведен корреляционный анализ концентрационной зависимости флавоноиды – элементы (табл. 7) [18]. В анализе использовали показатели содержания флавоноидов трех групп: I – флавоны, производные лютеолина и апигенина; II – 6-оксифлавоны; III – суммарное содержание флавоноидов, полученных нами ранее [6]. Линейные коррелятивные связи обнаружены для надземной части между содержанием Bа и флавоноидами групп II и III, для подземной – между Ba и группой I, Co, Cu и группами II и III, а также Mo и группой III. Вместе с тем в отличие от линейных связей, число которых невелико, определены многочисленные нелинейные связи флавоноидов с эндогенными элементами, для выявления которых применяли регрессионный анализ с использованием полиномов со степенью 2 (табл. 7). Из приведенных данных следует, что для надземных органов S. baicalensis содержание флавоноидов группы I достоверно нелинейно связано с концентрацией Al и Ba, группы II – с Al, Ba и Cu, группы III – с Al, Ba, Cr и Cu; для подземных органов группа I связана с Al и Ba, группа II – с Ba, Co, Cr, Cu и Fe, группа III – с Al, Ba, Co, Cr, Cu, Fe, Mn и Mo. Полученные результаты свидетельствуют об однозначном влиянии ряда микроэлементов на накопление флавоноидов в S. baicalensis, а также способности к накопению этим растением микроэлементов фенольного биосинтетического цикла. Таблица 7. Матрицы взаимных корреляций между содержанием флавоноидов и элементов в S. baicalensis Группа флавоноидов Al I II III 0,3700 0,2306 0,2458 I II III 0,8170 0,8245 0,8269 I II III 0,0846 0,0446 0,0003 I II III 0,5382 0,1313 0,6877 Элементы Cr Cu Надземная часть Линейная регрессия 0,2128 0,0153 0,0854 0,4293 0,0736 0,2262 0,4050 0,0656 0,2093 Полиномиальная регрессия (n = 2) 0,5859 0,3003 0,1944 0,7253 0,5056 0,4298 0,7111 0,4832 0,4025 Подземная часть Линейная регрессия 0,6911 0,0171 0,0079 0,0881 0,1135 0,6719 0,0210 0,6913 0,0605 0,6600 0,0514 0,4923 Полиномиальная регрессия (n = 2) 0,7035 0,0201 0,0209 0,5869 0,9246 0,7303 0,7792 0,7492 0,9009 0,7556 0,8279 0,5596 Ba Fe Mn Mo 0,0972 0,2862 0,2628 0,0017 0,0343 0,0260 0,0284 0,0285 0,1239 0,1314 0,2916 0,2701 0,2773 0,3405 0,3754 0,1679 0,3314 0,3114 0,3110 0,0080 0,2653 0,0214 0,2073 0,3775 0,2192 0,1479 0,6023 0,7940 0,7939 0,4823 0,0262 0,2548 0,4638 0,3284 0,3094 0,6422 ХИМИЧЕСКИЙ СОСТАВ ШЛЕМНИКА БАЙКАЛЬСКОГО … 83 Влияние химического состава почвы на химический состав надземной части S. baicalensis. Для выяснения влияния почвы на химический состав S. baicalensis проведено изучение образцов почв, надземной части данного вида, собранной в пяти ценопопуляциях (табл. 8). Применение корреляционного анализа позволило проследить влияние отдельных компонентов почвы на химический состав надземной части S. baicalensis. Установлено, что концентрация фосфора в почве прямо пропорционально влияет на накопление всех групп полисахаридов, 6-оксифлавонов, липидов и каротиноидов. Линейные связи в случае азота прослеживаются только для свободных углеводов. Содержание органического вещества в почве (гумуса) сказывается на концентрации каротиноидов и менее выражено в сравнении с влиянием концентрации фосфора на содержание ВРПС и пектиновых веществ. Таблица 8. Химический состав почв и растительных образцов S. baicalensis, % Исследуемый компонент Гумус N Р Свободные углеводы Водорастворимые полисахариды Пектиновые вещества Гемицеллюлозы А Гемицеллюлозы Б Σ гемицеллюлозы Σ полисахариды Флавоноиды I Флавоноиды II Σ флавоноиды Каротиноиды, мг% Хлорофилл а, мг% Хлорофилл b, мг% Σ хлорофиллы, мг% Тритерпеновые соединения Общие липиды Алкалоиды Ценопопуляции ЦП-2 ЦП-3 Почва 4,64 4,21 4,81 0,39 0,85 0,46 0,14 0,28 1,10 Надземная часть S. baicalensis 9,36 10,87 10,64 1,57 1,48 2,15 4,25 4,79 5,56 3,59 4,60 5,88 3,79 5,29 5,56 7,38 9,89 11,44 13,20 16,16 19,15 18,05 17,70 26,74 4,66 4,38 5,24 22,71 22,08 31,98 63 81 90 212 220 281 174 198 375 386 418 656 0,32 0,37 0,41 1,25 1,36 1,91 0,36 0,35 0,35 ЦП-1 ЦП-4 ЦП-5 3,87 1,14 0,37 1,98 0,69 0,06 10,88 1,93 5,32 5,67 5,57 11,24 18,49 27,88 5,77 33,65 86 293 401 694 0,42 1,89 0,35 10,38 1,28 3,78 3,12 4,65 7,77 12,83 15,32 4,99 20,31 41 – – – – 1,10 0,33 Выводы Исследована сезонная динамика химического состава надземной части Scutellaria baicalensis, изучен химический состав морфологических групп и выявлено влияние химического состава почвы на растения. Установлено, что наибольшее содержание биологически активных соединений наблюдается в фазу цветения. Морфологические группы растения S. baicalensis отличаются по химическому составу: для цветков характерно накопление свободных углеводов, водорастворимых полисахаридов и антоцианов; для листьев – тритерпеновых соединений и фотосинтетических пигментов; для стеблей – гемицеллюлоз и липидов; для корней – флавоноидов и пектиновых веществ. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. Бухашеева Т.Г., Санданов Д.В., Асеева Т.А., Чирикова Н.К., Шишмарев В.М. Возрастная структура ценопопуляций и сырьевая фитомасса Scutellaria baicalensis Georgi. (Lamiaceae) // Растительные ресурсы. 2007. Т. 43. Вып. 4. С. 23–32. Чирикова Н.К., Оленников Д.Н., Рохин А.В. Органические кислоты лекарственных растений. 4. Scutellaria baicalensis // Химия природных соединений. 2008. №1. С. 67–68. Чирикова Н.К., Оленников Д.Н. Исследование состава надземной части Scutellaria baicalensis // Химия природных соединений. 2008. №3. С. 287–288. Чирикова Н.К., Оленников Д.Н., Танхаева Л.М. Фармакогностическое исследование надземной части шлемника байкальского (Scutellaria baicalensis Georgi) // Химия растительного сырья. 2009. №1. С. 73–78. Оленников Д.Н., Чирикова Н.К., Танхаева Л.М. Фенольные соединения шлемника байкальского (Scutellaria baicalensis Georgi) // Химия растительного сырья. 2009. №4. С. 89–98. Д.Н. ОЛЕННИКОВ, Н.К. ЧИРИКОВА, Л.М. ТАНХАЕВА 84 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18. Чирикова Н.К., Оленников Д.Н., Танхаева Л.М. Определение количественного содержания флавоноидов в надземной части шлемника байкальского (Scutellaria baicalensis Georgi) // Химия растительного сырья. 2009. №4. С. 99–105. Оленников Д.Н., Танхаева Л.М. Методика количественного определения группового состава углеводного комплекса растительных объектов // Химия растительного сырья. 2006. №4. С. 29–33. Химический анализ лекарственных растений. М., 1983. 152 с. Оленников Д.Н., Потанина О.Г., Танхаева Л.М., Николаева Г.Г. Фармакогностическая характеристика листьев какалии копьевидной (Cacalia hastata L.) // Химия растительного сырья. 2004. №3. С. 43–52. Vernon L.P. Spectrophotometric determination of chlorophylls and pheophytins in plant extracts // Analytical Chemistry. 1960. V. 32. N9. Pp. 1144–1150. Попов Д.М., Дюкова В.В., Берашвили Д.Т. Определение флавоноидов и тритерпеноидов в жидком экстракте боярышника фотометрическими методами // Современные методы анализа фармацевтических препаратов. 1988. Т. 26. С. 161–166. Практикум по агрохимии / под ред. В.Г. Минеева. М., 2001. 688 с. Запрометов М.Н. Фенольные соединения. Распространение, метаболизм и функции в растениях. М., 1993. 272 с. Ловкова М.Я., Соколова С.М., Бузук Г.Н., Быховский В.Я., Пономарева С.М. Особенности элементного состава лекарственных растений, синтезирующих фенольные соединения // Прикладная биохимия и микробиология. 1999. Т. 35. №5. С. 578–589. Банаева Ю.А., Пшеничкин А.Я. Элементный состав Scutellaria baicalensis Georgi // Сибирский экологический журнал. 1999. №3. С. 271–275. Ловкова М.Я., Соколова С.М., Бузук Г.Н., Тютекин Ю.В. Избирательное накопление элементов лекарственными растениями, синтезирующими фенольные соединения // Доклады Академии наук. 1999. Т. 369. №1. С. 141–144. Ловкова М.Я., Бузук Н.Г., Соколова С.М., Климентьева Н.И. Особенности химизма лекарственных растений // Прикладная биохимия и микробиология. 2001. Т. 37. №3. С. 261–273. Бузук Н.Г., Ловкова М.Я., Соколова С.М., Тютекин Ю.В. Взаимосвязь изохинолиновых алкалоидов чистотела с макро- и микроэлементами // Прикладная биохимия и микробиология. 2001. Т. 37. №5. С. 586–592. Поступило в редакцию 19 августа 2008 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 85–89. УДК 543.854.74+547.917 МЕТОДИКА КОЛИЧЕСТВЕННОГО ОПРЕДЕЛЕНИЯ СУММАРНОГО СОДЕРЖАНИЯ ПОЛИФРУКТАНОВ В КОРНЯХ ОДУВАНЧИКА ЛЕКАРСТВЕННОГО (TARAXACUM OFFICINALE WIGG.) © Л.М. Танхаева, Д.Н. Оленников* Институт общей и экспериментальной биологии СО РАН, ул. Сахьяновой, 6, Улан-Удэ, 670047 (Россия) E-mail: [email protected] Исследован процесс экстракции полисахаридов корней одуванчика лекарственного (Taraxacum officinale Wigg., сем. Asteraceae) и найдены оптимальные параметры извлечения полифруктанов. Разработана методика количественного определения суммарного содержания полифруктанов в пересчете на фруктозу с относительной ошибкой не более 2%. Установлено, что содержание полифруктанов в корнях T. officinale коммерческих образцов сырья составляет 15–33%. Ключевые слова: корни одуванчика, Taraxacum officinale Wigg., фруктаны, спектрофотометрия, ВЭТСХ, резорциновый метод. Сокращения: ВЭТСХ – высокоэффективная тонкослойная хроматография, СП – степень полимеризации, Frc – фруктоза, Glc – глюкоза, Kes – 1-кестоза, M – молекулярная масса, Nys – нистоза, Sac – сахароза. Введение Одуванчик лекарственный (Taraxacum officinale Wigg., сем. Asteraceae) – растение, включенное в большинство мировых фармакопей. Химический состав данного растительного вида разнообразен; в T. officinale обнаружены углеводы, флавоноиды, фенольные кислоты, терпеновые соединения и др., комплекс которых обусловливает его биологическую активность [1]. Фруктаны корней T. officinale являются предметом многочисленных научных исследований; к настоящему времени известно о присутствии низко- и высокомолекулярных производных 1-кесто-n-озы (n = 3–10) и инуло-n-озы (n = 2–5) [2–6]. Фармакологические эксперименты показали, что суммарные полисахаридные фракции корней T. officinale обладают сахароснижающим [7], диуретическим [8], бифидогенным [9] и противоопухолевым действием [10]. Качество сырья «Корни одуванчика» в России регламентируется фармакопеей, которая не предлагает методик количественной оценки содержания полисахаридов (полифруктанов) [11], поэтому целью настоящей работы является определение оптимальных параметров экстракции полифруктанов из корней T. officinale, разработка методики количественного определения суммарного содержания полифруктанов и ее метрологический анализ. Экспериментальные условия Корни T. officinale приобретены через аптечную сеть (№1 – ООО «Здоровье», серия 010504; №2 – ООО «Старт-фито», серия 391003; №3 – ООО «ЛекС+», серия 010804). В работе использованы стандартные образцы веществ: фруктоза, глюкоза, сахароза, инулин (Acros Organics), 1-кестоза, нистоза (Carbosynth Lim.); остальные реактивы имели степень чистоты ч.д.а. ВЭТСХ проводили на пластинах Сорбфил ПТСХ-АФ-В (Сорбполимер); спектроскопические исследования – на спектрофотометре CE 2011 (Cecil) в кварцевых кюветах 10 мм. Оптическое вращение ([α]D) определяли на поляриметре СМ-3 (Загорский оптико-механический завод), в кювете длиной 1 дм при 20 °С. ИК-спектры регистрировали на ИК-Фурье спектрометре Spectrum 100 (Perkin-Elmer) в пленке на пластинах КРС-5 в интервале 4000–450 см–1. Гель-хроматографию проводили на Сефадексе G-75 (Pharmacia) [12]. * Автор, с которым следует вести переписку. 86 Л.М. ТАНХАЕВА, Д.Н. ОЛЕННИКОВ Условия гидролиза, экстракции, ВЭТСХ и выделения водорастворимых полисахаридов корней T. officinale (ToPs) описаны ранее [13]. Из 50 г сырья получено 8,52 г ToPs. Методика количественного определения суммарного содержания полифруктанов в корнях T. officinale в пересчете на фруктозу. Аналитическую пробу сырья измельчают до размера частиц, проходящих сквозь сито с отверстиями диаметром 1 мм. Около 1 г (точная навеска) измельченного сырья помещают в колбу со шлифом вместимостью 250 мл, приливают 100 мл 95% спирта этилового, присоединяют обратный холодильник и нагревают на кипящей водяной бане в течение 60 мин. После охлаждения извлечение фильтруют. Экстракцию сырья повторяют в тех же условиях еще 2 раза со 100 и 50 мл экстрагента. К обработанному сырью приливают 100 мл воды очищенной и нагревают на кипящей водяной бане в течение 60 мин. Извлечение фильтруют в мерную колбу вместимостью 250 мл. Экстракцию сырья повторяют еще 2 раза со 100 и 50 мл воды очищенной в течение 60 и 45 мин соответственно. Объем объединенного фильтрата доводят водой очищенной до метки (раствор А). 1 мл раствора А переносят в пробирку вместимостью 25 мл, приливают 1 мл 0,01% раствора тиомочевины, 1 мл 1% раствора резорцина, 8 мл 95% спирта этилового, 9 мл кислоты хлористоводородной концентрированной и нагревают на кипящей водяной бане в течение 8 мин. После охлаждения реакционную смесь переносят в мерную колбу вместимостью 200 мл и доводят объем раствора до метки водой очищенной (раствор Б). Оптическую плотность раствора Б определяют при длине волны 480 нм. Для приготовления раствора сравнения 1 мл раствора А переносят в пробирку вместимостью 25 мл, приливают 1 мл 0,01% раствора тиомочевины, 9 мл 95% спирта этилового, 9 мл кислоты хлористоводородной концентрированной и нагревают на кипящей водяной бане в течение 8 мин. После охлаждения реакционную смесь переносят в мерную колбу вместимостью 100 мл и доводят объем раствора до метки водой очищенной. Суммарное содержание полифруктанов (Х) в пересчете на фруктозу в % и абсолютно-сухое сырье вычисляют по формуле: X mFrc D KV K G 100 100 , m DFrc K VFrc 100 W где D – оптическая плотность исследуемого раствора; DFrc – оптическая плотность раствора стандартного образца фруктозы; m – масса сырья, г; mFrc – масса стандартного образца фруктозы, г; KV – коэффициент разбавления исследуемого раствора (50000); KVFrc – коэффициент разбавления раствора стандартного образца фруктозы (10000); KG – коэффициент гидролиза (0,91); W – потеря в массе при высушивании сырья, %. Приготовление раствора стандартного образца фруктозы. Около 0,080 г (точная навеска) фруктозы переносят в мерную колбу вместимостью 100 мл, растворяют в воде очищенной и доводят объем раствора до метки тем же растворителем (раствор А). 1 мл раствора А переносят в пробирку вместимостью 25 мл, приливают 1 мл 0,01% раствора тиомочевины, 1 мл 1% раствора резорцина, 8 мл 95% спирта этилового, 9 мл кислоты хлористоводородной концентрированной и нагревают на кипящей водяной бане в течение 8 мин. После охлаждения реакционную смесь переносят в мерную колбу вместимостью 100 мл и доводят объем раствора до метки водой очищенной (раствор Б). Регрессионный анализ проводили с применением пакета программ Advanced Grapher ver. 2.11 (Alentum Software Inc.), метрологический анализ и обработку результатов – согласно рекомендациям [14]. Результаты и их обсуждение Суммарный комплекс полисахаридов корней T. officinale – ToPs (выход 17,04% от массы сырья), представляет собой неокрашенное аморфное вещество, хорошо растворимое в воде при нагревании, растворы которого обладают оптической активностью {[α]D -43° (c 2.0, Н2О)}. ToPs содержит 87,94±2,19% углеводов; после гидролиза обнаружены фруктоза и следы глюкозы, а спектр поглощения окрашенного комплекса ToPs с резорцином совпадает с таковым инулина (рис. 1). В ИК-спектре выявлены полосы поглощения, характерные для фруктанов типа инулина (ν: 1427, 1332, 1250, 1245, 1134, 1087, 1071, 1031, 915, 874, 852, 817 см–1). Гель-хроматография показала, что ToPs гетерогенен и содержит ряд полимеров с М 2,0–7,0 кДа (рис. 2). Полученные данные подтверждают результаты ранних исследований и позволяют отнести полисахариды корней T. officinale к фруктанам. МЕТОДИКА КОЛИЧЕСТВЕННОГО ОПРЕДЕЛЕНИЯ … Рис. 1. Спектры поглощения комплексов с резорцином ToPs (1) и инулина (2) 87 Рис. 2. Градуировочный график для колонки с Сефадексом G-75 (2,5×80 см). ● – положения стандартных веществ с М 0,3–13,5 кДа; Vo – объем выхода синего декстрана; ToPs – диапазон М для комплекса водорастворимых полисахаридов корней T. officinale Фруктозосодержащие соединения также обнаружены в составе свободных углеводов корней T. officinale: хроматографически (ВЭТСХ) выявлено присутствие фруктозы, сахарозы, 1-кестозы и нистозы, а также ряда олигомеров с более высокой СП (рис. 3). Данный факт свидетельствует о невозможности прямого определения полимерных фруктанов из водного извлечения без предварительной обработки сырья, способствующей удалению низкомолекулярных углеводов; также исключается использование спиртового осаждения полисахаридов вследствие неудовлетворительных преципитационных характеристик фруктанов [15]. Поэтому в ходе разработки методики определения полисахаридов в корнях T. officinale на начальном этапе необходимо было подобрать оптимальные условия для удаления моно- и олигосахаридов из сырья. Для решения данной задачи были применены подходы, предложенные ранее для двух видов фруктансодержащего сырья – корневищ и корней девясила [16] и корней лопуха [13]. Установлено, что для более полного удаления свободных углеводов необходимо проведение 3-кратной экстракции 95% спиртом этиловым при 100 °С в течение 60 мин каждая и соотношение сырье : экстрагент 1 : 100. Применение данных условий позволяет добиться 98% экстракции свободных углеводов из сырья (табл. 1, рис. 4). Рис. 3. Денситограмма раствора стандартных образцов углеводов (1) и спиртового извлечения T. officinale (2). Детектор – мочевина – H3PO4 Рис. 4. Денситограммы спиртовых извлечений T. officinale 1–4 экстракций. Детектор – дифениламин – фталаниловая кислота – H3PO4 Л.М. ТАНХАЕВА, Д.Н. ОЛЕННИКОВ 88 Таблица 1. Концентрация моно- и олигосахаридов в извлечениях при последовательной экстракции 95% спиртом этиловым, мкг/мл (% от общего содержания спирторастворимых углеводов в сырье) Кратность экстракции 2 3 26 (3,01) 4,5 (0,52) 1 (0,12) 2,3 (0,27) 19 (2,20) 9 (1,04) 14 (1,62) 2,2 (0,26) 14 (1,62) 8 (0,93) 57 (6,60) 55 (6,37) 131 (15,17) 81 (9,38) Вещество 1 Frc 194 (22,46) Glc 4 (0,46) Sac 118 (13,66) Kes 82 (9,49) Nys 60 (6,95) СП ≥ 5 179 (20,72) Σ* 637 (73,75) * Суммарные показатели. 4 0,7 (0,08) 14 (1,62) 14,7 (1,70) Σ* 224,5 (25,99) 7,3 (0,85) 146 (16,90) 98,2 (11,37) 82,7 (9,58) 305 (35,31) 863,7 (100) Анализируя хроматографические данные, следует отметить, что скорость экстракции фруктозы и 1-кестозы наибольшая, а нистоза и более высокомолекулярные олигомеры могут присутствовать в извлечениях 4-й кратности. Общее содержание свободных углеводов в пересчете на фруктозу в корнях T. officinale составляет 13,16–17,95% от массы сырья. В таблицах 2 и 3 приведены результаты выбора оптимальных условий экстракции фруктанов из корней T. officinale. Определено, что оптимальными параметрами экстракции полифруктанов являются степень измельчения сырья 0,5–1,0 мм, температура экстракции 100 °С, трехкратная экстракция длительностью 60 мин каждая при соотношении сырье : экстрагент 1 : 100 (1 и 2 контакты фаз) и 1 : 50 (3 контакт фаз). С применением метода «введено-найдено» выявлено, что относительная ошибка определения не превышает 2% и может быть положительной и отрицательной (табл. 4). В ходе определения метрологических характеристик разработанной методики установлено, что относительная ошибка не превышает 2% (табл. 5). Таблица 2. Влияние степени измельчения на степень экстракции спирто- и водорастворимых углеводов из корней T. officinale Содержание углеводов в пересчете на Frc, % спирторастворимых водорастворимых 9,87±0,24 32,11±0,80 9,44±0,20 32,81±0,83 9,42±0,25 32,39±0,84 7,67±0,18 33,62±0,81 6,11±0,13 35,69±0,96 4,26±0,10 34,76±0,83 4,04±0,10 30,12±0,75 Степень измельчения, мм <0,5 0,5–1,0 1,0–2,0 2,0–3,0 3,0–5,0 5,0–7,0 >7,0 общее 41,98 42,25 41,81 41,29 41,80 39,02 34,16 Таблица 3. Влияние технологических параметров на степень экстракции полифруктанов из корней T. officinale Исследуемый параметр Суммарное содержание полифруктанов в пересчете на Frc, % Температура 20 40 60 80 100 Время экстракции, мин 15 30 45 60 75 90 105 120 Исследуемый параметр Суммарное содержание полифруктанов в пересчете на Frc, % Соотношение сырье : экстрагент 5,15±0,12 10,37±0,25 22,20±0,42 30,29±0,72 32,17±0,82 1 (±0,49–0,86) 19,73 31,24 33,28 34,47 33,78 33,02 33,01 32,84 1 : 20 1 : 30 1 : 50 1 : 70 1 : 100 Кратность экстракции 2 (±0,17–0,21) 3 (±0,03–0,05) 6,96 1,34 7,13 1,38 7,17 1,42 7,64 1,38 7,23 1,38 7,17 1,36 7,12 1,36 7,10 1,35 3,07±0,07 11,10±0,26 25,47±0,63 27,15±0,67 31,89±0,80 4 (±0,01–0,02) – – 0,03 0,03 0,04 0,03 0,03 0,03 МЕТОДИКА КОЛИЧЕСТВЕННОГО ОПРЕДЕЛЕНИЯ … 89 Таблица 4. Метод «введено-найдено» Содержание полифруктанов в аликвоте, мкг Frc 3215 3215 3215 3215 Введено инулина, мкг Frc 800 1600 2400 3200 Должно быть полифруктанов, мкг Frc 4015 4815 5615 6415 Найдено полифруктанов, мкг Frc 3997 4751 5692 6341 Ошибка абc., мкг отн., % –18 0,45 –64 1,33 +77 1,37 +74 1,15 Таблица 5. Метрологические характеристики разработанной методики (n = 10, P = 0,95, tP,f = 2,26) x, % Сырье* S2 1 15,27 9,96·10-2 2 33,05 5,67·10-1 3 33,42 6,32·10-1 * Производители указаны в экспериментальной части. Sx 9,99·10-2 2,38·10-1 2,52·10-1 x, % 0,23 0,54 0,57 E, % 1,51 1,63 1,71 Полученные результаты свидетельствуют о том, что разработанная методика является правильной и воспроизводимой и может быть рекомендована в практике фармацевтического анализа для количественной характеристики корней T. officinale. Выводы В ходе исследования официнального растительного сырья – корней одуванчика лекарственного (Taraxacum officinale Wigg.) определены оптимальные параметры экстракции полисахаридов (полифруктанов). Разработана методика количественного определения суммарного содержания полифруктанов, основанная на резорциновом методе определения кетоз, с величиной относительной ошибки не более 2%. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. Schültz K., Carle R., Schieber A. Taraxacum – A review on its phytochemical and pharmacological profile // J. Ethnopharmacol. 2006. V. 107. Pp. 313–323. Yanovsky E., Kingsbury R.M. New sources of inulin // J. Am. Chem. Soc. 1931. V. 53. Pp. 1597–1601. Bacon J.S.D., Edelman J. The carbohydrates of the Jerusalem artichoke and other Compositae // Biochem. J. 1951. V. 48. Pp. 114–126. Rutherford P.P., Deacon A.C. The mode of action of dandelion root β-fructofuranosidases on inulin // Biochem. J. 1972. V. 129. Pp. 511–512. Rutherford P.P., Deacon A.C. Seasonal variation of dandelion roots of fructosan composition // Ann. Bot. 1974. V. 38. Pp. 251–260. Ernst M., Chatterton N.J., Harrison P.A. Purification and characterization of a new fructan series from species of Asteraceae // New Phytol. 1996. V. 132. Pp. 63–66. Akhtar M.S., Khan Q.M., Khalid T. Effect of Portulaca olearaceae (Kulfa) and Taraxacum officinale (Dhudhai) in nornoglycaemic and alloxan-treated hyperglycaemic rabbits // J. Pak. Med. Assoc. 1985. V. 35. Pp. 207–210. Taraxacum officinale. Monograph // Altern. Med. Rev. 1999. V. 4. Pp. 112–114. Trojanová I., Rada V., Kokoška L., Vlková E. The bifidogenic effect of Taraxacum officinale root // Fitoterapia. 2004. V. 75. Pp. 760–763. Baba K., Abe S., Mizuno D. Antitumor activity of hot water extract of dandelion, Taraxacum officinale – Correlation between antitumor activity and timing of administration // Yakkugaku Zasshi. 1981. V. 101. Pp. 538–543. Государственная фармакопея СССР. XI изд. М., 1990. Вып. 2. С. 356–357. Оленников Д.Н., Танхаева Л.М. Углеводы Lamiaceae. I. Пектиновые вещества и гемицеллюлозы Mentha x piperita // Химия природных соединений. 2007. №5. С. 411–416. Оленников Д.Н., Танхаева Л.М. Методика количественного определения суммарного содержания полифруктанов в корнях лопуха (Arctium spp.) // Химия растительного сырья. 2010. №1. С. 115–120. Дёрффель К. Статистика в аналитической химии. М., 1994. 252 с. Ku Y., Jansen O., Oles C.J., Lazar E.Z., Rader J.I. Precipitation of inulins and oligoglucosides by ethanol and other solvents // Food Chem. 2003. V. 81. Pp. 125–132. Оленников Д.Н., Танхаева Л.М., Чехирова Г.В., Петров Е.В. Методика количественного определения суммарного содержания полифруктанов в корневищах и корнях девясила высокого (Inula helenium L.) // Химия растительного сырья. 2008. №1. С. 95–99. Поступило в редакцию 13 ноября 2008 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 91–97. УДК 577.175.6:547.999.3 ОПРЕДЕЛЕНИЕ АНТИОКСИДАНТОВ В ПРОДУКТАХ РАСТИТЕЛЬНОГО ПРОИСХОЖДЕНИЯ АМПЕРОМЕТРИЧЕСКИМ МЕТОДОМ © П.А. Федина, А.Я. Яшин*, Н.И. Черноусова НПО «Химавтоматика», ул. Сельскохозяйственная, 12А, Москва, 129226 (Россия) e-mail: [email protected] Указана важность установления антиоксидантов в основных пищевых продуктах и напитках с целью использования их для своевременной антиоксидантной терапии. Представлены результаты определения суммарного содержания антиоксидантов в продуктах растительного происхождения (экстрактах лекарственных трав, чае, кофе, винах, коньяках, бальзамах, пиве, овощах, фруктах, ягодах) амперометрическим методом. Ключевые слова: окислительный стресс, антиоксидантная терапия, амперометрическое детектирование, природные антиоксиданты. Введение В условиях постоянного стресса, ухудшения экологической обстановки, потребления некачественной пищи, ультрафиолетового облучения, роста социальных заболеваний (курение, алкоголизм, наркомания) организм человека может подвергаться разрушающему действию свободных радикалов, что в конечном итоге может привести к развитию окислительного стресса. У человека окислительный стресс является причиной или важной составляющей многих серьезных заболеваний, таких как атеросклероз, онкологические заболевания, диабет, преждевременное старение. Вредное воздействие окислительного стресса можно снять с помощью своевременной антиоксидантной терапии, т.е. путем потребления нормированного количества природных антиоксидантов. Наиболее перспективны для коррекции антиоксидантного статуса человеческого организма продукты растительного происхождения, богатые полифенолами, витаминами, каротиноидами и др., благодаря их широкому распространению, доступности, ценным свойствам, щадящим воздействием на организм (побочные эффекты развиваются реже и не так выражены, не возникает синдрома отмены) и сравнительно низкой токсичностью. В восточных странах народная мудрость гласит, что «нет такого растения, которое не являлось бы лекарственным, нет такой болезни, которую нельзя было бы вылечить растением». В настоящей работе представлены результаты как суммарного содержания антиоксидантов в экстрактах лекарственных трав, чае, кофе, винах, коньяках, пиве, бальзамах, овощах, фруктах, ягодах, так и покомпонентного определения антиоксидантов в растительных объектах. Экспериментальная часть Определение суммарного содержания антиоксидантов в продуктах растительного происхождения проводилось на приборе «ЦветЯуза-01-АА» с амперометрическим детектированием (АД) [1]. Амперометрическое детектирование заключается в измерении электрического тока в ячейке, возникающего при окислении (восстановлении) анализируемого вещества на поверхности рабочего электрода при подаче на него определенного потенциала. Таким образом, при применении АД регистрируется изменение тока, протекающего через ячейку, обусловленное изменением концентрации анализируемого вещества. Чувствительность амперомет* Автор, с которым следует вести переписку. П.А. ФЕДИНА, А.Я. ЯШИН, Н.И. ЧЕРНОУСОВА 92 рического детектора очень высокая из-за малых величин шумов, порядка 10-12 А. В качестве материала рабочего электрода используется стеклоуглерод, который наиболее универсален при определении полифенольных соединений. В работе [2] было указано, что электрохимическое окисление может быть использовано как модельное при измерении активности поглощения свободных радикалов, в соответствии со следующими уравнениями: Флавоноид–О–Н флавоноид–О + ē + Н+ (окисление при максимальном потенциале) Флавоноид–О–Н флавоноид-О + Н (улавливание свободного радикала) Обе реакции включают разрыв одной и той же связи О–Н., Н состоит из ē + Н+. Таким образом, способность к захвату свободных радикалов флавоноидами или другими полифенолами [2] может измеряться величиной окисляемости этих соединений на рабочем электроде амперометрического детектора. Сигнал регистрируется в виде дифференциальных выходных кривых. С помощью специального программного обеспечения производится расчет площадей или высот пиков (дифференциальных кривых) анализируемого и стандартного веществ. Для анализа используется среднее значение из 3–5 последовательных измерений. В качестве стандартных веществ можно применять следующие общеизвестные антиоксиданты: рутин, кверцетин, дигидрокверцетин, мексидол, тролокс, галловую кислоту и др. Амперометрический прибор имеет ряд преимуществ при определении суммарного содержания антиоксидантов (ССА): без учета пробоподготовки время отдельного определения занимает несколько минут; анализ (регистрация и обработка результатов) проходит в реальном времени; правильность и воспроизводимость анализа обеспечиваются за счет точного дозирования шестиходовым краном; среднеквадратическое отклонение (СКО) дозирования краном – менее 0,5%; СКО последовательных измерений анализируемых проб < 5%. Предел обнаружения амперометрического детектора полифенолов, флавоноидов – на уровне нано-пикограммов (10–9–10–12 г). Метод обладает высокой селективностью определения только антиоксидантов, т.е. соединений, способных к окислению, другие соединения, присутствующие в сложных смесях, не мешают их распознаванию. Для анализа не требуется никаких химических реактивов (кроме стандартов). Меняя величину приложенного потенциала, можно дифференцировать антиоксиданты по классам, дифференциация возрастает при применении имеющегося в приборе импульсного режима работы амперометрического детектора, кроме того, можно определять в автоматическом режиме вольтамперограммы для идентификации антиоксидантов. Амперометрический метод – единственный непосредственно измеряющий содержание всех антиоксидантов в пробе. Другие методы – непрямые, в них измеряется ингибирование реакционных смесей (в частности, свободных радикалов), генерированных определенными реакциями. Метод восстановления Fe3+ до Fe2+ (метод FRAP (ferric reducing antioxidant power)) также может определять суммарно антиоксиданты, однако он не может определять все антиоксиданты, в частности, тиолы, так как их восстановительный потенциал значительно ниже потенциала превращения Fe3+ в Fe2+ [3]. АД хорошо коррелирует с известным методом ORAC (oxygen radical absorbance capacity), широко распространенным в США [4]. На большом массиве определений экстрактов ягод, овощей, фруктов коэффициент корреляции 0,96. В литературе описаны и другие методы определения антиоксидантов [5–12]. Спиртовые экстракты лекарственных трав (70% спирт), чай, кофе, вина, коньяки, пиво, бальзамы, овощи, фрукты, ягоды были приготовлены согласно методике [13]. Анализировали водные заварки чая, кофе, водные экстракты овощей, фруктов и ягод, вина, коньяки, пиво и бальзамы – после предварительного разбавления. Обсуждение результатов В таблице 1 представлены результаты измерения ССА в экстрактах лекарственных трав. В качестве стандарта во всех приведенных измерениях использовался кверцетин. Среди изученных экстрактов лекарственных трав наибольшее содержание антиоксидантов у корня кровохлебки и шлемника байкальского фирмы «Алтай-Фарм», наименьшее – у корня одуванчика и почек сосны фирмы «Алтай-Фарм». Основной вклад в величину ССА лекарственных трав вносят флавоноиды, дубильные вещества, оксиароматические кислоты и др. Главные действующие вещества шлемника – флавоноиды, ОПРЕДЕЛЕНИЕ АНТИОКСИДАНТОВ В ПРОДУКТАХ РАСТИТЕЛЬНОГО ПРОИСХОЖДЕНИЯ… 93 в составе которых производные апигенина, лютеолина, скутелляреина, изоскутелляреина, картемидина и изокартемидина [14]. Кроме того, корни содержат дубильные вещества, эфирное масло, алкалоиды, пирокатехин и другие вещества. Установлено благоприятное влияние препаратов из корней на желчевыделительную функцию печени, а также антиаллергенное, антиастматическое и антисклеротическое действие. Гепатозащитнаяактивность растения объясняется антиокислительными мембраностабилизующими свойствами корней [15]. В экспериментах на животных показано, что настойка шлемника, применяемая совместно с циклофосфаном при опухолевых заболеваниях, регулирует стрессорную реакцию и уровень лейкоцитов в крови, одновременно ингибирует образование метастазов [16]. Работами японских исследователей установлено, что препараты флавоноидов шлемника байкальского проявляют противовоспалительное, антитромбическое и антибактериальное действие [17]. В корнях кровохлебки содержатся галловая, эллаговая и щавелевая кислоты, пигменты, следы эфирного масла, галлотаниды, щавелевокислый кальций, витамин С, каротин, сапонин сангвисорбин, стерины. В листьях обнаружены эфирное масло и аскорбиновая кислота – до 1,8%. Экспериментальные исследования показали, что экстракт из корней кровохлебки при местном применении обладает противовоспалительным и сосудосуживающим свойствами, а при использовании внутрь тормозит перистальтику кишечника. В работе [18] измерены значения ССА сухих экстрактов наиболее известных лекарственных средств и кореньев. Рейтинг выглядит следующим образом: кора крушины > кора дуба > крапива > лапчатка > кора ивы > шиповник > пустырник > подорожник > чага > солодка > боярышник > эхинацея >элеутерококк > зверобой > календула > расторопша > корни алтея > термопсис. ССА различно в разных частях лекарственных растений (листья, плоды, корни) (табл. 2). В таблице 3 приведены результаты ССА в зеленом и черном чае. Полученные данные свидетельствуют о том, что по величине ССА зеленый чай превосходит черный в несколько раз. Это связано с присутствием катехинов в больших количествах, особенно в зеленом чае. В последние годы появились многочисленные научные публикации о предотвращении и подавлении онкологических заболеваний полифенолами чая [19–20], в частности катехинами зеленого чая [21–22], теафлавинами черного чая. ССА чая зависит от условий выращивания и технологии переработки чайного листа. Таблица 1. Суммарное содержание антиоксидантов в лекарственных растениях, производимых ООО «Алтай-Фарм», Барнаул Название лекарственного растения Кровохлебка (корень) Шлемник байкальский Мать-и-мачеха Осина (кора) Зверобой Солодка (корень) Календула (цветки) Валериана Шалфей (лист) Сосна (почки) Одуванчик (корень) ССА, мг/г 68,9 60,2 18,9 18,6 17,5 14,2 13,1 8,6 7,3 4,1 3,2 Таблица 2. Суммарное содержание антиоксидантов в лекарственных растениях Название лекарственного растения Листья мяты Корневища мяты Плоды бузины черной Цветки бузины Корни чистотела Трава чистотела Корневища эхинацеи Трава эхинацеи Плоды калины Побеги калины Соплодия хмеля Листья хмеля Листья крапивы Корневища крапивы Плоды лимонника ССА, мг/г 29,6 19,5 26,6 10,8 18,0 10,7 16,7 10,9 14,2 10,7 13,1 10,1 6,3 1,7 6,4 Таблица 3. Суммарное содержание антиоксидантов в зеленом и черном чае Наименование зеленого чая Alokozay, Дубай Azercay, Азербайджан Merlin, Шри Ланка Ахмад, Шри Ланка Серебристые реснички, Китай ССА, мг/г 171,2 133,2 126,8 116,0 84,4 Наименование черного чая Heyleys, Шри Ланка Alokozay, Дубай Akbar, Шри Ланка Riston Premium, Шри Ланка Черный байховый, Вьетнам ССА, мг/г 109,4 102,1 51,0 43,0 28,0 П.А. ФЕДИНА, А.Я. ЯШИН, Н.И. ЧЕРНОУСОВА 94 Чайный напиток представляет собой сложную комбинацию веществ, оказывающую многоплановое и в целом благотворное воздействие на организм человека. Общее число химических соединений, определенных в чае, составляет около 2000, некоторые из них еще не идентифицированы, а биохимическая роль из известных определена лишь в общих чертах, поэтому большое значение играет покомпонентное определение антиоксидантов чая. На рисунке 1 приведена хроматограмма антиоксидантов зеленого чая, полученная на приборе «ЦветЯуза-01» с амперометрическим детектором. В препаративном варианте ВЭЖХ катехины можно выделять в чистом виде. ССА в кофе основных производителей приведено в таблице 4. Основные антиоксиданты кофе – хлорогеновая, кофейная, феруловая, п-кумариновая кислоты. Обжаривание зерен кофе уменьшает ССА. Употребление 2–3 порций обжаренных сортов кофе обеспечивает дневную норму потребления антиоксидантов. Японские ученые отметили, что чашка кофе каждый день снижает риск заболевания раком печени, болезнью Паркинсона и одной из разновидностей диабета. Вместе с тем врачи напоминают, что неумеренное потребление кофе приводит к сердечным заболеваниям, бессоннице, высокому давлению. В таблице 5 и 6 приведено ССА в различных винах и коньяках. Были исследованы более 60 сортов красных и белых вин из разных стран (Франция, Чили, ЮАР, Аргентина, Македония, Румыния, Австрия, Грузия, Украина и др.). Общее содержание антиоксидантов в натуральных красных винах колебалось в пределах 100–240 мг/100 мл, в белых – в 5–10 раз меньше. Высокое содержание полифенольных соединений в красных винах связано с тем, что в процесс ферментации виноградного сока включается кожица ягод и виноградные косточки. Можно предположить, что вина с ССА менее 50 мг/100 мл либо могут быть поддельными, либо долгое время были открыты и тем самым доступны кислороду воздуха. На жидкостном хроматографе «ЦветЯуза-01» с АД выбраны оптимальные условия прямого определения ресвератрола (рис. 2). Содержание его коррелирует с ССА. Проведенные исследования показывают, что предложенные измерения можно использовать для оценки качества и подлинности вин. Одним из критериев качества и подлинности коньяков является содержание в них, с одной стороны, сиреневого и ванилинового альдегидов, а с другой – суммы антиоксидантов. С этой целью проведен большой объем измерений на жидкостном хроматографе «ЦветЯуза-01» с амперометрическим детектором (рис. 3). Были исследованы более 50 сортов коньяков из разных стран (Франция, Молдова, Грузия, Украина, Россия, Словения и др.) разной выдержки. Общее содержание антиоксидантов колебалось в пределах 2–40 мг/100 мл. Количество антиоксидантов, в основном полифенолов (флавоноиды и оксиароматические кислоты), в коньяках зависит от качества исходного коньячного спирта и времени выдержки в дубовых бочках. Можно предположить, что коньяки с ССА менее 5 мг/100 мл либо могут быть поддельными, либо коньяк или исходный коньячный спирт долгое время были открыты, доступны кислороду воздуха. Бальзамы и эликсиры обладают высоким содержанием антиоксидантов, что демонстрируют результаты, приведенные в таблице 7. Лучшие сорта пива имеют ССА, только в 3 раза хуже, чем красные вина. ССА пива связано с хмелем, в котором содержится значительное количество пренилированных флавоноидов. Темные сорта пива имеют более высокое значение ССА. В производстве часть флавоноидов убирают из пива, так как избыточное содержание флавоноидов приводит к его помутнению. В последние годы в Германии разработана новая технология, которая позволяет сохранять в пиве высокое содержание полифенолов. Следует ожидать в ближайшие годы новых сортов пива с повышенным содержанием антиоксидантов. Уже появился сорт «Ксант» с добавкой ксантогумола, пренилированного флавоноида. Таблица 4. Суммарное содержание антиоксидантов в кофе Наименование Марагаджип Гватемала Бразилия Колумбия Кения Ява 32,1 ССА, мг/7г (порция на чашку) 224,7 30,8 30,5 27 21,1 215,6 213,5 189,0 147,7 ССА, мг/г Рис. 1. Хроматограмма компонентов зеленого чая (время заварки 5 мин) ОПРЕДЕЛЕНИЕ АНТИОКСИДАНТОВ В ПРОДУКТАХ РАСТИТЕЛЬНОГО ПРОИСХОЖДЕНИЯ… Таблица 5. Суммарное содержание антиоксидантов в красных винах Наименование Дон Сегундо Санрайз Мерло Мерло-Каберне Cuvee Speciale Малбек Тесоро Производитель Агрикола Канталехос, Чили Vina Concha y Toro, Чили Кейптаун, Южная Африка Франция Аргентина ССА, мг/100 мл 216 192 159 157 149 95 Таблица 6. Суммарное содержание антиоксидантов в коньяках Наименование Guerin Freres Варцихе Российский Кутузов Арманьяк «Janneau V.S.O.P.», 7 лет ССА, мг/100 мл «Мерле и сын», Франция 41 АО «Давид Сараджишви33 ли и Энисели», Грузия ЗАО «Новокубанское», 30 РФ, Краснодарский край Москва (Коктебель) 27 «Janneau S.A.», Франция 19 Производитель Рис. 2. Хроматограмма: транси цис-ресвератролы в сухом красном вине (разбавлено в 10 раз) Рис. 3. Хроматограмма ванилина и сиреневого альдегида в коньяке В таблицах 8–10 приведено ССА в свежевыжатых соках фруктов, ягод и овощей. ССА этих продуктов зависит от их сорта, места произрастания и времени хранения. Мощные антиоксиданты – антоцианы. Они содержатся во фруктах, овощах, ягодах, а также в листьях, цветках и корнеплодах многих растений. Молекулы антоцианов имеют полосу поглощения в видимой области, в основном в диапазоне 450÷550 нм. В НПО «Химавтоматика» разработан детектор «Омега-Вид», позволяющий за 0,1÷0,2 секунды зарегистрировать сигналы одновременно на 5÷6 длинах волн в вышеуказанном диапазоне. В инжекционно-проточной системе этот детектор позволяет определять суммарное содержание антоцианов, а в жидкостном хроматографе «ЦветЯуза» селективно регистрировать разделенные антоцианы. Соответствующие хроматограммы антоцианов в ягодах брусники и клюквы приведены на рисунках 4 и 5. П.А. ФЕДИНА, А.Я. ЯШИН, Н.И. ЧЕРНОУСОВА 96 Таблица 7. Суммарное содержание антиоксидантов в бальзамах Название Первопрестольный Иммунал Иремень Великий Устюг Рижский ССА, мг/мл 2,83 1,67 0,79 0,44 0,22 Таблица 9. Суммарное содержание антиоксидантов в ягодных соках Наименование Сок черной смородины Сок черной вишни Сок черники Сок лесной клубники Сок сливы ССА, мг/100 г 765 572 291 210 18 Таблица 8. Суммарное содержание антиоксидантов в фруктовых соках Наименование Сок яблока (Семиренко) Сок груши Сок киви Сок нектарина Сок банана ССА, мг/100 г 57 50 45 17 7 Таблица 10. Суммарное содержание антиоксидантов в овощных соках Наименование Сок свеклы Сок красного сладкого перца Сок репы Сок помидора Сок моркови ССА, мг/100 г 217 188 135 64 19 Рис. 4. Хроматограмма антоцианов брусники Рис. 5. Хроматограмма антоцианов клюквы Выводы Приведены результаты определения антиоксидантов в экстрактах лекарственных трав, чае, кофе, винах, коньяках, пиве, бальзамах, овощах, фруктах, ягодах. Значения суммарного содержания природных антиоксидантов в основных пищевых продуктах и напитках позволяют рекомендовать их для индивидуальной антиоксидантной терапии, а также для создания новых напитков и пищевых продуктов с повышенной антиоксидантной активностью. Предложено использовать содержание антиоксидантов для оценки подлинности виноградных вин, коньяков. Список литературы 1. Яшин Я.И., Рыжнёв В.Ю., Яшин А.Я., Черноусова Н.И. Природные антиоксиданты – надежная защита человека от опасных болезней и старения. М., 2008. С. 122. ОПРЕДЕЛЕНИЕ АНТИОКСИДАНТОВ В ПРОДУКТАХ РАСТИТЕЛЬНОГО ПРОИСХОЖДЕНИЯ… 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18. 19. 20. 21. 22. 97 Peyrat-Maillard M.N., Bonnely S., Berset C. Determination of the antioxidant activity of phenolic compounds by coulometric detection // Talanta. 2000. V. 51. Pp. 709–716. Halvorsen B.L., Holte K., Myhrstad M.C.W. e.a. A systematic screening of Total Antioxidants in dietary plants // J. Nutr. 2002. V. 132. Pp. 461–471. Nemzer B.V., Yashin A.Ya., Yashin Ya.I., Chernousova N.I. Comparison of the study of the antioxidant activities of fruits and vegetables by oxygen radical absorbance capacity and amperometric methods // 4-th International Conference on Polyphenols Application. From Source to optimal industrial uses: State-of-the-art and future trends. Malta. Pp. 87. Хасанов В.В., Рыжова Г.Л., Мальцева Е.В. Методы исследования антиоксидантов // Химия растительного сырья. 2004. №3. C. 63–95. Абдуллин И.Ф., Турова Е.Н., Будников Г.К. Кулонометрическая оценка антиоксидантной способности экстрактов чая электрогенерированным бромом // Журнал аналитической химии. 2001. Т. 56. №6. С. 627–629. Абдуллин И.Ф., Турова Е.Н., Будников Г.К., Зиятдинова Г.К., Гайсина Г.Х. Электрогенерированный бром – реагент для определения антиоксидантной способности соков и экстрактов // Заводская лаборатория. Диагностика материалов. 2002. Т. 68. №9. С. 12–15. Брайнина Х.З., Иванова А.В., Шарафутдинова Е.Н. Оценка антиоксидантной активности пищевых продуктов методом потенциометрии // Известия высших учебных заведений // Пищевая технология. 2004. №4. C. 73–75. Короткова Е.И. Новый способ определения активности антиоксидантов // Журнал физической химии. 2000. Т. 74. №9. С. 1544–1546. Korotkova E.I., Karbainov Y.A., Shevchuk A.V. Study of antioxidant properties by voltammetry // Journal of Electroanalytical Chemistry. 2002. V. 518. N1. Pp. 56–60. Короткова Е.И., Аврамчик О.А., Юсубов М.С., Белоусов М.В., Андреева Т.И. Определение антиоксидантной активности экстрактов растительного сырья методом катодной вольтамперометрии // Химикофармацевтический журнал. 2003. Т. 37. №9. С. 63–65. Лапин А.А., Борисенков М.Ф., Карманов А.П., Бердник И.В., Кочева Л.С., Мусин Р.З., Магдеев И.М. Антиоксидантные свойства продуктов растительного происхождения // Химия растительного сырья. 2007. №2. С. 79–83. Свидетельство № 31-07 об аттестации МВИ. Методика выполнения измерений содержания антиоксидантов в напитках и пищевых продуктах, биологически активных добавках, экстрактах лекарственных растений амперометрическим методом, разработанная ОАО НПО «Химавтоматика», аттестованная в соответствии с ГОСТ Р 8.563-96, ГОСТ Р ИСО 5725-2002 / Федеральное государственное унитарное предприятие «Всероссийский научно-исследовательский институт метрологической службы». Дата выдачи 4 мая 2007 г. Tsuyoshi T. et al. The flavonoids constituents from the roots of Scutellaria baicalensis // Yakugaku Zasshi. 1982. V. 102. N4. Pp. 388–391. Ажунова Г.А. и др. Фармакотерапия экспериментального гепатита экстрактом шлемника байкальского // Вторая респ. конф. по мед. ботанике. Киев, 1988. С. 332–333. Разина Т.Г. Шлемник байкальский как корректор цитостатической химиотерапии опухолей (экспериментальное исследование): автореф. дис. ... канд. биол. наук. Томск, 1988. 18 с. Kubo et al. Antiarthritic and anti-inflammatory actions of mothanolic extract and flavonoid compounds from Scutellaria radix // Chem. pharm. Bull. Tokyo, 1984. V. 32. №7. Яшин А.Я., Яшин Я.И., Черноусова Н.И., Пахомов В.П. Новый прибор для определения природных антиоксидантов. М., 2005. 100 c. Ahmad N., Katiyar S.K., Mukhtar H. Предотвращение рака полифенолами чая. С. Ionnides (Ed) Nutrition and chemical toxicity, Wiley, West Sussex, VK, 1998. Pp. 301–343. Katiyar S.K., Mukhtar H. Tea in chemoprevention of cancer: epidemiologic and experimental studies // Int. J. Oncol. 1996. V. 8. Pp. 221–238. Fujiki H. e.a. Cancer inhibition by green tea // Mutat. Res. 1998. V. 402. Pp. 307–310. Weisburger J.H. Tea and health // Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 1999. V. 220. Pp. 271–275. Поступило в редакцию 8 мая 2009 г. После переработки 30 октября 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 99–104. УДК 581.84. 577:543.53 ЭЛЕМЕНТНЫЙ СОСТАВ AGRIMONIA PILOSA LEDEB. М.Г. Ханина, М.А. Ханина*, А.П. Родин Новосибирский государственный медицинский университет, ул. Красный проспект, 52, Новосибирск, 630091 (Россия) e-mail:[email protected] Методом масс-спектрометрии с индуктивно связанной плазмой исследован состав и содержание макро- и микроэлементов в образцах надземной части репейничка волосистого, собранных из разных точек ареала (Юго-Западная и Северо-Восточная Сибирь, европейская часть России), и в сухом экстракте, полученном из надземной части растения. Обнаружено 64 элемента. По качественному составу элементов исследуемые образцы надземной части растения и сухого экстракта не различаются, различие наблюдается в количественном содержании отдельных компонентов. Ключевые слова: макро- микроэлементы, Agrimonia pilosa Ledeb., надземная часть, сухой экстракт. Введение Впервые на особую роль химических элементов в биологических процессах указал основатель отечественной геохимии академик В.И. Вернадский. Им создано учение, согласно которому химические элементы неживой и живой материи связаны, ряд элементов жизненно необходим любому живому организму и без их достаточного количества не могут протекать основные физиолого-биохимические реакции живого организма. Столь ответственная роль микроэлементов объясняется тем, что они входят в состав дыхательных пигментов, витаминов, гормонов, ферментов и коферментов, участвующих в регуляции жизненных процессов. Микроэлементы влияют на направленность действия ферментов и их активность, в связи с этим их называют катализаторами катализаторов. В настоящее время накоплено множество данных, подтверждающих зависимость элементного состава живых организмов, в том числе человека, от содержания химических элементов в среде обитания [1]. Изучение элементного состава растений необходимо для более полной характеристики распределения химических элементов в природных и антропогенных ландшафтах, поскольку растения являются важнейшим звеном биологического круговорота веществ. С практической точки зрения сведения о химическом составе пищевых и лекарственных растений необходимы как для сбалансированного питания человека, так и для профилактики и лечении заболеваний, связанных с дисэлементозами. В растениях обнаружено свыше 80 химических элементов, их классифицируют на макро- и микроэлементы. Такое деление осуществляют по принципу количественного содержания элемента в тканях организма. Закономерности распространения химических элементов в растениях аналогичны таковым в земной коре, что свидетельствует о «земном» генезисе элементов в растительных тканях и тесной связи между распространенностью элементов в растениях и земной коре с атомным номером элемента. [2]. Согласно другой классификации химические элементы условно объединяют в три группы: к первой отнесены необходимые для жизни (Ca, Na, K, Mg, Zn, Cu, Fe, Si, Cr, Ba, Li, Ni и др.), вторая объединяет – не включенные в биохимические процессы организмов (Be, Sc, Y, Zr, Nd, Nb, Ta, Tb, Th, Er, Sm, Ho, Hf, La и др), третья – токсичные даже в низких концентрациях (Pb, As, Se, Ag, Hg, W, Cd, Tl, Bi и др.) [3]. В организме человека обнаружено более 80 элементов, 30 из которых являются обязательными – жизненно необходимыми, роль других к настоящему времени еще не достаточно изучена. Для нормального функционирования организма человека макро- и микроэлементы требуются лишь в оптимальных количествах, отсутствие * Автор, с которы следует вести переписку. 100 М.Г. ХАНИНА, М.А. ХАНИНА, А.П. РОДИН или недостаток минеральных веществ в питании так же, как и их избыток, вызывают резкое нарушение обмена веществ и как следствие – заболевание и даже гибель [4, 5]. Изменения состава и содержания макро- и микроэлементов в организме человека вызывает немедленный отклик отдельных его систем. Например, выявлены зависимости между содержанием кадмия в крови и HCT-тестом (выраженностью «респираторного взрыва»), содержанием в крови магния и кальция и фагоцитарной активностью лейкоцитов, и обратная зависимость между концентрацией марганца в крови с уровнем сывороточных иммуноглобулинов [6]. При обнаружении признаков дисэлементозов на ранней стадии можно провести коррекцию элементного баланса в организме путем медикаментозной терапии или введением в рацион питания различных микронутриентов. Выявлено, что биологической ценностью обладают лишь доступные биогенные элементы, содержащиеся в пищевых продуктах, лекарственном растительном сырье и продуктах их переработки в виде солей органических кислот и других растворимых химических соединениях, чаще всего комплексных. К биогенным элементам отнесены: K, Na, Mg, Ca, P, N, O, C, Cl, Fe, Mn, Zn, Co, V, Cr, Ni, Cu, Mo, I, Se, Si, F, Br, As и, возможно, Sn [7]. Исследование элементного состава сырьевой части перспективных для внедрения в медицинскую практику лекарственных растений является востребованным, так как известно, что макро- и микроэлементы, входящие в состав растения оказывают немаловажное влияние на проявление биологической активности суммарных извлечений, получаемых из них [2]. В этом плане представляет интерес репейничек волосистый (Agrimonia pilosa Ledeb.) сем. Rosaceae. Р. волосистый – многолетнее травянистое растение, широко распространенное в европейской части России, на территории Западной и Восточной Сибири, Дальнего Востока [8, 9]. В народной и традиционной медицине все части растения применяются при широком спектре заболеваний (желчегонное, противовоспалительное, антиаритмическое, гипогликемическое, антигельминтное, анальгетическое, гемостатическое, антигипертоническое, антитоксическое, противораковое) [10–14]. В европейских странах виды Agrimonia являются официнальными лекарственными растениями и используются в практической медицине как вяжущее, противовоспалительное средство [15]. Надо отметить, что Agrimonia pilosa привлекает внимание ученых. Экспериментально доказано, что данный вид обладает антиоксидантной [16], противовирусной [17], сосудорасширяющей [18], гепатопротекторной [19, 20], противораковой [21], иммуномоделирующей [22], антибактериальной [23] активностью, улучшает реологические свойства крови [24], восстанавливает нарушенный в мозге крыс при экспериментальном гепатите баланс ионов натрия, кальция и калия [25]. Столь широкий спектр биологической активности обусловлен комплексом биологически активных веществ. В надземной части A. pilosa обнаружены вещества фенольной природы (флавоноиды, дубильные вещества, кумарины, изокумарины, оксикоричные кислоты), тритерпеноиды, эфирное масло, полисахариды и др. [14, 26–31]. В подземных органах растения обнаружены медь, цинк, железо, ванадий, никель, хром, титан, марганец, стронций, цирконий, серебро [32]. Сведения о качественном составе и количественном содержании макро- и микроэлементов в надземной части в доступных источниках информации нами не установлены. При оценке перспективности лекарственного растения важно изучить компонентный состав и количественное содержание основных групп биологически активных веществ и химических элементов не только сырьевой части данного растения, но и суммарных комплексов (экстемпоральных, галеновых), получаемых из него. Цель нашего исследования – изучение элементного состава надземной части р. волосистого и сухого экстракта, полученного из него. Материалы и методы Материал для исследований (надземная часть A.pilosa) был собран в естественных местах произрастания в лесостепной и степной зонах Республики Бурятия, Алтайского края и Ярославской области. Характеристика образцов, взятых для анализа, представлена в таблице 1. Определение качественного состава и количественного содержания макро- и микроэлементов проводилось методом масс-спектроскопии с индуктивно связанной плазмой на приборе «ELAN-DRC» в ООО «Химикоаналитический центр «ПЛАЗМА» (Томск). Высушенные образцы сырья и экстракта измельчали до частиц размером менее 1 мм, предварительно подвергали мокрому озолению смесью кислот в фарфоровых тиглях. Контроль проводился методом добавок. [33]. Сухой экстракт получали по следующей методике: воздушно- ЭЛЕМЕНТНЫЙ СОСТАВ AGRIMONIA PILOSA LEDEB. 101 сухое сырье трижды экстрагировали на водяной бане при кипении экстрагента (20% спирт этиловый) в течение 30 мин., объединенные фильтраты лиофилизировали при щадящем температурном режиме (40 °С). Таблица 1. Характеристика исследованных образцов Agrimonia pilosa Ledeb. № образца Характеристика места и времени сбора образцов, фазы развития и частей растения Влажность, % Зола Зола нераствори- общая, %﹡ мая в 10% HCl, %﹡ Надземная часть, фаза цветения, Республика Бурятия, северо6,5 7,8 0,45 восточное побережье Байкала, окр. с. Кумора, подножье г. Шаман (18.07.2006) 2 Надземная часть, фаза цветения, Ярославская область, правый 6,7 8,3 0,43 берег Волги, окр. п. Скобыкино, смешанный лес (04.06.06) 3 Надземная часть, фаза цветения, Алтайский край, окр. Белоку7,0 8,5 0,41 рихи, склон г. Церковка (02.09.06) 4 Сухой экстракт 14,9 19,7 0,00 Примечания: содержание золы общей и золы, нерастворимой в 10% растворе хлороводородной кислоты приведен в % в пересчете на вес абсолютно сухого сырья. 1 Результаты и обсуждение Образцы растений, собранные из разных точек ареала, не имели отклонений во внешних признаках вегетативных и генеративных органов и визуально не различались. Сухой экстракт, полученный из надземной части A.pilosa, представляет собой аморфный порошок коричневого цвета, со слабым запахом и приятным горьковатым вкусом. Легко растворяется в воде, гигроскопичен. Показатели зольности (зола общая и зола нерастворимая в 10% растворе кислоты хлористоводородной) у анализируемых образцов надземной части растения близки вне зависимости от места сбора. В сухом экстракте золы общей содержится в 2 раза больше чем в исходном сырье и выявлено отсутствие золы нерастворимой в 10% растворе кислоты хлористоводородной (табл. 1). В надземной части р. волосистого обнаружены 64 элемента (табл. 2), из них: 4 макроэлемента (Na, Mg, K, Ca), 9 жизненно необходимых (Fe, Zn, Cu, Mn, Mo, Co, Cr, Se, I), 7 условно жизненно необходимых (B, Si, Ni, V, Br, As, Li), 15 токсичных микроэлементов (Sn, Ag, Sr, Ti, Al, Pb, Cd, Hg, Tl, Pb, Bi, Be, Te, Pt, Au, Ba) и 29 элементов, физиологическая роль которых в настоящее время не изучена. Известно, что содержание макро- и микроэлементов в растениях варьирует в широких пределах в зависимости от анализируемого органа, фазы развития растения и при изменении ландшафтно-геохимических условий их произрастания [34]. При сравнительном анализе образцов р. волосистого, собранных на территории Юго-Западной (Алтайский край), Северо-Восточной Сибири (Республика Бурятия) и в европейской части России (Ярославская область), нами было установлено, что они по качественному составу элементов не различаются; отмечено варьирование в содержании отдельных жизненно важных и токсичных элементов (Se, Mo, Cd, Ba, Li, Pb) в зависимости от места сбора (табл.2). Содержание необходимых для жизни элементов (Ca, Na, K, Mg, Zn, Cu, Fe, Si, Cr, Ba, Li, Ni) в исследуемых образцах р. волосистого сопоставимо и соответствует значениям среднего содержания элементов в растениях по В.В. Добровольскому [35]. Известно, что в живых организмах существуют определенные корреляционные зависимости между отдельными элементами, в соответствии с которыми содержание одного элемента обусловливает содержание другого [34]. В надземной части р. волосистого нами выявлена прямая корреляционная связь между содержанием стронция и бария и обратная – между содержанием молибдена и свинца (табл. 2). Для элементов, не включенных в биохимические процессы (Sc, Y, Zr, Nd, Nb, Ta, Tb, Th, Er, Sm, Ho, Hf, La и др.), в р. волосистом отмечено незначительное варьирование содержания в зависимости от места произрастания. Содержание токсичных элементов в надземной части A.pilosa не превышает ПДК, принятых для чая и напитков (табл. 2) за исключением свинца в образце 3 [36]. Сухой экстракт по качественному составу элементов соответствует надземной части (табл. 2). При сравнительном анализе надземной части р.волосистого и сухого экстракта по количественному содержанию элементов, выявлено следующее: сухой экстракт превосходит исходное сырье по содержанию макроэлементов (Na, K, Mg), отдельных жизненно важных элементов (Zn, Mn, Se, I, Br) и токсичных (As), уступает по содержанию Ca. М.Г. ХАНИНА, М.А. ХАНИНА, А.П. РОДИН 102 Содержание токсичных элементов в экстракте из надземной части A.pilosa не превышает ПДК, принятых для чая и напитков. Таблица 2. Содержание макро- и микроэлементов в надземной части Agrimonia pilosa в зависимости от места сбора и в сухом экстракте (в % на воздушно-сухое сырье) Элемент 1 Li Be B Na Mg Al Si K Ca Sc Ti V Cr Mn Fe Co Ni Cu Zn Ga Ge As Se Br Rb Sr Y Zr Nb Mo Ag Cd In Sn Sb Te I Cs Ba La Ce Pr Nd Sm Eu Gd Tb Dy Ho Er Tm Yb Lu Порядок величин 2 10–5 10–5 10–4 10–3 10–2 10–2 10–2 10–2 10–2 10–4 10–4 10–4 10–4 10–4 10–2 10–4 10–4 10–4 10–4 10–4 10–5 10–4 10–4 10–4 10–4 10–4 10–5 10–4 10–5 10–4 10–6 10–4 10–6 10–4 10–4 10–4 10–4 10–5 10–4 10–4 10–4 10–5 10–4 10–5 10–6 10–5 10–6 10–5 10–6 10–6 10–6 10–6 10–6 1 3 0,43 <0,01 20,0 7,54 23,17 1,06 8,05 29,16 76,75 0,26 4,4 0,35 3,7 15,9 1,06 0,77 1,2 5,7 16,1 0,042 0,019 0,23 0,140 70,8 8,4 89,7 0,37 0,070 0,12 3,9 0,38 0,024 <0,1 0,018 0,010 0,0019 0,40 0,18 12,0 0,129 0,183 0,19 0,069 0,11 0,40 0,11 0,13 0,063 0,09 0,30 0,05 0,24 0,04 Исследуемые образцы 2 3 4 5 0,43 4,1 0,094 0,27 14,6 33,2 4,76 10,5 37,71 23,61 0,791 5,08 6,11 12,40 40,17 37,89 90,14 93,70 0,45 0,41 3,6 16,5 0,68 0,80 5,6 5,08 29,8 26,66 1,27 2,51 1,1 1,0 1,2 0,89 10,3 8,19 26,3 16,49 0,038 0,133 0,056 0,13 0,51 0,46 0,037 0,122 18,0 20,3 14,7 6,0 15,0 102 0,22 1,07 0,167 0,39 0,20 0,69 0,29 0,24 0,19 0,51 0,016 0,30 <0,1 0,06 0,015 0,040 0,016 0,013 <0,01 <0,01 0,25 0,23 0,11 0,62 4,2 40,0 0,049 0,52 0,071 0,77 0,11 0,68 0,029 0,23 0,060 0,36 0,10 0,80 0,063 0,36 0,10 0,47 0,047 0,22 0,08 0,43 0,17 0,97 0,03 0,15 0,20 0,90 0,04 0,15 4 6 1,3 0,44 47,7 17,6 63,95 1,67 52,58 555,53 63,59 – 11,3 1,58 2,09 41,3 1,01 1,25 4,89 6,54 44,7 0,21 0,09 2,32 0,46 108,3 19,9 17,5 0,42 0,35 0,27 0,091 3,9 0,049 0,02 1,57 0,318 <0,01 1,73 0,17 13,5 0,072 0,16 0,14 0,047 0,076 <0,1 0,121 0,16 0,061 0,15 0,44 0,07 0,43 0,06 ПДК (СанПиН 2.3.2.560-96) Чай Напитки 7 8 – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – 1,0 – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – 10,0 – – – – – – – – – – – – 0,03 – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – – ЭЛЕМЕНТНЫЙ СОСТАВ AGRIMONIA PILOSA LEDEB. 10–6 10–6 10–4 10–5 Hf Ta W Re 0,18 0,09 0,90 <0,01 0,45 0,09 0,024 <0,01 0,94 0,44 0,010 <0,01 0,46 0,54 0,034 <0,1 103 – – – – – – – – Продолжение таблицы 2 1 Au Hg Tl Pb Bi Th U 2 10–6 10–5 10–6 10–4 10–4 10–4 10–5 3 0,11 0,060 0,12 0,091 0,018 0,014 0,045 4 0,07 0,39 0,12 0,135 0,0078 0,0074 0,044 5 <0,1 0,048 0,62 0,89 0,018 0,110 0,19 6 0,10 0,076 0,54 0,27 0,14 0,020 0,087 7 – – – 10,0 – – – 8 – – – 0,3 – – – Заключение Таким образом, проведенные исследования элементного состава надземной части Agrimonia pilosa показали, что исследуемый вид растения является перспективным источником макро- и микроэлементов. В надземной части р. волосистого установлено наличие 64 элементов, включающих макроэлементы (4 элемента), жизненно необходимые (9 элементов), условно жизненно необходимые (7 элементов), токсичные (15 элементов) и элементы, биологическая роль которых для человека в настоящее время не установлена (29 элементов). По качественному составу и количественному содержанию элементов образцы растений, собранные из разных точек ареала (Юго-Западная Сибирь, Северо-Восточная Сибирь, Европейская часть России) существенно не различаются. Сухой экстракт A. pilosa по качественному составу элементов соответствует надземной части растения, но превосходит ее по содержанию макроэлементов (Na, Mg, K) и жизненно важных элементов (Zn, Mn, Se, I). По содержанию токсичных элементов надземная часть и экстракт A.pilosa не превышают ПДК, принятых для чая и напитков. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. Скальный А.В. Химические элементы в физиологии и экологии человека. М., 2004. 215 с. Кукушкин Ю.Н. Химические элемнты в организме человека // Соросовский образовательный журнал. 1998. №5. С. 54–58. Битюцкий Н.П. Необходимые микроэлементы растений. СПб., 2005. 256 с. Авцын А.П., Жаворонков А.А., Риш М.А., Строчкова Л.С. Микроэлементозы человека. М., 1991. 496 с. Скальный А.В., Быков А.Т. Эколого-физиологический аспект применения макро- и микроэлементов в восстановительной медицине. Оренбург, 2003. 198 с. Туматова А.Л., Канунова Р.А. Способ определения изменений в биологической системе макро- и микроэлементного гомеостаза у человека при различных заболеваниях // Успехи современного естествознания. 2006. №9. С. 64–65. Крисс Е.Е., Волченскова И.И., Григорьева А.С., Коханович Н.Ф. Координационные соединения металлов в медицине. Киев, 1986. 216 с. Крылов П.Н. Флора Западной Сибири. Томск, 1949. Вып. 2 . С. 284–287. Шретер А.И. Лекарственная флора Советского Дальнего Востока. М., 1975. С. 152. Растительные ресурсы СССР: Цветковые растения, их химический состав, использование. Семейства Hydrangeaceae – Haloragaceae / под ред. П.Д. Соколова. Л., 1987. C. 19–21. Фроули Давид. Аюрведическая терапия: пер. с англ. 2-е изд. М., 2001. 448 с. Минаева В.Г. Лекарственные растения Сибири. Новосибирск, 1991. 431 с. «Джуд-ши» – памятник средневековой тибетской культуры: пер.с тиб. / предисл. Д.Б. Дашиева, С.М. Николаева. Новосибирск, 1988. 349 с. Hong G., Dai Y.-H., Liu P.-X., Shen X., Wei Y.-Y., Li G. Advances in research on chemical constituents and pharmacological activities of Agrimonia pilosa // Pharmaceutical Care and Research. 2008. V. 8. N5. Pp. 362–366. British Herbal Pharmacopoeia, 1996. 212 p. He C., Ji X., Pan Y. , Wang H., Wang K., Liang M., Yang L. Antioxidant activity of alcoholic extract of Agrimonia pilosa Ledeb // Medicinal Chemistry Research. 2009. Pp. 1–14. Kwon D.H. , Kwon H.Y., Kim H.J., Chang E.J., Kim M.B., Yoon S.K., Song E.Y., Yoon D.Y., Lee Y.H., Choi I.S., Choi Y.K. Inhibition of hepatitis B virus by an aqueous extract of Agrimonia eupatoria L. // Phytotherapy Research. 2005. V. 19. N4. Pp. 355–358. 104 М.Г. ХАНИНА, М.А. ХАНИНА, А.П. РОДИН 18. Hua C.L., Lee J.K., Cho K.H., Kang D.G. , Kwon T.O., Kwon J.W., Kim J.S., Sohn E.J., Lee H.S. Mechanism for the vascular relaxation induced by butanol extract of Agrimonia pilosa // Korean Journal of Pharmacognosy, 2006. V. 37. N2. Pp. 67–73. 19. Park E.-J., Oh H., Kang T.-H., Sohn D.-H., Kim Y.-C. An isocoumarin with hepatoprotective activity in Hep G2 and primary hepatocytes from Agrimonia pilosa // Archives of Pharmacal Research. 2004. V. 27. N9. Pp. 944–946. 20. Дудко В.В., Дегиль Н.Ю., Сапрыкина Э.В., Краснов Е.А., Бабиков В.Ю. Гепатопротекторная активность экстракта травы репешка волосистого // Фармация. 2009. №3. C. 41–43. 21. Murayama T., Kishi N., Koshiura R., Takagi K., Furukawa T., Miyamoto K.-I. Agrimoniin, an antitumor tannin of Agrimonia pilosa Ledeb., induces interleukin-1 // Anticancer Research, 1992. V. 12. N5. Pp. 1471–1474. 22. Bukovsky M., Blanarik P. Immunomodulative effects of ethanolic-aqueous extracts of Herba agrimoniae, Flos chamomillae and Flos calendulae cum calyce // Farmaceuticky Obzor. 1994. V. 63. N4. Pp. 149–156 23. Карташова Г.С., Керашева С.И., Романова Г.В. Антибактериальная активность сухого экстракта из надземной части Agrimonia pilosa Ledeb. // Растительные ресурсы. 1998. Т. 34. Вып. 3. С. 100–103. 24. Хапкин И.С. Перспективы использования препаратов из растений для регуляции агрегатного состояния крови // Растительные ресурсы. 1994. Т. 30. Вып. 1–2. С. 86–90. 25. Дудко В.В., Новицкая Л.Н., Новожеева Т.П., Бабиков В.Ю., Марьясова Е.Ю. Влияние экстракта репешка волосистого на концентрацию ионов калия, натрия, кальция в мозге крыс на фоне экспериментального гепатита // Бюллетень сибирской медицины. 2006. С. 89–91. 26. Карташова Г.С., Гравель И.В., Таран Е.Г. Содержание дубильных веществ в Agrimonia pilosa Ledeb. // Растительные ресурсы. 1991. Т. 27. Вып. 1. С. 139–143. 27. Шухободский Б.А., Маркова Л.П., Кузьмина Л.В. Обследование растений флоры северо-запада РСФСР на содержание флавоноидов, кумаринов, проазуленов и других физиологически активных соединений // Биология и химия растений – источников фенольных соединений и алкалоидов. Л., 1972. Вып. 16. С. 117–135. 28. Wei Y., Ito Y. Isolation of hyperoside and luteolin-glucoside from agrimonia pilosa ledeb using stepwise elution by high-speed countercurrent chromatography//Journal of Liquid Chromatography and Related Technologies. 2007. V. 30. N9-10. Pp. 1465–1473. 29. Xu X., Qi X., Wang W., Chen G. Separation and determination of flavonoids in Agrimonia pilosa Ledeb. by capillary electrophoresis with electrochemical detection // Journal of Separation Science. 2005. V. 28. N7. Pp. 647–652. 30. Li Y.-W., Huang L.-F., Liang C., Guo Z.-M., Dai Y.-H., Wu M.-J., Zhong K.-J., Guo F.-Q., Liang Y.-Z. Analysis of the volatile components of Agrimonla Pilosa Ledeb by gas chromatography-mass spectrometry // Journal of Central South University (Science and Technology). 2007. V. 38. N3. Pp. 502–506. 31. Макарова Д.Л., Величко В.В., Ким Н.Е., Ханина М.Г., Ханина М.А. Фитохимическое исследование растений флоры Сибири // Фармация. 2008. №3. С. 19–22. 32. Лавренов В.К., Лавренова Г.В. 500 важнейших лекарственных растений. М., 2003. 510 с. 33. Томпсон М., Уолш Д.Н. Руководство по спектрометрическому анализу с индуктивно-связанной плазмой. М., 1988. 288 с. 34. Алексеенко В.А. Основные факторы накопления химических элементов организмами // Соросовский образовательный журнал. 2001. Т. 7. №8. С. 20–24. 35. Добровольский В.В. Основы биогеохимии. М., 1998. 413 с. 36. СанПиН 2.3.2.560-96 Продовольственное сырье и пищевые продукты. Гигиенические требования к качеству и безопасности продовольственного сырья и пищевых продуктов. М., 1997. 270 с. Поступило в редакцию 20 ноября 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 105–108. УДК 615.322:582.287.122 ПОВЫШЕНИЕ АНТИОКСИДАНТНОЙ АКТИВНОСТИ ВОДНЫХ ИЗВЛЕЧЕНИЙ И МЕЛАНИНОВ ЧАГИ. I. ОБРАБОТКА ВОДНЫХ ИЗВЛЕЧЕНИЙ ЧАГИ ВОДНЫМИ РАСТВОРАМИ ГИПЕРРАЗВЕТВЛЕННЫХ ПОЛИМЕРОВ © М.А. Сысоева 1, Г.А. Иванова1*, В.С. Гамаюрова1, Г.К. Зиятдинова2, Г.К. Будников2, Л. Я. Захарова3, М.А. Воронин 3 Казанский государственный технологический университет, ул. К. Маркса, 68, Казань, 420015, Республика Татарстан (Россия) e-mail: [email protected] 2 Казанский государственный университет, Казань, 420008, Республика Татарстан (Россия) e-mail: [email protected] 3 Институт органической и физической химии им. А.Е. Арбузова Казанского научного центра РАН, ул. Арбузова, 8, Казань, 420083, Республика Татарстан (Россия) 1 Проведена обработка водных извлечений чаги водными растворами гиперразветвленных полимеров. Показано, что обработка влияет на размер частиц меланина и повышает антиоксидантную активность водных извлечений и меланинов чаги. Ключевые слова: чага, водные извлечения, гиперразветвленный полимер (ГРП), антиоксидантная активность, меланин. Введение Водные извлечения чаги представляют собой полидисперсную коллоидную систему. Дисперсной фазой является меланин чаги. Средний радиус частиц меланина в водных извлечениях чаги составляет 60–160 нм. При получении водных извлечений чаги из различных партий сырья формируются коллоидные системы с частицами меланина, отличающимися по размерам [1]. Дисперсионная среда содержит соли органических и минеральных кислот, фенольные соединения и полисахариды. Показана взаимосвязь размеров частиц меланина в водных извлечениях чаги и коллоидных системах, полученных на их основе, с их антиоксидантной активностью [2]. Гиперразветвленный полимер (ГРП) Boltorn Н представляет собой полиэфир, макромолекулы которого состоят из прогрессивно разветвляющихся цепей. Имея большой объем молекулы и большое количество гидроксильных групп на ее периферии, ГРП способен взаимодействовать с веществами гидрофильной и гидрофобной природы, а также с катионами металлов [3]. В работе [4] показано, что полиолы имеют нестереорегулярную структуру и способны к образованию внутри- и межмолекулярных водородных связей. Это может изменить дисперсионную среду коллоидной системы водного извлечения чаги, в которой находится (в % на сухой вес гриба) до 30% зольных элементов, 8% полисахаридов, 6% органических кислот [5]. Введение ГРП в водные извлечения из чаги может приводить также к процессам агрегации и дезагрегации частиц меланинов [1, 6], а также изменению их объема, что наблюдалось ранее при использовании комплексонов [7]. При этом можно ожидать конформационные изменения во вновь сформированных частицах меланина. Считается, что антиоксидантная активность меланинов обеспечивается активными центрами. В алломеланинах эти центры сформированы с участием олигомеров 1,8-дигидроксинафталина, расположенных в * Автор, с которым следует вести переписку. 106 М.А. СЫСОЕВА, Г.А. ИВАНОВА, В.С. ГАМАЮРОВА, Г.К. ЗИЯТДИНОВА И ДР. виде стопок [8–10]. Конформационные изменения частиц меланинов, вызванные введением ГРП в водное извлечение чаги, могут изменить реакционную способность активных центров меланина. В этом случае изменение антиоксидантной активности может быть косвенно связано с изменением размера частиц меланина после обработки водного извлечения чаги ГРП. Цель исследования – применение ГРП для повышения антиоксидантной активности водных извлечений и меланинов из чаги. Экспериментальная часть В работе использовали три партии сырья, приобретенных в аптечной сети: 1 – ОАО «Красногорсклексредства», Моск. обл., Красногорск, ул. Ленина, 25, партия G60706; 2 – ЗАО «Фирма Здоровье», Москва, ул. 1812 года, д. 2, партия 100808; 3 – ОАО «Красногорсклексредства», Моск. обл., Красногорск, ул. Мира, 25, партия АВВ40707. Водные извлечения получали согласно [11]. Выделение меланина чаги из водных и обработанных ГРП водных извлечений чаги проводили подкислением 25%-ной соляной кислотой до рН 1–2 [12]. Антиоксидантную активность определяли методом кулонометрического титрования электрогенерированным бромом [12, 13]. В работе использовали ГРП Boltorn Н30 и Н40 производства компании Perstorp Speciality Chemicals AB, Швеция. Обработку водных извлечений чаги проводили согласно [14]. Удельную электропроводность растворов определяли на кондуктометре «Эксперт-002». Светорассеяние частиц изучали при концентрации меланина 14 мг/мл. Автокорреляционные функции флуктуаций интенсивности рассеянного света измеряли при помощи 72-канального коррелометра «ФотоКорр-М» и анализировали с использованием метода кумулянтов и программы DynaLS, позволяющей оценить распределение агрегатов по размерам [15]. Обсуждение результатов При обработке водными растворами ГРП Boltorn Н30 и Н40 водных извлечений из чаги происходит значительное увеличение антиоксидантной активности, как самих водных извлечений, так и меланинов чаги, выделенных из них (табл. 1). Обработанные ГРП водные извлечения из чаги далее обозначаются как жидкие образцы. Антиоксидантная активность полученных нами жидких образцов превосходит антиоксидантную активность препарата, выпускаемого фармацевтической промышленностью на основе чаги «Бефунгин» (2,79±0,05 Кл/мл) [16], в несколько раз. Как показано в таблице 1, обработка водных извлечений из чаги, полученных из различных партий сырья, растворами Boltorn H30 и Н40 не всегда приводит к возрастанию антиоксидантной активности жидких образцов и меланинов, выделенных из них. Наибольшими показателями антиоксидантной активности обладают жидкие образцы и меланины, полученные путем обработки водных извлечений чаги из сырья 1 и 3. В этих случаях при применении Boltorn H30 антиоксидантная активность жидких образцов и меланинов возрастает в среднем в 2 раза, а при использовании Boltorn H40 она увеличивается в 3 раза, что хорошо согласуется с большим объемом молекулы ГРП четвертой генерации. Это связано со структурной организацией молекул ГРП – молекула Boltorn Н40 содержит 64 гидроксильные группы, тогда как в Boltorn H30 их 32. При обработке водных извлечений из сырья 2 растворами Boltorn H30 и Н40 значительных изменений в антиоксидантной активности полученных жидких образцов и меланинов не наблюдается. Таблица 1. Антиоксидантная активность жидких образцов и меланинов Сырье Сырье 1 Сырье 2 Сырье 3 Boltorn H30 Концентрация, АОА меланинов, АОА жидких образг/л кКл/100г цов, Кл/мл 0 31±1,00 7,50±0,03 10–11 г/л 32±1,00 12,39±0,03 10–19 г/л 64±3,50 12,78±0,05 0 30±1,00 4,21±0,04 10–11 г/л 34±1,70 4,62±0,07 10–19 г/л 31±1,40 4,58±0,05 0 37±1,00 2,17±0,07 10–11 г/л 64±1,50 5,92±0,07 10–19 г/л 67±3,30 5,74±0,05 Концентрация, г/л 0 10–7 г/л 10–13 г/л 0 10–7 г/л 10–13 г/л 0 10–7 г/л 10–13 г/л Boltorn Н40 АОА меланинов, кКл/100г 31±1,00 72±2,00 121±4,00 30±1,00 33±1,40 34±1,40 37±1,00 116±5,00 93±2,00 АОА жидких образцов, Кл/мл 7,50±0,03 19,20±0,06 18,93±0,04 4,21±0,04 4,99±0,03 4,26±0,05 2,17±0,07 6,21±0,08 6,09±0,08 ПОВЫШЕНИЕ АНТИОКСИДАНТНОЙ АКТИВНОСТИ … 107 Для получения дополнительной информации о природе наблюдаемых эффектов было проведено исследование коллоидных систем водных извлечений и жидких образцов методом динамического рассеяния света. В качестве объектов исследования выбраны водные извлечения и жидкие образцы, полученные из трех партий сырья чаги с применением Boltorn H40, как образцы, обладающие максимальной антиоксидантной активностью (табл. 2). Согласно данным, приведенным в таблице 1, исследуемые системы являются полидисперсными и содержат агрегаты двух типов: небольшие, размером до 9–35 нм и более крупные – до 196 нм. В целом содержание крупных частиц в водных извлечениях составляет 58–78%. Следует отметить, что водные извлечения в случае сырья 3 отличаются от двух остальных серий наличием мелких частиц радиусом 1 нм. Возможно, именно это отличие обусловливает более низкую антиоксидантную активность этого извлечения и жидких образцов, полученных на его основе. Содержание и размер мелких частиц после обработки ГРП водного извлечения чаги из сырья 3 практически не изменяются, а антиоксидантная активность жидких образцов повышается, следовательно, можно предположить, что изменение антиоксидантной активности жидких образцов и, соответственно, меланинов связано с изменением размера именно крупных частиц меланина. Размеры крупных частиц меланина водных извлечений из чаги и жидких образцов представлены на рисунке. Как показано на рисунке, в жидких образцах, полученных из сырья 1 и 3, происходят процессы, приводящие к изменению размера частиц меланина по сравнению с исходными водными извлечениями из чаги. В водном извлечении чаги, полученном из сырья 1, эффективный радиус крупных частиц дисперсной фазы составляет 190 нм. После обработки этого извлечения Boltorn H40 преобладают процессы дезагрегации частиц меланина, и происходит уменьшение их размера в 2 и 2,5 раза. При этом наблюдается повышение антиоксидантной активности жидких образцов и выделенного меланина (табл. 1). Следовательно, при уменьшении размера частиц происходит повышение антиоксидантной активности образцов. Аналогичная закономерность наблюдается в коллоидных системах, сформированных после обработки водного извлечения чаги петролейным эфиром и этилацетатом [17]. Эффективный радиус частиц меланина в объектах, полученных из сырья 3, увеличивается от 108 нм в водном извлечении чаги до 156 и 196 нм в жидких образцах, в зависимости от применяемой концентрации Boltorn Н40. Антиоксидантная активность жидких образцов и выделенного меланина также повышается. В этом случае повышение антиоксидантной активности наблюдается при процессах агрегации частиц меланина и, соответственно, увеличении их размера. Такая закономерность наблюдается при сравнении меланинов водных извлечений чаги с меланинами спиртовых экстрактов из шрота чаги [6] и при использовании в экстракции чаги комплексонов [7]. Таблица 2. Распределение частиц меланина водных извлечений и жидких образцов Коцентрация Boltorn H40, г/л 0 10-7 10-13 R частиц, нм 30 190 10 96 9 80 Водные извлечения и жидкие образцы, полученные на основе сырья 1 2 3 Содержание R частиц,нм Содержание R частиц, нм Содержание частиц, % частиц, % частиц, % 32 23 25 1 32 58 139 78 108 68 22 43 40 1 28 72 150 48 156 72 12 19 35 1 27 67 146 63 196 73 Распределение по размеру крупных частиц меланина водных извлечений и жидких образцов, полученных с использованием ГРП Boltorn Н40 М.А. СЫСОЕВА, Г.А. ИВАНОВА, В.С. ГАМАЮРОВА, Г.К. ЗИЯТДИНОВА И ДР. 108 Обработка водных извлечений чаги из сырья 2 не приводит к существенным изменениям размера частиц, поэтому не происходит и увеличения антиоксидантной активности ни меланинов, ни жидких образцов после обработки водных извлечений из чаги ГРП (табл. 1). Таким образом, использование растворов ГРП для обработки водных извлечений из чаги может приводить к процессам агрегации и дезагрегации частиц меланина, а также, возможно, к процессам их разрыхления или уплотнения. Эти процессы могут изменить конформацию активных центров частиц меланина, сформированных из фенольных олигомеров, либо способствовать возникновению новых активных центров, способных обеспечивать их большие антирадикальные свойства. Выводы 1. Показано, что обработка водных извлечений из чаги ГРП третьего и четвертого поколений семейства Boltorn Н марки Н30 и Н40 позволяет повысить антиоксидантную активность водных извлечений чаги и выделенных из них меланинов в 2–4 раза. 2. Установлено, что увеличение антиоксидантной активности водных извлечений и меланинов из чаги при их обработке ГРП обусловлено изменением размеров частиц меланина. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. Сысоева М.А., Хабибрахманова В.Р., Гамаюрова В.С., Кудрявцева Л.А. Исследование золя водных извлечений чаги. IX. Определение размеров частиц дисперсной фазы золя извлечений из чаги // Химия растительного сырья. 2008. №2. С. 75–80. Сысоева М.А. Высокоактивные антиоксиданты на основе гриба Inonotus obliquus: автореф. дис. … док. хим. наук. Казань, 2009. 32 с. Королев Г.В., Бубнова М.Л. Гиперразветвленные полимеры – новый мощный стимул дальнейшего развития области трехмерной полимеризации и революция в полимерном материаловедении. Черноголовка, 2006. Каратаева Ф.Х., Резепова М.В., Юльметов А.Р., Кутырева М.Г., Кутырев Г.А., Улахович Н.А. Изучение методом спектроскопии ЯМР (1D и 2D) структуры и характера ассоциаций гиперразветвленного полиэфира полиола BOLTORN H20–OH // Ученые записки Казанского ун-та. Сер.: Естеств. науки. 2009. Т. 151. Кн. 1. С. 37–45. К характеристике комплекса сложных органических соединений чаги / А.Н. Шиврина, Е.В. Ловягина, Е.Г. Платонова // Чага и ее лечебное применение при раке IV стадии / под ред. П.К. Булатова. Л., 1959. 334 с. Юмаева Л.Р. Состав и свойства экстрактов из шрота чаги: автореф.дис. … канд. хим. наук. Казань, 2009. 18 с. Кузнецова О.Ю., Гамаюрова В.С., Суханов П.П., Зиятдинова Г.К., Будников Г.К. Исследование золя вводных извлечений чаги. IV. Антиоксидантная активность. Влияние способа извлечения и применение комплексонов, гидроокиси натрия // Химия растительного сырья. 2005. №1. С. 41–47. Кукулянская Т.А., Курченко Н.В. и др. Физико-химические свойства меланинов, образуемых чагой в природных условиях и при культивировании // Прикладная биохимия и микробиология. 2002. Т. 38. №1. С. 68–72. Bruno J.R. Neuromelanin and biological function // Accademia Pontaniana, Napoli, Bozza 5 (2004). Kenneth C. Littrell, James M. Gallas, Gerry W. Zajac, Pappannan Thiyagarajan, Structural Studies of Bleached Melanin by Synchrotron Small-angle X-ray Scattering // Photochemistry and Photobiology. 2003. V. 77. N2. Pp. 115–120. Сысоева М.А., Кузнецова О.Ю., Гамаюрова В.С., Халитов Ф.Г., Суханов П.П. Исследование золя водных извлечений чаги. II. Изменение изучаемой системы при проведении экстракции различными способами // Вестник Казанского технологического университета (КГТУ). 2003. №2. С. 172–179. Сысоева М.А., Кузнецова О.Ю., Гамаюрова В.С., Суханов П.П., Зиятдинова Г.К., Будников Г.К. Исследование золя водных извлечений чаги. IV. Антиоксидантная активность. Влияние способа извлечения и применение комплексонов, гидроокиси натрия // Химия растительного сырья. 2005. №1. С. 41–47. Абдуллин И.Ф., Турова Е.Н., Будников Г.К. Электрогенерированный бром – реагент для определения антиоксидантной способности соков и экстрактов // Заводская лаборатория. 2002. Т. 68. №9. С. 12–15. Патент РФ № 2366439. Способ получения осажденного препарата из березового гриба чага / М.А. Сысоева, Г.А. Иванова, В.С. Гамаюрова, Г.А. Кутырев. 10.09.2009. Сысоева М.А., Хабибрахманова В.Р., Гамаюрова В.С., Кудрявцева Л.А. Исследование золя водных извлечений чаги. IX. Определение размеров частиц дисперсной фазы золя извлечений из чаги // Химия растительного сырья. 2008. №2. С. 75–80. Кузнецова О.Ю., Сысоева М.А., Гамаюрова В.С., Зиятдинова Г.К., Будников Г.К. Анализ антиоксидантной активности препаратов «бефунгин» разных производителей // Новые достижения в химии и химической технологии растительного сырья: материалы IV Всерос. конф. Барнаул, 2009. Кн. 2. С. 189. Сысоева М.А., Хабибрахманова В.Р., Гамаюрова В.С., Кудрявцева Л.А. Исследование золя водных извлечений чаги. VIII. Размеры частиц дисперсных фаз, образующихся при экстракции водных извлечений чаги органическими растворителями // Химия растительного сырья. 2008. №4. С. 129–132. Поступило в редакцию 31 декабря 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 109–112. УДК 541.18 КИСЛОТНО-ОСНОВНЫЕ СВОЙСТВА КРАСНОГО ВИНА © М.А. Рязанов Институт химии Коми НЦ УрО РАН, ул. Первомайская, 48, Сыктывкар, 167982 (Россия) e-mail: ryazanovma2007@ yandex.ru Предложена методика изучения кислотно-основных свойств гомогенных растворов, содержащих комплекс компонентов, характеризующихся протон-донорной способностью, на основе кривых потенциометрического титрования и построения по специально разработанной программе их рК-спектров. Исследованы кислотно-основные свойства некоторых разновидностей красного вина и виноградного сока. Ключевые слова: кислоты, основания, кислотно-основные свойства, водные растворы, константы диссоциации, красные вина, рН-метрическое титрование, потенциометрическое титрование, ресвератрол. Введение В данной работе сделана попытка исследования кислотно-основных свойств некоторых образцов красного вина типа Каберне на основе результатов потенциометрического титрования исследуемого вина в рамках разработанной автором программы построения так называемых рК-спектров, которые в виде своеобразной гистограммы выражают зависимость мольной доли той или иной кислотно-основной группы от характеризующей ее силу величины рК (условной константы диссоциации). Изучение химических равновесий и, соответствующих им кислотно-основных свойств красных вин [1–2], представляет интерес не только с точки зрения объяснения их полезных свойств, но и с точки зрения их возможной фальсификации. В частности, большим потреблением красного вина и присутствием в нем ресвератрола [3] объясняется так называемый «Французкий парадокс» [2], выражающийся в достаточно высокой продолжительности жизни и относительно низкими сердечнососудистыми заболеваниями, несмотря на характерную для французов довольно жирную «диэту». Теоретическая часть В результате потенциометрического титрования образцов, содержащих смесь n различных слабых кислот H zi A i (1 i n), получается зависимость объема V титранта BOH (сильной щелочи), добавленного к аликвоте V0 титруемого образца, от рН в данной точке титрования (кривая титрования). В соответствии с условием электронейтральности раствора можно написать: [H ] K w i n [H ] V V0 cBOH V V0 zi [Ai ] , i 1 (1) где K w – ионное произведение воды, которая используется в качестве растворителя, cBOH – концентрация титранта, zi – отрицательный заряд анионов вида Ai. В соответствии с [4] любую многоосновную кислоту в достаточно хорошем приближении можно рассматривать как смесь эквивалентных количеств одноосновных кислот, константы диссоциации которых равны последовательным константам диссоциации многоосновной кислоты. Эти одноосновные кислоты будем называть кислотно-основными центрами или группами изучаемого объекта. Поэтому уравнение (1) может быть переписано в виде: [H ] K w jN [H ] V V0 cBOH V V0 [A j ] j 1 (2) М.А. РЯЗАНОВ 110 Здесь суммирование в правой части уравнения проводится по всем видам тров или групп. Уравнение (2) теперь можно представить в виде: pH [H ] K w [H ] V V0 V0 cBOH VV 0 ([HA ] [A ]) j j j [A j ] [ HA j ] [ A j ] c j HA j N кислотно-основных цен- 1 1 [ HK ] j c j HA j 1 110 pK j pH , (3) где K j – концентрационная константа диссоциации кислоты НАj, cHA j – ее общая концентрация в исследуемом растворе. Сумма всех cHA j равна количеству эквивалентов всех кислот, присутствующих в изучаемом объекте: jN c c . HA j (4) j 1 Константу K j можно считать постоянной, если титрование проводится в достаточно разбавленном растворе или при условии постоянства достаточно большой концентрации фонового электролита для обеспечения постоянства коэффициентов активности реагирующих частиц. Левая часть уравнения (3) pH легко рассчитывается из кривой титрования, считая, что [H ] 10 pH . В каждом члене суммы правой части уравнения (3) имеются две неизвестные величины cHA j и рКj, причем последняя входит в уравнение нелинейно. Общее число неизвестных, подлежащее определению на основе кривой титрования, равно 2N. Однако его можно уменьшить до N, если предположить, что интервал изменения величин рКj в случае водного раствора лежит в пределах: рКmin=0 рКj рКmax=14, а величина рКj меняется в этом интервале с шагом pK . Тогда уравнение (3) может быть переписано в виде: pH c HA j j 1 1 10 pK min jpK - pH . (5) Полученное уравнение тем точнее отражает экспериментальную зависимость pH , чем меньше величина pK, которая обычно выбирается не более 0,2, и содержит уже всего N (pKmax pKmin) / pK 1 неизвестных cHA j , входящих в него линейно. Для решения этой системы уравнений на основе экспериментальной зависимости pH может быть использован метод наименьших квадратов с ограничением на положительные значения неизвестных [5, с. 124]. Предварительно необходимо в ряде случаев выполнить сплайнвыравнивание зависимости pH . Соответствующее решение характеризуется тем, что величины cHA j будут равны нулю для рКj, не отвечающих реальным кислотно-основным центрам изучаемого объекта. Результат удобно представлять в виде гистограммы q j cHA j / c как функции рК. Данная гистограмма (рК-спектр) является суммарной характеристикой кислотно-основных свойств изучаемого объекта. Высота каждой полосы на такой гистограмме соответствует вероятности того, что величина рК соответствующего кислотноосновного центра лежит в интервале между рК и рК + рК. Если данному кислотно-основному центру соответствует несколько рядом расположенных полос на рК-спектре, то среднее значение рК и его средняя квадратичная погрешность могут быть рассчитаны по формулам: q pK pK q i i i , (6) i i s q pK pK q 2 i i i i , i где суммирование проводится по тем индексам i , которые относятся к данному центру. (7) КИСЛОТНО-ОСНОВНЫЕ СВОЙСТВА КРАСНОГО ВИНА 111 На рисунке 1 в качестве примера приведен рК-спектр лимонной кислоты, построенный для рК = 0.1 по экспериментальной кривой титрования в присутствии фонового электролита KNO3 (0,1 M) из работы [6], из которого видно, что лимонная кислота является трехосновной с последовательными константами диссоциации, равными рК1 = 3,106 0,016 (3,043), рК2 = 4,507 0,018 (4,468), рК3 = 5,794 0,016 (5,799). В скобках приведены значения, найденные авторами [6]. Впервые метод рК-спектроскопии для изучения кислотно-основных свойств биомолекул в гомогенных системах был предложен Ханстоном [7, 8]. Однако в этих работах в отличие от нашего подхода вместо дискретной зависимости q(pK) предполагалось в силу взаимовлияния кислотно-основных центров наличие соответствующего непрерывного распределения. рК-спектр представлял набор отдельных функций распределения, максимумы которых соответствовали рК реальных кислотно-основных центров [9]. Построение таких рК-спектров представляло определенную математическую трудность, поскольку параметры соответствующих функций распределения должны были задаваться на основе какой-либо модели. Экспериментальная часть В работе использовались следующие вина: 1. Каберне производства ЗАО РПК «Славянский» (Краснодарский край, г. Славянск-на-Кубани; 2. Каберне производства ООО РПК «Красноармейский» (Краснодарский край, станица Марьянская); 3. ЗАО «Детчинский завод» (Калужская обл., с. Детчино и 4. Красный виноградный сок Rich. Вино 3 было изготовлено из винограда, выращенного на виноградниках холдинга Gerrus Group на полуострове Тамань. Кривые титрования исследованных образцов приведены на рисунке 2. При титровании использовался иономер/кондуктометр Анион 4100 со стеклянным электродом ЭСК-10601/7. Титруемый раствор постоянно перемешивался при помощи магнитной мешалки. Прибавление каждой последовательной порции титранта проводилось через 3–5 мин после добавления предыдущей порции. На основе полученных кривых титрования были построены по разработанной программе рК-спектры исследованных вин и виноградного сока для рК = 0,2 (рис. 3). Обсуждение результатов Прежде всего из приведенных здесь рК-спектров можно сделать вывод, что кислотно-основные свойства исследованных вин и виноградного сока обусловлены компонентами с дискретно различающимися кислотноосновными характеристиками и вряд ли определяются столь большим числом кислот (14) и кислотно-основных равновесий (22), как это было сделано в работе [1] при разработке модели красного вина. На рК-спектрах отчетливо выделяются две группы полос, одна из которых соответствует рК в интервале от 4 до 8, обусловлена, повидимому, карбоксильными кислотами, а вторая с рК 10, возможно, каким-то полифенольным компонентам. В виноградном соке полифенольные компоненты значительно превышают количество компонентов, которые мы относим к карбоксильным кислотам. Таким образом, если полезные свойства красного вина связаны с наличием в нем полифенольных компонентов, в том числе и ресвератрола, то можно сделать вывод, что употребление красного виноградного сока значительно полезнее, чем употребление красного вина. 0.3 q 0.2 0.1 0.0 0 2 4 6 8 10 12 14 pK Рис. 1. рК-спектр лимонной кислоты Рис. 2. Кривые титрования 20 см3 Каберне 0,1 М NaOH М.А. РЯЗАНОВ 112 Рис. 3. рК-спектры исследованных вин и виноградного сока Выводы 1. Разработана методика построения рК-спектров сложных гомогенных систем, кислотно-основные свойства которых определяются наличием различных кислотно-основных групп. 2. Представлены рК-спектры некоторых разновидностей красных вин и красного виноградного сока. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. Prenesti E., Toso S., Daniele P.G., Zelano V., Ginepro M. Acid–base chemistry of red wine: analytical multi-technique characterisation and equilibrium-based chemical modeling // Anal. Chim. Acta. 2004. V. 507. Pp. 263–273. Schriever Ch., Pendland S.L., Mahady G.B. Red wine, resveratrol, Chlamydia pneumoniae and the French connection // Atherosclerosis. 2003. V. 171. Pp. 379–380. Resveratrol // Wikipedia: http://en.wikipedia.org/wiki/Resveratrol. Simms H.S. Dissociation of polyvalent substances. I. Relation of constants to titration data // J. Amer. Chem. Soc. 1926. V. 48. N5. Pp. 1239–1261. Лоусон Ч., Хенсон Р. Численное решение задач метода наименьших квадратов: пер. с англ. М., 1986. 232 с. Briggs T. N., Stuehr J. E. Simultaneous potentiometric determination of precise equivalence points and pK values of two- and three-pK systems // Anal. Chem. 1975. V. 47. N2. Pp. 1916–1920. Hunston D.N. Two techniques for evaluation small molecule – macromolecule binding in complex systems // Anal. biochem. 1975. V. 63. N1. Pp. 99–109. Thakur A.K., Munson P.J., Hunston D.N., Rodbard D. Characterization of ligand-binding systems by continuous distributions of arbitary shape // Anal. biochem. 1980. V. 103. N2. Pp. 240–254. Братская С.Ю., Голиков А.П. Использование метода функций плотности при интерпретации результатов потенциометрического титрования смесей слабых кислот и оснований // Журнал физической химии. 1998. Т. 53. №3. С. 265–271. Поступило в редакцию 8 апреля 2009 г. После переработки 12 апреля 2010 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 113–116. УДК 634.743 ИССЛЕДОВАНИЕ БИОЛОГИЧЕСКИ АКТИВНЫХ СОЕДИНЕНИЙ ПОЧЕК И ЛИСТЬЕВ МУЖСКИХ РАСТЕНИЙ ОБЛЕПИХИ КРУШИНОВИДНОЙ © О.М. Мельников1, А.Л. Верещагин2*, Ю.А. Кошелев1 ЗАО «Алтайвитамины», ул. Заводская, 69, Бийск, Алтайский край, 659325 (Россия) 2 Бийский технологический институт, ул.Трофимова, 27, Бийск, Алтайский край, 659305 (Россия) e-mail: [email protected] 1 В работе представлены результаты исследования хлорофилла, каротиноидов, токоферолов и жирных кислот почек и листьев мужских растений облепихи крушиновидной. Показано, что почки мужских растений дикорастущей облепихи можно рассматривать как перспективный источник полиненасыщенных жирных кислот. Ключевые слова: почки, листья мужских растений облепихи крушиновидной, хлорофилл, каротиноиды, токоферолы, жирные кислоты. Введение Общеизвестно значение облепихи и, в первую очередь, ее ягод как источника облепихового масла и препаратов на его основе [1, с. 147]. Достаточно подробно исследован состав коры и листьев облепихи как сырьевого источника для лекарственных средств. Эти данные [1, c. 259] позволили рассматривать листья облепихи в качестве источника БАД. Вместе с тем в доступной литературе нами не обнаружены сведения о химическом составе почек растений облепихи. В связи с этим цель нашей работы – изучение биологически активных веществ почек в сопоставлении с аналогичными данными по листьям облепихи. В качестве объекта исследования были взяты почки и листья мужских растений облепихи крушиновидной (Hippophaë rhamnoides L.), собранных в сентябре 2008 г. в естественных зарослях в окрестностях Бийска. Экспериментальная часть Исследование каротиноидов и хлорофилла. Определение содержания каротиноидов и хлорофилла проводили из 100%-ного ацетонового экстракта, получаемого следующим образом. Навеску сырья (листья или почки) взвешивали на аналитических весах с точностью до 0,0002 г. Затем навеску помещали в коническую колбу и заливали 20-кратным объемом ацетона квалификации х.ч. Cодержимое колбы перемешивали в течение 1 ч. Ацетоновый экстракт декантировали, фильтровали в мерную колбу, а навеску вновь заливали 10-кратным объемом ацетона и перемешивали на магнитной мешалке в течение 15 мин. Процедуру повторяли еще раз. Объединенный фильтрат доводили до метки ацетоном. Спектр поглощения регистрировали в диапазоне от 200 до 800 нм на спектрофотометре Shumadzu UV 2401 РС. Расчет содержания проводили по А.А. Шлыку [2]. Хлорофиллы. Полученные данные по содержанию хлорофиллов представлены в таблице 1. Результаты показывают, что максимальное содержание хлорофиллов отмечается в листьях женских растений, а в листьях мужских растений значительно больше, чем в почках, что согласуются с более ранними исследованиями. Так, по данным М.А. Коровиной [3] отмечено, что женские растения накапливают больше хлорофиллов на 7–14%. Значительно меньшее содержание хлорофиллов обнаружено в сырье промышленной заготовки, что объясняется довольно жесткими условиями сушки и наличием примеси плодов и неодресневевших побегов [1, с. 246]. * Автор, с которым следует вести переписку. О.М. МЕЛЬНИКОВ, А.Л. ВЕРЕЩАГИН, Ю.А. КОШЕЛЕВ 114 Определение содержания каротиноидов. Качественный состав каротиноидов листьев бурятской облепихи, по данным Д.Ц. Цыбиковой, Д.Б. Распутиной [5], представлен β-каротином, неоксантином, виолаксантином, лютеином и, предположительно, фитофлюином. В работе Г.М. Скуридина [4] отмечается более высокое содержание каротиноидов в листьях растений с темноокрашенными плодами по сравнению с этим показателем для растений, имеющих слабоокрашенные плоды, что, по мнению автора, свидетельствует о возможной положительной связи между содержанием каротиноидов в листьях и плодах облепихи. При хранении сырья наблюдали некоторое снижение содержания каротиноидов, но в меньшей степени, чем хлорофиллов [1, с. 247]. Экспериментальные данные по содержанию каротиноидов в листьях, и почках мужских растений облепихи представлены в таблице 2. Из них следует, что и листья и почки мужских растений уступают по содержанию каротиноидов листьям женских растений, но требуется проверка на сезонную, сортовую и гендерную изменчивость содержания хлорофилла и каротиноидов в листьях и почках облепихи. Таким образом, на основании полученных результатов можно предположить, что листья и почки мужских растений облепихи содержат меньше хлорофиллов и каротиноидов по сравнению с листьями женских растений. Определение состава токоферолов. Токоферолы в сырье определяли без предварительного омыления. Отобранный из объединенного гексанового фильтрата (гексановая экстракция осуществлялась аналогично ацетоновой) объем ратвора упаривали на роторном испарителе. Остаток растворяли в н-пропаноле (растворение было неполным), фильтровали через фильтр «синяя лента» и хроматографировали. Условия проведения анализа: хроматографическая система – «Милихром А-02»; колонка – ProntoSIL-120-5-C18 AQ; элюент – этанол – вода (9 : 1). Длина волны спектрофотометра – 292 нм. Идентификацию и количественный расчет проводили путем сравнения времен удерживания и построения абсолютной калибровки соответствующих стандартных растворов α, β, γ-токоферолов. Экспериментальные данные по составу токоферолов в листьях и почках мужских растений облепихи показаны в таблице 3. К сожалению, в доступной литературе нам не удалось выявить состав токоферолов в масле из листьев облепихи, что не позволяет провести сравнение полученных результатов с известными, что важно в связи с их разной биологической активностью. В таблице 1 для сравнения приводится содержание токоферолов в экстракционном масле мякоти плодов, что хорошо согласуется с данными В.А. Саленко [7] и значительно отличается от данных А.А. Лобановой [8]. Возможно, это объясняется различием аналитических методик определения токоферолов. Таблица 1. Содержание хлорофиллов в листьях и почках облепихи Часть растения Листья Содержание хлорофиллов, мг% 560–760 583–717 520–660 440–530 160–190 173 Почки мужских растений 37 Примечание Район произрастания Источник период массового сбора плодов в листьях женских растений отбор 3.09.2008 отбор 18.09.2008 сырье промышленной заготовки отбор 15.09.2008 в листьях мужских растений отбор 15.09.2008 Катунская популяция Новосибирская область Алтайский край [3] [4] [1] Алтайский край полученные нами данные полученные нами данные Алтайский край Таблица 2. Содержание каротиноидов в листьях и почках облепихи Часть растения Листья Почки мужских растений Содержание каротиноидов, мг% 52–127 0,5–2,3 55–85 50–60 35,4 12,1 Примечание Район произрастания Источник в листьях женских и мужских особей на сырой вес Новосибирская область Азербайджан [4] [6] Алтайский край [1] в сырье промышленной заготовки отбор 15.09.2008 в листьях мужских растений отбор 15.09.2008 Алтайский край Алтайский край полученные нами данные полученные нами данные ИССЛЕДОВАНИЕ БИОЛОГИЧЕСКИ АКТИВНЫХ СОЕДИНЕНИЙ ПОЧЕК … 115 Таблица 3. Состав и содержание токоферолов в почках и листьях дикорастущих мужских растений облепихи Образец Масло из листьев женских растений Масло из листьев мужских растений Масло из почек мужских растений Экстракционное масло мякоти плодов облепихи Фармакопейное облепиховое масло Состав и содержание токоферолов, мг% 1137 235 96,3 γ-токоферол 28,97 α-токоферол 1103 γ-токоферол 16,34 α-токоферол 716 68–174 136–280 200–260 320–520 190–240 Район произрастания Новосибирская область Алтайский край Азербайджан Алтайский край Алтайский край Азербайджан Алтайский край Западный Памир Алтайский край Алтайский край Источник [7] [8] [9] полученные нами данные полученные нами данные [6] [10] [11] [1] [1] Необходимо отметить, что в масле из листьев и из почек преобладает наиболее активная форма токоферола – альфа. Содержание β-токоферола, чья активность в 3,3 меньше (по сравнению с α-формой), в обоих объектах исследования представлено следовыми количествами. γ-токоферол обнаружен в небольших количествах и хотя его биологическая активность значительно ниже α-формы (порядка 8%), он, являясь активным антиоксидантом, защищает от окисления каротин, витамины А и K, ненасыщенные жирные кислоты. Из представленных данных следует, что почки и листья мужских дикорастущих растений облепихи преимущественно содержат биологически активный α-токоферол. Исследование состава жирных кислот. Для исследования был использован гексановый экстракт, который упаривали в вакуумном роторном испарителе. Полученные липидные фракции составляли для листьев и почек в среднем 7 и 5% соответственно, в пересчете на воздушно-сухие листья и почки. Получение метиловых эфиров жирных кислот проводили этерификацией с предварительной стадией омыления в соответствии с ГОСТ Р 51486-99 [12], неомыляемые компоненты составляли в среднем 5 и 3% для масла, полученного из листьев и почек соответственно. Анализ метиловых эфиров жирных кислот липидной фракции листьев или почек проводили на газовом хроматографе «Кристалл люкс 4000» в соответствии с ГОСТ Р 51483-99 [13] при следующих условиях: детектор – ПИД; колонка – FFAP 50 м; газ-носитель – гелий. Результаты исследований представлены в таблице 4, где они сравниваются с данными Т.П. Кукиной, В.А. Ралдугина [14] и А.А. Лобановой с соавторами [8] для листьев женских растений облепихи. К сожалению, работа Т.П. Кукиной и В.А. Ралдугина [14] не содержит сведений о гендерной принадлежности сырья. Для рассматриваемых образцов жирнокислотный состав существенно различается. Так, почки мужских растений по сравнению с листьями наиболее обогащены полиненасыщенными жирными кислотами – примерно на 26%, почти в два раза меньше насыщенных кислот и в полтора раза – мононенасыщенных. Исходя из полученных данных можно предположить, что состав жирных кислот почек ближе всего к составу жирных кислот семян облепихи [1, с. 89]. Таблица 4. Состав жирных кислот гексанового экстракта почек и листьев мужских растений облепихи Наименование кислоты Сумма насыщенных жирных кислот Миристиновая С14:0 Пальмитиновая С16:0 Стеариновая С18:0 Арахиновая С20:0 Бегеновая С22:0 Лигноцериновая С24:0 Сумма мононенасыщенных жирных кислот Пальмитолеиновая С16:1 Олеиновая С18:1 Сумма полиненасыщенных жирных кислот Линолевая С18:2 Линоленовая С18:3 Неидентифицированные компоненты листья [14] 42,1 3,4 23,1 3,6 3,2 8,0 0,8 12,6 4,9 7,7 45,3 10,4 34,9 – Массовая доля, % листья женских листья мужских растений [8] растений – 32,35 0,7 3,93 16,8 19,9 4,3 3,2 – 1,52 – 2,8 – 1,0 40,8 9,8 17,7 2,1 23,1 7,7 37,3 47,45 29,5 10,83 7,8 36,62 0,1 10,40 почки мужских растений 21,12 0,75 6,0 3,3 2,68 6,89 1,5 7,82 0,12 7,7 59,57 21,06 38,51 11,49 О.М. МЕЛЬНИКОВ, А.Л. ВЕРЕЩАГИН, Ю.А. КОШЕЛЕВ 116 Кроме того, нами предположительно обнаружены в почках облепихи эйкозадиеновая С 20:2 – 0,8%, лигноцериновая С24:0 – 1,5 %, вакценовая C18:1 – 1,94% кислоты. Данные по этим кислотам получены с помощью методики математической обработки, описанной в ГОСТ 51483-99, и нуждаются в дальнейшем подтверждении с помощью стандартов этих веществ. Отметим, что такие же кислоты масс-спектрометрией пирролидиновых производных обнаружены в диффузионном облепиховом масле из мякоти плодов [15]. Обсуждение результатов Установлено различие в химическом составе листьев мужских и женских растений облепихи и почек мужских растений. По увеличению массовой доли изученных биологически активных соединений объекты располагаются следующим образом: Хлорофилл – почки < листья мужских растений < листья женских растений. Каротиноиды – почки < листья мужских растений < листья женских растений. Токоферолы – почки < листья мужских растений < листья женских растений. Полиненасыщенные жирные кислоты – листья женских растений < листья мужских растений < почки. Необходимо отметить также, что полученные результаты требуют дополнительной проверки на сезонную, сортовую и гендерную изменчивость. Выводы Таким образом, почки и листья мужских растений дикорастущей облепихи можно рассматривать как перспективный источник полиненасыщенных жирных кислот. Авторы выражают благодарность Л.Д. Агеевой за полезные замечания. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. Кошелев Ю.А., Агеева Л.Д. Облепиха: монография. Бийск, 2004. 320 с. Шлык А.А. Определение хлорофилла и каротиноидов в экстрактах зеленых листьев // Биохимические методы в физиологии растений / под ред. О.А. Павлиновой. М., 1971. С. 154–170. Коровина М.А., Елисеева И.П. Содержание и состояние хлорофилла в листьях облепихи крушиновидной в связи с полом растений // Биологические аспекты интродукции, селекции, агротехники облепихи. Горький, 1985. С. 85–98. Скуридин Г.М. Взаимосвязь некоторых показателей химического состава у облепихи // Новое в биологии, химии и фармакологии облепихи. Новосибирск, 1991. C. 70–73. Цыбикова Д.Ц., Распутина Д.Б. Каротиноиды листьев облепихи // Биохимические и технологические процессы в пищевой промышленности. Улан-Удэ, 1978. C. 519–520. Мамедов С.Ш. Биологические особенности и фитохимическое исследование облепихи крушиновидной Малого Кавказа (в пределах Азербайджанской ССР): автореф. дис. … канд. биол. наук. Баку,1984. 25 с. Саленко В.Л., Ралдугин В.А., Пентегова В.А. Основные компоненты неомыляемой части экстракта жома плодов облепихи // Биология, химия и фармакология облепихи. Новосибирск, 1983. С. 42–46. Лобанова А.А., Дадочкин В.М., Виноградов А.К., Першин Н.С. Масло из листьев Hippophae rhamnoides // Растительные ресурсы. 1992. Т. 28. Вып. 4. С. 49–52. Асланов С.М. Химический состав плодов облепихи крушиновидной, выращиваемой на Апшероне // Растительные ресурсы 1982. Т. XVIII. Вып. 1. С. 73–76. Лоскутова Г.А. Химический состав плодов облепихи культурных сортов и создание безотходной технологии ее переработки: автореферат дис. … канд. техн. наук. М., 1988. 21 с. Жмырко Т.Г., Гигиенова Э.И., Умаров А.У. Витамины масел плодов Hippophae rhamnoides // Химия природных соединений. 1978. №3. С. 313–317. ГОСТ Р 51486-99. Масла растительные и жиры животные. Получение метиловых эфиров жирных кислот. 01.01.2001. ГОСТ Р 51483-99. Масла растительные и жиры животные. Определение методом газовой хроматографии массовой доли метиловых эфиров индивидуальных жирных кислот к их сумме. 01.01.2001. Кукина Т.П., Ралдугин В.А. Нейтральные и кислые компоненты экстрактов листьев облепихи // Новое в биологии, химии и фармакологии облепихи. Новосибирск, 1991. С. 94–98. Цыбикова Д.Ц., Болотова М.Н., Байков В.Г., Даржапова Г.Ж. К исследованию жирнокислотного состава облепихи крушиновидной // Биология, химия, интродукция и селекция облепихи. Горький, 1986. С. 131–132. Поступило в редакцию 13 марта 2009 г. После переработки 23 марта 2010 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 117–121. УДК 615.32:547.972+543.544 НОВЫЕ ПОДХОДЫ К СТАНДАРТИЗАЦИИ СЫРЬЯ ЭРВЫ ШЕРСТИСТОЙ © А.В. Куркина*, А.А. Осипова Самарский государственный медицинский университет,ул. Чапаевская, 89; Самара 443099 (Россия) e-mail: [email protected] Разработана методика количественного определения суммы флавоноидов в траве эрвы шерстистой (Aerva lanata L.), заключающаяся в использовании дифференциальной спектрофотометрии (аналитическая длина волны 407 нм). Обоснована целесообразность использования в методике анализа Государственного стандартного образца рутина. Содержание суммы флавоноидов в образцах травы эрвы шерстистой варьирует в пределах от 0,51 до 1,05%. Ключевые слова: эрва шерстистая (Aerva lanata L.), флавоноиды, тилирозид, нарциссин, рутин. Введение Эрва шерстистая (Aerva lanata L.) – двулетнее или однолетнее (в культуре) травянистое растение семейства Амарантовых (Amaranthaceae). Распространена в странах Юго-Восточной Азии (Индия, Цейлон и др.) [1, 2]. Интродуцирована в 1977 г. в зоне влажных субтропиков Грузии из семян цейлонского происхождения. Имеется положительный опыт культивирования данного растения в Грузии (г. Кобулети), Российской Федерации (Краснодарский край, Самарская область) [1, 2]. В качестве лекарственного сырья используют надземную часть растения, в которой допускается наличие 10% корней в соответствии с требованиями, регламентируемыми ФС 42-3635-98 [3]. Сырье содержит флавоноиды (около 1,0–1,5%), среди которых основными являются ацилированные производные кемпферола – тилирозид и кумароилтилирозид [1, 2, 4]. В траве эрвы шерстистой содержатся также гликозиды изорамнетина – эрвитрин и нарциссин [1, 5]. Среди сопутствующих веществ интерес представляют алкалоиды группы кантин-6-она (эрвозид, эрвин, метилэрвин) и β-карболина – β-карболин-1-пропионовая кислота и эрволанин, содержащиеся в минорных количествах в траве [6–8]. К сопутствующим веществам относятся также фенольные кислоты (сиреневая, ванилиновая), ферулоиламиды (ферулоилтирамин, ферулоилгомованилиламин) [9]. Применяют в виде настоя в качестве эффективного диуретического, гипоазотемического и солевыводящего средства при пиелонефритах, циститах, уретритах, мочекаменной болезни, нарушения солевого обмена (подагра, спондилоз). Присутствие в сырье значительного количества нитрата калия позволяет отнести это средство к ценным калийсбрегающим диуретикам, в 3-4 раза превышающим эффект почечного чая. Качество сырья регламентируется ФС 42-3635-98 [3]. В разделе «Качественные реакции» предусмотрено определение флавоноидов (от 3 до 5 пятен оранжевого цвета в интервале величин Rf 0,2–0,9) методом ТСХ. В методике количественного определения суммы флавоноидов в пересчете на тилирозид должно быть не менее 0,5% [3]. Сущность количественного определения флавоноидов заключается в первоначальной очистке навески сырья от сопутствующих липофильных веществ в аппарате Сокслета длительной экстракцией хлороформом, последующем извлечении анализируемых веществ 60%-ным этиловым спиртом и определении спектрофотометрическим методом оптической плотности при длине волны 316 нм испытуемого раствора. Определяют процентное содержание суммы флавоноидов в пересчете на тилирозид. На наш взгляд, количественное определение по фармакопейной методике достаточно трудоемко. Цель настоящего исследования – разработка методики количественного определения суммы флавоноидов в траве эрвы шерстистой с использованием дифференциальной спектрофотометрии. * Автор, с которым следует вести переписку. А.В. КУРКИНА, А.А. ОСИПОВА 118 Экспериментальная часть Объектом исследования служили промышленные образцы травы эрвы шерстистой (ЗАО «Красногорсклексредства», ОАО «Рослекраспром», ЗАО «Фирма Здоровье», ЗАО «Фито-Эм»), реализуемые через аптечную сеть, а также образцы надземной части, культивируемые в Самарской области. С целью разработки методики нами были определены оптимальные условия экстракции травы эрвы шерстистой: экстрагент – 60%-ным этиловый спирт; соотношение сырье–экстрагент – 1 : 30; время экстракции на водяной бане при температуре 85–90 °С в течение 75 мин (табл. 1). В ходе разработки методики количественного определения суммы флавоноидов в траве эрвы шерстистой изучены УФ-спектры водно-спиртовых извлечений из данного сырья. Регистрацию спектров проводили с помощью спектрофотометра «Specord 40» (Analytik Jena). Методика количественного определения суммы флавоноидов в траве эрвы шерстистой. Аналитическую пробу сырья измельчали до размера частиц, проходящих сквозь сито с отверстиями диаметром 1 мм. Около 1 г измельченного сырья (точная навеска) помещали в колбу со шлифом вместимостью 50 мл, прибавляли 30 мл 60% этилового спирта. Колбу закрывали пробкой и взвешивали на тарирных весах с точностью до 0,01. Колбу присоединяли к обратному холодильнику и нагревали на кипящей водяной бане (умеренное кипение) в течение 75 мин. Затем колбу закрывали той же пробкой, снова взвешивали и восполняли недостающий экстрагент до первоначальной массы. Извлечение фильтровали через фильтр (красная полоса) и охлаждали в течение 30 мин (извлечение из травы). Испытуемый раствор готовили следующим образом: 1 мл полученного извлечения помещали в мерную колбу вместимостью 25 мл, прибавляли 2 мл 3% спиртового раствора алюминия хлорида и доводили объем раствора до метки 95%-ным этиловым спиртом (испытуемый раствор А). В качестве раствора сравнения использовали раствор, приготовленный при тех же условиях, но без добавления алюминия хлорида (раствор сравнения А). Измерение оптической плотности проводили на спектрофотометре при длине волны 407 нм. Параллельно измеряли оптическую плотность раствора ГСО рутина при длине волны 407 нм, приготовленного по аналогии с испытуемым раствором (см. примечание). Примечание: Приготовление раствора рутина – стандартного образца (ФС 42-2508-87). Около 0,02 (точная навеска) ГСО рутина помещают в мерную колбу вместимостью 50 мл, растворяют в 30 мл 70% этилового спирта при нагревании на водяной бане. После охлаждения содержимого колбы до комнатной температуры доводят объем раствора 70% этиловым спиртом до метки (раствор А рутина). 1 мл раствора А рутина помещают в мерную колбу на 25 мл, прибавляют 1 мл 3% спиртового раствора алюминия хлорида и доводят объем раствора 95% этиловым спиртом до метки (испытуемый раствор Б рутина). В качестве раствора сравнения используют раствор, который готовят следующим образом: 1 мл раствора А рутина помещают в мерную колбу на 25 мл и доводят объем раствора до метки 95%-ным этиловым спиртом (раствор сравнения Б рутина). Содержание суммы флавоноидов в пересчете на рутин и абсолютно сухое сырье в процентах (X) вычисляют по формуле: X A m0 30 1 25 100 100 , A0 m 50 1 25 (100 W ) где A – оптическая плотность испытуемого раствора; Ao – оптическая плотность раствора ГСО рутина; m – масса сырья, г; mо – масса ГСО рутина, г; W – потеря в массе при высушивании в процентах. Таблица 1. Зависимость полноты извлечения суммы флавоноидов из травы эрвы шерстистой от условий экстракции № п/п Концентрация экстрагента (этанол), % Соотношение сырье : экстрагент Время экстракции, мин 1 2 3 4 5 6 7 8 9 50 60 70 80 60 60 60 60 60 1:30 1:30 1:30 1:30 1:30 1:30 1:30 1:30 1:30 45 45 45 45 30 45 60 75 90 Содержание суммы флавоноидов в пересчете на рутин и абсолютно сухое сырье, в % 0,44+0,01 0,48+0,02 0,42+0,01 0,45+0,01 0,44+0,01 0,47+0,02 0,49+0,01 0,53+0,02 0,50+0,02 НОВЫЕ ПОДХОДЫ К СТАНДАРТИЗАЦИИ СЫРЬЯ … 119 Обсуждение результатов При разработке методики количественного определения суммы флавоноидов использовали реакцию комплексообразования с раствором алюминия хлорида для исключения вклада в значение оптической плотности других групп соединений. В этом случае наблюдается батохромный сдвиг длинноволновой полосы флавоноидов [10], который обнаруживается в УФ-спектре в виде максимума поглощения в области 407–410 нм (рис. 1), что находит подтверждение в условиях дифференциальной спектрофотометрии (рис. 2). Изучение УФ-спектров ГСО рутина показало, что раствор данного стандарта в присутствии алюминия хлорида имеет максимум поглощения при 412 нм, в том числе в дифференциальном варианте (рис. 3 и 4). Флавоноиды (гликозиды кемпферола и изорамнетина), содержащиеся в траве эрвы шерстистой, близки по своим спектральным характеристикам к таковым рутина, в том числе в условиях комплексообразования с AlCl3 [10]: максимум поглощения раствора нарциссина (3-О-рутинозид изорамнентина) в условиях дифференциальной спектрофотометрии находится при длине волны 407 нм. Следовательно, рутин, близкий по своим спектральным характеристикам к флавоноидам травы эрвы шерстистой, может быть использован в методике анализа в качестве ГСО. С использованием разработанной методики проанализирован ряд образцов сырья (табл. 2) и показано, что содержание суммы флавоноидов в траве эрвы шерстистой варьирует в пределах от 0,51 до 1,05%. На наш взгляд, это дает основание оставить в качестве нижнего предела показатель содержания суммы флавоноидов не менее 0,50%. Определение содержания флавоноидов с использованием фармакопейной методики показывает, что в этом случае имеет место некоторое завышение результатов анализа: 1,32% на фоне 1,02% (по разработанной методике). Подтверждением этого мнения служит то обстоятельство, что кривая поглощения раствора извлечения (рис. 5), полученного из сырья, очищенного в соответствии с фармакопейной методикой, практически не отличается от таковой исходного испытуемого раствора (рис. 1). На наш взгляд, разработанная методика имеет ряд преимуществ по сравнению с фармакопейной методикой: во-первых, она легко воспроизводима, поскольку не требуется очистка от сопутствующих веществ с помощью длительной экстракции, а во-вторых, дифференциальная спектрофотометрия позволяет минимизировать вклад сопутствующих веществ в оптическую плотность испытуемого раствора. Следовательно, внедрение данной методики, отвечающей параметрам валидации, позволит более объективно оценивать качество сырья эрвы шерстистой. Метрологические характеристики методики количественного определения флавоноидов в траве эрвы шерстистой методом дифференциальной спектрофотометрии представлены в таблице 3. Рис. 1. УФ-спектры растворов водно-спиртового извлечения из травы эрвы шерстистой: Обозначения: 1 – раствор извлечения из травы эрвы шерстистой; 2 – раствор извлечения из травы эрвы шерстистой с добавлением алюминия хлорида Рис. 2. УФ-спектр раствора водно-спиртового извлечения из травы эрвы шерстистой с добавлением хлорида алюминия (дифференциальный спектр) А.В. КУРКИНА, А.А. ОСИПОВА 120 Рис. 3. УФ-спектр спиртового раствора ГСО рутина. Обозначения: 1 – раствор ГСО рутина; 2 - раствор ГСО рутина с добавлением алюминия хлорида Рис. 4. УФ-спектр раствора ГСО рутина с добавлением хлорида алюминия (дифференциальный спектр) Рис. 5. УФ-спектр раствора водно-спиртового извлечения травы эрвы шерстистой (фармакопейный метод) Таблица 2. Содержание суммы флавоноидов в различных образцах травы эрвы шерстистой № п/п 1 2 3 4 5 6 7 Характеристика образца сырья ОАО «Красногорсклексредства», сырье измельченное (пачки) 30 г ОАО «Рослекраспром», сырье измельченное (пачки) 50 г ЗАО «Фито-Эм», сырье измельченное (пачки) 30 г ЗАО «Фирма Здоровье», сырье измельченное (пачки) 50 г Самарская область, Воскресенский дачный массив (2007 г.) Самарская область, Алексеевский дачный массив (2007 г.) Самарская область, Алексеевский дачный массив (2008 г.) Содержание суммы флавоноидов в пересчете на рутин и абсолютно сухое сырье, % 0,54+0,02 0,52+0,01 0,51+0,02 0,52+0,01 1,02+0,03 0,97+0,02 1,05+0,03 Таблица 3. Метрологические характеристики методики количественного определения содержания суммы флавоноидов в траве эрвы шерстистой f 10 X 0,53 S P, % t (P,f) 0,0103 95 2,26 X 0,023 E, % ±4,39 Результаты статистической обработки проведенных опытов свидетельствуют о том, что ошибка единичного определения суммы флавоноидов в траве эрвы шерстистой с доверительной вероятностью 95% составляет 4,39%. НОВЫЕ ПОДХОДЫ К СТАНДАРТИЗАЦИИ СЫРЬЯ … 121 Таким образом, разработанная методика количественного определения суммы флавоноидов в траве эрвы шерстистой с использованием метода дифференциальной спектрофотометрии позволит объективно оценивать качество данного сырья и препаратов на его основе. Выводы 1. Разработана методика количественного определения суммы флавоноидов в траве эрвы шерстистой с использованием метода дифференциальной спектрофотометрии (аналитическая длина волны 407 нм). На основе изучения спектральных характеристик флавоноидов извлечений из травы эрвы шерстистой обоснована целесообразность использования в методике анализа ГСО рутина. 2. Содержание суммы флавоноидов в образцах эрвы шерстистой варьирует в пределах от 0,51 до 1,05% (в пересчете на рутин). Ошибка единичного определения с доверительной вероятностью 95% составляет 4,39%. Список литературы Куркин В.А. Фармакогнозия: учебник для фармацевтических вузов (факультетов). 2-е изд. перераб. и доп. Самара, 2007. 1239 с. 2. Куркин В.А. Основы фитотерапии: учеб. пособие для студентов фармацевтических вузов. Самара, 2009. 963 с. 3. ФС 42-3635-98. Эрвы шерстистой трава. 4. Задорожный А.М., Запесочная Г.Г., Первых Л.Н. и др. Изучение травы Aerva lanata. I. О-ацилгликозиды флавоноидов // Химико-фармацевтический журнал. 1986. Т. 20. №7. С. 855–858. 5. Первых Л.Н., Карасартов Б.С., Запесочная Г.Г. Изучение травы Aerva lanata. IV. Гликозиды флавоноидов // Химия природных соединений. 1992. №5. С. 581–583. 6. Запесочная Г.Г., Куркин В.А., Первых Л.Н. Изучение травы Aerva lanata. III. Алкалоиды // Химия природных соединений. 1992. №3. С. 388–394. 7. Zapesochnaya G., Kurkin V., Okhanov V., Miroshnikov A. Canthin-6-one and -Carboline Alkaloids from Aerva lanata // Planta Medica. 1992. V. 58. N2. Pp. 192–195. 8. Запесочная Г.Г., Куркин В.А., Первых Л.Н., Оханов В.В., Мирошников А.И. К строению новых алкалоидов Aerva lanata // Химия природных соединений. 1991. №6. С. 821–824. 9. Запесочная Г.Г., Куркин В.А., Первых Л.Н. Изучение травы Aerva lanata. II. Ферулоиламиды // Химия природных соединений. 1990. №5. С. 694–695. 10. Mabry T.J., Markham K.R., Thomas M.B. The Systematic Identification of Flavonoids. Berlin; Heidelberg; New York, 1970. 354 с. 1. Поступило в редакцию 14 января 2010 г. После переработки 18 февраля 2010 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 123–126. УДК 582.573.81:581.134.6 ДИНАМИКА НАКОПЛЕНИЯ ЗАПАСНЫХ ВЕЩЕСТВ В КЛУБНЕЛУКОВИЦАХ CROCUS ALATAVICUS И GLADIOLUS HYBRIDUS © Т.А. Кукушкина, Л.Л. Седельникова* Центральный сибирский ботанический сад СО РАН, Золотодолинская, 101, Новосибирск, 630090 (Россия) e-mail: [email protected] Определен количественный состав запасных веществ у клубнелуковиц Crocus alatavicus и Gladiolus hybridus. Впервые в условиях лесостепной зоны Западной Сибири установлена динамика накопления сахаров, крахмала, сапонинов, аскорбиновой кислоты, пектинов, протопектинов, катехинов, дубильных веществ у клубнелуковиц данных таксонов. Ключевые слова: запасные вещества, клубнелуковица, крокус, гладиолус, Сибирь. Введение Природа растительного сырья видоизмененных метаморфизированных побегов у декоративных растений изучена недостаточно. В этой связи необходимо изыскание возможностей их выявления не только на родовом, но и видовом уровне. Одним из них служат запасные вещества, которые играют основную роль в сохранении и устойчивости побегов от неблагоприятных факторов среды. Это особая группа, оказывающая влияние на формирование генеративных и вегетативных органов, представляющая значение не только в накоплении и расходе составляющих элементов в процессе роста и развития растений, но и функции запаса, которая имеет отношение к сохранению и воспроизведению вегетативных органов. Разработка путей и возможностей адаптации растений при интродукции в лесостепную зону Западной Сибири особенно актуальна и связана с биохимическими процессами, в частности, накоплением запасных веществ у зимующих и не зимующих геофитов. Среди них представители клубнелуковичных растений из рода Crocus L. и Gladiolus L., имеющие значение в декоративном цветоводстве нашего региона. По данным [1] в роде Crocus L. отмечено содержание таких флавоноидов, как акацетин, трицин, кемпферол, кверцетин, мирицетин, кемпферол-3-рутинозидо-7-глюкозид, кемпферол-3-софорозид, изорамнетин-3,4 – диклюкозид, цианидин, пеонидин, дельфинидин, мальвидин. Издавна шафран используется как пищевое, красильное, лекарственное и декоративное растение [2]. Что касается рода Gladiolus L., то в нем обнаружены кверцетин, кемпферол, пеларгонидин-3-рутинозид, пеларгонидин – 3-софорозидо-5-глюкозид, пеонидин-3-рутинозидо-5-глюкозид, мальвидин [1, 3]. В клубнелуковицах гладиолуса гибридного выявлено наличие сапонинов, которые препятствуют росту злокачественной опухоли у животных, витамина С и каротина в листьях [4–7]. В народной медицине клубнелуковицы гладиолуса использовали против зубной боли, желудочных заболеваний. Однако литературных сведений по динамике накопления запасных веществ у клубнелуковиц данных таксонов нами не отмечено. Цель работы – сравнительное изучение компонентного состава запасных веществ у клубнелуковиц Crocus alatavicus и Gladiolus hybridus зимующих и не зимующих многолетников в условиях лесостепной зоны Западной Сибири. Экспериментальная часть В работе использованы клубнелуковицы не зимующего в открытом грунте гладиолуса гибридного (Gladiolus hybridus hort.) сорт «Светящийся» и зимующего – шафрана (крокуса) алатавского (Crocus alatavicus Regel et Semen.) из семейства Iridaceae Juss. Эндемичный вид крокус алатавский в природе произрастает в предгорьях Средней Азии: Джунгарском Алатау, Тянь-Шане, на горных лугах и предгорьях [8]. Исследова* Автор, с которым следует вести переписку. 124 Т.А. КУКУШКИНА, Л.Л. СЕДЕЛЬНИКОВА ния проводили в Центральном сибирском ботаническом саду (ЦСБС) СО РАН в течение 2007 г. с мая по октябрь. Опытные растения выращивали с 1984 г. на интродукционном участке лаборатории декоративных растений, расположенном в юго-восточном районе Приобья г. Новосибирска. Материал получен из отдела декоративных растений опытной станции ВИР (г. Пушкино, куратор к.б.н. Н.А. Петренко). Определяли количественный состав пектинов, протопектинов, катехинов, сахаров, крахмала, сапонинов, дубильных веществ и аскорбиновой кислоты в клубнелуковицах в течение вегетационного периода (май, июнь, июль, октябрь). Пробы для анализа (навеска 5–10 г) брали в соответствии с фенофазами развития растений (для крокуса алатавского вегетация и массовое цветение – 14.05, конец вегетации – 20.06, летний покой клубнелуковиц – 17.07, предзимье – 4.10; для гладиолуса гибридного эти же фенодаты соответствовали фенофазам – начало вегетации, бутонизации, цветения, конец вегетации, предзимье). Использовали свежесобранное сырье. Пектиновые вещества определяли карбазольным методом; сахара – по методу А.С. Швецова и Э.Х. Лукьяненко; катехины – спектрофотометрическим методом; крахмал – методом кислотного гидролиза; сапонины – весовым методом (сырой сапонин); дубильные вещества и кислотность – титрометрическим методом [9–13]. Все биохимические показатели, кроме аскорбиновой кислоты, рассчитаны на абсолютно сухую массу сырья. Определения проводили в трехкратной повторности. Поскольку нами определена динамика накопления состава восьми компонентов в клубнелуковицах обоих таксонов, остановимся на их содержании подробно. Сахара. Анализ показал, что самое высокое содержание сахара (9,9%) в клубнелуковицах крокуса алатавского отмечено в первой декаде мая, т.е. в период массового цветения. В период летнего относительного покоя (июнь–июль) содержание сахара в клубнелуковицах минимальное – 1,22%, к зиме (октябрь) оно повышалось и составляло 4,1%. В клубнелуковицах гладиолуса в мае, когда у главного побега сформированы 1–2 листа, было низкое содержание сахара – 7,1%. Постепенное повышение содержания сахара (8,2–8,7%) выявлено с июня. Максимальное значение сахара в клубнелуковицах гладиолуса наблюдали в октябре (12,4%), причем его содержание по сравнению с крокусом алатавским в три раза выше (рис. 1а). Крахмал. Содержание крахмала, как полимера глюкозы, состоящего из двух полисахаридов (линейного полисахарида амилозы и разветвленного – амилопектина, в клубнелуковицах крокуса алатавского в мае не установлено. К октябрю его накопление составило 17,8%. В клубнелуковицах гладиолуса выражено стабильное содержание крахмала в течение всего вегетационного периода, с его снижением от 3,0% в мае до 2% в октябре (рис. 1б). Сапонины. Сапонины – одна из наиболее перспективных фенольных групп у растений, относящаяся к ядовитым глюкозидам стероидного и нестероидного типа. Их количественный состав имел индивидуальные показатели. Так, в клубнелуковицах крокуса алатавского отмечено постепенное повышение сапонинов с 0,95 до 4,14% с мая по октябрь. У гладиолуса самое высокое содержание сапонинов наблюдали в мае – 14%, т.е. после зимнего хранения клубнелуковиц. С июня по октябрь содержание сапонинов в молодой (дочерней) клубнелуковице гладиолуса стабильное, от 6,38 до 6,76% (рис. 2). Аскорбиновая кислота. Установлено, что самое высокое содержание аскорбиновой кислоты в клубнелуковицах наблюдается в мае: у крокуса алатавского – 38,85 мг%, гладиолуса гибридного сорт «Светящийся» – 22,2 мг%. Далее в течение летнего относительного покоя, когда происходит интенсивное замещение материнской клубнелуковицы дочерней, у крокуса алатавского отмечено постепенное снижение аскорбиновой кислоты и в октябре ее в 2 раза меньше (17,24 мг%) в тканях клубнелуковицы, чем в мае. Однако же у гладиолуса наблюдали варьирование содержания аскорбиновой кислоты в летний период развития растений с 7,34 до 79,7 мг%. К осени в молодой клубнелуковице гладиолуса ее содержание соответствовало показаниям, полученным в материнской клубнелуковице весной, что отражено на рисунке 3а–б ряд 1. Катехины – самая восстановленная группа флавоноидов, обладающая широким спектром биологического действия. Наибольшее количество катехинов наблюдали в перезимовавших (материнских) клубнелуковицах гладиолуса гибридного в мае – 483,4 мг%, к октябрю их содержание снижается и составляет у молодой клубнелуковицы 30,29 мг%. У крокуса алатавского самое большое содержание катехинов обнаружено также в мае – 138,6 мг%, к октябрю оно снижается и составляет 18,54 мг% (рис. 3а–б, ряд 2). Пектины. Пектиновые вещества содержатся в растениях в форме водорастворимого пектина, кальциевых и магниевых солей пектиновой кислоты и протопектина, нерастворимого в воде производного пектиновых веществ. Анализ полученных данных показал, что содержание пектинов в клубнелуковицах незначительно. У крокуса алатавского пектины отмечены только в июне – 0,89%, у гладиолуса гибридного в мае и июне – 1,24 и 1,20%, соответственно. Протопектины. У крокуса алатавского весной наблюдали низкое содержание протопектинов (1,7%) в клубнелуковицах. В июле их содержание увеличивалось в 3 раза и составляло 5,18%, однако к октябрю ДИНАМИКА НАКОПЛЕНИЯ ЗАПАСНЫХ ВЕЩЕСТВ … 125 снижалось до 2,6%. У гладиолуса гибридного установлено постепенное снижение содержания протопектинов в клубнелуковицах от 4,97 до 1,57% с мая по октябрь (рис. 4а). Дубильные вещества. Дубильные вещества отмечены в мае только в клубнелуковицах гладиолуса гибридного – 3,36%. В молодой клубнелуковице их содержание было стабильное и составляло с июня по октябрь от 1,67 до 1,96%. В целом в период вегетационного развития с июня по октябрь происходит снижение содержания дубильных веществ у крокуса алатавского с 1,22 до 0,25% (рис. 4б). % 14 12 % 18 Ряд1 Ряд1 16 Ряд2 Ряд2 14 12 10 8 10 8 6 4 6 4 2 2 0 0 М ай Июнь Июль а) Октябрь Май Месяц Июнь Июль Октябрь Месяц б) Рис. 1. Содержание сахара (а) и крахмала (б) в клубнелуковицах крокуса (ряд 1) и гладиолуса (ряд 2) % 14 Ряд1 12 Ряд2 10 8 6 4 2 0 Май Июнь Июль Октябрь Месяц Рис. 2. Распределение сапонинов у крокуса (ряд 1), гладиолуса (ряд 2) мг% 140 мг% 500 450 400 350 300 250 200 150 100 50 0 Ряд1 120 Ряд2 100 80 60 40 20 0 Май Июнь Июль а) Октябрь Месяц Ряд1 Ряд2 Май Июнь Июль б) Октябрь Месяц Рис. 3. Распределение аскорбиновой кислоты (ряд 1) и катехинов (ряд 2) у крокуса (а) и гладиолуса (б) 6 % 5 Ряд1 % 3,5 Ряд1 Ряд2 3 Ряд2 2,5 4 2 3 1,5 2 1 0,5 1 0 Май 0 Май а) Июнь Июль Август б) Июнь Июль Октябрь Месяц Месяц Рис. 4. Сравнительные показатели содержания протопектинов (а) и дубильных веществ (б) у гладиолуса (ряд 1) и крокуса (ряд 2) Т.А. КУКУШКИНА, Л.Л. СЕДЕЛЬНИКОВА 126 Обсуждение результатов В связи с тем, что виды и сорта из родов Crocus и Gladiolus – многолетние поликарпики, следует уточнить, что одна из их биологических особенностей – клубнелуковицы ежегодно замещаются (возобновляются). Эти процессы интенсивно проходят в весенне-летне-осенние периоды. К осени (предзимье) у данных объектов исследования сформирована молодая (дочерняя) клубнелуковица, которая зимует при разных низких положительных температурах до начала весенней вегетации. Поэтому к весне эту дочернюю клубнелуковицу трактуют по общебиологическим понятиям как материнскую, которая перезимовала, имеет запас биологически активных веществ, способна к росту и воспроизводству вегетативных и генеративных органов. Таким образом, нами установлено, что у зимующего в открытом грунте в условиях лесостепной зоны Западной Сибири крокуса алатавского к предзимью содержание сахара в клубнелуковицах уменьшается в два раза по сравнению с весной, а крахмала увеличивается. У не зимующего в открытом грунте гладиолуса гибридного накопление сахара в клубнелуковицах происходит к осени, тогда как крахмала к их зимнему хранению в условиях низких положительных температур содержание незначительное. Очевидно, накопление и распределение крахмала в метаморфизированных органах играют существенную роль в зимостойкости клубнелуковичных растений. Поэтому высокое содержание крахмала в предзимье свидетельствует о более высокой морозостойкости клубнелуковиц крокуса алатавского и возможности их перезимовки в открытом грунте в суровых условиях Сибири. Высокое содержание сапонинов, аскорбиновой кислоты, дубильных веществ и катехинов у перезимовавших клубнелуковиц способствует устойчивости крокуса и гладиолуса к неблагоприятным факторам среды, а также к микрофлоре в период интенсивного роста и развития. Небольшое количество пектинов и протопектинов в течение всего вегетационного периода у крокуса алатавского и гладиолуса гибридного связано с процессами возобновления материнской клубнелуковицы на дочернюю. Выводы 1. Количественное содержание сахаров в клубнелуковицах Gladiolus hybridus, не зимующего в открытом грунте, в предзимье в 3 раза выше, а крахмала в 8 раз меньше по сравнению с их содержанием в клубнелуковицах Crocus alatavicus, зимующего в грунте. 2. У перезимовавших клубнелуковиц весеннего периода самое высокое содержание сапонинов, катехинов, дубильных веществ, аскорбиновой кислоты по сравнению с клубнелуковицами осеннего периода, что способствует устойчивости и воспроизводству данных таксонов в течение сезонного развития. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. Harborne J.B. Comparative Biochemistry of the flavonoids. London; New York, 1967. 1987 p. Атлас лекарственных растений СССР. М., 1962. 702 с. Bate-Smith E.C. The phenolic constituents of plants and their taxonomic significance // J. Linn. Soc. (Bot.). 1968. P. 1617. Непорожный Г.Д. Гладиолус. М., 1950. 163 с. Оллыкайнен А.М. Об индивидуальном развитии гладиолусов Карелии // Бюллетень Главного ботанического сада АН СССР. М., 1966. Вып. С. 42–45. Гершанович М.Л. Конференция по вопросам лекарственной терапии в онкологической клинике // Растительные ресурсы. Л., 1965. С. 606–607. Зоргевиц А.К. Гладиолусы. Рига, 1969. 89 с. Седельникова Л.Л. Биоморфология геофитов в Западной Сибири. Новосибирск, 2002. 307 с. Государственная фармакопея. М., 1968. 816 с. Методы биохимического исследования растений / под ред. А. Ермакова. Л., 1987. 430 с. Бородова В., Горенков Э., Клюева О., Малофеева Л., Мегердичев Е., Методические указания по химикотехнологическому сортоиспытанию овощных, плодовых и ягодных культур для консервной промышленности. М., 1993. С. 64–65. Киселева А., Волхонская Т., Киселев В. Биологически активные вещества лекарственных растений Южной Сибири. Новосибирск, 1991. 63 с. Кукушкина Т., Зыков А., Обухова Л. Манжетка обыкновенная (Alchmilla vulgaris L.) как источник лекарственных средств // Актуальные проблемы создания новых лекарственных препаратов природного происхождения. СПб., 2003. С. 64–69. Поступило в редакцию 12 января 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 127–129. УДК 633.8 ДИНАМИКА ИРИДОИДОВ КАЛИНЫ ОБЫКНОВЕННОЙ В ПРОЦЕССЕ ВЕГЕТАЦИИ © М.В. Момотова*, В.А. Иванов, Б.Д. Левин, Т.В. Борисова Сибирский государственный технологический университет, пр. Мира 82, Красноярск, 660049 (Россия) e-mail: [email protected] В ходе работы установлено, что надземная часть биомассы калины, произрастающей в Сибири, богата горькими гликозидами. Содержание их в листьях, коре и побегах при вегетации практически одинаково и постоянно во времени, что за небольшими отличиями характерно и для экстрактивных веществ. Отличительным признаком поведения контролируемых веществ в плодах является то, что с конца июня в процессе созревания ягод их накопление резко и значительно интенсифицируется. Полученные результаты подтверждают перспективность вовлечения экстрактов калины в хозяйственный оборот, а также необходимость дальнейшего изучения проблемы. Ключевые слова: калина обыкновенная (Viburnum Opulus L.), биомасса, кора, плоды, листья, неодревесневшие побеги, горькие гликозиды (иридоиды), экстрактивные вещества Введение Сибирь – один из регионов России, в котором широко распространена калина обыкновенная (Viburnum opulus), в биомассе которой присутствуют полифенолы, сахара, горькие гликозиды (иридоиды, горечи) органические кислоты, гликозиды, эфирные масла (семена), минеральные, пектиновые, дубильные и другие вещества [1]. Особый интерес вызывают иридоиды – группа веществ, применяющихся в качестве лекарственного средства, возбуждающего аппетит и улучшающего пищеварение. В этом отношении они сходны с пряностями, содержащими эфирные масла и оказывающими влияние на секрецию пищеварительных желез. Разница заключается в том, что горечи действуют медленно, но более устойчиво. Один из иридоидов – вибурнин, являющийся препаратом сердечно-сосудистой и спазмолитической группы природного происхождения, оказывает кровеостанавливающее, антисептическое, тонизирующее действие на организм человека, а также повышает тонус мускулатуры матки и предупреждает появление варикозного расширения вен [2]. Калина обыкновенная вызывает большой интерес для изучения, так как сведения о наличии вибурнина в биомассе других пород растительного сырья в научной литературе отсутствуют. В то же время имеются отрывочные сообщения о том, что данный иридоид обнаружен не только в коре, но и в плодах и листьях Viburnum opulus. Также нет надежных результатов исследований о химическом составе биомассы сибирской калины [3, 4]. Цель работы – исследование распределения иридоидов и экстрактивных веществ в биомассе калины обыкновенной сибирского региона и изучение их динамики при вегетации. Для проведения экспериментальных работ использовались плоды, кора, листья и неодревесневшие побеги деревьев Емельяновского района Красноярского края. Экспериментальная часть Изучение поставленной задачи проводилось в течение двух лет (2007 и 2008 гг.). В 2007 (сентябрь) г. определялось содержание иридоидов в коре, листьях и плодах, а в 2008 г. в период с 28 апреля по 15 сентября * Автор, с которым следует вести переписку. М.В. МОМОТОВА, В.А. ИВАНОВ, Б.Д. ЛЕВИН, Т.В. БОРИСОВА 128 в пробах, отбираемых с интервалом 1 раз в 2 недели, устанавливалось содержание иридоидов И (% от а.с.с.) и экстрактивных веществ ЭВ (% от а.с.с.). Параллельно регистрировались температура t, °C и относительная влажность φ % воздуха. Количественное определение иридоидов и экстрактивных веществ проводилось по общепринятым методикам [5, 6]. На основе полученных результатов строились графические зависимости И = f(), ЭВ = f(), t = f() и φ = f(), где – время, прошедшее от начала вегетации до момента отбора образца, которые использовались для анализа протекающих процессов и установления закономерностей роста. Обсуждение результатов На рисунке 1 приведено содержание иридоидов в биомассе калины в сентябре 2007 и 2008 гг. Видно, что иридоиды распределяются по всей биомассе, но при этом количественное их содержание неодинаково. Так, в 2007 г. наибольшее значение этого показателя у коры, здесь иридоидов 3,08% , что в 1,5 и 3,5 раза больше, чем в плодах и листьях соответственно. В ягодах горьких гликозидов больше, чем в листьях, на 43%. Что же касается 2008 г., то здесь содержание иридоидов в листьях и плодах, в сравнении с 2007 г., увеличилось в 2,07 и 1,86 раза соответственно. В коре же этот показатель снизился почти в 2 раза и составил всего 1,67%. И это самое минимальное значение, оно меньше, чем в листьях – в 1,1 раза и чем в плодах в 2,9 раза. Таким образом, распределение горьких гликозидов по объему биомассы непостоянно и изменяется из года в год. Возможно, что полученная картина распределения иридоидов может быть следствием погодных условий. Динамика иридоидов и экстрактивных веществ представлена на рисунках 2 и 3. Анализ графических зависимостей позволяет заключить, что содержание иридоидов в коре, листьях и неодревесневших побегах (НОП) на протяжении всего периода с небольшими отклонениями сохраняется постоянным и равным 1,5%. Что же касается плодов, то спустя 2,5 месяца от начала вегетации имел место резкий рост И, продолжавшийся 1,5 месяца, в результате чего их содержание изменилось от 1,3 до 7,4%, т.е. в 4,5 раза. Затем оно уменьшилось почти в 2 раза и достигло к концу сентября 3,8%. К тому же в период с 19 августа по 1 сентября имел место кратковременный спад. Аналогичные изменения, хотя и в меньшей степени, произошли также в коре и листьях. Как видно при анализе зависимостей ЭВ= f(), приведенных на рисунке 3, содержание ЭВ в коре, листьях и НОП при вегетации практически постоянно во времени, однако в листьях экстрактивных веществ 31,1%, что в 2 раза больше, чем в коре и НОП, где их 15,3%. В плодах содержание ЭВ в период с 9 июня по 4 августа возрастает до 57,0%, затем снижается до 24,1%, и следом имеет место повторный рост ЭВ до 66,0%. Таким образом, изменение И и ЭВ на этом этапе носит идентичный характер. Наблюдаемый кратковременный спад иридоидов и экстрактивных веществ не мог быть вызван изменением температуры окружающей среды, которая в этот период незначительно плавно снижалась (рис. 4), однако считать, что он является ошибкой эксперимента, не представляется возможным. 4,5 3,83 4 И, % от а. с. с. 3,5 3,08 3 2007 2,5 2 1,82 1,67 2,05 2008 1,5 0,88 1 0,5 0 кора листья плоды Рис. 1. Содержание иридоидов в плодах, коре и листьях калины обыкновенной Рис. 2. Динамика содержания иридоидов (И) в надземной части биомассы калины обыкновенной в процессе вегетации ДИНАМИКА ИРИДОИДОВ КАЛИНЫ ОБЫКНОВЕННОЙ … 129 33 100 90 28 80 70 23 50 W, % t, С 60 18 40 13 30 20 8 10 день Полиномиальный (день) Рис. 3. Динамика содержания экстрактивных веществ (ЭВ) в надземной части биомассы калины обыкновенной в процессе вегетации дата ночь Полиномиальный (ночь) 16.9 14.9 12.9 8.9 10.9 6.9 4.9 2.9 31.8 29.8 27.8 25.8 23.8 21.8 19.8 17.8 15.8 13.8 9.8 11.8 7.8 5.8 3.8 0 1.8 3 Влажность Полиномиальный (Влажность) Рис. 4. Изменение температуры и влажности воздуха в период вегетации Выводы Материал проведенного исследования служит основанием для ряда выводов. Так, установлено, что надземная часть биомассы калины, произрастающей в Сибири, богата горькими гликозидами. Содержание их в листьях, коре и побегах при вегетации практически одинаково и постоянно во времени, что, за небольшими отличиями, характерно и для экстрактивных веществ. Отличительным признаком поведения контролируемых веществ в плодах является то, что с конца июня в процессе созревания ягод их накопление резко и значительно интенсифицируется. Для получения более точной картины движения иридоидов и экстрактивных веществ во времени необходимо учесть максимально возможное число внешних факторов. Результаты исследования могут быть использованы для определения оптимальных сроков заготовки сырья, методов и технологий извлечения БАВ для последующего применения в различных сферах. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. Государственная фармакопея СССР. 11-е изд., М., 1990. №2. Муравьева Д.А. Фармакогнозия: учебник. 3-е изд., перераб. и доп. М., 1991. 560 с. Петрова В.П. Дикорастущие плоды и ягоды. М., 1987. 274 с. Глебова Е.И., Даньков В.В. Ягодный сад. Л., 1990. 206 с. Федосеева Л.В., Попов Д.М. Количественное определение иридоидов в коре пустырника // Фармация. 1997. №4. С. 18–21. Ладыгина Е.Я., Сафонович Л.Н., Отряшенкова В.Э. и др. Химический анализ лекарственных растений. М., 1983. 176 с. Поступило в редакцию 13 марта 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 131–133. УДК 557.1 ХИМИЧЕСКИЙ СОСТАВ ЭФИРНОГО МАСЛА ARTEMISIA GMELINII WEB. ET STECHM, ПРОИЗРАСТАЮЩЕЙ В ЦЕНТРАЛЬНОЙ АЗИИ © С.В. Жигжитжаповa1*, Т.Э. Соктоева1, Л.Д. Раднаева2 Бурятский государственный университет, ул. Смолина, 24а, Улан-Удэ, 670000 (Россия) e -mail: [email protected] 2 Байкальский институт природопользования Сибирского отделения РАН, ул. Сахьяновой, 8, Улан-Удэ, 670047 (Россия) e-mail: [email protected] 1 Впервые приводятся данные по химическому составу эфирного масла Artemisia gmelinii Web. et Stechm., произрастающей в Центральной Азии. Методом хромато-масс-спектрометрии обнаружено свыше 70 компонентов, из них идентифицировано 60. Основными составляющими эфирного масла являются 1,8-цинеол (21–40%), камфора (10–31%), борнеол (4–17%), терпинеол-4 (4–8%). Ключевые слова: эфирное масло, Artemisia gmelinii Web. et Stechm., хромато-масс-спектрометрия. Введение Artemisia gmelinii Web. et Stechm. – крупный полукустарник с толстым одревесневающим корнем. Растет по скалам, крутым каменистым склонам, в степях, зарослях степных кустарников, на лесных лугах и на полянах в изреженных лиственных и смешанных лесах [1–3]. Полынь Гмелина популярна в народной и традиционной медицине при лечении широкого спектра заболеваний [4–6]. Масло может найти применение в парфюмерии, мыловарении, трава – в винном и ликерном производстве [7]. В литературе имеются данные по химическому составу эфирного масла полыни Гмелина, собранной в некоторых регионах Сибири [8] и Монголии [9]. М.А. Ханина и др. среди исследованных образцов, собранных на Алтае, в Красноярском крае и Томской области, выделили два хемотипа [8]. К первому они отнесли образец с большим количеством хризантилацетата (73%) от цельного масла, ко второму – образцы со следующими константными компонентами: п-цимол (0,6–4%), 1,8-цинеол (4–32%), γ-терпинен (0,2–1,2%), камфора (13– 40%), изоборнеол (0,2–0,6%), пинокарвон (0,2–0,6%), борнеол (12–24%), терпинеол-4 (1,8–4,5%), α-терпинеол (1,0–1,7%), борнилацетат (0,5–3,5%), спатчуленол (0,5–1,9%) и окись кариофиллена (0,2–2,5%) [8]. В настоящей работе приводятся данные по химическому составу эфирного масла Artemisia gmelinii Web. et Stechm., произрастающей в Центральной Азии. Экспериментальная часть Материал для анализа был собран во второй и третьей декадах июля и в первой декаде августа 2007– 2008 гг., в фазу цветения в Бурятии (Селенгинский район), Иркутской области (п. Култук, о. Ольхон, Приморский хребет) и в Монголии (Булганский аймак),. Эфирное масло получали из надземной части растения перегонкой с водяным паром из воздушно-сухой массы, в год сбора сырья [10]. Данные по выходу эфирного масла, характеристикам места и времени сбора представлены в таблице 1. Наибольший выход эфирного масла в образце, собранном в Монголии (0,37%). Эфирное масло исследовали методом хромато-масс-спектрометрии на газовом хроматографе Agilent Packard HP 6890 так, как описано в [11]. Качественно компоненты эфирных масел определяли, сравнивая индексы удерживания и полные масс-спектры с данными [12, 13]. Результаты анализа приведены в таблице 2. * Автор, с которым следует вести переписку. С.В. ЖИГЖИТЖАПОВA, Т.Э. СОКТОЕВА, Л.Д. РАДНАЕВА 132 Таблица 1. Выход эфирного масла Artemisia gmelinii Web. et Stechm. в разных местах сбора Место сбора сырья Республика Бурятия, Селенгинский район Иркутская область, п. Култук Иркутская область., о. Ольхон Иркутская область, Приморский хребет Монголия, Булганский аймак Координаты места сбора N50°53'21'' E106012'70'' N51°50'01'' E103040'02'' N53°14'20'' E107030'42'' N53°08'00'' Е106052'33'' N49°40'04'' E 104032'36'' Время сбора 30.07.07 28.07.08. 26.07.08. 26.07.08 13.08.08 Выход масла, в % 0,19 0,26 0,35 0,29 0,37 о. Ольхон Приморский хребет Селенгинский район трициклен 0,2 борнилацетат α-пинен 0,4 0,7 0,1 0,4 0,4 транс-сабинилацетат камфен 1,7 1,2 0,6 2,4 силфиперфол-5-ен сабинен 0,3 мирценилацетат 1-октен-3-ол 0,6 0,6 0,3 0,6 0,5 α-гуайен вербенол 0,3 α-терпенилацетат β-фелландрен 0,3 α-копаен β-пинен 0,4 0,4 0,2 0,7 0,4 даванофуран (изомер) β-мирцен 0,6 0,4 даванофуран (изомер) α-фелландрен 0,3 цис-трео-даванофуран α-терпинен 0,8 0,8 0,7 1,5 1,1 кариофиллен п-цимол 1,2 2,0 1,1 3,3 3,3 гумулен 1,8-цинеол 21,5 25,4 20,3 36,5 40,3 β-фарнезен (Е) γ-терпинен 1,4 1,5 1,4 2,6 гермакрен Д транс-сабиненгидрат 0,8 0,7 0,4 аr-куркумен терпинолен 0,3 0,3 0,3 0,6 0,4 β-селинен транс-хризантенол 5,1 α-зингибирен цис-сабиненгидрат 1,2 1,1 0,7 0,8 бициклогермакрен линалоол 0,4 β-бисаболен β-туйон 0,5 α-пресифиперфолан-9-ол п-цис-мент-2-ен-1-ол 0,4 0,5 0,5 0,6 δ-кадинен цис-сабинол 7,9 γ-элемен камфора 31,0 10,0 11,3 21,4 25,2 неролидол (Е) изоборнеол 1,0 0,8 0,7 0,5 спатчуленол пинокарвон 1,2 0,8 0,4 1,0 0,5 окись кариофиллена борнеол 17,6 4,5 6,5 9,6 8,0 кадина-4,10(15)-диен-9β-ол терпинеол-4 4,7 5,2 5,6 7,7 4,5 дигидрометилэвгенол α-терпинеол 1,9 1,6 1,8 1,7 0,6 копаборнеол мирценол 14,8 эпоксид гумулена-6,7 цис-пиперитол 0,3 транс-1,4-кадинадиен даванон 0,5 0,6 п-ментен-1 пиперитон 0,4 * Компоненты приведены в порядке увеличения времени удерживания. Монголия Названия компонентов* о. Култук Селенгинский район Приморский хребет о. Ольхон Булганский район Названия компонентов* п. Култук Таблица 2. Содержание компонентов эфирного масла полыни Гмелина Artemisia gmelinii Web. et Stechm., произрастающей в Бурятии, Иркутской области и Монголии 2,5 0,6 1,2 0,8 1,8 0,9 0,4 0,9 0,3 0,5 1,4 1,7 1,3 0,4 0,3 6,3 3,0 1,1 0,9 1,1 0,4 0,3 0,5 5,8 0,7 0,3 0,2 1,7 2,9 1,0 1,8 0,6 1,1 0,6 4,8 0,5 2,3 2,6 1,1 0,6 7,4 0,6 3,5 2,9 0,5 0,8 0,9 0,8 0,3 0,3 0,6 1,3 0,4 Обсуждение результатов Эфирное масло, полученное из надземной части растения, представляет собой маслянистую прозрачную жидкость, с характерным запахом. В эфирном масле обнаружено свыше 70 соединений, из них идентифицировано 60 компонентов. Из данных таблицы 2 видно, что доминирующими компонентами исследованных ХИМИЧЕСКИЙ СОСТАВ ЭФИРНОГО МАСЛА … 133 образцов эфирного масла являются монотерпеноиды, в основном за счет высокого содержания 1,8-цинеола (21–40%), камфоры (10–31%), борнеола (4–17%), терпинеола-4 (4–8%). Сесквитерпеновая часть в образцах эфирных масел отличается как по количественному, так по качественному составу, например, γ-элемен обнаружен только в образце, собранном в Селенгинском районе, а δ-кадинен в образце из п. Култук. Кариофиллен, гермакрен Д и спатчуленол содержатся во всех образцах масла, кроме эфирного масла, выделенного из полыни Гмелина Бурятии. Сравнение полученных данных с ранее опубликованными сведениями о составе различных образцов масла Artemisia gmelinii Web. et Stechm. [8, 9] показывает, что наблюдается сходство между полученными данными и составами эфирных масел образцов, собранных на Алтае, в Красноярском крае, Томской области [8] и Монголии [9]. Исследованные образцы эфирных масел относятся ко хемотипу с преобладанием в составе масла монотерпеноидов, производных ментана. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. Флора Центральной Сибири. Новосибирск, 1979. 851 с. Определитель растений Бурятии / под ред. О.А. Аненхонова. Улан-Удэ, 2001. 533 c. Шатар С., Бодоев Н.В., Жигжитжапова С.В., Алтанцэцэг Ш., Намзалов Б.Б. Эфироносные растения бассейна реки Селенга. Улан-Удэ, 2006. 133 с. Блинова К.Ф., Куваев В.Б. Лекарственные растения тибетской медицины Забайкалья // Вопросы фармакогнозии. 1965. Т. 3. С. 163–178. Телятьев В.В. Полезные растения Центральной Сибири. Иркутск, 1985. 382 с. Хайдав Ц., Алтанчимэг Б., Варламова Т.С. Лекарственные растения в монгольской медицине. Улан-Батор, 1985. 200 с. Михайлова Т.Н., Березовская Т.П., Усынина Р.В., Данилевич Л.С. Антимикробные свойства эфирных масел некоторых видов полыней сибирской флоры // Некоторые вопросы фармакогнозии дикорастущих и культивируемых растений Сибири. Томск, 1969. С. 32–39. Ханина М.А., Серых Е.А., Покровский Л.М., Ткачев А.В. Результаты химического исследования Artemisia gmelinii Web. et Stechm. Флора Сибири // Химия растительного сырья. 2000. №3. С. 77–84. Shatar S. Chemical investigation of essential oil from Mongolian flora. Ulaan-Baatar, 1998. 166 p. Государственная фармакопея СССР. Вып. 2: Общие методы анализа. Лекарственное растительное сырье МЗ СССР. 11-е изд. М., 1990. 400 с. Жигжитжапова С.В., Рабжаева А.Н., Звонцов И.В., Раднаева Л.Д. Химический состав эфирного масла тимьяна байкальского Thymus baicalensis Serg., произрастающего в Забайкалье // Химия растительного сырья. 2008. №1. С. 73–76. Ткачев А.В. Библиотека хромато-масс-спектрометрических данных летучих веществ растительного происхождения. Новосибирск, 2006. Ткачев А.В. Исследование летучих веществ растений. Новосибирск, 2008. 969 с. Поступило в редакцию 27 апреля 2009 г. После переработки 25 июня 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 135–138. УДК 683.888 КОМПОНЕНТНЫЙ СОСТАВ ЭФИРНОГО МАСЛА ИЮЛЬСКОЙ ЛАПКИ ПИХТЫ СИБИРСКОЙ КРАСНОЯРСКОГО КРАЯ © Е.А. Ефремов, А.А. Ефремов* Сибирский федеральный университет, пр. Свободный, 79, Красноярск, 660041 (Россия) e-mail: [email protected] Методом перегонки с водяным паром изучен процесс выделения эфирного масла из лапки пихты сибирской. Эфирное масло, выделенное в течение 26 ч с выходом 5,40%, представлено 30 компонентами с содержанием более 0,1%. Методом хромато-масс-спектрометрии идентифицированы все основные компоненты полученного масла. Ключевые слова: эфирное масло лапки пихты сибирской, хромато-масс-спектрометрия, компонентный состав. Введение Сибирь – крупнейший лесосырьевой регион не только Российской Федерации, но и всего мира, так как содержит 19% мировых запасов древесины. В лесах Сибири преобладают насаждения хвойных пород: на их долю приходится более 83% площади и 88% запаса древесины [1]. В составе лесов преобладает лиственница (52% по площади и 46% по запасу), сосна (16 и 20% соответственно) и кедр (8 и 12% соответственно). Значительна доля ели и пихты (вместе 7 и 10% соответственно), а также мягколиственных пород (13 и 12% соответственно), представленных преимущественно березой. Таким образом, в Сибири сосредоточены основные лесные богатства страны, вовлечение которых в хозяйственное использование является важнейшей народно-хозяйственной задачей, которая должна решаться на основе принципов рационального и комплексного природопользования [1]. Ресурсы древесных растений можно разделить на непосредственно ствол дерева (древесину), пни, сучья и ветки, древесную зелень, шишки. До последнего времени в лесной промышленности признавали ценными только ствол, а хвою, мелкие побеги и сучья – считали отходами производства. В то же время известно, что именно в этих частях древесной растительности под действием солнечного света образуются многочисленные биологически активные соединения. Часть этих веществ расходуется на синтез основных элементов, таких как клетчатка и лигнин, другая – регулирует жизненные процессы самого организма, выполняет защитные функции и откладывается про запас [2]. К наиболее важному классу биологически активных веществ древесной зелени относится эфирное масло. Эфирные масла – сложная смесь терпеновых углеводородов и их производных, продуцируемых в условиях жизнедеятельности самого растения [3–4]. Учитывая тот факт, что наиболее интенсивный рост хвойных происходит в летний период, можно полагать, что состав, а возможно, и выход эфирного масла могут изменяться в течение года. Действительно, имеющиеся в литературе данные указывают на некоторые изменения в составе, например, монотерпенов в зависимости от времени года [5–7], хотя эти зависимости не совсем корректны. Интересно отметить, что в некоторых работах указывается выход эфирного масла из лапки пихты сибирской в пределах 2,5–3,5%, например, в [8] выход эфирного масла из древесной зелени пихты составил в марте 3,38%, в мае – 4,55%, в ноябре – 2,58%. Очевидно, что такой выход является, вероятнее всего, заниженным либо за счет неполного выделения из исходного сырья, либо за счет потерь при малой исходной навески сырья (наши оценки показывают, что при загрузке 100 г пихтовой лапки с влажностью 50% потери выделившегося масла могут составлять до 20–30%). * Автор, с которым следует вести переписку. 136 Е.А. ЕФРЕМОВ, А.А. ЕФРЕМОВ Кроме того, высококипящая фракция эфирных масел хвойных (сосна, кедр, пихта, ель и лиственница) практически не представлена с точки зрения компонентного состава [6–7, 9–12 ] или представлена далеко не всеми компонентами. В этой связи в данной работе изучен выход, физико-химические характеристики и компонентный состав эфирного масла июльской лапки пихты сибирской Красноярской лесостепи (Шарыповский район) с использованием хромато-масс-спектрометрии, который позволяет количественно определять и высококипящие компоненты эфирного масла, включая такие соединения, как кариофиллен, кариофилленоксид, кадинен, кадинол, хамазулен и др. с температурой кипения 200 °С и выше. Экспериментальная часть Исходное сырье – лапка пихты сибирской согласно [13–14] собирали в июле 2009 г. с 35 деревьев, проба усреднялась методом квартования и подвергалась исследованиям как в свежем виде, так и после высушивания в тени при 20–25 °С. Эфирное масло получали методом пародистиляции, исходя из навески сырья 1,0–1,5 кг, с использованием цельнометаллической установки с насадкой Клевенджера. Влажность и зольность исходного сырья определяли согласно ГОСТу 24027.0-80 [15]. Полученное эфирное масло количественно собирали в процессе отгонки, взвешивали и определяли его выход. Плотность и показатель преломления полученного масла и его отдельных фракций устанавливали согласно ГОСТу 14618.10-78 [16]. Состав эфирного масла определяли на хроматографе Agilent Technologies 7890 GC System с квадрупольным масс-спектрометром 5975 С в качестве детектора с использованием капиллярной колонки длиной 30 м с фазой 5% дифенил-95% диметилсилоксан с внутренним диаметром 0,25 мм. Условия хроматографирования: изотермический режим при 50 °С в течение 3 мин, затем программированный подъем температуры со скоростью 6 °С/мин до 270 °С с выдержкой при конечной температуре 30 мин. Температура испарителя 280 °С, температура ионизационной камеры – 170 °С, энергия ионизации – 70 эВ. Содержание компонентов вычисляли по площадям пиков, идентификацию отдельных компонентов проводили сравнением времен удерживания и полных масс-спектров с соответствующими данными компонентов эталонных масел и чистых соединений, а также с использованием линейных индексов удерживания [17]. Электронные спектры в УФ- и видимой области спектра фиксировали на спектрофотометре Shimadzu-1700 в кюветах толщиной 10 мм в растворе гексана. Результаты и обсуждение Известно, что процесс выделения эфирного масла происходит в течение достаточно продолжительного времени, по крайней мере в течение нескольких часов. Очевидно, что наиболее объективные данные по компонентному составу и физико-химическим характеристикам эфирного масла будут тогда, когда все компоненты масла из исходного сырья будут выделены и количественно собраны в процессе отгонки. Естественно, что сокращение времени отгонки масла будет всегда приводить к получению отдельных фракций масла, иногда заметно отличающихся как по своему составу, так и по основным физико-химическим характеристикам. Изучение динамики выделения эфирного масла из древесной зелени пихты сибирской показало, что данный процесс растянут во времени и его можно разделить на три временных интервала: в первый интервал времени наблюдается практически линейная зависимость количества выделившегося масла от времени. В наших условиях он составлял 100–120 мин. В третий временной интервал наблюдается бесконечно малое увеличение количества масла с течением времени, и он начинается в наших условиях примерно через 8– 10 ч. Второй временной интервал характеризуется переходной областью, когда количество выделившегося масла более сложным образом зависит от времени отгонки (рис. 1). Практически полное выделение эфирного масла наблюдается в данном случае только лишь после 14–16 ч непрерывной отгонки, так как увеличение времени отгонки еще на 2–4 ч не приводит к дополнительному выделению эфирного масла. Полученное в течение 16 ч эфирное масло из древесной зелени пихты сибирской имеет плотность 0,9085 г/см3, показатель преломления 1,4701. Выход масла по результатам 6 отгонов составил 3,21±0,12% в пересчете на свежее сырье со средней влажностью 40,74%, или 5,40±0,16% в пересчете на абсолютно сухое сырье. Для более полного описания процесса выделения эфирного масла собирали отдельные фракции по мере его выделения и анализировали показатель преломления, плотность и фракционный состав. Оказалось, что показатель преломления и плотность отдельных фракций изменяются по мере выделения масла, что свидетельствует об изменении состава масла (табл. 1). Действительно, в электронных спектрах поглощения в видимой области спектра в первой фракции наблюдается поглощение при 730, 630 и 610 нм (рис. 2, кривая 1), а в пятой фракции это поглощение значительно более интенсивное, даже при разбавлении в 10 раз (рис. 2, кривая 2). КОМПОНЕНТНЫЙ СОСТАВ ЭФИРНОГО МАСЛА … 137 Методом хромато-масс-спектрометрии установлено, что в эфирном масле пихты сибирской имеется не менее 70 компонентов. Основными веществами, содержание которых составляет более 0,1% от цельного масла, являются идентифицированные вещества, приведенные в таблице 2. Видно, что содержание отдельных компонентов масла в полученных фракциях заметно различается, причем содержание одних по мере отгонки уменьшается (камфен, борнеол, борнилацетат), других – возрастает (кариофиллен, 4,7-метаноазулен, химахален, бизаболен). Причем общим является тот факт, что содержание более тяжелых терпеноидов, как правило, возрастает по мере увеличения времени отгонки. Рис. 1. Динамика выделения эфирного масла из древесной зелени пихты сибирской в условиях пародистиляции Рис. 2. Электронные спектры поглощения в видимой области спектра фракций эфирного масла пихты сибирской: 1 – первая фракция (без разбавления); 2 – пятая фракция (разбавление гексаном 1 : 10) Таблица 1. Данные по динамике выделения эфирного масла из древесной зелени пихты сибирской при пародистилляции № фракции 1 2 3 4 5 6 ИТОГО Время выделения фракции, мин 60 50 90 180 540 180 920 Масса выделившегося эфирного масла, г 5,17 4,24 5.10 3,24 1,86 0,01 19,61 Выход, в % от цельного масла 26,4 21,6 26,0 16,5 9,5 – 100,0 Показатель преломления, при 20 °С 1,4693 1,4686 1,4690 1,4713 1,4783 – 1,4701 Плотность, г/см3 0,9140 0,9134 0,9108 0,9065 0,9064 – 0,9085 Таблица 2. Компонентный состав отдельных фракций и цельного эфирного масла пихты сибирской Красноярской лесостепи № п/п 1 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 Время удерживания, мин 2 6,83 7,99 8,42 8,97 9,88 10,40 11,13 11,84 11,99 12,94 Компонентный состав, % от цельного масла Индекс удерживания 3 884 921 932 947 975 991 1017 1028 1033 1058 Компонент 4 Сантен Трициклен Альфа-пинен Камфен Бета-пинен Бета-мирцен Альфа-терпинен Лимонен Бензиловый спирт Гамма-терпинен Фракция Фракция Фракция Фракция Фракция 1 2 3 4 5 5 1,16 1,24 5,29 18,26 0,71 0,28 6,62 7,05 0,24 0,09 6 1,02 1,32 5,71 18,18 0,54 0,23 6,45 5,74 0,20 0,12 7 1,12 1,52 6,57 17,19 0,63 0,22 7,19 5,87 0,20 0,09 8 1,73 1,42 6,49 13,06 1,01 0,20 7,79 7,49 0,22 0,10 9 1,02 0,48 2,50 5,37 1,08 0,12 6,34 0,31 0,20 0,12 Цельное масло 10 1,33 1,27 5,99 17,47 1,02 0,27 6,72 5,45 0,18 0,12 Е.А. ЕФРЕМОВ, А.А. ЕФРЕМОВ 138 Продолжение таблицы 2 1 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 2 14,07 16,18 17,04 17,47 17,99 21,68 24,88 25,79 26,26 27,25 27,39 28,20 28,38 28,94 29,10 29,35 29,86 30,79 32,65 34,57 35,89 3 1086 1144 1166 1177 1191 1287 1348 1408 1422 1446 1456 1479 1489 1501 15,11 1518 1534 1565 1622 1688 1730 4 Альфа-терпинолен Камфора Борнеол 4-терпинеол Альфа-терпинеол Борнилацетат Геранилизобутират Лонгифолен Транс-кариофиллен 4,7-метаноазулен Альфа-кариофиллен Гамма-химахален 10,11-Химахала-3,4-диен Бета-химахален Бета-бизаболен Цис-гамма-бизаболен Транс-гамма-бизаболен Неролидол Изоледен Альфа-бизаболен Хамазулен 5 0,92 0,10 5,93 0,19 – 50,09 – 0,20 0,26 0,12 – – – – 0,10 – – – – – – 6 0,95 0,03 2,92 0,13 – 55,00 – 0,14 0,17 0,13 – – – – 0,22 – – – – 0,23 – 7 0,95 – 1,37 0,09 0,06 53,86 – 0,27 0,43 0,13 0,25 – – – 0,43 – – – – 0,80 – 8 0,89 – 1,35 – 0,24 44,16 0,10 0,98 2,07 0,15 1,34 0,14 0,16 0,13 0,48 0,17 0,32 0,14 0,56 5,26 0,02 9 0,85 – – – 0,67 25,62 0,10 0,06 6,73 1,04 4,07 0,49 0,19 0,60 2,30 0,86 1,64 0,92 1,36 17,91 0,16 10 0,90 – 2,97 0,11 0,11 34,21 0,16 0,29 1,98 0,17 1,24 0,18 0,19 0,15 0,51 0,16 0,30 0,14 0,24 2,29 0,02 Выводы 1. Таким образом, основными компонентами лапки пихты сибирской, заготовленной в летний период в июле, являются 30 компонентов с содержанием более 0,1% от цельного масла. 2. В составе компонентов обнаружен хамазулен с концентрацией 0,02%, но учитывая его интенсивное темно-синее окрашивание, пихтовое масло также имеет голубой цвет. 3. Выход эфирного масла из июльской лапки пихты сибирской составляет 3,21±0,12% в пересчете на свежее сырье со средней влажностью 40,74% или 5,40±0,16% в пересчете на абсолютно сухое сырье. 4. Очевидно, что определенный интерес представляет возможность определения изменения компонентного состава и количества масла в зависимости от сезона заготовки лапки пихты сибирской. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. Исаев А.С. Лесной комплекс в составе производительных сил Сибири // Развитие производительных сил Сибири и задачи ускорения научно-технического прогресса: мат. Всерос. конф. Красноярск, 1985. С. 6–22. Левин Э.Д., Репях С.М. Переработка древесной зелени. М., 1984. 120 с. Войткевич С.А., Хейфиц Л.А. От древних благовоний к современным парфюмерии и косметике. М., 1997. 215 с. Лоулес Д. Энциклопедия ароматических масел. М., 2000. 287 с. Черняева Г.Н., Долгодворова С.Я., Степень Р.А. Утилизация древесной биомассы. Красноярск, 1987. 167 с. Колесникова Р.Д., Тагильцев Ю.Г. Особенности химического состава и физико-химических характеристик хвойных эфирных масел разных стран мира // Лесные биологически активные ресурсы: мат. междунар. семинара. Хабаровск, 2001. С. 202–207. Чуркин С.П. Изучение состава эфирного масла сосны обыкновенной // Экстрактивные вещества древесных пород Средней Сибири. Красноярск, 1977. С. 42–47. Лобанов В.В., Степень Р.А. Влияние хранения древесной зелени на содержание и состав пихтового масла // Новые достижения в химии и химической технологии растительного сырья: мат. II Всерос. конф. Барнаул, 2005. Кн. 2. С. 632–636. Лир Х., Польстер Г., Фидлер Г.И. Физиология древесных растений. М., 1974. 422 с. Мамаев С.А. Формы внутривидовой изменчивости древесных растений. М., 1972. 284 с. Пигулевский Г.В. Образование и превращение эфирных масел и смол у хвойных. Л., 1939. 107 с. Кисловская Т.П. Биологически активные вещества культур сосны и ели Среднего Урала // Лесные биологические вещества: мат. междунар. семинара. Хабаровск, 2001. С. 296–297. ГОСТ 21769-84. Зелень древесная. М., 1984. 5 с. Славянский А.К., Шарков В.И., Ливеровский А.А. и др. Химическая технология древесины. М., 1962. 577 с. ГОСТ 24027.2-80. Сырье лекарственное растительное. М., 1980. 27 с. ГОСТ 14618.10-78. Масла эфирные, вещества душистые и полупродукты их синтеза. М., 1991. 6 с. Ткачев А.В. Исследование летучих веществ растений. Новосибирск, 2008. 969 с. Поступило в редакцию 26 декабря 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 139–142. УДК 668.52:668.53:61 КОМПОНЕНТНЫЙ СОСТАВ И АНТИФУНГАЛЬНАЯ АКТИВНОСТЬ ЭКСТРАКЦИОННОГО МАСЛА EUPATORIUM CANNABINUM L. ФЛОРЫ АЗЕРБАЙДЖАНА © Н.П. Мехтиева1*, С.В. Серкеров1, К.Ф. Бахшалиева2 Институт ботаники Национальной академии наук Азербайджана, Институт микробиологии Национальной академии наук Азербайджана, Бадамдарское шоссе, 40, Баку, 1073 (Азербайджан) e-mail: [email protected], [email protected], [email protected] 1 2 Впервые приводятся данные по химическому составу и антифунгальной активности экстракционного масла и водного экстракта Eupatorium cannabinum L., произрастающего во флоре Азербайджана. Экстракционное масло получено при колоночном хроматографировании (6-я и 7-я фракции) элюированного гексаном этанольного (96º) экстракта из воздушно-сухих надземных частей растений, собранных в фазе массового цветения. По данным хромато-масс-спектрометрии основными компонентами масла являются этиловый эфир линолиевой кислоты (55,01 и 27,11%), этиловый эфир (Z,Z,Z) 9,12,15октадекатриеновой кислоты (69,30 и 28,87%) и этиловый эфир гексадекановой кислоты (10,07 и 2,52%, соответственно). Водный экстракт и масло, полученные из надземных частей растений Eupatorium cannabinum обладают выраженной антифунгальной активностью в отношении культуры-грибов Trichoderma lignorum, Fusarium oxysporum и Aspergillus niger. Ключевые слова: Asteraceae, Eupatorium cannabinum L., экстракционное масло, компонентный состав, антифунгальная активность, культуры-грибов Trichoderma lignorum, Fusarium oxysporum и Aspergillus niger. Введение Род Eupatorium L. из семейства Asteraceae Dumort. включает свыше 400 видов, распространенных в Америке, Европе, Азии и тропической Африке. На Кавказе и в Азербайджане этот род представлен всего 1 видом Eupatorium cannabinum L. (посконник коноплевый). Вид описан из Европы [1]. П. коноплевый представляет собой лесное многолетнее растение, которое часто встречается у водопадов, родников, а также по берегам рек и речек. Во многих районах Азербайджана имеет значительные запасы. В народной медицине отвар надземных частей E. cannabinum используют внутрь при цинге, геморрое, а также в качестве слабительного и антигельминтного средства, наружно – при опухолях и длительно не заживающих ранах. В Болгарии посконник коноплевый рекомендуют при заболеваниях печени, желчного пузыря и селезенки, а также при гриппе и респираторных инфекциях. Корневища применяются как диуретическое и желчегонное средство. В эксперименте установлено, что сумма флавоноидов, выделенных из E. cannabinum повышает желчевыделение на 25% и оказывает диуретическое действие [2]. Эфирное масло обладает антибактериальной активностью в отношении грамположительных бактерий [3]. В виде эссенции E. сannabinum применяется в гомеопатии [4]. В надземных частях п. коноплевого, кроме эфирного масла, содержатся углеводы, сесквитерпеноиды, сапонины, алкалоиды, фенолкарбоновые кислоты, дубильные вещества, полисахариды и флавоноиды [2, 3, 5–12]. Материалы и методы Надземные части E. сannabinum были собраны в фазу массового цветения 17 июля 2007 г. у водопада в окрестностях с. Илису Гахского района Республики Азербайджан (GPS N 41º27'33.6", E 047º04'12.3") 1436 м над ур. м., где образует большие заросли. Гербарные материалы переданы в гербарный фонд Института ботаники НАН Азербайджана (ВАК), а также хранятся в отделе растительных ресурсов (в личных коллекциях лекарственных растений Н.П. Мехтиевой). Масло* получено при колоночном хроматографировании этанольного Автор, с которы следует вести переписку. Здесь и далее речь идет о экстракционном масле, полученном при колоночном хроматографировании (из 6-ой и 7-ой фракций) этанольного экстракта надземных частей Eupatorium cannabinum. * * 140 Н.П. МЕХТИЕВА, С.В. СЕРКЕРОВ, К.Ф. БАХШАЛИЕВА (96%) экстракта (6 и 7-я фракции) из воздушно-сухих надземных частей, элюированного гексаном. Химический состав масла исследовали методом хромато-масс-спектрометрии на газовом хроматографе «Aqilent Techolgies» с квадрупольным масс-спектрометром (5975С) в качестве детектора. Использовалась 30-метровая капиллярная колонка «HP-5 MS 5% Methil Siloxane». Температурный режим колонки запрограммирован следующим образом: начальная температура 70 °С – 2 мин стабильно, подъем температуры 5 °С/мин до 280 °С – 6 мин стабильно. Продолжительность анализа 22 мин. Газ-носитель «Не», масс-детектор Srlit/Splitless, InjectionSplit. Масло разбавлялось системой метанол–хлороформ (1 : 2). Содержание компонентов вычисляли нормализацией по площадям газохроматографических пиков без использования коэффициентов чувствительности. Для идентификации соединений использовали стандартные масс-спектрометрические библиотеки NIST и Wiley. Для определения антифунгального действия испытывались воздушно-сухие надземные части E. cannabinum, а также полученные из них водный экстракт и масло. В качестве штамм-культуры использованы Trichoderma lignorum, Fusarium oxysporum и Aspergillus niger, хранящиеся в музее Института микробиологии НАН Азербайджана. Культивирование грибов проводили по известному методу [13] на жидкой среде (водный экстракт E. cannabinum и среда Чапека с введением масла того же растения). Определение антифунгальной активности проводилось в три этапа: 1) рост культуры-грибов на твердой питательной среде. Для этого воздушно-сухое сырье E. cannabinum измельчалось до 0,5–1 см, затем увлажнялось водопроводной водой до 55–60%, при pH 6,5–7,0. Увлажненный субстрат помещали в чашки Петри и стерилизовали в автоклаве при 1 атм. в течение 45 мин. После стерилизации биомассу грибов в одинаковом количестве высевали в чашки Петри и выдерживали в термостате при температуре 25–27 °С. На 3, 5 и 7-ой дни посева (в зависимости от роста) проводили учет выросших колоний грибов. Результаты исследований представлены на рисунке 1; 2) рост культуры-грибов на жидкой питательной среде (водный экстракт). С этой целью надземные части растений Eupatorium cannabinum экстрагировали водопроводной водой в соотношении 1 : 10 на водяной бане. Полученный водный экстракт после охлаждения процеживали и разливали в колбы вместимостью 200 мл по 100 мл в каждую, pH доводили до 6,5–7,0, затем стерилизовали в течение 45 мин при 0,5 атм. После этого высевали культуры грибов в колбы с водным экстрактом исследуемого растения. Далее колбы помещали в термостат на 7 суток при температуре 25–27 °С, в качестве контроля использовалась среда Чапека. После фильтрации культурной жидкости определяли вес биомассы. Фильтрат высушивали до постоянного веса при температуре 98 °С. Полученные результаты отражены на рисунке 2; 3) рост культуры-грибов на жидкой питательной среде (масло). Для этого приготовлялись питательные среды Чапека, которые стерилизовались в автоклаве в течение 45 мин под давлением 0,5 атм. После стерилизации в колбы с питательными средами добавлялись 0,1, 0,3 и 0,5% спиртовые растворы масла. В контрольные колбы масло не добавлялось. Биомассы Trichoderma lignorum, Fusarium oxysporum и Aspergillus niger добавляли во все питательные среды в одинаковом количестве. Затем все колбы помещали в термостат на 7 суток при температуре 25–27 °С. После истечения 7 суток инокулянт фильтровали через фильтровальную бумагу, сушили при определенной температуре и взвешивали. Полученные результаты показаны на рисунке 3. Результаты и обсуждение Выход масла из надземных частей E. сannabinum не определяли, так как оно было получено хроматографированием на колонке. Готовое масло представляет собой легкоподвижную жидкость желтого цвета с приятным запахом. В масле из 6-й фракции установлено 20 компонентов (табл.). Основной его компонент – этиловый эфир линолиевой кислоты (55,01%). Из других мажорных компонентов можно отметить этиловый эфир (Z,Z,Z) 9,12,15-октадекатриеновой кислоты (28,87%) и этиловый эфир гексадекановой кислоты (10,07%). Для масла из 6-ой фракции характерно значительное содержание кислородсодержащих соединений (97,45%). Высшие предельные углеводороды составляют всего 0,51%. На долю азотсодержащих соединений приходится 1,12%, а серосодержащих – 0,92%. В эфирном масле из 7-й фракции выявлено всего 4 компонента, главными из которых также являются этиловый эфир (Z,Z,Z) 9,12,15-октадекатриеновой кислоты (63,30%) и этиловый эфир линолиевой кислоты (27,11%). В этом масле присутствуют только лишь кислородсодержащие соединения. В литературе мы не встречали работ по исследованию антифунгальной активности как самих растений E. cannabinum, так и их водных экстрактов и экстракционного масла, полученного из этанольного экстракта при колоночном хроматографировании. Поэтому проведение работ в этом направлении нам представилось интересным. Так, исследования показали, что надземные части растений Eupatorium cannabinum являются хорошим питательным субстратом для культуры-грибов Trichoderma lignorum и Aspergillus niger. Для гри- КОМПОНЕНТНЫЙ СОСТАВ И АНТИФУНГАЛЬНАЯ АКТИВНОСТЬ … 141 4,5 10 4 8 T 6 F 4 A 2 сухая биомасса г / л рост культуры -грибов, см бов Fusarium oxysporum на 3-й день отмечен довольно слабый рост (диаметр колоний 1,1 см). На 5-й день наблюдался значительный рост этой культуры – грибов, диаметр колоний резко увеличился почти в 4 раза. А на 7-й день отмечено незначительное увеличение диаметра колоний – грибов до 4,5 см. 3,5 3 2,5 грибы 2 Чапек 1,5 1 0,5 0 0 3 5 7 T Рис. 1. Рост колоний – грибов Trichoderma lignorum (T), Fusarium oxysporum (F) и Aspergillus niger (A) на твердой питательной среде Eupatorium cannabinum. По оси абсцисс – дни F A Рис. 2. Влияние водного экстракта Eupatorium cannabinum на рост колоний – грибов Trichoderma lignorum (T), Fusarium oxysporum (F) и Aspergillus niger (A) 6 Рис. 3. Влияние разных концентраций экстракционного масла Eupatorium cannabinum на рост колоний – грибов Trichoderma lignorum (T), Fusarium oxysporu(F) и Aspergillus niger (A) сухая биомасса, г / л 5 4 0,5 0,3 3 0,1 контроль 2 1 0 T F A Качественный состав и количественное содержание компонентов экстракционного масла из надземных частей Eupatorium cannabinum № Названия компонентов t, мин w, % 8,622 8,923 9,199 9,743 11,282 12,098 12,789 13,316 13,396 13,438 13,895 13,937 14,538 14,580 14,677 14,834 15,692 15,722 16,089 17,000 0,58 0,05 0,13 0,24 0,37 0,03 0,12 0,44 0,84 10,07 0,20 0,34 55,01 28,87 1,05 0,28 0,38 0,30 0,24 0,46 12,457 13,434 14,521 14,576 1,07 2,52 27,11 69,30 6-я фракция 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18. 19. 20. 1. 2. 3. 4. Дифенилсульфид 6-метил-октадекан Бутилгидрокситолуен Линалилбутират Гераниол (или лимонен) Этиловый эфир миристиновой кислоты Этиловый эфир пентадекановой кислоты Имидазол, 2-амино-5-[(2-карбокси) винил] Этиловый эфир Е-11гексадеценовой кислоты Этиловый эфир гексадекановой кислоты 3-гидрокси-α бензенметанол –[(метиламино)метил]-,(R)Тетрагидроксид тиофен-3-ол Этиловый эфир линолиевой кислоты Этиловый эфир (Z,Z,Z)-9,12,15-октадекатриеновой кислоты Этиловый эфир октадекановой кислоты 2-оксо-3-метил-цис-пергидро-1,3-бензоксазин Р-метокси-α-метил-фенетуламин 3-этоксиамфетамин Линалиновая кислота Гептакозан 7-я фракция 6,10,14-триметил 2-пентадеканон Этиловый эфир гексадекановой кислоты Этиловый эфир линолиевой кислоты Этиловый эфир (Z,Z,Z) -9,12,15-октадекатриеновой кислоты Н.П. МЕХТИЕВА, С.В. СЕРКЕРОВ, К.Ф. БАХШАЛИЕВА 142 Фунгистатическую активность водного экстракта определили по слабому росту культуры – грибов. Как видно из рисунка 2, водный экстракт Eupatorium cannabinum, по сравнению с контролем, обладает высокой фунгистатической активностью в отношении исследуемых грибов. Выявлено, что наибольшей ингибирующей активностью водный экстракт обладает в отношении гриба Aspergillus niger (вес биомассы составил 0,14 г/л) и наименьшей – в отношении Trichoderma lignorum (вес биомассы – 0,3 г/л). Исследования антифунгальной активности масла Eupatorium cannabinum показали, что оно во всех концентрациях полностью подавляет рост культуры – грибов Aspergillus niger. В отношении штамм-культуры Trichoderma lignorum наибольшую ингибирующую активность масло проявляло при концентрации 0,1% (вес биомассы 0,68 г/л), а наименьшую – при концентрации 0,5% (сухая биомасса 1,66 г/л). Масло во всех разведениях (0,5, 0,3, 0,1%) проявляет почти одинаковое фунгистатическое действие в отношении штаммкультуры Fusarium oxysporum, сухая биомасса составляла 0,58, 0,52 и 0,62 г/л, соответственно. В результате исследования показано, что антифунгальное действие масла Eupatorium cannabinum проявлялось более выражено по сравнению с антифунгальным действием водного экстракта. Полученные данные выявляют широкий спектр фунгицидного (отношении Aspergillus niger) и фунгистатического действия масла и водного экстракта Eupatorium cannabinum, что позволяет считать перспективным дальнейшее углубленное изучение их как в плане антифунгального действия и практического использования, так и в целях изучения других видов биологической активности. Выводы 1. Экстракционное масло получено из 6-й и 7-й фракций при элюировании гексаном этанольного экстракта из надземных частей Eupatorium cannabinum. 2. В составе масла из 6-й фракции установлено 22, а из 7-й фракции – 4 компонента, основными из которых являются этиловый эфир линолиевой кислоты (соответственно 55,01 и 27,11%), этиловый эфир (Z,Z,Z) 9,12,15-октадекатриеновой кислоты (соответственно 28,87 и 69,30%) и этиловый эфир гексадекановой кислоты (соответственно 10,07 и 2,52%). 3. Водный экстракт и масло, полученные из надземных частей растений Eupatorium cannabinum обладают выраженной антифунгальной активностью в отношении культуры-грибов Trichoderma lignorum, Fusarium oxysporum и Aspergillus niger. Авторы благодарят зам. начальника Управления криминалистических исследований МВД Республики Азербайджан полковника Р.Н. Байрамова за предоставленную возможность проведения хромато-массспектроскопических анализов эфирного масла. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. Аскеров А.М. Высшие растения Азербайджана (Lamiaceae, Asteraceae): Конспект флоры Азербайджана. Баку, 2008. Т. 3. С. 50–51 (на азерб. яз.). Растительные ресурсы СССР: Цветковые растения, их химический состав, использование. Семейство Asteraceae (Compositae). СПб., 1993. C. 158–161. Senatore F., Fusco R.D., Napolitano F. Eupatorium cannabinum L. ssp. сannabinum (Asteraceae) essential oils. Chemical composition and antibacterial activity // Jornal of Essential Oil Research. 2001. N13. Pp. 463–466. Киселева Т.Л., Цветаева Е.В. Номенклатура производящих растений и сырья для производства гомеопатических лекарственных средств в России. М., 2002. 122 c. Judzentiene, Asta. Chemical composition of leaf and inflorescense essential oils of Eupatorium cannabinum L. from Eastern Lithuania // Journal Essential Oil Research. 2007. V. 19. N5. Рp. 403–406. Flamini G., Cioni P.L., Moreli I. Analysis of the essential oil of the leaves and flowers/fruits of Eupatorium cannabinum L. from South Tuscany (Central Italy) // Journal Essential Oil Research. 2003. V. 15. Pp. 127–129. Серкеров С.В., Мехтиева Н.П. Новый компонент Eupatorium cannabinum L. // Химия природных соединений. 2009. №3. С. 318–320. Herz W. Chemistry of the eupatoriinae // Biochem. Syst. Ecol. 2001. V. 29. Р. 1115–1137. Stevens J.F., Elema E.T., Wollenweber E. Exudate flavonoids of Eupatorium cannabinum // Biochem. Syst. Ecol. 1995. V. 23. Pp. 451–452. Woerdenbag H.J. Eupatorium cannabium L. A review emphasizing the sesquiterpene lactones and their biological activity // Pharm. Weekbl. Sci.End. 1986. V. 8. Pp. 245–251. Woerdenbag H.J., Malinger T.M., Lemstra W., Kogins W.T. Cytostatic activity of eupatoriopicrin in fibrosarcomabearing mice // Phytother. Res. 1987. N1. P. 76–79. Woerdenbag H.J. Eupatorium cannabium L. A review emphasizing the sesquiterpene lactones and their biological activity // Pharm. Weekbl. Sci. End. 1986. N8. P. 245–281. Методы экспериментальной микологии / под. ред. В.И. Билай. Киев, 1982, 500 с. Поступило в редакцию 28 июля 2009 г. После переработки 2 декабря 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 143–146. УДК 665.3+615:322 ИЗУЧЕНИЕ ХИМИЧЕСКОГО СОСТАВА И ПРОТИВОГРИБКОВОЙ АКТИВНОСТИ ЭФИРНОГО МАСЛА LOPHANTUS ANISATUM BENTH. А.В. Великородов1*, В.Б. Ковалев1, А.Г. Тырков1, О.В. Дегтярев2 Астраханский государственный университет, пл. Шаумяна, 1, Астрахань, 414000 (Россия) e-mail: [email protected] 2 Астраханская государственная медицинская академия, ул. Бакинская, 121, Астрахань, 414000 (Россия) e-mail: [email protected] 1 Методом пародистилляции получены образцы эфирного масла из растения Lophantus anisatum Benth., интродуцированного в Астраханской области, и изучена зависимость его выхода от типа наземной части, срока вегетации растения, определены пределы изменения удельного веса и показателя преломления. Методом газожидкостной хроматографии осуществлен количественный анализ основных компонентов эфирного масла Lophantus anisatum Benth. Найдено, что эфирное масло лофанта анисового обладает высокой противогрибковой активностью в отношении Microsporum canis, Trichophyton rubrum, Candida albicans.. Ключевые слова: лофант анисовый, пародистилляция, эфирное масло, метилхавикол, эвгенилметиловый эфир, противогрибковая активность. Введение В последние годы в России существенно возрос интерес к лофанту анисовому Lophantus anisatum Benth., улучшенному украинскими селекционерами [1], который все больше стали выращивать садоводы на приусадебных участках, а также широко используют пчеловоды, поскольку это растение является прекрасным медоносом [2]. Лофант анисовый относится к семейству многоколосников и представляет собой многолетнее, зимостойкое растение, полутравянистый кустарник высотой до метра, стебли четырехгранные, листья черешковые овальные с редко зазубренными краями, длиной 7–10 см и шириной 4–5 см. Корень мочковатый. Цветы обоеполые с длинным устьицем. Соцветия колосовидные, белого, фиолетового, иногда другого цвета, длиной до 20 см и более с анисовым запахом. Вегетативный период продолжается до устойчивых заморозков. В первый год посева семена созревают в конце сентября, а в последующие годы на 2–3 недели раньше. В народной медицине Lophantus anisatum Benth. применяют как противовоспалительное и бактерицидное средство. Считается, что Lophantus anisatum Benth. повышает сопротивляемость организма и способствует адаптации при неблагоприятных условиях окружающей среды, оказывает успокаивающее действие на центральную нервную систему. Водные экстракты из листьев этого растения используют при воспалительных процессах в желудочнокишечном тракте, болезнях печени и мочевыводящих путей, при лечении острых респираторных заболеваний, бронхитов, пневмонии и бронхиальной астмы, выводят радионуклеиды, понижают содержание холестерина в крови. Гель из листьев лофанта анисового хорошо излечивает кожные заболевания, вызванные грибками. С этой точки зрения важно, какие вещества, в том числе и биологически активные соединения, содержатся в данном растении. * Автор, с которым следует вести переписку. 144 А.В. ВЕЛИКОРОДОВ, В.Б. КОВАЛЕВ, А.Г. ТЫРКОВ, О.В. ДЕГТЯРЕВ Несмотря на широкий диапазон фармакологических свойств растения лофанта анисового, данные по его химическому составу практически отсутствуют. Цель настоящей работы – исследование химического состава образцов эфирного масла Lophantus anisatum Benth. в зависимости от типа наземной части и срока вегетации, количественное определение его основных компонентов, выделение сухого экстракта из листьев и обнаружение основных групп биологически активных веществ. Экспериментальные условия Сырье. Lophantus anisatum Benth. (наземная часть) предоставлено экспериментальным хозяйством Всероссийского научно-исследовательского института орошаемого бахчеводства (г. Камызяк, Россия), который интродуцировал данное растение в Астраханской области. Сырье анализировали в свежем и сухом виде. Сухое сырье получали согласно правилам сбора и сушки лекарственных растений [3]. Во избежание разрушения биологически активных веществ и для удаления излишней влаги его высушивали сразу после сбора наиболее распространенным методом – воздушной сушкой, основанной на свободном доступе воздуха к растительному материалу, разложенному в затемненном месте. Выделение эфирного масла из измельченных наземных частей (листьев, стеблей, соцветий, семян) осуществляли методом пародистилляции при атмосферном давлении в аппарате из нержавеющей стали из воздушно-сухого сырья массой 5 кг, дистиллят отбирали в течение 6 ч. Масло сушили безводным сульфатом натрия, отделяли от осушителя декантацией. Продолжительность процесса пародистилляции установлена экспериментально на основании изучения динамики изменения выхода эфирного масла во времени. Выход эфирного масла определяли в % в перечете на вес абсолютно сухого сырья. Физико-химические показатели эфирного масла устанавливали по общепринятым методикам [4]. Качественный и количественный составы образцов эфирного масла проводили на хроматографе с массселективным детектором Shimadzu QP 2010. Для идентификации компонентов использовали библиотеку масс спектров NIST 02. Образец эфирного масла растворяли в бензоле до концентрации 0,1% по объему. Колонка-MDN-1 (метилсиликон, твердосвязанный) 30 м, диаметр 0,25 мм. Режим хроматографирования: инжектор – 180 °С; детектор – 200 °С; интерфейс – 210 °С; газ носитель – гелий (99,99999%), 1 мл/мин при делении потока 1 : 10; термостат – 60 °С 1 мин, 2 град/мин до 70 °С, 5 град/мин до 90 °С, 10 град/мин до 180 °С, 20 град/мин до 280 °С, далее изотерма 1 мин. Режим регистрации масс спектров 39–350 m/z. Для определения линейных индексов эфирное масло и нормальные парафины (нонан, ундекан, тридекан и пентадекан) растворяли в бензоле. н-парафины разбавляли до концентрации 0,007% по объему, эфирное масло лофанта анисового – 1 : 30 000 по объему. Количественное содержание компонентов эфирного масла вычислялось по площадям газохроматографических пиков без использования корректирующих коэффициентов. Качественный анализ проводили путем сравнения линейных индексов удерживания [5] и полных масс-спектров компонентов с соответствующими данными чистых соединений. Линейные индексы удерживания рассчитывали по формуле: RIx = 100 n + 100 k (tRx – tRn / tR(n+k) – tRn), где n – число атомов углерода н-парафина; k – разность числа атомов углерода двух н-парафинов; tRx – время удерживания вещества; tRn – время удерживания н-парафина с n атомами углерода; tR(n+k) – время удерживания н-парафина с n+k атомами углерода. Изучение противогрибковой активности эфирного масла. Изучение противогрибковой активности проводилось в соответствии со стандартом М27 методом серийного разведения NCCLS [6, 7] в плотной и жидкой среде Сабуро [7]. В пробирке к серийно разведенному препарату в димексиде добавляли взвесь микроорганизма и определяли минимальную концентрацию вещества, способную задерживать рост тест-культуры. В качестве тесткультур использовали микроорганизмы Microsporum canis, Trichophyton rubrum, Candida albicans. Пробирки термостатировали при 24±3 °С в течение 7 сут (Candida albicans) и 30 сут (Microsporum canis, Trichophyton rubrum). С целью определения характера действия препарата (фунгистатическое – ФС) или (фунгицидное – ФЦ) производили высевы на чашки Петри с суслом-агаром из всех пробирок. Чашки поме- ИЗУЧЕНИЕ ХИМИЧЕСКОГО СОСТАВА … 145 щали в термостат при 24±3 °С в течение 7 сут (Candida albicans) и 30 сут (Microsporum canis, Trichophyton rubrum). В качестве препарата сравнения использовали эконазол. Результаты подвергали статистической обработке с использованием t-критерия Стьюдента. Обсуждение результатов Изучение зависимости выхода эфирного масла в зависимости от сроков вегетации и вида наземной части лофанта анисового показало, что наибольший выход наблюдается из соцветий и листьев растения в фазе цветения (табл. 1). Образцы эфирного масла, обладающие характерным приятным запахом аниса, подвергали определению цвета, удельного веса при 20 С и показателю преломления. Результаты определения этих показателей представлены в таблице 2. В таблице 3 приведены идентифицированные в эфирном масле лофанта анисового соединения, а также их количественное содержание. Как следует из приведенных данных, основными компонентами эфирного масла лофанта анисового являются метилхавикол (62,08%), метилэвгенол (24,01%) и D-лимонен (8.14 %). Результаты изучения противогрибкового действия эфирного масла лофанта анисового представлены в таблице 4. Полученные экспериментальные данные показывают, что эфирное масло лофанта анисового проявляет фунгистатическое и фунгицидное действие в отношении исследованных тест-культур. Таблица 1. Выход эфирного масла в различных наземных вегетативных частях и в разные сроки вегетации лофанта анисового Наземная вегетативная часть лофанта анисового листья Сроки вегетации Выход эфирного масла, %* май – начало июня 0,45 0,43 стебли май – начало июня 0,32 0,27 листья середина июня – начало июля 0,50 (фаза цветения) 0,48 стебли фаза цветения 0,32 0,30 соцветия 0,55 0,54 семена конец июля – начало августа 0,25 *В числителе и знаменателе указан выход эфирного масла соответственно из свежего и высушенного растительного материала. Таблица 2. Показатель преломления и удельный вес образцов эфирного масла лофанта анисового Источники эфирного масла Листья в фазе вегетации Листья в фазе цветения Стебли в фазе вегетации Стебли в фазе цветения Соцветия Семена Цвет слегка желтоватый слегка-желтоватый светло-желтый светло-желтый желтовато-зеленый желтоватый d, г/см3 0,9360 0,9365 0,9370 0,9372 1,0070 0,9532 nD20 1,4700 1,4780 1,4782 1,4782 1,5200 1,4932 Таблица 3. Количественный состав эфирного масла лофанта анисового Название компонента 1 Амилвинилкарбинол -мирцен D-лимонен Линалоол 1-октенилацетат Метилхавикол Индекс удерживания RI 2 957 990 1014 1086 1094 1172 Содержание, в % от цельного масла 3 0,32 0,06 8.14 0,07 0.50 62,08 А.В. ВЕЛИКОРОДОВ, В.Б. КОВАЛЕВ, А.Г. ТЫРКОВ, О.В. ДЕГТЯРЕВ 146 Продолжение таблицы 3 1 Хавикол Мол. масса =162* Эвгенол -элемен Метилэвгенол Кариофиллен Гермакрен-D -кадинен Гермакрен-D-4-ол Т-муурол -кадинол *неидентифицированное соединение. 2 1215 1217 1330 1394 1453 1403 1480 1516 1536 1564 1637 3 0,12 1,19 0,09 0,59 24,01 1,28 0,80 0,15 0,12 0,24 0.24 Таблица 4. Фунгистатическая и фунгицидная активность эфирного масла Lophantus anisatum Benth. Концентрация, мкг/мл* Microsporum canis Trichophyton rubrum Эфирное масло 80 80** ** лофанта анисового 100 100 Эконазол 40 40** 80 80 * В числителе – фунгистатическое действие, в знаменателе – фунгицидное действие. ** Различия между повторами достоверны при р = 0,95. Исследуемый образец Candida albicans 100 200** 40 80 Заключение Таким образом, проведенные исследования позволили выявить качественный и количественный химический состав эфирного масла растения Lophantus anisatum Benth., интродуцированного в Астраханской области. Лофант анисовый может служить сырьем для получения эфирных масел, основными компонентами которого являются метилхавикол и эвгенилметиловый эфир. Изучение противогрибковой активности показало, что эфирное масло лофанта анисового проявляет достаточно высокую противогрибковую активность в отношении Microsporum canis, Trichophyton rubrum, Candida albicans. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. Прoшаков Ю.И. Лофант анисовый – двойник женьшеня // Картофель и овощи. 2002. №1. С. 16–17. Пустовалова Н. Ароматный многоколосник // Сад и огород. 2004. №5. С. 13–16. Правила сбора и сушки лекарственных растений. М., 1985. 321 с. Горяев М.И., Плива И. Методы исследования эфирных масел. Алма-Ата, 1962. 751 с. Ткачев А.В. Исследование летучих веществ растений. Новосибирск, 2008. 969 с. Espinel-Ingroff F., Boyle K., Sheehan D.J. // Mycopathologia. 2001. V. 150. Pp. 101–115. Rex J.H., Pfaller M.A., Galgiani J.N., Bartlett M.S., Espinel-Ingroff A., Ghannoum M.A., Lancaster M., Odds F.C., Rinaldi M.G., Walsh T.J., Barry A.L. // Clin Infect Dis. 1997. V. 24. N2. Pp. 248–249. Поступило в редакцию 17 июня 2009 г. После переработки 17 марта 2010 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 147–152. УДК 541.123 РАСТВОРИМОСТЬ ЛЕГКИХ ФУЛЛЕРЕНОВ В НЕКОТОРЫХ ЭФИРНЫХ И РАСТИТЕЛЬНЫХ МАСЛАХ © К.Н. Семенов1*, Н.А. Чарыков2, О.В. Арапов2, О.В. Проскурина2, А.О. Тарасов2, Е.Н. Строгонова3, Н.М. Сафьянников3 Санкт-Петербургский государственный университет, пр. Университетский, 26, Санкт-Петербург, 985041 (Россия) e-mail: [email protected] 2 ЗАО «Инновации ленинградских институтов и предприятий», ул. Инструментальная, 6, Санкт-Петербург, 197022 (Россия) e-mail: [email protected] 3OOO «Фуллерон», ул. Инструментальная, 6, Санкт-Петербург, 197022 (Россия) e-mail: [email protected] 1 Изучена политермическая (в интервале температур 20–80 °С) растворимость фуллереновой смеси (65% С60, 34% С70, 1% С76–90) в некоторых эфирных маслах и растительных маслах (можжевеловом (листья), можжевеловом (древесина), гвоздичном, пальмовом); приведены и охарактеризованы соответствующие политермы растворимости. Ключевые слова: фуллерены, диаграммы растворимости, эфирные масла, растительные масла. Введение Несмотря на то, что растворимость легких фуллеренов в широком классе растворителей изучалась многократно, до сих пор этих данных в литературе явно недостаточно. Сравнительно небольшое количество работ посвящено изучению растворимости обоих легких фуллеренов (C60 и С70) в политермических условиях. Исследована растворимость фуллерена С60 в следующих растворителях: гексане [1–3], тетралине [8], дисульфиде углерода [1, 2, 5], четыреххлористом углероде [6, 7], бутиламине [2, 4]; некоторых ароматических растворителях: бензоле [2–4], толуоле [1–3, 5–7], о-ксилоле [2, 3, 5, 9], о-дихлорбензоле [1–6, 8], 1,2,4-трихлорбензоле [2, 4], 1,3-дифенилацетоне [8], тиофене [2, 4], тетрагидротиофене [2, 4], тетерагидрофуране [2, 4], высших изомерных карбоновых кислотах [10], одноосновных карбоновых кислотах нормального строения [11–14], оливковом масле [15]; растворимость фуллерена С70 в следующих растворителях: тетралине [8], четыреххлористом углероде [3, 5], ароматических растворителях (толуол [3, 5], о-ксилол [3, 5], о-дихлорбензол [8], 1,3-дифенилацетон [8]), одноосновных карбоновых кислотах нормального строения [11–14], одноатомных спиртах нормального строения [17]. Следует отметить, что в литературе практически отсутствуют данные о растворимости сразу двух легких фуллеренов в одном растворителе. В работе [9] изучена растворимость в тройной системе С60–С70-o-ксилол при −20, 25, 80 °С, а в работе [16] изучена та же система при 25 °C. Помимо этого, в работе [13] изучена растворимость стандартной фуллереновой смеси (С60 – 60 мас.%, С70 – 39 мас%, C7690 – 1 мас.%) в масляной и энантовой кислотах в интервале температур 20–80 °С. Аналогичная картина вырисовывается и для диаграмм растворимости в системах индивидуальный фуллерен – смешанный растворитель. В работе [10] изучалась растворимость легких фуллеренов в смеси высших изомерных карбоновых кислотах в политермических условиях и в работе [15] изучалась растворимость фуллерена С60 в оливковом масле, представляющем собой, как известно, многокомпонентную смесь триглицеридов различных жирных карбоновых кислот, при 25 °С. Растворимость легких фуллеренов в различных жирах и маслах изучалась также явно недостаточно. Помимо работы [15], в которой найдена растворимость фуллерена С60 в оливковом масле ~ 46 г/л в зависимо* Автор, с которым следует вести переписку. 148 К.Н. СЕМЕНОВ, Н.А. ЧАРЫКОВ, О.В. АРАПОВ, О.В. ПРОСКУРИНА … сти от температуры, мы можем отметить лишь набор патентов РФ за 2001–2006 гг. [18–22], в которых исключительно на качественном уровне оценивается растворимость легких фуллеренов в различных жирах растительного и животного происхождения, причем в рассмотрение берутся как истинные, так и микрогетерогенные – кластерные, коллоидные растворы фуллеренов. В настоящей работе изучалась растворимость стандартной фуллереновой смеси легких фуллеренов (65% С60, 34% С70, 1% С76–90) в некоторых эфирных и растительных маслах, а именно: можжевеловом (листья), можжевеловом (древесина), гвоздичном, пальмовом в интервале температур 0–80 °С. Как хорошо известно: можжеве́льник (лат. Juniperus) – род вечнозеленых хвойных кустарников и деревьев семейства Кипарисовых (можжевеловые эфирные масла получают из ягод, листьев и древесины можжевельника); гвоздика – тропические деревья семейства миртовых, гвоздичное масло – собирательное название эфирных масел, извлекаемых паровой перегонкой из бутонов, а также из листьев и побегов ароматической гвоздики (лат. Syzygium aromaticum); масличная пальма (лат. Elaeis guineensis) – тропическое дерево, из мясистой части плодов которого получают один из видов тропического масла – пальмовое. Таким образом, все выбранные нами масла характеризуются общим «древесным» происхождением (усредненные составы растительных и эфирных масел представлены ниже в таблице 1). Насколько нам известно, ранее растворимость каких-либо легких или тяжелых фуллеренов в маслах такого типа никогда не изучалась. Между тем изучение растворимости легких фуллеренов в маслах растительного происхождения актуально по целому ряду причин. Фуллерены достаточно хорошо растворимы в этих природных растворителях в указанном диапазоне температур – от десятых до единиц г фуллеренов/л раствора (табл. 2); фуллерены образуют с природными растительными маслами устойчивые во времени абсолютно прозрачные истинные растворы; фуллереновые растворы полностью безвредны и совместимы с организмами животных и человека в том случае, если они приготавливаются непосредственно при экстракции фуллереновой смеси из фуллереновой сажи природными растительными маслами, т.е. они не содержат практически никаких вредных примесных компонентов; растворы фуллеренов в маслах обладают выраженными антибактерицидными и антиоксидантными свойствами, также могут поглощать из конденсированных фаз, в которых они присутствуют, свободные радикалы и ион-радикалы, а также фотоны в УФ области спектра (см., например, монографии [23, 24]), что, несомненно, также может быть использовано практически. Исследование растворимости в эфирных маслах связано прежде всего с изучением вопроса о принципиальной совместимости легких фуллеренов с ароматизирующими маслами. В том случае, если такая совместимость имеется, то это с высокой вероятностью может быть эффективно использовано в парфюмерной промышленности, поскольку модифицирующие добавки фуллеренов к маслам вызывают резкое уменьшение окисляемости (например, растворенным в жидкой фазе и атмосферным кислородом воздуха), увеличение фотостабильности и бактерицидности жидкой фазы. В свою очередь эфирные масла представляют собой одни из наиболее широко используемых ароматизирующих компонентов в парфюмерной промышленности. Таблица 1. Усредненный состав «древесных масел» по макрокомпонентам Компонент Масс. % Компонент Масс. % Эфирное масло можжевельника* α-пинен 15–25 Мирцен 4 Сабинен 40–60 Терпинолен 2 Лимонен 2 α-фелландрен 2 п-цимен 4 Гермагрен, терпен-4-ол, γ-терпинен, до 20–30 α-туйен, α-гумулен, β-элемен, β-кариофиллен, β-пинен и т.д. до 150 компонентов Эфирное масло гвоздики Эвгенол 27–33 Метилсалицилат 1 Бензилбензоат 35–45 Гептакозан 15–19 Бензилсалицилат 4–6 Фенилэтиловый спирт 6–8 Пальмовое масло Карбоновая кислота в триглицериде Масс. % в Карбоновая кислота в триглицериде Масс. % в сумме кислот сумме кислот Пальмитиновая 40–48 Стеариновая 4–6 Олеиновая 37–45 Линолевая 9–11 *Состав эфирного масла можжевельника (листья и древесина) соответствует составу эфирного масла можжевельника, приведенному в таблице 1, с учетом разбавления последнего скипидаром (-пиненом) в различных соотношениях 1/21/10. РАСТВОРИМОСТЬ ЛЕГКИХ ФУЛЛЕРЕНОВ … 149 Таблица 2. Растворимость фуллереновой смеси (65% С60, 34% С70, 1% С76–90) в некоторых эфирных и растительных маслах (г/л) Температура (°С) Масло Масло можжевельника (листья) 20 30 40 50 60 70 80 2,872 2,956 3,506 3,793 4,136 4,337 4,348 Масло можжевельника (древесина) 3,196 3,068 3,278 3,205 3,682 3,520 4,094 4,441 3,246 5,403 2,654 5,530 2,402 5,677 3,223 3,586 4,239 3,554 3,544 3,576 1,742 1,962 2,108 Масло пальмовое – – – – – – *Верхнее значение – растворимость С60, нижнее – растворимость С70. 5,022 3,622 2,107 0,646 0,235 5,731 4,057 2,448 0,869 0,532 6,315 4,631 2,463 1,429 0,920 6,458 7,095 2,897 1,830 1,128 Масло гвоздики Экспериментальная часть Для проведения исследований использовали фуллерен С60 чистотой 99,9 мас.% с основной определяемой примесью фуллерена С70 (около 0,1 мас.%), фуллерен С70 чистотой 99,5 мас % с основными определяемыми примесями С60 + С7690 (0,5 мас %), а также фуллереновую смесь, состоящую из 34% С 70, 65% С60, 1% С7690, о-ксилол (ч.д.а.), а также растительные и эфирные масла («Фармацевтическая фабрика Санкт-Петербурга, 2008»), соответствующие установленным срокам хранения. Фуллереновые компоненты производились ЗАО «ИЛИП» (Санкт- Петербург) согласно методикам [25–32]. Экспериментальное изучение зависимости растворимости индивидуальных фуллеренов (С 60, С70), а также фуллереновой смеси (34% С70, 65% С60, 1% С7690) от температуры проводили методом изотермического насыщения. Первоначально были приготовлены растворы фуллеренов в маслах (во всех случаях был взят значительный избыток фуллеренов 200 мг фуллеренов на 10 мл масла). Затем полученные гетерогенные системы подвергались насыщению в интервале температур 20–80 °С в термостатирующем шейкере (точность термостатирования 0,05 °С) в течение 8 ч при каждой температуре. Определение концентраций после каждого этапа насыщения фуллеренами С60 и С70 и смесью проводили спектрофотометрическим методом на двухлучевом спектрофотометре SPECORD М-40 при длинах волн λ =335,7 и 472,0 нм. Точность фиксации длины волны составляла = ±0,5 нм, фотометрическая точность D = ±0,005 отн. ед. (при ширине спектрофотометрической кюветы l = 1 см). Расчет концентраций проводили на основании эмпирических формул, которые были получены для растворов смесей фуллеренов в работе [33]: C (C60 ) 13,1[ D335,7 1,81D472,0 ] , (1) C (C70 ) 42,5[ D472,0 0,0081D335,7 ] , (2) где C(Ci) – концентрация фуллерена Сi в растворе в мг/л; Di – оптическая плотность раствора на длине волны = i нм при l = 1 см. Концентрацией высших фуллеренов Сi (i 76) в растворе в данных определениях пренебрегали. Суммарная ошибка в определении концентраций легких фуллеренов Сi (i = 60, 70) составляла не более 5 отн. %. Дополнительный анализ осуществляли методом жидкостной хроматографии на хроматографе ЛЮМАХРОМ фирмы ЛЮМЕКС, Санкт-Петербург [34]. Детектование проводили спектрофотометрическим методом – по поглощению света на длине волны = 254 нм из смешанных метиленхлорид-ацетонитрильномасляных растворов при суммарной концентрации предварительно разбавленных растворов – единицы мг фуллеренов/л. Относительная погрешность в определении концентраций легких фуллеренов Сi (i = 60, 70) составляла не более 3 отн. %. Содержание растворителя в возможных кристаллосольватах (на примере систем с пальмовым маслом) определяли следующим образом: свежевыпавшую из раствора фуллеренов в «древесном» масле твердую фазу двукратно промывали этиловым спиртом, затем высушивали на воздухе при 20–25 °С в течение 30 мин и взвешивали. После этого твердую фазу многократно промывали в аппарате Сокслета этиловым спиртом К.Н. СЕМЕНОВ, Н.А. ЧАРЫКОВ, О.В. АРАПОВ, О.В. ПРОСКУРИНА … 150 (при 78 °С, 1 атм.) и просушивали в вакууме (0,1 мм.рт.ст.) при 200 °С в течение 1 ч, а затем повторно взвешивали. По изменению массы твердой фазы определялось содержание компонентов оливкового масла в исходном кристаллосольвате (или в твердом растворе фуллеренов на его основе). На рисунке 1 в качестве примера изображены электронные спектры поглощения фуллеренов С 60, С70, а также стандартной фуллереновой смеси (34% С70, 65% С60, 1% С7690) в пальмовом масле. Видно практически полное отсутствие сольватохромных эффектов (не наблюдается резкого изменения оптического спектра при незначительном изменении концентрации раствора или состава растворителя), что позволяет вполне надежно использовать эмпирические формулы расчета концентрации фуллеренов, полученные в работе [33]. Обсуждение результатов Политермы растворимости суммы фуллеренов С60+С70 из фуллереновой смеси (65% С60, 34% С70, 1% С76–90) в «древесных маслах» представлены на рисунке 2 и в таблице 2 (содержанием высших фуллеренов С76-90 в указанных фуллереновых смесях мы при анализе пренебрегали). Из рисунка 2 видно, что растворимость суммы фуллеренов С60+С70 в целом монотонно возрастает при увеличении температуры от 20 до 80 °С от 1–2 до 5– 12 г/л в зависимости от типа древесного масла (за исключением растворимости смеси фуллеренов в можжевеловом масле, получаемом из листьев – растворимость в нем проходит через максимум при 50 °С). Из рисунка 2 также видно, что растворимость в можжевеловых маслах, как правило, выше, чем растворимость в масле гвоздики, а та в свою очередь выше, чем в пальмовом масле. Пальмовое масло при исследуемых интервалах изменения температуры (T = 10 град.) становится жидким при температуре 50 °С. Анализ состава кристаллосольватов, образующихся при кристаллизации фуллеренов (на примере пальмового масла), показал, что потеря массы образца кристаллосольвата после многократной промывки этанолом с последующей сушкой в вакуумном сушильном шкафу составляет m 155 отн. мас. %, что соответствует около 0,15 усредненных молекул пальмового масла на 1 молекулу фуллерена С60 или фуллерена С70. Аналогичный результат получается и для эфирных (гвоздичного и можжевелового) масел. Следовательно, легкие фуллерены и твердые растворы на их основе образуют с эфирными и растительными маслами кристаллосольваты с весьма низким содержанием растворителя (по сравнению с другими известными кристаллосольватами). Политермы растворимости индивидуальных фуллеренов С60 и С70 в гвоздичном и пальмовом маслах представлены на рисунке 3 и в таблице 3 (содержанием высших фуллеренов С 76–90 в указанных фуллереновых смесях мы при анализе пренебрегали). Из рисунка 3 видно, что качественные закономерности поведения растворимости в случае растворения индивидуальных фуллеренов и их же из фуллереновой смеси в целом совпадают (см. рис. 2). масла: max 1 = 335.7 нм max 2 оптическая плотность D (отн.ед.) 0,5 0,4 0,3 0,2 C70 0,1 C60+C70 C60 0,0 300 350 400 450 - можжевельник (листья), - гвоздика, = 472.0 нм 500 550 600 650 700 длина волны (нм) растворимость смеси фуллеренов С60+С70, (г/л) - можжевельник (древесина), - пальма. 12 10 8 6 4 2 0 20 30 40 50 60 70 о температура ( С) Рис. 1. Спектр поглощения легких фуллеренов в пальмовом масле: фуллереновой смеси C60+C70 (C60 – 65 мас%, С70 – 34 мас%, С76+С78+С84+С90… – 1 мас%), фуллерена С60 (99.9 мас%), фуллерена С70 (99,5 мас%) Рис. 2. Политерма растворимости фуллереновой смеси (C60 – 65 мас%, С70 – 34 мас%, С76+С78+С84+С90… – 1 мас%) в некоторых эфирных и растительных маслах в интервале температур 20 80 °С 80 РАСТВОРИМОСТЬ ЛЕГКИХ ФУЛЛЕРЕНОВ … масло гвоздики: пальмовое масло: Рис. 3. Политерма растворимости фуллерена C60 и фуллерена С70 в гвоздичном и пальмовом маслах в интервале температур 20 80, и 50 80 °С соответственно растворимость фуллеренов С60 и С70, (г/л) 6 -C60, -C60, 151 -С70, -С70. 5 4 3 2 1 0 20 30 40 50 60 70 80 о температура ( С) Таблица 3. Растворимость индивидуальных фуллеренов С60 и С70 в гвоздичном и пальмовом маслах Растворимость, г/л C60 в масле гвоздики C70 в масле гвоздики C60 пальмовом масле C70 в пальмовом масле 20 1,551 0,906 – – 30 1,778 1,026 – – 40 2,168 1,267 – – Температура, °С 50 2,880 1,715 0,161 0,108 60 3,011 2,037 0,358 0,337 70 3,275 2,662 0,523 0,923 80 3,864 5,619 0,720 2,139 Выводы 1. Получены и охарактеризованы данные по температурной зависимости растворимости легких фуллеренов в «древесных маслах» (масле можжевельника (листья), можжевельника (древесина), масле гвоздики, пальмовом масле). 2. Обсуждена возможность потенциального практического использования растворов фуллеренов в данных растворителях. 3. Определен состав кристаллосольватов, образующихся в системах легкие фуллерены – эфирные масла, растительные масла. Установлено, что легкие фуллерены и твердые растворы на их основе образуют с указанными растворителями кристаллосольваты с весьма низким содержанием растворителя. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. Ruoff R.S., Malhorta R., Huestis D.L., Lorents D.C. Solubility of fullerene C60 in a variety of solvents // Nature. 1993. V. 362. №6416. Pp. 140–141. Beck M.T., Mandi G. Solubility of C60 // Fullerene science and technology. 1997. V. 5. №2. Pp. 291–310. Bezmel'nitsyn V.N., Eletskii A.V., Okun' M.V. Fullerenes in solutions // Uspekhi Physicheskih Nauk. 1998. V. 168. №11. Pp. 1091–1115. Letcher T.M., Domanska U., Goldon A., Mwenesongole E. M. Solubility of buckminsterfullerene in terahydrofuran, thiophene, terahydrothiophene, 1,2-dichlorobenzene, 1,2,4-trichlorobenzene and n-butilamine // S.-Afr. J. Chem. 1997. V. 50. Pp. 51–53. Zhou X., Liu J., Jin Z., Gu Z., Wu Y., Sun Y. Solubility of fullerene C 60 and C70 in toluene, o-xylene and carbon disulfide at various temperatures // Fullerene Science and Technology. 1997. V. 5. Pp. 285–290. Kolker A.M., Islamova N.I., Avramenko N.V., Kozlov A.V. Thermodynamic properties of C60 fullerene solutions in individual and mixed organic solvents // J. Mol. Liq. 2007. V. 131. Pp. 95–100. Колкер А.М., Исламова Н.И., Авраменко Н.В., Козлов А.В. Термодинамические свойства растворов С60 в индивидуальных и смешанных органических растворителях // Журнал физической химии. 2006. Т. 80. №10. С. 1825–1829. Doome R.J., Dermaut S., Fonseca A., Hammida M., Nagy J.B. New evidence for the anomalous temperaturedependent solubility of C60 and C70 fullerenes in various solvents // Fullerene Science and Technology. 1997. V. 5. Pp. 1593–1606. К.Н. СЕМЕНОВ, Н.А. ЧАРЫКОВ, О.В. АРАПОВ, О.В. ПРОСКУРИНА … 152 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18. 19. 20. 21. 22. 23. 24. 25. 26. 27. 28. 29. 30. 31. 32. 33. 34. Арапов О.В., Аксельрод Б.М., Пронкин А.А., Чарыков Н.А, Рязанова О.Ю. Растворимость в системе фуллерен С60 –фуллерен С70 – о-ксилол // Журнал прикладной химии. 2003. Т. 76. №1. C. 35–38. Семенов К.Н., Пяртман А.К., Арапов О.В., Чарыков Н.А., Кескинов В.А., Лищук В.В., Алексеев Н.И. Политермическая растворимость легких фуллеренов в технической смеси высокомолекулярных карбоновых кислот (ВИК) // Журнал прикладной химии. 2007. Т. 80. №1. C. 39–42. Семенов К.Н., Пяртман А.К., Чарыков Н.А., Кескинов В.А., Лищук В.В., Арапов О.В., Алексеев Н.И. Растворимость фуллеренов в н-алкановых карбоновых кислотах С2-С9 // Журнал прикладной химии. 2007. Т. 80. №3. С. 456–461. Семенов К.Н., Пяртман А.К., Чарыков Н.А., Кескинов В.А., Арапов О.В., Алексеев Н.И., Лищук В.В. Политермическая растворимость фуллеренов в пеларгоновой и каприловой кислотах // Журнал прикладной химии. 2007. Т. 80. №4. С. 557–561. Семенов К.Н., Чарыков Н.А., Пяртман А.К., Кескинов В.А., Арапов О.В., Алексеев Н.И., Лищук В.В. Растворимость фуллеренов в масляной и энантовой кислотах в интервале температур 20–80 °С // Журнал физической химии. 2008. Т. 82. №5. С. 843–847. Семенов К.Н., Арапов О.В., Чарыков Н.А., Кескинов В.А., Пяртман А.К., Гутенев М.С., Проскурина О.В., Матузенко М.Ю., Клепиков В.В. Растворимость фуллерена С70 в ряду одноосновных карбоновых кислот Сn–1H2n–1COOH (n=1–9) в интервале температур 20–80 °C // Журнал физической химии. 2008. Т. 82. №6. С. 1183–1186. Braun T., Mark L., Ohmacht R. Olive oil as a biocompatible solvent for pristine C60 // Fullerenes, Nanotubes and Carbon Nanostructures. 2007. V. 15. Pp. 311–314. Stukalin E.B., Avramenko N.V., Korobov M.V., Ruoff R. Ternary system of C 60 and C70 with 1,2,-dimethylbenzene // Fullerene science and technology. 2001. V. 9. №1. Pp. 113–130. Семенов К.Н., Чарыков Н.А., Арапов О.В., Кескинов В.А., Пяртман А.К., Гутенев М.С., Проскурина О.В., Матузенко М.Ю. Растворимость С70 в ряду н-алканолов-1 (С1–С11) в интервале температур 20–80 °C // Журнал физической химии. 2008. Т. 82. №5. С. 870–874. Патент №2198136 (РФ). Способ получения растворов фуллеренов / Плугин А.И., Погорелый П.А., Бурангулов Н.И., Агафонов Г.И., Слита А.В., Хубатуллин В.Л. 10.02.2003. Патент №2214226 (РФ). Косметический крем / Бурангулов Н.И., Дьячук Г.И., Згонник П.В., Мильруд Э.М., Погорелый П.А., Крылова Л.А., Хубатуллин В.Л. 20.10.2003. Патент №2284293 (РФ). Способ получения фуллеренсодержащей эмульсии / Погорелый П.А., Березин А.Б., Майерс Ф.Э., Рогинский К.М., Слита А.В., Киселев О.И., Александров С.Н., Зарубаев В.В. 27.09.2006. Патент №2283273 (РФ). Способ получения раствора фуллерена / Погорелый П.А., Березин А.Б., Майерс Ф.Э., Рогинский К.М., Слита А.В., Киселев О.И., Александров С.Н., Зарубаев В.В. 10.09.2006. Заявка на патент РФ №2004126663. Способ получения раствора фуллерена / Березин А.Б., Погорелый П.А., Погорелый Ю.П., Майерс Ф.Э., Рогинский К.М., Слита А.В., Киселев О.И., Александров С.Н., Зарубаев В.В. 10.02.2006. Сидоров Л.Н., Юровская М.А. Фуллерены. М., 2005. 688 с. Пиотровский Л.Б.,.Киселев О.И. Фуллерены в биологии. СПб., 2006. 334 с. Патент №2296707 (РФ). Способ хроматографического разделения фуллеренов / Блохин А.А., Кескинов В.А., Мурашкин Ю.В., Пяртман А.К., Чарыков Н.А., Артемьева М.А. 10.01.2007. Патент №2307068 (РФ). Способ получения наноуглеродного материала / Алексеев Н.И., Алехин О.С., Бодягин Б.О., Герасимов В.И., Некрасов К.В., Арапов О.В., Семенов К.Н., Сироткин А.К., Чарыков Н.А. 27.09.2007. Patent WO 2005/070826 A1. Method for production a fullerene-containing black / Abdugaev R.M., Alekhin O.S., Gerasimov V.I., Losev G.M., Nekrasov K.V., Nikonov Yu.A., Soroka A.I. Charykov N.A. 2005. Patent WO 2005/087662 A1. A device for production a fullerene-containing black / Abdugaev R.M., Alekhin O.S., Gerasimov V.I., Losev G.M., Nekrasov K.V., Nikonov Yu.A., Soroka A.I. Charykov N.A. 2005. Патент №2256608 (РФ). Способ получения фуллеренсодержащей сажи / Абдугаев Р.М., Алехин О.С., Герасимов В.И., Лосев Г.М., Некрасов К.В., Никонов Ю.А., Сорока А.И., Чарыков Н.А. 20.07.2005. Патент на полезную модель №39129 (РФ). Установка для получения фуллеренсодержащей сажи (варианты) / Абдугаев Р.М., Алехин О.С., Герасимов В.И., Лосев Г.М., Некрасов К.В., Никонов Ю.А., Чарыков Н.А. 20.07.2004. Ермилов Н.Н., Чарыков Н.А., Павловец В.А., Кузнецова Е.А. Нанотехнологии – от теории к практике // Инновации. 2007. №12. C. 79–83. Чарыков Н.А., Зуев В.В., Кузнецова Е.А. Высокопроизводительный комплекс по получению фуллеренов // Петербургский журнал электроники. 2007. Т. 53. №4. С. 16–31. Ponomarev A.N., Yudovich M.E., Nikitin V.A., Nikitin D.V., Barchenko V.T., Sobol' V.N., Strel'nikov K.B., Sergeev V.I. Some features of analysis of solutions of fullerenes C60 and C70 by their absorption spectra // Optika i Spektroskopiya. 2000. V. 88. Pp. 230–232. Бегак О.Ю. Методика выполнения измерений массовой концентрации фуллеренов С60, С70 и сверхтяжелых фуллеренов методом высокоэффективной жидкостной хроматографии // ГОСТ 8.563-96. Аттестация МВИ №242/81 2004. ВНИИ метрологии им. Д.И. Менделеева. 2004. 20 с. Поступило в редакцию 4 марта 2009 г. После переработки 25 февраля 2010 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 153–158. УДК 541.64:547.97 ИЗВЛЕЧЕНИЕ НАТУРАЛЬНЫХ КРАСИТЕЛЕЙ ГИДРОФИЛЬНЫМИ ПОЛИМЕРАМИ © Е.В. Чурилина1, Я.И. Коренман1, П.Т. Суханов1*, В.М. Болотов1, Г.В. Шаталов2 Воронежская государственная технологическая академия, пр. Революции, 19, Воронеж, 394036 (Россия) E-mail: [email protected] 2 Воронежский государственный университет, Университетская площадь, 1, Воронеж, 394693 (Россия) 1 Для извлечения и концентрирования природных антоцианового и каротиноидного красителей впервые применена экстракция гидрофильными полимерами. Исследовано влияние природы полимера и соли, рН, присутствия алифатических спиртов на эффективность извлечения красителей из водно-солевых растворов и растительного сырья. Ключевые слова: экстракция, натуральные красители, гидрофильные полимеры. Работа выполнена в рамках Федеральной целевой программы «Научные и научно-педагогические кадры инновационной России» на 2009-2013 гг. Введение Применяемые в современной пищевой, косметической и фармацевтической промышленности синтетические красители участвуют в канцерогенезе. Природные антоциановые красители – соединения фенольного типа с высокой биологической и антиоксидантной активностью. Антоцианы выделяются из растительного пищевого сырья и вместе с другими веществами повышают ценность окрашиваемого продукта, придают ему вкус и аромат [1, 2], характеризуются противовоспалительными и противомутагенными свойствами, обеспечивают кардиозащиту, улучшают проницаемость сосудов. Антоциановые красители из выжимок черноплодной рябины и черной смородины бактерицидны и при добавлении в консервы угнетают микрофлору продуктов [3]. Каротиноиды – природные органические пигменты, фотосинтезируемые бактериями, грибами, водорослями и высшими растениями. Идентифицировано около 600 каротиноидов. Они имеют преимущественно желтый, оранжевый или красный цвет, по строению это циклические или ациклические изопреноиды [2]. Каротины нерастворимы в воде, но растворяются в органических растворителях, содержатся в листьях всех растений, а также в корнеплодах моркови, плодах шиповника и др., являются провитамином витамина А. Каротины зарегистрированы в качестве пищевой добавки Е160a. Создание новых и совершенствование известных способов извлечения и концентрирования природных красящих веществ – актуальная технологическая проблема. Известные способы концентрирования натуральных антоциановых и каротиноидных красителей основаны на многократной экстракции органическими растворителями [4]. Cистемы на основе водорастворимых поли-N-винилкапролактама (ПВК), поли-N-винилпирролидона (ПВП), полиэтиленгликолей (ПЭГ) применяются в биотехнологии. Основные преимущества таких полимеров – нетоксичность, высокая гидрофильность, способность к комплексообразованию со многими органическими и биологическими объектами [5–7]. Новые экстракционные системы на основе ПВК, ПВП и ПЭГ экологически безопасны, не содержат токсичных растворителей. Их применение расширяет возможности экстракционных методов извлечения и концентрирования натуральных красителей. Экстракция антоциановых и каротиноидных красителей из водных растворов и растительного сырья в системах, содержащих гидрофильные полимеры, ранее не изучалась. * Автор, с которым следует вести переписку. 154 Е.В. ЧУРИЛИНА, Я.И. КОРЕНМАН, П.Т. СУХАНОВ, В.М. БОЛОТОВ, Г.В. ШАТАЛОВ Цель работы – установление закономерностей экстракционного извлечения натуральных красителей из водных сред и растительного сырья с применением гидрофильных полимеров. Экспериментальная часть Препараты антоцианового красителя получали экстракцией этанолом при 50–55 °С из ягод черной смородины по известной методике [8]. Препарат каротиноидного красителя извлекали из растительного сырья (корнеплодов моркови красной посевной Daucus sativus). Применяли ПВП медицинского назначения с молекулярной массой М ω = 1·104 и ПЭГ производства фирмы «Loba Chemie» с молекулярной массой Мω = 5,0103. Поли-N-винилкапролактамы получали радикальной полимеризацией по известной методике [9]. Синтезировали препараты ПВК с молекулярными массами 1·10 4; 6·104 и 16·104. Структурные звенья полимеров представлены в таблице 1. В качестве высаливателей применяли NaCl, Таблица 1. Структурные звенья изученных полимеров (NH4)2SO4 и Na2SO4 квалификации х.ч., двухфазные водно-органические системы получали в CH CH2 широком диапазоне концентраций полимеров и N O Поли-N-винилпирролидон соли. Для установления экстракционных характеn ристик в сосуды с пришлифованными пробками H2C CH помещали 10 см3 раствора красителя, содержаO N щего высаливатель, добавляли 1 см3 раствора Поли-N-винилкапролактам полимера с концентрацией 0,001–6% мас. и экстрагировали на вибросмесителе до достижения n межфазного равновесия (3–5 мин). CH2 CH2 O Полиэтиленгликоль n При изучении влияния гидротропного эффекта на степень извлечения в водно-солевые растворы красителя вводили по 0,5 см 3 растворов алифатического спирта и полимера. Применяли спирты квалификации «чистый», чистоту препаратов контролировали по показателям преломления. Эффективность экстракционного извлечения красителя оценивали по степени извлечения (R, %): R= Ao A 100 , Ao где Ао и А – оптические плотности водных растворов красителя до и после экстракции (КФК–2МП, λ = 490 нм, толщина светопоглощающего слоя 1 см). Содержание красного пигмента в антоциановом красителе устанавливали с применением стандартного раствора СоSO4∙7Н2О по [4]. Количество каротиноидов в растительном сырье устанавливали по методике [10]. Результаты и их обсуждение Наличие двух или более несмешивающихся фаз – основное условие жидкостно-жидкостной экстракции. Введение в водный раствор полимера и антоцианового красителя больших количеств хорошо растворимых неорганических солей приводит к уменьшению растворимости полимера и красителя (известный эффект высаливания) [11]. При изучении фазовых равновесий в системах гидрофильный полимер – насыщенный раствор соли установлено [12], что наиболее стабильные двухфазные системы образуются в присутствии (NH4)2SO4 и Na2SO4 или NaCl ( экстракция ПВК). Изучена зависимость степени извлечения антоцианового красителя из водного раствора от концентрации полимера и природы соли (рис. 1 и 2). Вода в фазе, содержащей сульфат аммония, практически полностью переходит в сольватные сферы иона аммония, ионы Na+ гидратируются в меньшей степени [13], поэтому независимо от концентрации полимеров системы с (NH 4)2SO4 более эффективны. Так, при однократной экстракции ПВП максимальная степень извлечения красителя достигает 95% (высаливатель – сульфат аммония) и лишь 79% в системах с сульфатом натрия. ИЗВЛЕЧЕНИЕ НАТУРАЛЬНЫХ КРАСИТЕЛЕЙ … Рис. 1. Экстракция антоцианового красителя ПВК (1–3) и ПВП (4, 5) из растворов хлорида натрия (1), сульфата натрия (2, 5), сульфата аммония (3, 4) 155 Рис. 2. Зависимость степени извлечения антоцианового красителя от содержания ПЭГ в водном растворе, высаливатель – (NH4)2SO4 (1), Nа2SO4) (2) В системах с ПВП и ПВК наибольшие степени извлечения красителя установлены при меньших концентрациях полимера, чем в системах, содержащих ПЭГ. Экстракционная эффективность изученных полимеров по отношению к антоциановому красителю изменяется в ряду ПВП > ПВК > ПЭГ. Наличие в молекуле ПВП (ПВК) карбонильной группы с повышенной электронной плотностью приводит к усилению ион-дипольных взаимодействий между функциональными группами полимера с ароматическими группами красителя, поэтому в системе ПВП (ПВК)–высаливатель–краситель достигаются наибольшие степени извлечения. Повышенная комплексообразующая способность ПВП обусловлена содержанием в полимерной цепи звеньев менее стерически нагруженного и содержащего меньше гидрофобных углеводородных фрагментов N-винилпирролидона по сравнению с N-винилкапролактамом. Системы с ПЭГ являются менее эффективными, что обусловлено прежде всего строением гетероцепного полимера. Экстракция антоцианового красителя происходит за счет гидрофобных взаимодействий этиленовых групп молекулы ПЭГ с функциональными группами красителя, сила взаимодействий которых, повидимому, невелика. На УФ-спектрах поглощения систем ПВП–краситель и ПЭГ–краситель обнаружен новый, не специфический для индивидуальных компонентов максимум поглощения при λ = 274 нм, что экспериментально подтверждает образование комплексного соединения. Изучено влияние рН водного раствора на степень извлечения антоцианового красителя из насыщенного раствора ПВК и ПЭГ (рис. 3, 4). Независимо от концентрации ПВК и его молекулярной массы с уменьшением рН степень извлечения красителя существенно снижается. При рН=3,5 степень извлечения красителя достигает 92–95%, при рН=1 не более 77%. При подкислении происходит протонирование группы >С=О [6], что приводит к уменьшению взаимодействий между полимером и красителем и, как следствие, к снижению степени извлечения антоцианового красителя. При экстракции ПЭГ в интервале рН 1–4 степень извлечения красителя практически не изменяется. Так, при содержании в системе 1,67 мас. % ПЭГ извлекается 97 и 94% красителя соответственно при рН 1 и 4. Незначительное влияние рН на степень извлечения объясняется большим вкладом гидрофобных взаимодействий в присутствии ПЭГ. В щелочной среде экстракцию красителя не изучали ввиду его неустойчивости при рН > 7 [14]. 156 Е.В. ЧУРИЛИНА, Я.И. КОРЕНМАН, П.Т. СУХАНОВ, В.М. БОЛОТОВ, Г.В. ШАТАЛОВ Рис. 3. Влияние рН на степень извлечения антоцианового красителя ПВК (Мη = 6·104 ) в присутствии NaCl: рН = 3,5 (1); рН = 1 (2). Рис. 4. Влияние рН на степень извлечения антоцианового красителя ПЭГ в присутствии высаливателя (NH4)2SO4: рН=4 (1), рН=3 (2), рН=1 (3) В отличие от ПВП и ПЭГ поли-N-винилкапролактамы характеризуются нижней критической температурой растворения (32–37 °С) [6], поэтому извлечение антоцианового красителя возможно без применения высаливателей. Так, при нагревании водного раствора выше температуры фазового разделения ПВК (33,5 °С) извлекается до 86% красителя. Изучено влияние молекулярной массы ПВК на эффективность извлечения антоцианового красителя (рис. 5). Степень извлечения красителя не зависит от молекулярной массы полимера в интервале 1·104 – 6·104 (рис. 5, линии 2 и 3). Аналогичная закономерность характерна для комплексообразования ПВК с флуоресцентными красителями [6]. При термоосаждении из водных растворов полимера с Мη > 6·104 степень извлечения красителя возрастает. При подкислении растворов перед термоосаждением (рН 1) степень извлечения красителя также существенно снижается (рис. 5, линия 4). Для извлечения антоцианового красителя из растительного сырья применяют различные органические растворители, в том числе алифатические спирты [2]. Изучено влияние спиртов (этанол, 1-пропанол, 1-бутанол, 3- метил-1-бутанол) на эффективность экстракционного извлечения антоцианового красителя и образование двухфазной системы (табл. 2). Рис. 5. Зависимость степени извлечения антоцианового красителя при термоосаждении водного раствора ПВК от содержания полимера: 1 – Мη = 16·104 (рН = 3,5); 2 – Мη = 6·104 (рН = 3,5); 3 – Мη = 1·104 (рН = 3,5); 4 – Мη = 1·104 (рН = 1) ИЗВЛЕЧЕНИЕ НАТУРАЛЬНЫХ КРАСИТЕЛЕЙ … 157 Таблица 2. Зависимость соотношения равновесных объемов водной (Vo) и органической (Vв) фаз и степени извлечения антоцианового красителя полиэтиленгликолем из растворов сульфатов аммония от присутствия алифатических спиртов в водном растворе Спирт В отсутствие спирта Этанол 1-пропанол 1-бутанол 3-метил-1-бутанол ωПЭГ = 1,67 мас. % Vв:Vо R, % 15:0,4 97 15:0,5 89 15:1,4 86 15:2,0 88 15:1,5 73 ωПЭГ = 0,67 мас. % Vв:Vо R, % 15:0,2 91 15:0,4 84 15:0,9 76 15:1,5 86 15:1,5 67 В присутствии соли аммония независимо от содержания ПЭГ степень извлечения красителя максимальна в отсутствие спиртов. Введение гидрофильного спирта (этанол) понижает степень извлечения красителя с 97 до 89% (сПЭГ = 1,67 мас. %) и с 82 до 57% (сПЭГ = 0,67 мас. %), что объясняется известным гидротропным эффектом спирта [15]. При этом объем равновесной органической фазы (Vo) изменяется несущественно. Возрастание Vo в системах полимер–1-пропанол и полимер–1-бутанол обусловлено различной растворимостью спиртов в водно-солевом растворе. В ряду изученных спиртов 3-метил-1-бутанол наиболее гидрофобен и, следовательно, в большей степени извлекается образующейся фазой полимера. Координационно активные группы полимера экранируются спиртом, поэтому степень извлечения красителя снижается. Присутствие алифатических спиртов независимо от его гидрофобности и природы полимера нецелесообразно при экстракции антоцианового красителя из водно-солевых растворов. Таким образом, для практически полного (97%-ного) извлечения антоцианового красителя из водных растворов могут применяться системы с содержанием 0,1 мас. % ПВП (ПВК) и 1,67 мас. % ПЭГ-5000 и 40 мас. % сульфата аммония при рН ≈4 или 26,5 мас. % хлорида натрия (в случае ПВК). Изученные экстракционные системы на основе гидрофильных полимеров применены для извлечения каротиноидов из растительного сырья. Способ извлечения осуществляется следующим образом: к измельченному каротиноидсодержащему сырью добавляют водный раствор полимера ПВП (или ПВК) и перемешивают. Раствор отфильтровывают и добавляют насыщенный 40% раствор (NH4)2SO4. В присутствии сульфата аммония полимеры образуют самостоятельную фазу, которая извлекает краситель. Межфазное равновесие достигается в течение 10 мин. Полимерный комплекс с красителем отделяют фильтрованием [15]. Наличие температуры фазового разделения у ПВК позволяет получать концентраты каротиноидного красителя, не содержащие органические реагенты, за счет нагревания водно-полимерных растворов красителя до 32–37 °С. Полученные концентраты рекомендуются в качестве биологически активных нутриентов при производстве кондитерских изделий, функциональных молочных продуктов, а также для окрашивания некоторых лекарственных препаратов в виде сиропов, капсул, таблеток. Выводы Разработаны новые способы извлечения антоцианового и каротиноидного красителей из водных растворов и природных объектов. При однократной экстракции достигается 98–99%-ное извлечение красителей (в форме комплекса с гидрофильным полимером) из водных растворов. Разработанные способы исключают применение органических растворителей и температурную обработку, биологически активные вещества не подвергаются деструкции. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. Сарафанова Л.А. Пищевые добавки: энциклопедия. СПб., 2003. 688 с. Болотов В.М., Нечаев А. П. Пищевые красители // Пищевые ингредиенты. Сырье и добавки. 2001. №1. С. 4–11. Танчев С.С. Антоцианы в плодах и овощах. М., 1980. 304 с. Харламова О.А., Кафка Б.В. Натуральные пищевые красители. М., 1979. 192 с. Химическая энциклопедия / ред. И.Л. Кнунянц. М., 1998. Т. 1. 625 с. Кирш Ю.Э. Поли-N-винилпирролидон и другие поли-N-виниламиды. М., 1998. 252 с. Сидельковская Ф.П. Химия N-винилпирролидона и его полимеров. М., 1970. 150 с. Патент 2228344 РФ. Способ получения антоцианового красителя из плодового сырья / А.П. Один, А.Д. Хайрутдинова, В.М. Болотов // БИ. 2004. №13. С. 53. Е.В. ЧУРИЛИНА, Я.И. КОРЕНМАН, П.Т. СУХАНОВ, В.М. БОЛОТОВ, Г.В. ШАТАЛОВ 158 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. Чурилина Е.В., Шаталов Г.В., Коренман Я.И., Суханов П.Т., Шаталов Г.В. Свойства водных растворов полимеров на основе N-винилкапролактама, содержащих антоциановый краситель // Вестник ВГУ: Сер: Химия. Биология. Фармация. 2007. №2. С. 56–58. Жеребцов Н.А., Григоров В.С., Корнеева О.С., Спивакова Л.В. Лабораторный практикум по биохимии. Воронеж, 2000. 140 с. Соловкин А.С. Высаливание и количественное описание экстракционных равновесий. М., 1969. 124 с. Мокшина Н.Я. Экстракция аминокислот и витаминов. Воронеж, 2007. 246 с. Коренман И.М. Экстракция в анализе органических веществ. М., 1977. 200 с. Нечаев А.П., Болотов В.М., Сарафанова Л.А. Пищевые красители. Классификация, свойства, анализ, применение. СПб., 2008. 240 с. Патент 2358997 РФ. Способ извлечения каротиноидов из растительного сырья / Е.В. Чурилина, П.Т. Суханов, Я.И. Коренман, В.М. Болотов, Г.В. Шаталов // БИ. 2009. №17. С. 60. Поступило в редакцию 23 июня 2009 г. После переработки 4 марта 2010 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 159–164. УДК [664.34+666.321]:544-931.2 ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИЕ ПРОЦЕССЫ, ПРОТЕКАЮЩИЕ ПРИ ВВЕДЕНИИ КАОЛИНОВЫХ ГЛИН В РАСТИТЕЛЬНЫЕ МАСЛА © В.Ю. Прокофьев, П.Б. Разговоров* Ивановский государственный химико-технологический университет, пр. Ф. Энгельса, 7, Иваново, 153000 (Россия) е-mail: [email protected] Показан характер взаимодействий сопутствующих веществ растительных масел с поверхностью каолиновых глин, вводимых с целью сорбционной очистки сырья от примесей при получении экологически безопасных пищевых продуктов и биологически активных сред. Поясняется роль льюисовских и бренстедовских центров на частицах каолинита, активированного кислым и щелочным агентом, при формировании композиций типа «масло–сорбент». Ключевые слова: растительные масла, каолиновая глина, сопутствующие вещества, льюисовские центры, бренстедовские центры. Введение С целью очистки растительных масел от сопутствующих веществ, затрудняющих переработку указанного сырья в продукты с высокой энергетической и питательной ценностью, используют природные алюмосиликатные сорбенты, в том числе каолиновые глины. Введение каолиновых глин в растительные масла, с химических позиций, представляется обоснованным шагом, поскольку на их поверхности (а именно базальных гранях и ребрах частиц) имеются как кислотные, так и основные поверхностные центры [1]. При последующем выделении таких глин из жидкой фазы может быть извлечен весьма широкий спектр соединений различной природы, обладающих той или иной степенью сродства к основному компоненту маслосодержащих сред – триглицеридам жирных кислот. Так, например, свободные жирные кислоты характеризуются тем, что включают протон гидроксильной группы и координационно-насыщенный карбонильный атом кислорода; в активную часть пероксидных соединений входит электронодонорный атом кислорода, а молекулы примесных фосфатидов имеют двойные связи при атоме кислорода и аминогруппы. Известно [1], что для изменения сорбционных свойств каолинита в отношении сопутствующих веществ растительных масел, как правило, используют процесс активации кислотами. Более «мягкая» активация обеспечивается действием на сорбенты органических кислот, в частности, уксусной кислоты (УК) [2–4]; щелочную же активацию отдельно от кислотной обработки проводят редко. Цель настоящей работы – попытка научно обосновать характер взаимодействий между различными примесными ингредиентами масла и каолиновой глиной, активированной агентами как кислого, так и щелочного характера. Экспериментальная часть Опыты проводили на образцах подсолнечного (к.ч. = 5,3 мг КОН/г) и льняного масел (к.ч. = 3,2 мг КОН/г), в которые при 70 °С вводили глину Веселовского месторождения (Донецкая обл., Украина). Физико-химические показатели растительных масел после их обработки сорбентом в течение 30 мин определяли по методикам [5]. Дифрактограммы отмученного образца глины снимали на приборе «ДРОН–3 М» (Сu Kα – излучение, λ = 1,54 Å; напряжение на трубке 40 кВ, сила тока 20 мА, скорость сканирования 1 град./мин). * Автор, с которым следует вести переписку. 160 В.Ю. ПРОКОФЬЕВ, П.Б. РАЗГОВОРОВ Методом рК-спектроскопии на поверхности частиц природного сорбента обнаружены протонные кислотные центры по Бренстеду, апротонные кислотные центры по Льюису и основные протоноакцепторные центры. Бренстедовские центры (17 ммоль/г) образованы поверхностными гидроксильными группами вблизи атома алюминия, связанного с двумя кремнийкислородными тетраэдрами решетки каолинита. Льюисовские центры (10 ммоль/г) включают координационно-ненасыщенные атомы Al). Основные центры (13 ммоль/г) представляют поверхностные атомы кислорода с заполненной электронной оболочкой. Качественную идентификацию структуры активированных сорбентов осуществляли на основании данных инфракрасной спектроскопии [6], количественную оценку их поверхностных групп получали согласно [7]. Обсуждение результатов Анализ дифрактограмм природного образца сорбента показал, что основным его компонентом является каолинит. Согласно данным инфракрасной спектроскопии, при активации каолиновой глины уксусной кислотой наблюдается слабо выраженное деалюминирование кристаллической структуры алюмосиликата и появление карбоксилатных групп, причем эти процессы характерны для концентрации УК выше 50 мас. %. На рК-спектрах глины, активированной указанным агентом, обнаружена группа кислотных центров в области 4…6 (140 ммоль/г), тогда как основные центры – отсутствовали. Это дает основания полагать, что при взаимодействии каолинита и УК сначала, при незначительных (в пределах нескольких процентов) концентрациях кислоты, превалирующим является взаимодействие ее гидроксильной группы с основными протоноакцепторными центрами на поверхности каолинита, что приводит к нейтрализации последних: . (1) При повышении концентрации УК (> 6 мас. %) электроноакцепторные льюисовские центры каолиновой глины реагируют с карбонильным кислородом УК, имеющим заполненную внешнюю орбиталь: . (2) В результате на поверхности частиц имеем координационно-насыщенный атом Al и карбоксилат в монодетантной форме, гидроксильная группа которого дает протонодонорный центр по Бренстеду. При деалюминировании каолинита кислотой на месте атома алюминия возникает льюисовский центр, который образован атомом кремния с избыточным положительным зарядом. В инфракрасных спектрах веселовской глины, смешанной с натриевым жидким стеклом (ЖС) в количестве 5–15 мас. %, наблюдается отсутствие колебаний поверхностных гидроксильных групп каолинита. На рК-спектрах выделяются только пики основных центров в области 11…12, суммарное содержание которых составляет ≈128 ммоль/г. Таким образом, бренстедовские поверхностные центры нейтрализуются при катионном обмене типа , (3) ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИЕ ПРОЦЕССЫ … 161 тогда как льюисовские – за счет адсорбции силикатных групп ЖС по электрононасыщенным атомам кислорода: . (4) В итоге на поверхности имеются в наличии только основные центры. Описанные поверхностные свойства каолинита позволяют уяснить суть физико-химических явлений при протекании сорбционных процессов, сопровождающих очистку растительных масел от сопутствующих веществ. Так, свободные жирные кислоты, присутствующие в растительных маслах в концентрации до 0,1 моль/л (а иногда – и выше) могут адсорбироваться, во-первых, путем нейтрализации гидроксильных групп основными протоноакцепторными центрами на поверхности сорбента по механизму Бренстеда: Al Al :O: + Н С O + Н + С O : : : : O R :O: O Si R . (5) - Si : : Si : O: O Н O С R Si :O: Al : : : O: O :O: С R (6) : : : : Si :O: Al + Н : : : : : O: Si : : Второй же путь осуществляется за счет взаимодействия координационно-ненасыщенных льюисовских центров у каолинита с заполненной электронной оболочкой карбонильного кислорода СООН-групп (как и в случае с УК): : O: Si Si Si :O: : : Si : : Наличие подвижных катионов натрия в ЖС существенно увеличивает степень нейтрализации жирных кислот. Это подтверждается данными по очистке подсолнечного масла [8, 9]: максимальное выделение из него свободных жирных кислот наблюдается при использовании композиций глины Веселовского месторождения, включающих добавки ЖС (до 10 мас. %), а минимальная степень очистки достигается при введении сорбентов, предварительно активированных УК. В свою очередь, пероксидные соединения, обладая свободной парой электронов во внешней сфере, взаимодействуют с электроноакцепторными поверхностными центрами по Льюису: :O: Si Si :O: Al O СH СH СH : : : : Si :O: Al + O : : : : : O: :O: Si O O СH СH СH . (7) В.Ю. ПРОКОФЬЕВ, П.Б. РАЗГОВОРОВ Si : O: : : Si : : 162 :O: O O СH Si :O: Al : : Al + : : Si :O: : : : : : O: СH :O: Si O (8) O СH . СH Si R1 :O: O :O: : : O Al + O С R2 Al :O: С R2 . :O: :O: Si Si (9) : : Si :O: : : Si : : R1 : : Si :O: Si : : : : Этим может объясняться повышение степени очистки подсолнечного и льняного масел от перекисных соединений на сорбентах из каолиновой глины, активированной УК [2, 9]. Что же касается примесных восков (до 1,5 мас. %), заметим, что активный центр их молекул включает карбонильный кислород. Такая структура благоприятствует адсорбции указанных сопутствующих соединений растительных масел на льюисовских кислотных центрах каолинита по схеме: Экспериментальные данные [3, 10] подтвердили, что применение активированных кислотой сорбентов из каолиновых глин обеспечивает более весомые результаты выделения восков из маслосодержащих сред. В структуре фосфатидов также имеются атомы кислорода, образующие связи с координационноненасыщенными атомами алюминия: Si Si R Si :O: O O Al + O P O O O R O (CH2)2 NH3 Si :O: Al O Si O O P O (CH2)2 NH3 . (10) O Si В фосфатидах может присутствовать и аминогруппа, которая, взаимодействуя с протонодонорными бренстедовскими центрами, дает катионы аммония: R R O Al O H + NH3 (CH2)2 O P O O O Al O NH4 (CH2)2 O P O. (11) O Соответственно, более высокой степени очистки растительных масел от фосфатидов удается добиться при введении в масла сорбентов из глины, активированной УК [9]. Рост числа основных электронодонорных центров в композиции сo щелочным ингредиентом также влияет на сорбцию фосфатидов: ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИЕ ПРОЦЕССЫ … 163 R R : O: + NH3 + (CH2)2 O P O O- : : : : O : O: NH3 + O (CH2) 2 O P O -. (12) O Кроме того, пусть и слабые, электроноакцепторные льюисовские центры при катионах натрия также позволяют связывать фосфорорганические соединения: R R O O Si O Na + O P O Si O Na O O O (CH2)2 NH3 O O O P O (CH2)2 NH3 . (13) O Большое значение в процессе очистки растительных масел от всех указанных типов сопутствующих веществ играют водородные связи между атомом кислорода извлекаемых ингредиентов и концевым водородом гидроксильных групп каолинита (бренстедовские кислотные центры): Al O Н С O (14) . Катионы металлов (меди, цинка, железа и т.д.) в процессе очистки могут проявлять себя как основания по Бренстеду, замещая протон в гидроксильных группах каолинита: Al O Н + Me+ Al O Me + Н + . (15) Одновременно они действуют и как кислоты по Льюису, взаимодействуя с электронодонорным основным центром, образованным поверхностным атомом кислорода материала сорбента: Al + : : : : Al :O: + Me :O: Me+ . Si Si (16) Исследованиями динамической емкости сорбентов было установлено, что устойчивой работой при очистке подсолнечного масла отличаются сорбенты из каолиновой глины, активированной уксусной кислотой, в сочетании сo щелочными агентами, в частности, с ЖС или доломитом. Расход указанных сорбентов находится в пределах 100 кг/т масла (подсолнечного, льняного), очищаемого до квалификации «высший сорт». Данный результат объясняется нами, как указано выше, присутствием на поверхности природных и активированных каолиновых сорбентов центров всех типов, что обеспечивает в итоге получение экологически безопасных пищевых продуктов и биологически активных маслосодержащих сред, представляющих интерес для фармакологии. Выводы 1. Показана сущность физико-химических процессов, протекающих при введении каолиновых глин в растительные масла, и выявлен характер взаимодействий между различными сопутствующими веществами масла и активными центрами на поверхности сорбента. 2. Установлено, что совместная активация глины Веселовского месторождения уксусной кислотой и щелочными агентами (жидким стеклом, доломитом), при расходе сорбента до 100 кг/т масла (подсолнечного, льняного), обеспечивает степень очистки последних до квалификации «высший сорт». В.Ю. ПРОКОФЬЕВ, П.Б. РАЗГОВОРОВ 164 Список литературы Тарасевич Ю.И. Строение и химия поверхности слоистых силикатов. Киев, 1988. 248 с. Прокофьев В.Ю., Разговоров П.Б., Смирнов К.В. и др. Экструзионное формование сорбентов на основе каолина // Стекло и керамика. 2007. №8. С. 29–32. 3. Разговоров П.Б., Ситанов С.В., Прокофьев В.Ю., Смирнов К.В. Прогнозирование качества очистки растительных масел от восков в присутствии белой глины // Химия растительного сырья. 2007. №4. С. 111–116. 4. Захаров О.Н., Кухоль К.Б., Прокофьев В.Ю, Разговоров П.Б. Экструзионное формование блочных сорбентов для очистки растительных масел // Изв. вузов. Сер.: Химия и хим. технология. 2009. Т. 52. №3. С. 89–92. 5. Арутюнян Н.С., Янова Л.И., Аришева Е.А. и др. Лабораторный практикум по технологии переработки жиров. М., 1991. 160 с. 6. Давыдов А.А. ИК-спектроскопия в химии поверхности окислов. Новосибирск, 1984. 248 с. 7. Рязанов М.А., Дудкин Б.Н. Изучение кислотно-основных свойств суспензий γ-Al2O3 методом рК-спектроскопии // Коллоидный журнал. 2003. Т. 65. №6. С. 831–836. 8. Прокофьев В.Ю., Разговоров П.Б., Смирнов К.В. и др. Очистка льняного масла на модифицированной белой глине // Изв. вузов. Сер.: Химия и хим. технология. 2007. Т. 50. №6. С. 56–59. 9. Прокофьев В.Ю., Захаров О.Н., Разговоров П.Б., Ильин А.П. Модифицированные алюмосиликатные сорбенты для очистки растительного масла // Изв. вузов. Сер. Химия и хим. технология. 2008. Т. 51. №7. С. 65–69. 10. Разговоров П.Б., Макаров С.В., Пятачков А.А. и др. Сорбент для выделения примесных ингредиентов из растительных масел // Масла и жиры. 2006. №5 (63). С. 10–11. 1. 2. Поступило в редакцию 23 апреля 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 165–168. Технология УДК 676.1.022.1:688.743.54 ТЕХНОЛОГИЯ ПОЛУЧЕНИЯ ЦЕЛЛЮЛОЗЫ ИЗ НЕДРЕВЕСНОГО РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ © А.В. Вураско*, А.Р. Минакова, Б.Н. Дрикер, В.П. Сиваков, А.М. Косачева Уральский государственный лесотехнический университет, Сибирский тракт, 37, Екатеринбург, 620100 (Россия) e-mail: Vurasko_а@mizarpro.com Рассмотрена технология получения целлюлозы при комплексной переработке отходов однолетних растений. Ключевые слова: варка, перуксусная кислота, пероксид водорода, целлюлоза, делигнификация, солома. Введение Из всех способов химической переработки древесины главным на сегодняшний день остается получение технической целлюлозы посредством варки. Все возрастающий дефицит ресурсов хвойной и лиственной пород древесины создает проблему расширения сырьевой базы целлюлозно-бумажной промышленности. Данную проблему можно решить путем использования в качестве сырьевой базы однолетних растений. Отходы крупяных и злаковых культур являются ценным сырьем для получения целлюлозы, продуктов парфюмерного и медицинского назначения (диоксида кремния, пигментов, красителей). Основные достоинства этого сырья – его ежегодная воспроизводимость, возможность переработки любыми способами варки, невысокая стоимость. Отличительные особенности сырья – высокое содержание гемицеллюлоз (пентозанов); зольность (соли кремневой кислоты); неоднородность фракционного состава волокон (наличие клеток неволокнистого характера); малая толщина волокон; в некоторых случаях, большое содержание красителей и пигментов (например, солома и шелуха гречихи) [1]. Наличие таких особенностей создает проблемы при получении технической целлюлозы. Как правило, недревесное растительное сырье с целью получения волокнистых полуфабрикатов перерабатывают традиционными щелочными способами [2, 3]. Однако при этих способах варки минеральные компоненты растительного сырья, в основном диоксид кремния, переходят в раствор в виде малорастворимых силикатов. Образование силикатной накипи на трубках выпарных агрегатов и других греющих поверхностях оборудования снижает их теплопередачу и уменьшает производительность установок. Вследствие этого возникают затруднения при выпарке щелоков, каустизации и обжиге известкового шлама. Кроме того, наличие в щелоках силиката приводит к понижению степени каустизации [1]. Поэтому при регенерации сульфатных и натронных щелоков от варок однолетних растений одна из главных проблем – обескремнивание щелоков [4–8]. Однако при удалении диоксида кремния из черных щелоков снижается его теплотворная способность, что приводит к сложностям при сжигании [1]. Таким образом, при переработке недревесного растительного сырья традиционными способами основными проблемами являются: малый насыпной вес и как следствие низкая степень заполнения варочного котла; низкий выход волокнистого продукта за счет разрушения гемицеллюлоз; наличие высокого содержания компонентов неорганического характера, которые затрудняют переработку волокнистого полуфабриката и регенерацию щелоков. В то же время известно, что диоксид кремния, выделенный из недревесного сырья, – ценный продукт, который по своим характеристикам может применяться в парфюмерной, фармацевтической и лакокрасочной промышленности [9]. По этой причине целесообразно предварительное извлечение диоксида кремния с последующей делигнификацией обескремненного сырья. * Автор, с которым следует вести переписку. 166 А.В. ВУРАСКО, А.Р. МИНАКОВА, Б.Н. ДРИКЕР, В.П. СИВАКОВ, А.М. КОСАЧЕВА Проведенные ранее исследования показывают, что при эффективном извлечении из растительного сырья возможно получение компонентов органического (липиды, красители, пигменты, волокнистый полуфабрикат) и неорганического (диоксид кремния) происхождения [10, 11]. Наряду с традиционными способами получения технической целлюлозы перспективно применение окислительно-органосольвентных способов делигнификации [12]. Органосольвентные способы, являясь экологически малоопасными, позволяют получать техническую целлюлозу с высоким выходом при относительно низких энергозатратах и отсутствии серосодержащих выбросов и стоков. Экспериментальная часть На основе лабораторных и опытно-промышленных исследований разработана технологическая схема окислительно-органосольвентной варки для переработки соломы риса, которая имеет низкий насыпной вес и высокую зольность. Перед варкой из предварительно измельченной соломы риса извлекают минеральные компоненты, содержащие до 95% диоксида кремния. Извлечение проводят щелочной экстракцией при таких условиях: щелочной раствор NaOH концентрацией 40 г/л; температура 90 °С; продолжительность процесса 60 мин при перемешивании. Водно-щелочной экстракт используется для выделения аморфного SiO2·nH2O. Полученный обескремненный волокнистый продукт направляется на органосольвентную делигнификацию, которую проводят при условиях: гидромодуль 10 : 1; температура варки – 90 °С; продолжительность подъема температуры – 20 мин; продолжительность варки – 90 мин. Окислительно-органосольвентные варки проводят композицией, содержащей перуксусную, уксусную кислоты, стабилизатор пероксидных соединений и воду. Равновесную концентрацию перуксусной кислоты получают путем смешивания ледяной уксусной кислоты с пероксидом водорода при соотношении 1,5 : 1. В качестве катализатора используют концентрированную серную кислоту. Для получения перуксусной кислоты необходимой концентрации рассчитывают количества входящих в состав композиции реагентов [13]. Рабочая концентрации перуксусной кислоты составляет 16…19%, готовую кислоту хранят при температуре 3…4 °С [14]. Технологическая схема окислительно-органосольвентной варки с предварительным выделением минеральных компонентов для получения технической целлюлозы представлена на рисунке. Обсуждение результатов Получение технической целлюлозы окислительно-органосольвентным способом по представленной технологической схеме условно делится на шесть стадий. Подготовка сырья. На данной стадии осуществляется загрузка соломы в бункер 1, откуда она поступает на рубку в соломорезку 2. Из соломорезки сечка подается пневмотранспортом в отпыловочные камеры 3. Воздух с пылью из отпыловочных камер поступает в батарею циклонов 4, работающих по мокрому типу. Образующийся шлам сбрасывается в сток. После сухой сечка подается на мокрую очистку. Мокрая очистка укомплектована гидроразбивателем 5, обезвоживающим барабаном 6 и шнековым прессом 7. В гидроразбивателе 5 при концентрации сечки не более 3% отделяется большая часть инородных включений в основном неорганического характера, затем сечка обезвоживается на барабане 6 до концентрации 10...12% и поступает в шнекпресс 7, где сгущается до необходимой концентрации. Стоки после мокрой очистки направляются на дополнительную очистку в барабанный фильтр 6. Осветленная вода возвращается в гидроразбиватель 5. Приготовление варочной композиции. Уксусная кислота концентрацией не менее 96,0 % из бака 10 подается в бак 13, туда же из бака 11 добавляется раствор пероксида водорода концентрацией 33,0…35,6% и серная кислота в количестве 0,1% от суммы массовых долей пероксида водорода и уксусной кислоты. Образующаяся смесь выдерживается при температуре 20±5 ºС в течение 24 ч в баке 13. Полученная перуксусная кислота с равновесной концентрацией 14…18% перекачивается в баки готовой перуксусной кислоты для хранения. Из бака 14 перуксусная кислота подается в бак варочной композиции 16, куда одновременно поступает раствор стабилизатора пероксидных соединений (бак 15) и вода. Баки изготовлены из нержавеющей стали и снабжены перемешивающим устройством. Трубопроводы для перекачки кислоты рекомендуется выполнять из пластика. Выделение минеральных компонентов (диоксида кремния). Подготовленная солома из бункера 8 шнековым питателем 9 подается в реактор щелочной обработки 18 для выделения минеральных компонентов. После загрузки соломы в реактор 18 из бака 17 подается раствор щелочи концентрацией 40 г/л. Обработку проводят при температуре 60 0С, гидромодуле 1:10 в течение 60 мин. По окончании процесса из реактора 18 отбирают щелочной раствор для выделения из него диоксида кремния. После этого обескремненная солома шнекпрессом 7 подается в варочный реактор 19, сгущаясь при этом до необходимой для варки концентрации. Отжатый водный щелочной раствор из шнек-пресса направляется также на выделение диоксида кремния. ТЕХНОЛОГИЯ ПОЛУЧЕНИЯ ЦЕЛЛЮЛОЗЫ … 167 12 2 1 10 13 Âî äà 4 3 Ï ûëü Âî çäóõ 11 14 5 14 Âî äà 16 15 6 7 Âî äà 8 6 17 9 18 21 19 20 Í à âûäåëåí èå äèî êñèäà êðåì í èÿ 22 7 Óêñóñí àÿ êèñëî ò à Öåëëþëî çà í à ï ðî ì ûâêêó 23 25 24 26 30 27 28 29 Технологическая схема окислительно-органосольвентной варки: 1 – бункер рисовой соломы; 2 – соломорезка; 3 – отпыловочная камера; 4 – циклон; 5 – гидроразбиватель; 6 – обезвоживающий барабан; 7 – шнековый пресс; 8 – бункер подготовленной соломы; 9 – шнековый питатель; 10 – бак уксусной кислоты; 11 – бак пероксида водорода; 12 – бак серной кислоты; 13 – бак свежей перуксусной кислоты; 14 – бак равновесной концентрации перуксусной кислоты; 15 – бак стабилизатора; 16 – бак варочной композиции; 17 – бак щелочи; 18 – реактор щелочной обработки; 19 – варочный реактор; 20 – бак отработанного варочного раствора; 21 – выпарной аппарат; 22 – гидравлический циклон; 23 – барабанный фильтр; 24 – сортировка I ступени; 25 – сортировка II ступени; 26 – УВК-15; 27 – бассейн регулированной массы; 28 – бассейн отсортированной массы; 29 – бак оборотной воды; 30 – бак высокой концентрации Варка обескремненного сырья окислительно-органосольвентным способом. После загрузки обескремненного сырья в реактор 19 из бака варочной композиции 16 закачивается варочный раствор. Процесс варки ведут при температуре 90 °С без избыточного давления, при постоянном перемешивании в течение 1,5…2 ч. По окончании варки производится отбор отработанного варочного раствора в бак 20, а затем выгрузка целлюлозы, которая направляется на промывку. Весь цикл варки от загрузки до выгрузки составляет 3…4 ч. Варочный реактор выполняется из нержавеющей стали, стекла, эмали или фарфора с перемешивающим устройством, стойким к агрессивным средам. Подготовка целлюлозной массы. После окончания варки целлюлоза направляется на промывку, сортирование и очистку. А.В. ВУРАСКО, А.Р. МИНАКОВА, Б.Н. ДРИКЕР, В.П. СИВАКОВ, А.М. КОСАЧЕВА 168 Промывка проводится на барабанном фильтре 23 оборотной водой. Тонкое сортирование массы осуществляют в напорных сортировках 24, 25 в две ступени последовательно. Отсортированная масса после разбавления в бассейне оборотной водой поступает для очистки от минеральных включений на трехступенчатую очистку в вихревые очистители 26. Отходы после III ступени направляют в сток. Очищенную массу сгущают в дисковом фильтре 27 до концентрации 10% и направляют в бассейн-аккумулятор 29. После разбавления и регулирования концентрации до 3,0% массу направляют в бассейн регулированной массы 28, а из него на производство волокнистых полуфабрикатов. Утилизация отработанного варочного раствора. Отработанный варочный раствор из бака 20 в количестве 20% направляется обратно в варочный цикл, оставшийся раствор поступает на регенерацию. Отработанный варочный раствор упаривают в выпарном аппарате 21 до концентрации уксусной кислоты 60%. Упаренный раствор направляется в гидравлические циклоны 22 для отделения уксусной кислоты от взвешенных веществ (нулевое целлюлозное волокно и лигнин). Полученная техническая целлюлоза обладает уникальными свойствами по белизне. Физико-механические и физико-химические свойства волокнистых полуфабрикатов позволяют использовать их не только в композиции при производстве бумаги и картона, но и в качестве сорбентов, субстратов для лекарственных препаратов, впитывающей основы для изделий санитарно-гигиенического назначения в парфюмерной и медицинской промышленности. Выводы 1. Разработанная технология переработки недревесного растительного сырья окислительноорганосольвентным способом учитывает все особенности используемого сырья и позволяет решить проблемы, возникающие при переработке подобного сырья традиционными способами. 2. По разработанной технологии получены два продукта – аморфный диоксид кремния и техническая целлюлоза высокого качества. 3. Разработанная технология при корректировке позволяет перерабатывать любое недревесное растительное сырье, в том числе и отходы сельского хозяйства – солому и шелуху крупяных и хлебных злаков. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. Непенин Н.Н., Непенин Ю.Н. Технология целлюлозы. М., 1994. Т. 3. С. 466. Goyal S.K. Pulping studies of rise straw using soda and soda anthra-quinone process // Pulp. Conf., New Orleans, La, Oct. 30-Nov.2, 1988: Proc. Book. 2. Atlanta. (Ga), 1988. Pp. 224–237. Жалина В.А., Родин С.В. Кинетика щелочной делигнификации стеблей хлопчатника // Бумажная промышленность. 1990. №5. С. 41–45. Dhake J.D., Khante N.G. Delighifikation of agricultural residues by modified soda process // Indian Pulp and Pap. 1980–1981. V. 35. N4. Pp. 9–11. Manfred Jodt. Desilication problem can be overcome // Pulp and Paper International. 1991. N2. Pp. 65–69. Тан Лонг. Предупреждение загрязнения окружающей среды при обработке черного щелока от варки рисовой соломы // Pulp and Paper International. 1986. N6. С. 58–59. Халк Х., Мареш Р., Эбиар Э. Расширение производства из рисовой соломы в Египте // Pulp and Paper International. 1981. N7. Pp. 53–54. Патент №2551476 (Франция). Procede de traitement du bois ou autre matiere ligno-cellulosigue pour lobtention de pate cellulosigue-papier ou carton-produits chimigues / Nivelleau de la Bruniere P., Galichon J. 08.03.85. Вураско А.В., Дрикер Б.Н., Мозырева Е.А., Земнухова Л.А., Галимова А.Р. Ресурсосберегающая технология получения целлюлозных материалов // Химия и технология растительных веществ: мат. IV Всерос. науч. конф. Сыктывкар, 2006. С. 335. Патент 94038111 (РФ). Способ получения красителей из отходов сельскохозяйственной продукции / З.Г. Арсланов, И.Б. Садыков, Р.Г. Бинеев. 10.11.03. Вураско А.В., Галимова (Минакова) А.Р., Дрикер Б.Н. Ресурсосберегающая технология получения целлюлозы при переработке отходов сельскохозяйственных культур // Целлюлоза. Бумага. Картон. 2007. №1. С. 16–19. Вураско А.В., Дрикер Б.Н., Земнухова Л.А., Галимова (Минакова) А.Р. Ресурсосберегающая технология получения целлюлозы при комплексной переработке соломы риса // Химия растительного сырья. 2007. №2. С. 21–25. Патент №2200155 (РФ). Способ получения раствора перкислот для делигнификации и отбеливания / Б.Н. Дрикер, Е.А. Мозырева, С.А. Киреева // БИ. 2003. №7. 4 с. Бабко А.К., Пятницкий И.В. Количественный анализ. М., 1962. 507 с. Поступило в редакцию 13 июля 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 169–176. УДК 665.939.56; 674.817-41 ИССЛЕДОВАНИЕ ПРЕВРАЩЕНИЙ КОМПОНЕНТОВ ДРЕВЕСНЫХ ПЛИТ. 1. ТЕРМОГРАВИМЕТРИЧЕСКОЕ ИЗУЧЕНИЕ ПРЕВРАЩЕНИЙ КАРБАМИДОФОРМАЛЬДЕГИДНОГО ОЛИГОМЕРА © А.А. Леонович*, А.В. Шелоумов Санкт-Петербургская государственная лесотехническая академия им. С.М. Кирова, Институтский пер., д. 5, Санкт-Петербург, 194021 (Россия) e-mail: [email protected] C целью повышения качества древесных плит изучено влияние фосфоразотсодержащего модификатора на скорость и глубину отверждения карбамидоформальдегидной смолы. Установлено, что при температуре 105 °С модификатор практически не выделяет аммиака и выполняет функцию отвердителя, тогда как при повышении температуры выделение аммиака из модификатора происходит интенсивно, что замедляет процесс отверждения связующего, но связывает формальдегид и снижает токсичность плит. Совместное использование модификатора и хлорида аммония способствует углублению процесса отверждения связующего. Ключевые слова: древесные плиты, карбамидоформальдегидная смола, олигомер, связующее, модификаторы, отверждение. Сокращения: КФО – карбамидоформальдегидный олигомер, КФП – карбамидоформальдегидный полимер, КФ-связующее – карбамидоформальдегидное связующее, КФС – карбамидоформальдегидная смола, ТГ-анализ – термогравиметрический анализ, ТГ-кривая – термогравиметрическая кривая. Введение Древесноволокнистые плиты средней и высокой плотности (MDF и HDF), древесностружечные плиты (ДСП), изготавливают методом прессования при температуре греющих плит пресса 190…230 °С. Химические изменения древесинного вещества затрагивают гемицеллюлозы и лигнин, и частично целлюлозу – армирующий компонент наполнителя. Прочность связей древесных частиц и волокна обеспечивается синтетическим связующим, в качестве которого в нашей стране используются карбамидоформальдегидные смолы (КФС). Их отверждение производится с использованием хлорида аммония NН4Сl. В связи с необходимостью изготовления древесных плит пониженной токсичности, оцениваемой по формальдегиду СН2О, в рецептуру плиты вводят дополнительные модификаторы. Вклад древесного комплекса и связующего в общую прочность древесных плит, в частности, в присутствии фосфоразотсодержащего акцептора СН2О [1] и отвердителя, количественно не изучен, тогда как именно такой модификатор повышает качество плит. В настоящей статье предпринята попытка рассмотреть процесс отверждения карбамидоформальдегидного олигомера (КФО) при использовании многофункционального отвердителя на основе данного модификатора и NН4Сl. Эти знания откроют возможность вычленить превращения древесного комплекса для направленной оптимизации параметров управления процессами изготовления древесных плит. Экспериментальная часть Объектом исследования была КФС марки КФ-МТ-15 производства ОАО «Акрон», г. Новгород (ТУ 6-05-12–88) с массовой долей сухого остатка 68% и гидроксиметильных групп –СН2ОН 11%. В качестве * Автор, с которым следует вести переписку. 170 А.А. ЛЕОНОВИЧ, А.В. ШЕЛОУМОВ стандартного отвердителя применяли NН4Сl (ГОСТ 3773–72). Для синтеза модификатора использовали фосфорную кислоту Н3РО4 (ГОСТ 6552–80) и карбамид (NН2)2СО (ГОСТ 6691–77). Модификатор синтезировали путем конденсации 85%-ной Н3РО4 и (NH2)2CO в мольном соотношении 1 : 1,5 в расплаве при температуре 132…135 °С в присутствии никелевого катализатора с последующим охлаждением до температуры 60±5 °С и растворением в воде до 50…55%-ной концентрации. Величина рН готового продукта составляла 5,0. Плотность растворов модификатора устанавливали денситометрически с помощью ареометров стеклянных общего назначения (ГОСТ 18481–81Е). Кислотность растворов модификатора определяли на рН-метре-милливольтметре типа рН-150М (ТУ 25-7410.003–86). Многофункциональный отвердитель состоял из модификатора и NH4Cl в массовом соотношении 9 : 1. Для желатинизации КФС его вводили в 68%-ный раствор смолы с расходом 10 мас. % по сухим веществам. Массовая доля КФС в растворе карбамидоформальдегидного связующего (КФ-связующего) составляла 55%. Модификатор испытывали в виде раствора той же концентрации, а также в сухом виде. Термогравиметрический анализ (ТГ-анализ) процесса отверждения КФ-связующего проводили на приборе марки ML-50 фирмы AND, Япония (BS EN 61326). В отличие от общепринятой методики ТГ-анализа, предполагающей нагревание образца с регулируемой скоростью, в данной работе анализ осуществляли в изотермических условиях. Образец помещали в чашечку из алюминиевой фольги с диаметром дна 40 мм, которую устанавливали в нагревательную камеру прибора. С учетом интервала изменения массы брали следующие навески образцов: КФ-связующего 1,80±0,02 г, 54%-ного раствора модификатора 1,80±0,01 г, сухого модификатора 0,50±0,01 г. Испытания проводили в трех температурных режимах: 105, 145 и 180 °С; процесс завершали при достижении постоянной массы образцов. Термогравиметрические кривые (ТГ-кривые) обрабатывали методами формальной кинетики [2] с определением констант скорости реакции (k) и кажущейся энергии активации (Е). Экспериментальные данные обрабатывали методами вариационной статистики при доверительной вероятности 0,95. Результаты и их обсуждение На рисунках 1 и 2 показаны зависимости массы образцов КФ-связующего и модификатора от продолжительности нагревания при различных температурах в полулогарифмических координатах lg (mi/mо) – τ, где mо – начальная масса исходного образца, г; mi – текущая масса образца, г; τ – продолжительность нагревания, мин. Считается, что для КФС оптимальная температура отверждения составляет 145 °С [3]. При понижении температуры до 105 °С процесс существенно замедляется, а с повышением температуры до 180 °С скорость отверждения возрастает, в том числе за счет ускорения испарения воды (температура 105 оС соответствует температуре внутреннего слоя плит, а 180 °С – температуре наружного слоя плит*). В таблице 1 приведены общая продолжительность ТГ-анализа (τобщ), время достижения расчетной массы сухого исходного образца (τисх.сух) и расчетная потеря массы образца по сухим веществам (∆mсух), которую находили по формуле: ∆mсух = (mисх.сух – mкон.сух) · 100 % / mисх.сух, где mисх.сух – масса сухого исходного образца, г; mкон.сух – масса сухого образца после анализа, г. На ТГ-кривых формально выделили несколько участков, соответствующих различным стадиям процесса. Так, для образцов КФ-связующего при температуре 105 оС выделили четыре участка: I – сушка; II – сушка и достижение первой гель-точки; III – достижение второй гель-точки; IV – нагрев карбамидоформальдегидного полимера (КФП) без заметной деструкции. Сумма продолжительностей всех четырех участков ТГ-кривой составляет τобщ, которое не может рассматриваться как стандартное время желатинизации КФС по ГОСТ 14231–88, поскольку включает в себя временные затраты на сушку и углубление отверждения за пределами первой гель-точки. При более высоких температурах ТГ-анализа такое подразделение кривых на участки некорректно из-за наложения стадий. Для раствора модификатора выделили три участка: I – сушка и гидролиз; II – развитие синтеза; III – разложение (деструкция). Под температурой наружного слоя древесной плиты понимается среднеинтегральная температура массы всего наружного слоя трехслойных плит; по условиям тепло- и массопереноса при производственных режимах внутренний слой прогревается в центре только до 105±2 °С. * ИССЛЕДОВАНИЕ ПРЕВРАЩЕНИЙ КОМПОНЕНТОВ … Рис. 1. Изменение массы образцов КФ-связующего в процессе нагревания (цифры у кривых показывают температуру ТГ-анализа): 1 – КФС; 2 – КФС + NH4Cl; 3 – КФС + модификатор; 4 – КФС + NH4Cl + модификатор 171 Рис. 2. Изменение массы образцов модификатора в процессе нагревания (цифры у кривых показывают температуру ТГ-анализа): 1 – раствор модификатора; 2 – модификатор сухой Таблица 1. Характеристика ТГ-анализа при трех изотермических условиях Температура, оС 105 145 180 КФС τобщ, мин 31,0±0,7 21,2±0,5 14,0±0,3 τисх.сух, мин 28,3±0,6 11,8±0,4 5,6±0,3 0 6,1±0,2 8,9±0,3 ∆mсух, % 2 КФС + NH4Cl τобщ, мин 28,2±0,4 16,7±0,6 17,6±0,4 τисх.сух, мин 16,5±0,5 5,9±0,3 3,1±0,1 8,6±0,1 13,0±0,3 21,3±0,2 ∆mсух, % 3 КФС + τобщ, мин 21,6±0,6 12,5±0,4 19,1±0,5 модификатор τисх.сух, мин 11,3±0,3 4,2±0,2 2,1±0,1 6,2±0,2 9,8±0,3 19,4±0,3 ∆mсух, % 4 КФС + NH4Cl + τобщ, мин 18,7±0,3 15,9±0,4 33,6±0,3 модификатор τисх.сух, мин 9,4±0,4 4,0±0,2 2,4±0,1 8,8±0,1 15,8±0,4 27,7±0,4 ∆mсух, % 5 Модификатор сухой τобщ, мин 1,3±0,1 28,7±0,5 17,5±0,3 τисх.сух, мин – – – 2,9±0,1 32,7±0,4 41,6±0,6 ∆mсух, % 6 Раствор τобщ, мин 35,3±0,6 57,8±0,6 34,6±0,5 модификатора τисх.сух, мин 27,0±0,5 13,0±0,3 6,9±0,2 3,0±0,1 34,0±0,3 46,7±0,5 ∆mсух, % Примечание: массовая доля КФС в растворе КФ-связующего составляла 55%, модификатор испытывали в виде раствора той же концентрации; для образца №5 данные по τисх.сух не приведены, поскольку образец был сухим до начала проведения ТГ-анализа. № образца 1 Состав образца Показатели Графическое изображение деления ТГ-кривых на участки на рисунках не приводится из-за сложного разрешения стадий. Выполненные в большом масштабе рабочие рисунки позволили выделить и представить границы участков по временной оси в таблицах 2 и 3. Поскольку деление ТГ-кривых на участки проводили графически, то доверительные интервалы для временных границ участков в таблицах 2 и 3 не указаны. Потерю массы образца на участке ТГ-кривой находили по формуле: ∆m = (m1 – m2) · 100 % / m1, где m1 – масса образца в начальной точке участка, г; m2 – масса образца в конечной точке участка, г. Расчетные значения k и Е для термопревращений образцов указаны в таблице 4. А.А. ЛЕОНОВИЧ, А.В. ШЕЛОУМОВ 172 Таблица 2. Потеря массы образцов КФ-связующего на различных участках ТГ-кривых при температуре 105 °С № Состав образца 1 КФС 2 КФС + NH4Cl 3 КФС + модификатор КФС + NH4Cl + модификатор 4 τ, мин ∆m, % τ, мин ∆m, % τ, мин ∆m, % τ, мин I 0…2 12,9±1,1 0…2 13,0±1,0 0…1 11,0±0,8 0…2 Участки кривых нагревания II III 2…18 18…25 29,6±2,5 3,1±0,3 2…15 15…23 34,7±2,3 9,5±0,7 1…11 11..15 35,5±2,6 4,8±0,5 2…9 9…15 IV 25…31 1,8±0,2 23…28 1,7±0,1 15…22 2,0±0,2 15…19 ∆m, % 17,7±1,5 29,3±2,8 1,1±0,2 Показатели 9,1±0,4 Таблица 3. Потеря массы образцов раствора модификатора на различных участках ТГ-кривых Участки кривых нагревания I II III 105 τ, мин 0…25 – 25…35 45,1±2,3 – 4,5±0,3 ∆m, % 145 τ, мин 0…13 13…36 36…58 45,9±1,8 24,4±1,4 12,8±0,5 ∆m, % 180 τ, мин 0…6 6…11 11…35 42,6±1,7 26,8±1,2 31,4±2,4 ∆m, % Примечание: для температуры 105 °С данные по участку II, соответствующему процессу развития синтеза модификатора, не приведены, поскольку эта температура является недостаточной для синтеза, и этот участок на ТГ-кривой не проявляется. Температура, °С Показатели Таблица 4. Кинетические характеристики термопревращений образцов КФ-связующего № образца 1 2 3 4 Состав образца КФС КФС + NH4Cl КФС + модификатор КФС + NH4Cl + модификатор 105 7,50·10–4 1,18·10–3 1,67·10–3 1,72·10–3 k, с-1 при Т, оС 145 1,11·10–3 3,48·10–3 3,07·10–3 5,17·10–3 180 1,54·10–3 9,18·10–3 5,40·10–3 1,33·10–2 Е, кДж/моль 13,8±0,6 39,4±2,9 22,6±1,9 39,1±2,2 Из сравнения образцов 1 и 2 следует, что при нагревании КФС при температуре 105 °С (первая гель-точка) введение NH4Cl изменяет параметры ТГ-кривой, в 1,5 раза повышает значение k. Повышение температуры нагревания образца 1 до 145 °С существенно увеличивает скорость отверждения КФ-связующего, тогда как при температуре 180 °С τобщ немного возрастает. Некоторое удлинение процесса может быть объяснено тем, что при данной температуре не реализуются все возможные конформации КФО, необходимые для сшивок. В случае нагревания при температуре 180 °С добавление NH4Cl не вызывает снижения τобщ, но k увеличивается почти на порядок, т.е. в присутствии NH4Cl отверждение происходит быстрее. Возможно, что при исследовании массоперенос в макрообъеме КФС может идти в двух режимах – ламинарном и турбулентном. При температуре 180 °С связующее вскипает, и преобладает турбулентный режим, при котором резко возрастают возможность контакта групп –СН2ОН и вероятность химической реакции. Для образца 3, содержащего модификатор, при температуре 105 °С τобщ несколько сокращается по сравнению с образцом 1, отражая вклад модификатора в процесс как отвердителя КФ-связующего. Функция модификатора при отверждении образца 3 при температуре 145 °С может быть проанализирована, исходя из физико-химической концепции, высказанной ранее [4] о роли температуры стеклования (Тс) в процессе отверждения КФС. Для достижения второй гель-точки необходима сегментальная подвижность структуры КФО, чтобы создать возможность для взаимодействия групп –СН2ОН. Этому состоянию соответствует температура реакционной смеси выше точки Тс. Повысить Тс возможно либо дополнительным нагревом, либо пластификацией. Но по мере увеличения количества сшивок в виде диметиленэфирных связей –СН2–О– СН2– и метиленовых мостиков –СН2– растет и Тс. Пластифицирующее действие модификатора способствует снижению Тс, сегментальная подвижность КФО возрастает, доступность функциональных групп повышается, и создаются предпосылки для достижения второй гель-точки. В результате при данной температуре модификатор ускоряет отверждение КФ-связующего, однако его присутствие одновременно является экранирующим барьером между группами –СН2ОН. ИССЛЕДОВАНИЕ ПРЕВРАЩЕНИЙ КОМПОНЕНТОВ … 173 При температуре 180 °С в присутствии модификатора наблюдается значительное увеличение τ общ в связи с термодеструкцией самого модификатора. Физико-химические причины требуют самостоятельного анализа. Для каждого значения температуры при добавлении модификатора в состав КФ-связующего значение k (см. табл. 4) повышается приблизительно на треть, что подтверждает действие модификатора на процесс отверждения КФС. Активность модификатора как отвердителя КФ-связующего, химически обусловленная возрастанием кислотности среды в связи с образованием свободной фосфорной кислоты Н3РО4 при частичном разложении модификатора, дополнительно усиливается его пластифицирующим действием. Следует отметить, что при температуре 145 °С увеличение молекулярной массы фрагментов КФП происходит преимущественно за счет возникновения линейных структур, которые более подвижны для реализации взаимодействия групп –СН2ОН. При температуре 180 °С пространственных сшивок образуется больше, что приводит к снижению сегментальной подвижности сохранившихся КФО, которое затрудняет вступление групп –СН2ОН в реакцию поликонденсации. В результате доля групп –СН2ОН, вступающих в реакцию, становится меньше. Таким образом, скорость отверждения связующего, являющаяся функцией Тс, неоднозначно зависит от температуры отверждения и определяет не только полное время отверждения, но и плотность сшивки структур в КФП, поскольку степень реализации возможного конформационного набора зависит от температуры. Сравнение модификатора и NH4Cl (образцы 2 и 3) показывает неоднозначность их влияния на скорость отверждения КФС в зависимости от температуры. При температуре 105 °С модификатор является более активным отвердителем, чем NH4Cl, однако при температуре 180 °С более эффективен NH4Cl. Этот вывод подтверждается результатами определения времени желатинизации КФС (τж, с) при двух температурах: Т, оС τж, с, для: КФС + NH4Cl КФС + модификатор 100 180 67 50 30 41 Введение NH4Cl в КФ-связующее, содержащее модификатор (образец 4), дополнительно ускоряет процесс отверждения при температуре 105 °С, но при температуре 180 °С данная добавка не дает эффекта, поскольку в результате частичной термодеструкции модификатора происходит активное выделение аммиака NH3, в силу чего NH4Cl практически не работает. Так, в эксперименте без использования КФС, если при температуре 145 °С введение NH4Cl в раствор модификатора снижает величину рН от 5,0 до 3,8, то при температуре 180 °С рН системы снижается менее значительно (от 4,1 до 3,6). Как известно, действие NH4Cl основано на создании кислой среды по реакции взаимодействия со свободным СН2О с образованием гексаметилентетрамина (уротропина) (СН2)6N4 и соляной кислоты HCl по схеме: 4NH4Cl + 6СН2О → (СН2)6N4 + 4HCl + 6Н2О. Появившийся в системе при термопревращениях фосфоразотсодержащего модификатора NH3 сам активно реагирует с СН2О, а также связывает выделившуюся HCl, образуя дополнительное количество NH4Cl. В результате не достигается необходимая для быстрого отверждения кислотность КФ-связующего. Отличие в активности NH4Cl и модификатора как отвердителей КФО связано также с различной силой образующихся при их разложении кислот. Так, если НСl является сильной кислотой с константой диссоциации 1 · 107, то Н3РО4 – это кислота средней силы с первой константой диссоциации 7,52 · 10–3 [5]. Отметим, что сравнение эффективности NH4Cl и модификатора как отвердителей в данном эксперименте является условным ввиду значительной разницы в расходе этих двух добавок. Таким образом, термораспад модификатора, с одной стороны, мог бы ускорять процесс отверждения путем подкисления среды за счет выделения свободной Н3РО4, но, с другой – и тормозить отверждение в результате выделения NH3, который делает рН среды выше оптимального значения (4,5…5,0) [3]. В отсутствии добавок (образец 1) термопревращение КФО протекает медленно, и его скорость мало зависит от температуры (см. табл. 4). Механизм отверждения в присутствии отвердителей принципиально изменяется, а скорость превращений существенно увеличивается. Зависимости скорости реакции от температуры для образцов 2 и 4 близки между собой, что свидетельствует о сходном механизме отверждения, вызываемого NH4Cl независимо от присутствия модификатора, но его наличие накладывает отпечаток на скорость процесса в связи с собственными превращениями модификатора, расход которого в 9 раз превышает расход NH4Cl, и появлении побочных процессов. В этом случае мы имеем иную систему. А.А. ЛЕОНОВИЧ, А.В. ШЕЛОУМОВ 174 В целом из-за наличия побочных химических реакций, в том числе превращений модификатора, рационально интерпретировать кинетические характеристики отверждения КФ-связующего сложно. Наличие модификатора несколько замедляет процесс отверждения. Кажущаяся энергия активации характеризует зависимость скорости реакции от температуры лишь в данном ограниченном температурном интервале. Для того чтобы оценить влияние модификатора на глубину отверждения КФС, рассчитывали выделение низкомолекулярных продуктов конденсации, в основном Н 2О, СН2О и NH3, о которых судили по потерям массы образцов КФ-связующего и модификатора для различных компонентов. В таблице 5 приведены значения общей потери массы (∆mобщ), которая состоит из потери массы Н2О как растворителя (∆mводы1), потери массы Н2О при конденсации (∆mводы2), потери массы СН2О (∆mформ) и потери массы NH3 (∆mамм). Расчет проводили по следующим формулам: ∆mобщ = (mо – mкон.сух) · 100 % / mо; ∆mводы1 = (mо – mисх.сух) · 100 % / mо; ∆mводы2 + ∆mформ + ∆mамм = (mисх.сух – mкон.сух) · 100 % / mо. При расчете выделения Н2О при конденсации принимали, что мольное соотношение Н 2О и СН2О, образующихся при отверждении КФС, составляет в среднем 4 : 1 [4], и на этом основании величину ∆mводы2 находили по формуле: ∆mводы2 = 0,706 (∆mводы2 + ∆mформ). При расчете выделения NH3 исходили из того, что он является основным веществом, образующимся при терморазложении модификатора [6]. Величину ∆mамм для образцов модифицированного связующего определяли, исходя из содержания в них модификатора и значений ∆mамм для сухого модификатора. С повышением температуры нагревания потери массы для всех образцов возрастают. При введении модификатора в КФС, содержащую NH4Cl, количество выделяющегося СН2О увеличивается, что указывает на углубление процесса отверждения КФ-связующего в присутствии модификатора. Поведение образцов сухого модификатора и его раствора при нагревании различается. При температуре 180 °С для сухого образца величина рН практически не изменяется (от 5,0 до 4,7), а рН жидкого модификатора вследствие его частичного гидролиза уменьшается от 5,0 до 4,1. В растворе модификатора вследствие его частичного гидролиза образуется больше NH3. В результате сухой модификатор в меньшей степени затрудняет процесс отверждения КФ-связующего. Таблица 5. Потери массы образцов КФ-связующего и модификатора при нагревании № Состав образца 1 КФС 2 КФС + NH4Cl 3 КФС + модификатор 4 КФС + NH4Cl + модификатор 5 Модификатор сухой 6 Раствор модификатора Т, оС ∆mобщ, % ∆mводы1, % 105 145 180 105 145 180 105 145 180 105 145 180 105 145 180 105 145 180 45,0±0,1 47,8±0,2 49,9±0,3 49,4±0,1 51,9±0,3 56,5±0,2 46,4±0,2 48,5±0,3 54,0±0,3 47,6±0,1 51,7±0,4 57,9±0,4 2,9±0,1 32,7±0,4 41,6±0,6 47,5±0,1 64,3±0,3 71,2±0,5 45,0±0,1 44,7±0,2 42,9±0,3 42,6±0,3 0 45,9±0,3 Низкомолекулярные продукты конденсации ∆mводы2, % ∆mформ, % ∆mамм, % 0 0 0 2,0±0,1 0,8±0,1 3,5±0,1 1,4±0,1 3,3±0,1 1,4±0,1 0 5,1±0,2 2,1±0,2 8,3±0,2 3,5±0,2 2,4±0,1 1,0±0,1 0,1±0,01 2,9±0,1 1,2±0,1 1,5±0,1 6,4±0,2 2,6±0,2 2,0±0,1 3,5±0,1 1,4±0,1 0,1±0,02 5,3±0,2 2,2±0,2 1,6±0,1 9,5±0,3 3,9±0,3 1,9±0,1 0 0 2,9±0,1 32,7±0,4 41,6±0,6 0 0 1,6±0,1 18,4±0,3 25,3±0,5 ИССЛЕДОВАНИЕ ПРЕВРАЩЕНИЙ КОМПОНЕНТОВ … 175 Приведенные в таблице 5 расчетные данные нуждаются в прямом экспериментальном подтверждении, однако в первом приближении они позволяют проанализировать направление, в котором компоненты многофункционального отвердителя могут влиять на процесс отверждения КФС. Глубина отверждения КФ-связующего может быть охарактеризована степенью удаления СН2О, что приводит к образованию дополнительной связи между двумя или внутри одной молекулы КФО, если группы –СН2ОН этого олигомера взаимодействуют между собой. Для первичной оценки выполним расчет по порядку величины. Так, если отверждение КФС приводит к возникновению на каждые шесть групп –СН2ОН одной диметиленэфирной связи и трех метиленовых мостиков [4], то получим, что при взаимодействии каждых шести групп –СН2ОН выделяются четыре молекулы Н2О и одна молекула СН2О, и это дает четыре дополнительные связи. Тогда, если допустить, что в КФС реагируют все группы –СН2ОН, то, выражая через мольные массы, для КФС данной марки, в которой массовая доля групп –СН2ОН составляет 16,2 мас. % [7], получим, что из 3,09·10–22 г групп –СН2ОН для образования четырех связей должно выделиться 1,69·10–22 г летучих продуктов. Молекула КФО состоит из 6…10 звеньев [8]. Для КФС марки КФ-МТ-15, при синтезе которой мольное соотношение СН2О и (NH2)2CO составляет 1,3 : 1 [9], примем, что одна молекула КФО образована в среднем из 9,1 молекулы СН2О и семи молекул (NH2)2CO, и продукт их взаимодействия без учета выделения побочных продуктов имеет молекулярную массу 693, а с учетом этого – 655. В этом случае на 100 звеньев КФО будет приходиться 43 группы –СН2ОН. Тогда 1,91·10–21 г сухой КФС при отверждении выделит 1,69·10 –22 г летучих продуктов, что в пересчете составит 88,5 г на 1000 г сухой КФС, и при этом образуется 227 дополнительных связей на каждые 100 молекул исходного КФО. По данному соотношению и экспериментальным значениям ∆mсух при отверждении рассчитывали число связей для выбранных условий отверждения КФС. Результаты расчета приведены в таблице 6. Таблица 6. Расчетное количество дополнительно образованных связей на 100 молекул исходного КФО при отверждении № образца 1 2 3 4 Состав образца КФС КФС + NH4Cl КФС + модификатор КФС + NH4Cl + модификатор 105 – 220 165 239 Температура, °С 145 137 332 197 366 180 228 547 445 649 В расчете допускали отсутствие процессов деструкции КФП при температуре 145 °С. Данные для температуры 180 °С являются завышенными, как не учитывающие деструкцию КФП, также сопровождающуюся потерей массы. Полученные результаты показывают, что в присутствии модификатора отверждение КФсвязующего идет менее глубоко, чем при использовании NH4Cl, но совместное применение двух отвердителей углубляет этот процесс благодаря сочетанию различных механизмов отверждения. Алгоритм расчета является приблизительным и отражает интерпретацию экспериментальных данных по потерям массы при отверждении КФС. Таким образом, результаты расчета служат для осмысленного перехода от термогравиметрических исследований к химическим. Выводы Установлено, что при температуре 105 °С модификатор практически не выделяет NH3 и выполняет функцию отвердителя КФС. Однако при более высокой температуре в наружных слоях древесной плиты при разложении модификатора образуется NH3, и в результате его массопереноса во внутренний слой процесс отверждения КФ-связующего замедляется. При температуре 180 °С выделение NH3 из модификатора происходит интенсивно (более 40 г NH3 из 100 г сухого модификатора), что приводит к торможению процесса отверждения КФ-связующего. Показано, что отверждающая система, состоящая из NH4Cl и модификатора, способствует углублению процесса отверждения КФ-связующего по сравнению с одним NH4Cl, что необходимо для повышения прочности древесных плит при снижении их токсичности. А.А. ЛЕОНОВИЧ, А.В. ШЕЛОУМОВ 176 Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. Леонович А.А., Шелоумов А.В., Долгих О.Л. Кислотно-основные свойства фосфорсодержащего акцептора формальдегида // Известия СПбЛТА. СПб., 2009. Вып. 188. С. 260–267. Эмануэль Н.М., Кнорре Д.Г. Курс химической кинетики. М., 1974. 400 с. Николаев А.Ф. Синтетические полимеры и пластические массы на их основе. М., 1966. 768 с. Леонович А.А. Физико-химические основы образования древесных плит. СПб., 2003. 192 с. Рабинович В.А., Хавин З.Я. Краткий химический справочник / под общ. ред. В.А. Рабиновича. 2-е изд., исправл. и доп. Л., 1978. 392 с. Леонович А.А. Новые древесноплитные материалы. СПб., 2008. 160 с. Кондратьев В.П., Доронин Ю.Г. Водостойкие клеи в деревообработке. М., 1988. 216 с. Романов Н.М. Механизм синтеза и отверждения малотоксичных карбамидоформальдегидных смол // Синтез, модифицирование и применение смол для древесных плит / под ред. А.А. Леоновича. СПб., 2004. С. 7–29. Леонович А.А. Технология древесных плит: прогрессивные решения: учеб. пособие. СПб., 2005. 208 с. Поступило в редакцию 4 сентября 2009 г. После переработки 4 декабря 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 177–178. Краткие сообщения УДК 661.185.1 СИНТЕЗ 2-АЛКЕНИЛ-3-БЕНЗИЛ-2-ИМИДАЗОЛИНИЕВЫХ СОЛЕЙ НА ОСНОВЕ ЖИРНЫХ КИСЛОТ ТАЛЛОВОГО МАСЛА © А.В. Курзин*, А.Н. Евдокимов, О.С. Павлова, В.С. Голикова Санкт-Петербургский государственный технологический университет растительных полимеров, ул. Ивана Черных, 4, Санкт-Петербург, 198095 (Россия) е-mail: [email protected] Исследована возможность получения тетрафторборатов имидазолиния на основе жирных кислот таллового масла. Синтезированные соли являются ионными жидкостями и могут найти применение в качестве растворителей и сред в органическом и биоорганическом синтезе. Ключевые слова: жирные кислоты таллового масла, 2-имидазолины, имидазолиниевые соли. Работа выполнена при финансовой поддержке Правительства г. Санкт-Петербурга. Производство синтетических поверхностно-активных веществ (СПАВ) различных классов с каждым годом возрастает. Они находят самое разнообразное применение во многих областях промышленности, сельском хозяйстве и быту [1, 2]. В связи с этим встает вопрос получения СПАВ, которые не оказывают вредного воздействия на организм человека и окружающую среду при их утилизации. Особое место занимают алкилимидазолины и соли на их основе, которые менее вредны для организма человека по сравнению с большинством СПАВ, что предполагает возможность широкого их использования при производстве ингибиторов коррозии, антистатиков и моющих средств [1–4]. Для получения подобного рода соединений используются высшие жирные кислоты. Перспективным возобновляемым источником жирных кислот является талловое масло – побочный продукт сульфат-целлюлозного производства [5]. В то же время поиск новых путей использования талловых продуктов – актуальная задача лесопромышленного комплекса. Производные 2-имидазолина на основе высших жирных кислот (в том числе жирных кислот таллового масла, ЖКТМ) получают взаимодействием кислот (или их производных) с этилендиамином, диэтилентриамином, N-гидроксиэтилэтилендиамином и другими аминами [1–4, 6, 7]. Согласно литературным данным, алкилирование 1-гидроксиэтил-2-алкил-2-имидазолина и других производных 2-имидазолина диалкилсульфатами, галогенопроизводными (в том числе монохлоруксусной кислотой и ее солями) может идти в положение 3 [4, 9] либо в положение 1 имидазолинового цикла [1, 2, 8] с образованием соответствующих имидазолиниевых солей. Цель настоящей работы – получение тетрафторборатов 2-алкенил- и 1-гидроксиэтил-2-алкенил-3-бензил2-имидазолиния, где алкенил представляет собой жирнокислотный радикал. Полученные имидазолиниевые соли представляют собой жидкости, т.е. их можно рассматривать как вид ионных жидкостей (RTIL). Таким образом, синтезированные соли могут найти применение не только в традиционных областях использования алкилимидазолинов и их солей как поверхностно-активных веществ, но и в качестве растворителей и сред в органическом и биоорганическом синтезе. ЖКТМ (высший сорт, производство ОАО «Сегежский ЦБК») очищали перегонкой в вакууме, отбирая фракцию с температурой кипения 170–205 °С (1 мм рт. ст.). Торговые реактивы и растворители: этилендиа- * Автор, с которым следует вести переписку. А.В. КУРЗИН, А.Н. ЕВДОКИМОВ, О.С. ПАВЛОВА, В.С. ГОЛИКОВА 178 мин, N-гидроксиэтилэтилендиамин, бензилхлорид, бензол, о-ксилол и метанол перегоняли перед использованием. Тетрафторборат натрия (квалификация осч.) использовали без дополнительной очистки. Спектры ЯМР 1Н и 13С промежуточных имидазолинов и имидазолиниевых солей записывали на спектрометре Bruker WM-400 для раствора в СDCl3. Имидазолиниевые соли получали по следующей методике. Синтез 2-алкенил-2-имидазолина (I) и 1-гидроксиэтил-2-алкенил-2-имидазолина (II) [6]. Смесь 0,2 моль жирных кислот таллового масла в 100 мл о-ксилола и 0,2 моль этилендиамина либо N-гидроксиэтилэтилендиамина нагревали при 105 °С в течение 1 ч, далее при 140–150 °С – в течение 3 ч (с одновременной отгонкой азеотропной смеси вода – о-ксилол), и в течение 30 мин при температуре 250 °С под уменьшенным давлением (≈15 кПа). Полученные имидазолины (I) и (II) перегоняли в вакууме. В спектрах 13 С и 1Н ЯМР имидазолинов присутствуют сигналы атома углерода С=N связи (168 м.д.), метиленовых углеродов (49,4 м.д.) и протонов (3,3; 3,6 м.д.) имидазолинового цикла. Кватернизация I и II. К смеси 0.1 моль соответствующего имидазолина I и II в 100 мл бензола добавляли 0,11 моль бензилхлорида. Полученную реакционную массу перемешивали при 70 °С в течение 4 ч [7]. По окончании реакции растворитель и непрореагировавшие имидазолины отгоняли в вакууме. В спектрах 1H и 13 С ЯМР 2-алкенил-3-бензил-2-имидазолиния (III) и 1-гидроксиэтил-2-алкенил-3-бензил-2-имидазолиния (IV) присутствуют сигналы ароматических протонов (7,23–7,25 м.д.) и углеродов (127–131 м.д.), а также протонов (4,2 м.д.) и углерода (31 м.д.) СН2 группы бензильного радикала. Реакция обмена хлорида-аниона на тетрафторборат-анион в имидазолиниевых солях. К смеси 0,1 моль (III) либо (IV) в 60 мл метилового спирта добавляли суспензию 0,15 моль тетрафторбората натрия в 30 мл метилового спирта и перемешивали 2 ч при 40 °С. Выводы 1. Кватернизацией бензилхлоридом производных 2-имидазолина, синтезированных на основе жирных кислот таллового масла, с последующим обменом хлорид-аниона на тетрафторборат-анион, впервые получены тетрафторбораты 2-алкенил- и 1-гидроксиэтил-2-алкенил-3-бензил-2-имидазолиния, представляющие собой ионные жидкости. 2. Строение продуктов подтверждено методами 1Н и 13С ЯМР-спектроскопии. Список литературы 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. Ланге К.Р. Поверхностно-активные вещества: синтез, свойства, анализ, применение: пер. с англ. СПб., 2005. 240 с. Файнгольд С.И., Кууск А.Э., Кийк Х.Э. Химия анионных и амфолитных азотсодержащих поверхностноактивных веществ. Таллин, 1984. 290 с. Bajpai D., Tyagi V.K. Fatty imidazolines: chemistry, synthesis, properties and their industrial applications // J. Oleo Sci. 2006. V. 55. N7. Pp. 319–329. Shi S.-C., Wang X.-Y., Yi P.-G., Cao C.-Z., Deng T.-T., Su J.-S. Influence of alkyl group of imidazolinyl-quaternaryammonium-salt on corrosion inhibition efficiency // J. Cent. South Univ. Technol. (China) 2006. V. 13. N4. Pp. 393–398. Головин А.И., Трофимов А.Н., Узлов Г.А., Жукова И.П., Киприанов А.И., Прохорчук Т.И., Ковалев В.Е. Лесохимические продукты сульфатцеллюлозного производства. М., 1988. 288 с. Ferm R.J., Riebsomer J.L. The chemistry of the 2-imidazolines and imidazolidines // Chem. Rev. 1954. V. 54. N4. Рp. 593–613. Wang S.-F., Furuno T., Cheng Z. Synthesis of 1-hydroxyethyl-2-alkyl-2-imidazoline and its derivative sulfonate amphoteric surfactant from tall oil fatty acid // J. Wood Sci. 2003. V. 49. N4. Pp. 371–376. Trivedi B.C., Digioia A.J., Menardi P.J. Quaternization of imidazoline: unequivocal structure proof // J. Am. Oil Chem. Soc. 1981. V. 58. N6. Pp. 754–756. Takano S., Tsuji K. Analysis of cationic and amphoteric surfactants: III. Structural analysis of imidazolinium cationic surfactants // J. Am. Oil Chem. Soc. 1983. V. 60. N4. Pp. 870–874. Поступило в редакцию 17 июля 2009 г. После переработки 15 марта 2010 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 179–180. УДК 633.12:577.122 (075.3) ИССЛЕДОВАНИЕ ВЛИЯНИЯ УЛЬТРАЗВУКА НА ОТДЕЛЬНЫЕ СТАДИИ В ТЕХНОЛОГИИ КУЛЬТУРЫ РАСТИТЕЛЬНЫХ КЛЕТОК И ТКАНЕЙ IN VITRO. I. СТЕРИЛИЗАЦИЯ ЭКСПЛАНТОВ © А.С. Косолапова, М.Э. Ламберова* Бийский технологический институт (филиал) ГОУ ВПО «Алтайский государственный технический университет им. И.И.Ползунова», ул. Трофимова, 27, Бийск, 659305, Алтайский край (Россия) e-mail: [email protected], [email protected] Метод культуры клеток и тканей in vitro используется для улучшения свойств известных сортов и получения новых, размножения их посадочного материала, освобожденного от всех видов инфекции, устойчивого к неблагоприятным внешним воздействиям, хранению. На первых стадиях метода проблемой является стерилизация выбранных эксплантов без потери их способности к дальнейшему развитию, что наблюдается при использовании традиционных химических стерилизующих агентов. Фактором, способствующим стерилизации, стала ультразвуковая обработка аппаратом «Волна»-0,4/22-М. Были подобраны оптимальные режимы ультразвуковой обработки на стадии стерилизации эксплантов картофеля, гречихи и сои без нарушения в них ценных свойств исходного растения. Химические стерилизующие агенты при этом были заменены частично или полностью. Оптимальные режимы УЗ-обработки подбирали на экстрактах из тех частей растения, которые затем использовали в качестве эксплантов. Ключевые слова: экспланты, ультразвук, стерилизация. Введение В настоящее время актуальной является интенсификация методов культуры клеток и тканей in vitro, позволяющих улучшить свойства известных сортов, получить новые, размножить их посадочный материал, освобожденный от всех видов инфекции, устойчивый к неблагоприятным внешним воздействиям, повысить его стабильность при хранении [1]. На первых стадиях метода необходима стерилизация выбранных эксплантов без потери их способности к дальнейшему развитию, что наблюдается при использовании традиционных химических стерилизующих агентов. Из литературы известно, что ультразвук способствует стерилизации различных биологических объектов [2]. Цель данной работы – изучить влияние ультразвуковой обработки на эффективность стерилизации выбранных эксплантов in vitro с целью замены химических реагентов. Для этого нужно было подобрать режимы стерилизации эксплантов вводимых в культуру клеток и тканей in vitro с помощью ультразвука, не нарушив в них ценных свойств исходного растения. Оптимальные параметры УЗ-обработки устанавливали на экстрактах из тех частей растения, которые затем использовали в качестве эксплантов. Экспериментальная часть Обработка ультразвуком осуществлялась ультразвуковым технологическим аппаратом «Волна»-0,4/22-М, который обеспечивает интенсификацию технологических процессов в жидких средах за счет введения в них ультразвуковых колебаний высокой интенсивности и реализации оптимального режима развитой кавитации. Аппарат предназначен для фармацевтических производств и позволяет устанавливать режимы, не приводящие к разрушению извлекаемых биологически активных соединений растительного сырья [2]. * Автор, с которым следует вести переписку. А.С. КОСОЛАПОВА, М.Э. ЛАМБЕРОВА 180 Для изучения влияния ультразвуковой обработки на эффективность стерилизации были взяты экспланты из разных частей картофеля сорта «Луговской», сои сорта «Алтом» и гречихи сорта «Наташа», их подвергали предварительной и основной стерилизации химической и ультразвуковой. Эксплантами картофеля являлись части проростков семян, листьев, пазушные и апикальные меристемы растения и почки клубней, для сои – части зародышевых листьев, а для гречихи – гипокотили корня. Далее отобранные и стерилизованные экспланты помещали на среду Мурасиге-Скуга (МС), содержащую гормоны роста для каллусогенеза. Пробирки помещали в термостат. Регулярно производился отбор инфицированного материала. Эффективность стерилизации (Э) определяли по количеству выживших неинфицированных эксплантов после стерилизации (с), дающих каллус, выражая в процентах от исходного количества стерилизуемых эксплантов (х), по формуле: Э с 100% . х Обсуждение результатов Подобранные оптимальные результаты стерилизации эксплантов химическими реагентами и ультразвуковой обработкой приведены на рисунке. Оптимальный режим обработки эксплантов сои – мощность 20 Вт в течение 1 мин; эксплантов гречихи и картофеля – 200 Вт, 6 мин. Эффективность стерилизации, % В процессе предварительной стерилизации экспланты помещали в 5%-ный раствор КМnO4 на 20 мин, затем промывали водопроводной водой. В ходе основной стерилизации эксплант в одном варианте помещали в 70%-ный водный раствор этанола на 0,5–1,5 мин, промывали стерильной дистиллированной водой в течение 0,5–1,5 мин. Во втором варианте эксплант подвергали только ультразвуковой обработке. Для опытов с применением ультразвука и контрольного было взято по 30 пробирок с питательной средой Мурасиге-Скуга (МС) и эксплантами. Полученные результаты обрабатывали статистически. Основную стерилизацию эксплантов проводили в стерильных условиях в ламинар-боксе. В качестве стерилизующих факторов использовался 70 %-ный раствор этилового спирта и ультразвук. Оптимальные режимы ультразвуковой обработки были подобраны заранее. После стерилизации экспланты помещали в стерильные пробирки с модифицированной питательной средой МС с добавлением 2,4-Д и кинетина для инициации каллусообразования. Часть пробирок обрабатывали ультразвуком, варьировали мощность и длительность воздействия. Пробирки со стерилизованными эксплантами, обработанные ультразвуком, и контрольные пробирки инкубировали в термостате при температуре (26±1)С с относительной влажностью 70%. Эффективность стерилизации определяли по истечении 4 недель. 100 Действие ультразвука осуществлялось при отсутствии непосредственного контакта экспланта с 80 пузырьками кавитации через агаризованную среду, стеклянные стенки флаконов и водную среду во60 Химическая круг флаконов. обработка 40 Обработка ультразвуком 20 0 1 2 3 Влияние способа стерилизации на ее эффективность: 1 – гречиха; 2 – картофель; 3 – соя Выводы Подтвержден стерилизующий эффект ультразвука для эксплантов из гречихи, картофеля и сои: эффективность стерилизации увеличилась с 60 до 90%. Следовательно, на стадии стерилизации химические реагенты могут быть полностью заменены ультразвуковым воздействием в оптимальном режиме. Список литературы 1. 2. Бутенко Р.Г. Биология клеток высших растений in vitro и биотехнологии на их основе. М., 1999. 200 с. Хмелев В.Н. и др. Ультразвуковые многофункциональные специализированные аппараты для интенсификации технологических процессов в промышленности, сельском и домашнем хозяйстве. Барнаул, 2007. 400 с. Поступило в редакцию 20 марта 2009 г. ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 181–182. АВТОРСКИЙ УКАЗАТЕЛЬ №2 (2010) Анисимов М.М. Арапов О.В. Афанасьев Н.И. Бабаев Б.Н. Бахшалиева К.Ф. Беловежец Л.А. Бодрин Г.В. Болдырев В.В. Болотов В.М. Борисова Т.В. Ботиров Э.Х. Брезгунова M.E. Будников Г.К. Валова М.С. Ведерников Д.Н. Великородов А.В. Веприкова Е.В. Верещагин А.Л. Волчатова И.В. Воронин М.А. Вураско А.В. Гамаюрова В.С. Голикова В.С. Далимов Д.Н. Данилов В.Г. Дегтярев О.В. Дребущак В.А. Дренин А.А. Дрикер Б.Н. Евдокимов А.Н. Еранкин С.В. Ефремов А.А. Ефремов Е.А. Жигжитжаповa С.В. Захарова Л.Я. Зиятдинова Г.К. Иванов В.А. Иванова Г.А. Казиев Г.З. Калачёва Г.С. 71 147 23 57 139 5 37 63 153 127 53 63 105 27 43 143 31 113 5 105 165 105 177 57 17 143 63 53 165 177 27 135 135 131 105 105 127 105 37 17 Ковалев В.Б. Коренман Я.И. Коротеев М.П. Корякова О.В. Косачева А.М. Косолапова А.С. Кошелев Ю.А. Кузнецов Б.Н. Кузнецова С.А. Кукушкина Т.А. Курзин А.В. Куркина А.В. Ламберова М.Э. Левин Б.Д. Леонович А.А. Матросов Е.И. Медведева С.А. Мельников О.М. Мехтиева Н.П. Микушина Ю.В. Минакова А.Р. Михайленко М.A. Момотова М.В. Нифантьев Э.Е. Новиков В.Л. Оленников Д.Н. Осипова А.А. Павлова О.С. Петров Л.А. Прокофьев В.Ю. Проскурина О.В. Раднаева Л.Д. Разговоров П.Б. Родин А.П. Рощин В.И. Рязанов М.А. Рязанова Т.В. Сафьянников Н.М. Седельникова Л.Л. Селянина С.Б. 143 153 37 27 165 179 113 17 17, 63 123 177 117 179 127 169 37 5 113 139 27 165 63 127 37 71 77, 85 117 177 27 159 147 131 159 99 43 109 49 147 123 23 182 Семенов К.Н. Серкеров С.В. Сиваков В.П. Соктоева Т.Э. Строгонова Е.Н. Суханов П.Т. Сысоева М.А. Танхаева Л.М. Тарасов А.О. Телешев А.Т. Тилябаев З. Тлегенов Р.Т. Труфанова М.В. Туров Ю.П. Тырков А.Г. Федина П.А. Ханина М.А. 147 139 165 131 147 153 105 77, 85 147 37 57 57 23 53 143 91 99 Ханина М.Г. Чайкина Е.Л. Чарыков Н.А. Черноусова Н.И. Чирикова Н.К. Чунарев Е.Н. Чупрова Н.А. Чурилина Е.В. Шабанова Н.Ю. Шаталов Г.В. Шахтшнейдер Т.П. Шелоумов А.В. Шестак О.П. Шишмаков А.Б. Щипко М.Л. Яценкова О.В. Яшин А.Я. 99 71 147 91 77 31 49 153 43 153 63 169 71 27 31 17 91 ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 183–189. СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ АНИСИМОВ Михаил Михайлович АРАПОВ Олег Витальевич АФАНАСЬЕВ Николай Иванович БАХШАЛИЕВА Конуль Фаррух гызы БЕЛОВЕЖЕЦ Людмила Александровна БОДРИН Георгий Владимирович БОЛДЫРЕВ Владимир Вячеславович БОЛОТОВ Владимир Михайлович БОРИСОВА Татьяна Владимировна БОТИРОВ Эркин Хожиакбарович БРЕЗГУНОВА Мария Евгеньевна БУДНИКОВ Герман Константинович ВАЛОВА Марина Сергеевна ВЕДЕРНИКОВ Дмитрий Николаевич Тихоокеанский институт биоорганической химии ДВО РАН Доктор биологических наук, профессор 690022, Владивосток, пр. 100 лет Владивостоку, 159 (Россия) Тел.: (4232) 31-99-32, факс: (4232) 31-40-50, e-mail: [email protected] ЗАО «Инновации ленинградских институтов и предприятий» Научный сотрудник, кандидат химических наук 197022, Санкт-Петербург, ул. Инструментальная, 6, (Россия) Факс: (812) 234–98–59, e-mail: [email protected] ОАО «БФ Коммунар» Генеральный директор, доктор химических наук 163061, Архангельск, Набережная Северной Двины, 23 (Россия) Тел./факс: (818) 460-10-95, e-mail: [email protected] Институт микробиологии НАН Азербайджана Младший научный сотрудник, диссертант Баку, Бадамдарское шоссе, 40 (Азербайджан) Факс (99412) 510-04-70, e-mail: [email protected] Иркутский институт химии им. А.Е. Фаворского СО РАН Кандидат биологических наук 664033, Иркутск, ул. Фаворского, 1 (Россия) Тел. (3952) 42-69-11, факс: (3952) 41-93-46, e-mail: [email protected] Институт элементоорганических соединений им. А.Н. Несмеянова РАН Старший научный сотрудник 119991, Москва, ул. Вавилова, 28 (Россия) Тел.: (499)135-93-10, e-mail: [email protected] Институт химии твердого тела и механохимии СО РАН Cоветник РАН, академик РАН 630128, Новосибирск, ул. Кутателадзе, 18 (Россия) E-mail: [email protected] Воронежская государственная технологическая академия Заведующий кафедрой органической химии, доктор технических наук 394036, Воронеж, пр. Революции, 19 (Россия) E-mail: [email protected] Сибирский государственный технологический университет Доцент, кандидат технических наук 660049, Красноярск, пр. Мира, 82 (Россия) Сургутский государственный университет ХМАО-Югры Заведующий кафедрой химии, профессор 628412, Сургут, ул. Энергетиков, 22 (Россия) Тел. (3462) 76-30-99, факс (3462) 76-29-29, e-mail: [email protected] Институт химии твердого тела и механохимии СО РАН Аспирант 630128, Новосибирск, ул. Кутателадзе, 18 (Россия) Тел. (383) 332-53-44, e-mail: [email protected] Казанский государственный университет Заведующий кафедрой аналитической химии, профессор, доктор химических наук 420008, Республика Татарстан, Казань, ул. Кремлевская, 18 (Россия) E-mail: [email protected] Институт органического синтеза им. И.Я. Постовского УрО РАН Инженер 620041, Екатеринбург, ул. С. Ковалевской/Академическая, 22/20 Тел. (343) 362-35-38, факс: (343) 369-30-58, e-mail: [email protected] Санкт-Петербургская государственная лесотехническая академия им. С.М. Кирова Доцент, кандидат химических наук 194021, Санкт-Петербург, Институтский пер., 5 (Россия) Тел. (812) 552-77-24, факс: (812) 552-77-24, e-mail: [email protected] 184 ВЕЛИКОРОДОВ Анатолий Валериевич ВЕПРИКОВА Евгения Владимировна ВЕРЕЩАГИН Александр Леонидович ВОЛЧАТОВА Ирина Владимировна ВОРОНИН Михаил Александрович ВУРАСКО Алеся Валерьевна ГАМАЮРОВА Валентина Семеновна ГОЛИКОВА Валерия Сергеевна ДАНИЛОВ Владимир Григорьевич ДРЕБУЩАК Валерий Анатольевич ДРЕНИН Алексей Анатольевич ДРИКЕР Борис Нутович ЕВДОКИМОВ Андрей Николаевич ЕРАНКИН Сергей Владимирович ЕФРЕМОВ Александр Алексеевич СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ Астраханский государственный университет Заведующий кафедрой органической и фармацевтической химии, доктор химических наук, профессор 414000, Астрахань, пл. Шаумяна, 1 (Россия) Тел./факс: (8512)22-82-64, e-mail: [email protected] Институт химии и химической технологии СО РАН Научный сотрудник 660049, Красноярск, ул. К. Маркса, 42, Академгородок (Россия) Тел.: (391) 244-91-20, e-mail: [email protected] Бийский технологический институт Заведующий кафедрой общей химии и экспертизы товаров 659305, Алтайский край, Бийск, ул.Трофимова, 27 (Россия) Тел. (3854) 25-24-25, факс 25-24-80, e-mail: [email protected] Иркутский государственный технический университет Кандидат биологических наук 664074, Иркутск, ул. Лермонтова, 83 (Россия) E-mail: [email protected] Институт органической и физической химии им. А.Е. Арбузова Казанского научного центра РАН Младший научный сотрудник лаборатории «Высокомолекулярные организованные среды», доктор химических наук 420083, Республика Татарстан, Казань, ул. Арбузова, 8 (Россия) Тел. (843) 233-91-51, e-mail: [email protected] Уральский государственный лесотехнический университет Профессор, доктор технических наук 620100, Екатеринбург, Сибирский тракт, 37 (Россия) Тел. (343) 267-84-66, e-mail: Vurasko_а@mizarpro.com Казанский государственный технологический университет им. Кирова Профессор кафедры пищевой биотехнологии, доктор химических наук 420015, Республика Татарстан, Казань, ул. К. Маркса, 68 (Россия) Тел.: (4472) 231-41-65, Е[email protected] Санкт-Петербургский государственный технологический университет растительных полимеров Магистрант кафедры органической химии 198095, Санкт-Петербург, ул. Ивана Черных, 4 (Россия) Тел. (812) 786-66-57 Институт химии и химической технологии СО РАН Старший научный сотрудник 660036, Красноярск, Академгородок (Россия) Тел.: (391) 249-48-97, e-mail: [email protected] Институт геологии и минералогии СО РАН Старший научный сотрудник 630090, Новосибирск, пр. ак. Коптюга, 3 (Россия) E-mail: [email protected] Сургутский государственный университет ХМАО-Югры Ассистент кафедры химии, кандидат химических наук 628412, Сургут, ул. Энергетиков, 22 (Россия) Тел. (3462) 76-30-99, факс (3462) 76-29-29, e-mail: [email protected] Уральский государственный лесотехнический университет Профессор, доктор технических наук 620100, Екатеринбург, Сибирский тракт, 37, (Россия) Тел. (343) 374-31-78, e-mail: [email protected] Санкт-Петербургский государственный технологический университет растительных полимеров Доцент кафедры органической химии, кандидат химических наук 198095, Санкт-Петербург, ул. Ивана Черных, 4 (Россия) Тел. (812) 786-66-57, е-mail: [email protected] Институт органического синтеза им. И.Я. Постовского УрО РАН Младший научный сотрудник 620041, Екатеринбург, ул. С. Ковалевской/Академическая, 22/20 Тел. (343) 362-35-38, факс: (343) 369-30-58, e-mail: [email protected] Сибирский федеральный университет Заведующий лабораторией хроматографических методов анализа Центра коллективного пользования, профессор, доктор химических наук 660041, Красноярск, пр. Свободный, 79 (Россия) Тел.: (3912) 44-34-87, e-mail: [email protected] СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ ЖИГЖИТЖАПОВА Светлана Васильевна ЗАХАРОВА Люция Ярулловна ЗИЯТДИНОВА Гузель Камилевна ИВАНОВ Владислав Андреевич ИВАНОВА Гузель Адгамовна КАЗИЕВ Гарри Захарович КАЛАЧЕВА Галина Сергеевна КОВАЛЁВ Вячеслав Борисович КОРЕНМАН Яков Израильевич КОРОТЕЕВ Михаил Петрович КОРЯКОВА Ольга Васильевна КОСАЧЕВА Анастасия Михайловна КОШЕЛЕВ Юрий Антонович КУЗНЕЦОВ Борис Николаевич КУЗНЕЦОВА Светлана Алексеевна КУКУШКИНА Татьяна Абдулхаиловна Бурятский государственный университет Старший преподаватель, кандидат биологических наук 670000, Улан-Удэ, ул. Смолина, 24а (Россия) Тел.: (3012) 21-26-91, факс: (3012) 21-26-91, e-mail: [email protected] Институт органической и физической химии им. А.Е. Арбузова Казанского научного центра РАН Заведующая лабораторией «Высокомолекулярные организованные среды», доктор химических наук 420083, Республика Татарстан, Казань, ул. Арбузова, 8 (Россия) Тел. (843) 273-22-93, e-mail: [email protected] Казанский государственный университет Ассистент кафедры аналитической химии, кандидат химических наук 420008, Республика Татарстан, Казань, ул. Кремлевская, 18 (Россия) E-mail: [email protected] Сибирский государственный технологический университет Аспирант 660049, Красноярск, пр. Мира, 82 (Россия) E-mail: [email protected] Казанский государственный технологический университет им. Кирова Аспирант кафедры пищевой биотехнологии 420015, Республика Татарстан, Казань, ул. К. Маркса, 68 (Россия) Тел.: (4472) 231-41-73, Е-mail: [email protected] Московский педагогический государственный университет Зав. кафедрой, профессор, доктор химических наук 119021, Москва, Несвижский пер., 3 (Россия) Тел.: (499) 246-77-66, e-mail: [email protected] Институт биофизики СО РАН Заведующая лабораторией, кандидат химических наук 660036, Красноярск, Академгородок (Россия) Тел.: (391) 249-44-61 Астраханский государственный университет Ассистент кафедры органической и фармацевтической химии 414000, г. Астрахань, пл. Шаумяна, 1 (Россия) Тел./Факс: (8512)22-82-64, e-mail: [email protected] Воронежская государственная технологическая академия Профессор кафедры аналитической химии, доктор химических наук 394036, Воронеж, пр. Революции, 19 (Россия) Тел. (4732) 55-07-62, e-mail: [email protected] Московский педагогический государственный университет Профессор, доктор химических наук 119021, Москва, Несвижский пер., 3 (Россия) Тел.: (499) 246-54-53, e-mail: [email protected] Институт органического синтеза им. И.Я. Постовского УрО РАН Научный сотрудник, кандидат химических наук 620041, Екатеринбург, ул. С. Ковалевской/Академическая, 22/20 Тел. (343) 362-35-38, факс: (343) 369-30-58, e-mail: [email protected] Уральский государственный лесотехнический университет Студентка 620100, Екатеринбург, Сибирский тракт, 37, (Россия) ЗАО «Алтайвитамины» Генеральный директор 659325, Алтайский край, Бийск, ул. Заводская, 69 (Россия) Тел. (3854) 32-69-43, факс 32-76-40, e-mail: [email protected] Институт химии и химической технологии СО РАН Первый заместитель директора, профессор, доктор химических наук 660036, Красноярск, Академгородок (Россия) Тел.: (391) 249-48-94, факс: (391) 243-93-42, e-mail: [email protected], [email protected] Сибирский федеральный университет Заведующий кафедрой аналитической и органической химии 660041, Красноярск, пр. Свободный, 79 (Россия) Институт химии и химической технологии СО РАН Ведущий научный сотрудник, доктор химических наук 660036, Красноярск, Академгородок (Россия) Тел.: (391) 249-54-81, e-mail: [email protected] Центральный сибирский ботанический сад СО РАН Научный сотрудник лаборатории фитохимии 630090, Новосибирск, 90, ул. Золотодолинская, 101 (Россия) Тел. (3832) 39-54-64, факс (3832) 30-19-86, e-mail: [email protected] 185 186 КУРЗИН Александр Вячеславович КУРКИНА Анна Владимировна ЛЕВИН Борис Давидович ЛЕОНОВИЧ Адольф Ануфриевич МАТРОСОВ Евгений Иванович МЕДВЕДЕВА Светлана Алексеевна МЕЛЬНИКОВ Олег Михайлович МЕХТИЕВА Наиба Пирверди кызы МИКУШИНА Юлия Владимировна МИНАКОВА Анастасия Рашитовна МИХАЙЛЕНКО Михаил Александрович МОМОТОВА Марина Вячеславовна НИФАНТЬЕВ Эдуард Евгеньевич НОВИКОВ Вячеслав Леонидович ОЛЕННИКОВ Даниил Николаевич ОСИПОВА Алия Алиевна СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ Санкт-Петербургский государственный технологический университет растительных полимеров Доцент кафедры органической химии, кандидат химических наук 198095, Санкт-Петербург, ул. Ивана Черных, 4 (Россия) Тел. (812) 786-66-57, е-mail: [email protected] Самарский государственный медицинский университет Ассистент кафедры фармакогнозии с ботаникой и основами фитотерапии 443099, Самара, ул. Чапаевская, 89 (Россия) Тел. (846) 260-33-59, факс: (846) 333-29-76, e-mail: [email protected] Сибирский государственный технологический университет Профессор, доктор технических наук 660049, Красноярск, пр. Мира, 82 (Россия) Санкт-Петербургская государственная лесотехническая академия им. С.М. Кирова Заведующий кафедрой технологии древесных композиционных материалов, профессор, доктор технических наук 194021, Санкт-Петербург, Институтский пер., 5 (Россия) Тел.: (812) 550-02-52 (доб. 343), факс: (812) 550-08-15, e-mail: [email protected] Институт элементоорганических соединений им. А.Н. Несмеянова РАН Ведущий научный сотрудник 119991, Москва, ул. Вавилова, 28 (Россия) Тел.: (499)135-93-66, e-mail: [email protected] Иркутский государственный технический университет Профессор, доктор химических наук 664074, Иркутск, ул. Лермонтова, 83 (Россия) E-mail: [email protected] ЗАО «Алтайвитамины» Инженер-химик 659325, Алтайский край, Бийск, ул. Заводская, 69 (Россия) Тел. (3854) 34-23-02, факс 32-76-40, e-mail: [email protected] Институт ботаники НАН Азербайджана Ведущий научный сотрудник, кандидат биологических наук 1073, Баку, Бадамдарское шоссе, 40, Институт ботаники НАН (Азербайджан) Факс (99412) 439-33-80, e-mail: naiba_m@ mail.ru Институт органического синтеза им. И.Я. Постовского УрО РАН Младший научный сотрудник 620041, Екатеринбург, ул. С. Ковалевской/Академическая, 22/20 Тел. (343) 362-35-38, факс: (343) 369-30-58, e-mail: [email protected] Уральский государственный лесотехнический университет Ассистент 620100, Екатеринбург, Сибирский тракт, 37, (Россия) Тел. (343) 370-38-39, e-mail: [email protected] Институт химии твердого тела и механохимии СО РАН Младший научный сотрудник 630128, Новосибирск, ул. Кутателадзе, 18 (Россия) Тел. (383) 332-53-44, e-mail: [email protected] Сибирский государственный технологический университет Магистрант 660049, Красноярск, пр. Мира, 82 (Россия) E-mail: [email protected] Институт элементоорганических соединений им. А.Н. Несмеянова РАН Зав. лабораторией ФОС ИНЭОС РАН, член-корр. РАН 119991, Москва, ул. Вавилова, 28 (Россия) Тел.: (499)135-93-30, e-mail: [email protected] Тихоокеанский институт биоорганической химии ДВО РАН Ведущий научный сотрудник 690022, Владивосток, пр. 100 лет Владивостоку, 159 (Россия) Тел.: (4232) 31-99-32, факс: (4232) 31-40-50, e-mail: [email protected] Институт общей и экспериментальной биологии СО РАН Старший научный сотрудник лаборатории медико-биологических исследований, кандидат фармацевтических наук 670047, Улан-Удэ, ул. Сахьяновой, 6 (Россия) Тел.: (3012) 43-34-63, e-mail: [email protected] Самарский государственный медицинский университет Студентка 443099, Самара, ул. Чапаевская, 89 (Россия) Тел. (846) 260-33-59, факс: (846) 333-29-76 СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ ПАВЛОВА Олеся Сергеевна ПЕТРОВ Лев Алексеевич ПРОКОФЬЕВ Валерий Юрьевич ПРОСКУРИНА Ольга Венедиктовна РАДНАЕВА Лариса Доржиевна РАЗГОВОРОВ Павел Борисович РОДИН Анатолий Петрович РОЩИН Виктор Иванович РЯЗАНОВ Михаил Анатольевич РЯЗАНОВА Татьяна Васильевна САФЬЯННИКОВ Николай Михайлович СЕДЕЛЬНИКОВА Людмила Леонидовна СЕЛЯНИНА Светлана Борисовна СЕМЕНОВ Константин Николаевич СЕРКЕРОВ Сираджеддин Вели оглы СИВАКОВ Валерий Павлович Санкт-Петербургский государственный технологический университет растительных полимеров Аспирант, ассистент кафедры органической химии 198095, Санкт-Петербург, ул. Ивана Черных, 4 (Россия) Тел. (812) 786-66-57 Институт органического синтеза им. И.Я. Постовского УрО РАН Ведущий научный сотрудник, доктор химических наук 620041, Екатеринбург, ул. С. Ковалевской/Академическая, 22/20 Тел. (343) 362-35-38, факс: (343) 369-30-58, e-mail: [email protected] Ивановский государственный химико-технологический университет Доцент кафедры технологии неорганических веществ, кандидат технических наук 153000, г. Иваново, просп. Ф. Энгельса, 7 (Россия) Тел. (4932) 32-74-10, e-mail: [email protected] ЗАО «Инновации ленинградских институтов и предприятий» Научный сотрудник, кандидат химических наук 197022, Санкт-Петербург, ул. Инструментальная, 6, (Россия) Факс: (812) 234–98–59, e-mail: С[email protected] Байкальский институт природопользования СО РАН Профессор, доктор химических наук 670041, Улан-Удэ, ул. Сахьяновой, 8, (Россия) Тел.: (3012) 21-26-91, факс: (3012) 21-26-91, e-mail: [email protected] Ивановский государственный химико-технологический университет Профессор кафедры технологии пищевых продуктов и биотехнологии, доктор технических наук 153000, г. Иваново, просп. Ф. Энгельса, 7 (Россия) Тел. (4932) 30-77-48, e-mail: [email protected] Новосибирский государственный медицинский университет Доцент кафедры фармакогнозии и ботаники 630091, Новосибирск, Красный проспект, 52 (Россия) Тел.: (383) 226-19-253 Санкт-Петербургская государственная лесотехническая академия им. С.М. Кирова Профессор, доктор химических наук 194021, Санкт-Петербург, Институтский пер., 5 (Россия) Тел. (812) 552-77-24, факс: (812) 552-77-24, e-mail: [email protected] Институт химии Коми НЦ УрО РАН Главный научный сотрудник, профессор, доктор химических наук 167982, Сыктывкар, ул. Первомайская, 48 (Россия) e-mail: ryazanovma2007@ yandex.ru Сибирский государственный технологический университет Заведующая кафедрой, профессор, доктор технических наук 660049, Красноярск, пр. Мира, 82 (Россия) Тел. (391) 227-36-54 ЗАО «Инновации ленинградских институтов и предприятий» Научный сотрудник, кандидат технических наук 197022, Санкт-Петербург, ул. Инструментальная, 6 (Россия) Факс: (812) 234–98–59, e-mail: С[email protected] Центральный сибирский ботанический сад СО РАН Страший научный сотрудник, доктор биологических наук 630090, Новосибирск, 90, ул. Золотодолинская, 101 (Россия) Тел. (3832) 39-54-64, факс (3832) 30-19-86, e-mail: [email protected] Институт экологических проблем Севера УрО РАН Старший научный сотрудник, кандидат технических наук 163061, Архангельск, Набережная Северной Двины, 23 (Россия) Тел.: (8182) 28-55-40, Факс: (8182) 28-76-36, e-mail: [email protected] Санкт-Петербургский государственный университет Аспирант 985041, Санкт-Петербург, пр. Университетский, 26, (Россия) Факс: (812) 234-98-59, e-mail: [email protected] Институт ботаники НАН Азербайджана Главный научный сотрудник, доктор химических наук 1073, Баку, Бадамдарское шоссе, 40, Институт ботаники НАН (Азербайджан) Факс (99412) 439-33-80, e-mail: [email protected] Уральский государственный лесотехнический университет Профессор 620100, Екатеринбург, Сибирский тракт, 37 (Россия) Тел. (343) 374-00-46 187 188 СОКТОЕВА Туяна Эрдэмовна СТРОГОНОВА Екатерина Николаевна СУХАНОВ Павел Тихонович СЫСОЕВА Мария Александровна ТАНХАЕВА Лариса Максимовна ТАРАСОВ Андрей Олегович ТЕЛЕШЕВ Андрей Терентьевич ТРУФАНОВА Марина Витальевна ТУРОВ Юрий Прокопьевич ТЫРКОВ Алексей Георгиевич ФЕДИНА Полина Алексеевна ФУРСОВ Виктор Николаевич ХАНИНА Марина Георгиевна ХАНИНА Миниса Абдуллаевна ЧАЙКИНА Елена Леонидовна ЧАРЫКОВ Николай Александрович СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ Бурятский государственный университет Аспирант 670000, Улан-Удэ, ул. Смолина 24а (Россия) Тел.: (3012) 21-26-91, факс: (3012) 21-26-91, e-mail: [email protected] ЗАО «Инновации ленинградских институтов и предприятий» Научный сотрудник 197022, Санкт-Петербург, ул. Инструментальная, 6 (Россия) Факс: (812) 234–98–59, e-mail: С[email protected] Воронежская государственная технологическая академия Декан факультета экологии и химической технологии, профессор кафедры аналитической химии, доктор химических наук 394036, Воронеж, пр. Революции, 19 (Россия) Тел. (4732) 55-35-58, e-mail: [email protected] Казанский государственный технологический университет им. Кирова Доцент кафедры пищевой биотехнологии, кандидат химических наук 420015, Республика Татарстан, Казань, ул. К. Маркса, 68 (Россия) Тел.: (4472) 231-41-73, Е-mail: [email protected] Институт общей и экспериментальной биологии СО РАН Старший научный сотрудник лаборатории медико-биологических исследований, кандидат фармацевтических наук 670047, Улан-Удэ, ул. Сахьяновой, 6 (Россия) Тел.: (3012) 43-34-63, e-mail: [email protected] ЗАО «Инновации ленинградских институтов и предприятий» Научный сотрудник 197022, Санкт-Петербург, ул. Инструментальная, 6 (Россия) Факс: (812) 234–98–59, e-mail: С[email protected] Московский педагогический государственный университет Ведущий научный сотрудник 119021, Москва, Несвижский пер., 3 (Россия) Тел.: (499) 246-54-53, e-mail: [email protected] Институт экологических проблем Севера УрО РАН Научный сотрудник, кандидат химических наук 163061, Архангельск, Набережная Северной Двины, 23 (Россия) Тел.: (8182) 28-55-40, Факс: (8182) 28-76-36, e-mail: [email protected] Сургутский государственный университет ХМАО-Югры Доцент кафедры химии, кандидат физико-математических наук 628412, Сургут, ул. Энергетиков, 22 (Россия) Тел. (3462) 76-30-99, факс (3462) 76-29-29, e-mail: [email protected] Астраханский государственный университет Заведующий кафедрой неорганической и биоорганической химии, доктор химических наук, профессор 414000, г. Астрахань, пл. Шаумяна, 1 (Россия) Тел./факс: (8512)22-82-64, e-mail: [email protected] НПО «Химавтоматика» Инженер отдела хроматографии 129226, Москва, ул. Сельскохозяйственная, 12А (Россия) Тел. (499) 181-14-02, e-mail: [email protected] Астраханский государственный университет Профессор кафедры агрономии, доктор сельскохозяйственных наук 414000, г. Астрахань, пл. Шаумяна, 1 (Россия) Тел./факс: (8512)22-82-64, e-mail: [email protected] Новосибирский государственный медицинский университет Аспирант кафедры фармакогнозии и ботаники 630091, Новосибирск, Красный проспект, 52 (Россия) Тел.: (383) 225-07-13, e-mail: [email protected] Новосибирский государственный медицинский университет Заведующая кафедрой фармакогнозии и ботаники, доктор фармацевтических наук, профессор 630091, Новосибирск, Красный проспект, 52 (Россия) Тел.: (383) 225-07-13, e-mail: [email protected] Тихоокеанский институт биоорганической химии ДВО РАН Младший научный сотрудник 690022, Владивосток, пр. 100 лет Владивостоку, 159 (Россия) Тел.: (4232) 31-99-32, факс: (4232) 31-40-50, e-mail: [email protected] ЗАО «Инновации ленинградских институтов и предприятий» Главный научный сотрудник, доктор химических наук, профессор 197022, Санкт-Петербург, ул. Инструментальная, 6 (Россия) Тел.:(812) 534-67-77, факс: (812) 234–98–59, e-mail: [email protected] СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ ЧЕРНОУСОВА Нина Ивановна ЧИРИКОВА Надежда Константиновна ЧУНАРЕВ Евгений Николаевич ЧУПРОВА Нелли Александровна ЧУРИЛИНА Елена Васильевна ШАБАНОВА Наталья Юрьевна ШАТАЛОВ Геннадий Валентинович ШАХТШНЕЙДЕР Татьяна Петровна ШЕЛОУМОВ Андрей Валентинович ШЕСТАК Ольга Петровна ШИШМАКОВ Андрей Борисович ЩИПКО Максим Леонидович ЯЦЕНКОВА Ольга Владимировна ЯШИН Александр Яковлевич 189 НПО «Химавтоматика» Ведущий инженер отдела хроматографии, кандидат химических наук 129226, Москва, ул. Сельскохозяйственная, 12А (Россия) Тел. (499) 181-14-02, e-mail: [email protected] Институт общей и экспериментальной биологии СО РАН Аспирант 670047, Улан-Удэ, ул. Сахьяновой, 6 (Россия) Тел.: (3012) 43-34-63, E-mail: [email protected] Институт химии и химической технологии СО РАН Ведущий технолог 660049, Красноярск, ул. К. Маркса, 42, Академгородок (Россия) Тел.: (391) 244-91-20, e-mail: [email protected] Сибирский государственный технологический университет Доцент 660049, Красноярск, пр. Мира, 82 (Россия) Тел. (391) 227-36-54 Воронежская государственная технологическая академия Доцент кафедры органической химии, кандидат химических наук 394036, Воронеж, пр. Революции, 19 (Россия) E-mail: [email protected] Санкт-Петербургская государственная лесотехническая академия им. С.М. Кирова Доцент, кандидат химических наук 194021, Санкт-Петербург, Институтский пер., 5 (Россия) Тел. (812) 552-77-24, факс: (812) 552-77-24, e-mail: [email protected] Воронежский государственный университет Заведующий кафедрой высокомолекулярных соединений и коллоидов, доктор химических наук 394006, Воронеж, Университетская площадь, 1 (Россия) Институт химии твердого тела и механохимии СО РАН Ученый секретарь 630128, Новосибирск, ул. Кутателадзе, 18 (Россия) Тел. (383) 332-53-44, e-mail: [email protected] Санкт-Петербургская государственная лесотехническая академия им. С.М. Кирова Старший научный сотрудник кафедры технологии древесных композиционных материалов, кандидат технических наук 194021, Санкт-Петербург, Институтский пер., 5 (Россия) Тел.: (812) 550-02-52 (доб. 343), факс: (812) 550-08-15, e-mail: [email protected] Тихоокеанский институт биоорганической химии ДВО РАН Старший научный сотрудник 690022, Владивосток, пр. 100 лет Владивостоку, 159 (Россия) Тел.: (4232) 31-99-32, факс: (4232) 31-40-50, e-mail: [email protected] Институт органического синтеза им. И.Я. Постовского УрО РАН Научный сотрудник, кандидат технических наук 620041, Екатеринбург, ул. С. Ковалевской/Академическая, 22/20 Тел. (343) 362-35-38, факс: (343) 369-30-58, e-mail: [email protected] Институт химии и химической технологии СО РАН Главный научный сотрудник 660049, Красноярск, ул. К. Маркса, 42, Академгородок (Россия) Тел.: (391) 244-91-20, e-mail: [email protected] Институт химии и химической технологии СО РАН Научный сотрудник, кандидат химических наук 660036, Красноярск, Академгородок (Россия) Тел.: (391) 249-48-97, e-mail: [email protected] НПО «Химавтоматика» Начальник отдела хроматографии, кандидат химических наук 129226, Москва, ул. Сельскохозяйственная, 12А (Россия) Тел. (499) 181-14-02, e-mail: [email protected] ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ. 2010. №2. С. 191–192. CONTENTS REVIEWS Belovezhets L.A., Volchatova I.V., Medvedeva S.A. PERSPECTIVE METHOD OF LIGNOCELLULOSE WASTE RECYCLING ........................................................................................................................................... 5 BIOPOLYMERS OF PLANTS Kuznetsov B.N., Kuznetsova S.A., Danilov V.G., Yatsenkova O.V., Kalacheva G.S. COMPOSITION OF LOW-MOLECULAR WEIGHT PRODUCTS OF LARCH WOOD OXIDATIVE DELIGNIFICATION IN ACETIC ACID MEDIUM ............................................................................................................................... 17 Trufanova M.V., Selyanina S.B., Afanasiev N.I. THE INFLUENCE OF SPRUCE SULFATE LIGNIN ON COLLOIDAL-CHEMICAL PROPERTIES MAIN COMPONENTS OF TALL OIL SOUP (REPORT 1) . 23 Shishmakov A.B., Erankin S.V., Mikushina Yu.V., Koryakova O.V., Valova M.S., Petrov L.A. THE OXIDIZED ACTIVETED CARBONS AND CARBON-MINERAL COMPOSITES ON THE CELLULOSE POWDER BASIS ................................................................................................................................................. 27 Veprikova E.V., Shchipko M.L., Chunarev E.N. PROPERTIES OF POWDERED AND TABLETED PREPARATIONS BASED ON ENTEROSORBENT FROM INNER BIRCH-BARK....................................... 31 Nifant’ev E.E., Koroteev M.P., Kaziev G.Z., Teleshev A.T., Matrosov E.I., Bodrin G.V. A RESEARCH OF POSSIBILITIES OF CHEMICAL MODIFICATION OF CAVED LARCH WOOD ................................... 37 Vedernikov D.N., Shabanova N.Yu., Roshchin V.I. ALTERATION OF GROUP CHEMICAL COMPOSITION OF BIRCH (BETULA PENDULA ROTH.) BARK PARTS ON THE HEIGHT OF TREE . . 43 Chuprova N.A., Rjazanova T.V. RECEPTION OF ETHУL ALCOHOL FROM A VEGETATIVE PART HELIANTHUS TUBEROSUS L. .......................................................................................................................... 49 LOW-MOLECULAR WEIGHT COMPOUNDS Drenin A.A., Botirov E.Kh., Turov U.P. A NOVEL ISOFLAVONE MONOGLYCOSIDE FROM TRIFOLIUM PRATENSE L. ...................................................................................................................................................... 53 Babaev B.N., Dalimov D.N. Tilyabaev Z.,Tlegenov R.T. SYNTHESIS, STRUCTURE AND BIOLOGICAL PROPERTIES OF PHOSPHORYLATED DERIVATIVES OF ANABASINE ................................................. 57 Mikhailenko M.A., Shakhtshneider T.P., Brezgunova M.E., Drebushchak V.A., Drebushchak T.N., Kuznetsova S.A., Boldyrev V.V. PREPARATION AND SOLID STATE CHARACTERIZATION SOLVATES OF BETULIN ................................................................................................................................. 63 Shestak O.P., Chaikina E.L., Novikov V.L., Anisimov M.M. INFLUENCE OF CYCLOPENTANE β,β'-TRIKETONES AND THEIR METHYL ENOL ETHERS ON THE ROOT GROWTH OF CORN ZEA MAYS L. SEEDLINGS ................................................................................................................................ 71 Olennikov D.N., Chirikova N.K., Tankhaeva L.M. CHEMICAL CONPOSITION OF SCULLCAP (SCUTELLARIA BAICALENSIS GEORGI) ...................................................................................................... 77 Tankhaeva L.M., Olennikov D.N. METHOD OF POLYFRUCTANES TOTAL CONTENT DETERMINATION IN A DANDELION ROOTS (TARAXACUM OFFICINALE WIGG.) ............................... 85 Fedina P.A., Jashin A.Ja., Chernousova N.I. DETERMINATION OF ANTIOXIDANTS IN PRODUCTS OF PLANT ORIGIN AMPEROMETRIC METHOD .......................................................................................... 91 Khanina M.G., Khanina M.A., Rodin A.P. ELEMENT STRUCTURE OF AGRIMONIA PILOSA LEDEB. .... 99 Sisoeva1 M.A., Ivanova G.A., Gamaiourova V.S., Ziyatdinova G.K., Budnikov Н.K., Zakharova L.Ya. THE INCREASING OF THE ANTIOXIDANT ACTIVITY OF CHAGA WATER EXTRACTS AND MELANINS. I. TREATMENT OF THE CHAGA WATER EXTRACTS BY WATER SOLUTIONS OF HYPERBRANCHED POLYMERS ............................................................................................................. 105 Ryazanov M.A. THE ACID-BASE FEATURES OF SOME RED WINES ....................................................... 109 Melnikov O.M., Vereshchagin A.L., Koshelev Yu.A. STUDY OF THE BIOLOGICALLY ACTIVE COMPOUNDS OF BUDS AND LEAVES OF THE MALE PLANTS OF THE SEA BUCKTHORN ...................................... 113 192 Kurkina A.V., Osipova A.A. THE NEW APPROACHES TO THE STANDARDIZATION OF AERVA LANATA DRUGS ........................................................................................................................... 117 Kukushkina T.A., Sedelnikova L.L. DYNAMICS OF ACCUMULATION OF STORAGE SUBSTANCES IN BULBOTUBERS OF CROCUS ALATAVICUS AND GLADIOLUS HYBRIDUS ....................................... 123 Momotova M.V., Ivanov V.A., Levin B.D., Borisova T.V. THE DYNAMICS OF IRIDOIDS GUELDER-ROSE ORDINARY IN THE TIME OF VEGETATION ............................................................... 127 Zhigzhitzhapova S.V., Soktoeva T.E., Radnaeva L.D. CHEMICAL COMPOSITION OF ESSENTIAL OILS FROM ARTEMISIA GMELINII WEB. ET STECHM., GROWING IN CENTRAL ASIA ..................... 131 Efremov E.A., Efremov A.A. CHEMICAL COMPOSITION OF ESSENTIAL OIL OF A JULY PAD OF A SIBERIAN FIR FROM KRASNOYARSK REGION .............................................................................. 135 Mehdiyeva N.P., Serkerov S.V., Bahshaliyeva K.F. СHEMICAL COMPOSITION AND ANTIFUNGAL ACTIVITIES OF THE ESSENTIAL OILS OF EUPATORIUM CANNABINUM L. FROM THE FLORA AZERBAIJAN .................................................................................................................................................... 139 Velikorodov А.V., Kovalev V.B., Tyrkov А.G., Fursov V.N. STUDY OF CHEMICAL COMPOSITION OF VOLATILE OIL AND EXTRACT OF LOPHANTUS ANISATUM BENTH. .......................................... 143 Semenov K.N., Charykov N.A., Arapov O.V., Proskurina O.V., Tarasov A.O., Strogonova E.N., Saf'jannikov N.M. SOLUBILITY OF LIGHT FULLERENES IN «WOOD OILS»......................................... 147 Churilina E.V., Korenman J.I., Sukhanov P.T., Bolotov V.M., Shatalov G.V. EXTRACTION OF NATURAL DYES BY HYDROPHYLIC POLYMERS .............................................................................. 153 Prokofiev V.Yu., Razgovorov P.B. PHYSICO-CHEMICAL PROCESSES PASSING IN PRESENCE OF KAOLIN CLAY IN VEGETABLE OILS .................................................................................................... 159 TECHNOLOGY Vurasko A.V., Minakova A.R., Driker B.N., Sivakov V.P., Kosacheva A.M. THE TECHNOLOGY OF RECEPTION OF CELLULOSE FROM WASTE OF ONE YEARS PLANTS ........................................... 165 Leonovich A.A., Sheloumov A.V. THE RESEARCH OF THE WOOD BOARDS COMPONENTS CONVERSIONS. 1. The thermogravimetric study of the urea-formaldehyde oligomer conversions ............... 169 SHORT REPORTS Kurzin A.V., Evdokimov A.N., Pavlova O.S., Golikova V.S. SYNTHESIS OF 2-ALKENYL-3-BENZYL-2IMIDAZOLINIUM SALTS FROM TALL OIL FATTY ACIDS ...................................................................... 177 Kosolapova A.S., Lamberova M.E. RESEARCHING OF ULTRASONIC INFLUENCE ON THE SEPARATE STAGES AT THE TECHNOLOGY OF THE PLANT CELL AND TISSUE CULTURE IN VITRO. I. STERILIZATION OF THE EXPLANTS .................................................................. 179 AUTOR INDEX №2 (2010) ............................................................................................................................... 181 INFORMATION ABOUT THE AUTHORS...................................................................................................... 183 193 Belovezhets L.A., Volchatova I.V., Medvedeva S.A. PERSPECTIVE METHOD OF LIGNOCELLULOSE WASTE RECYCLING In this report an innovative way of lignocellulose waste recycling is discussed. Research data on a method for preparing a compost fertilizer from hydrolized lignin and sawdust are provided. The estimation of its fertilizing effect is given. Keywords: сompost, hydrolyzed lignin, sawdust, processing. Kuznetsov B.N., Kuznetsova S.A., Danilov V.G., Yatsenkova O.V., Kalacheva G.S. COMPOSITION OF LOWMOLECULAR WEIGHT PRODUCTS OF LARCH WOOD OXIDATIVE DELIGNIFICATION IN ACETIC ACID MEDIUM The composition of low molecular weight products, obtained in the process of larch wood delignification by hydrogen peroxide in acetic acid medium in the presence of sulphuric acid catalysts was studied. The scheme of spend pulping liquor utilization was suggested which includes the precipitation of lignin and the regeneration of acetic acid. The low molecular weight lignin and stillage bottom from regeneration process can be used for producing valuable phenolic products and motor fuel components. Keywords: larch wood, acetic acid delignification, low molecular weight products, composition, utilization. Trufanova M.V., Selyanina S.B., Afanasiev N.I. THE INFLUENCE OF SPRUCE SULFATE LIGNIN ON COLLOIDAL-CHEMICAL PROPERTIES MAIN COMPONENTS OF TALL OIL SOUP (REPORT 1) The colloidal-chemical behavior of main tall oil soup components in alkaline solutions at the presence of sulphate lignin are investigated. Differences of influence of sulphate lignin on surface properties of sodium oleate and sodium abietate are discovered. It is established, that at the presents of lignin associates lignin-sodium abietate and lignin-sodium oleate are formed. Its differ from individual components for colloidal-chemical characteristics. Keyword: Tall oil soap, sulfate lignin, extractives, sodium oleatе, sodium abietate, surfactant, surface tension, conductivity, micelleformative, adsorption, adsorbed layer, monomolecular layer. Shishmakov A.B., Erankin S.V., Mikushina Yu.V., Koryakova O.V., Valova M.S., Petrov L.A. THE OXIDIZED ACTIVETED CARBONS AND CARBON-MINERAL COMPOSITES ON THE CELLULOSE POWDER BASIS Activated carbons and carbon-mineral composites are modified by the method of liquid-phase oxidation by nitric acid and hydrogen peroxide. Carbon materials are synthesized on the cellulose powder basis. Dependence of quantity of functional acid superficial groupings from structure of carbon materials is established. Keywords: oxidation, activated carbons, cellulose powder. Veprikova E.V., Shchipko M.L., Chunarev E.N. PROPERTIES OF POWDERED AND TABLETED PREPARATIONS BASED ON ENTEROSORBENT FROM INNER BIRCH-BARK Properties of modificated powdered and tableted materials based on inner birch-bark enterosorbents were studied. The purpose of work is to study the influence of commonly used in medical field modificaters on adsorption characteristics of inner birch-bark sorbents and the choice justification of mostly suitable form for use. The efficiency of investigated samples was estimated taken into account requirements imposed for medical sorbents: as the mix degree of powdered sorbents with water, the time of self-disperse for tablets in the liquid phase and adsorption activity with respect to substances - markers recommended to enterosorbents test. It is shown, that sorption properties of powdered sorbents modificated by starch and sugar solutions are corresponded with properties of commercial enterosorbent "Polyfepan". It is determined, that tablets of inner birch-bark enterosorbents in combination with starch have ability to quickly self-disperse in the liquid phase, and according to substances - markers exhibits the suitable properties. Consequently, studied powdered and tableted enterosorbent preparations from inner birch-bark are the suitable pharmaceutical forms with useful sorption properties. Keywords: enterosorbent, inner birch-bark, modification, adsorption, powder, tablet. Nifant’ev E.E., Koroteev M.P., Kaziev G.Z., Teleshev A.T., Matrosov E.I., Bodrin G.V. A RESEARCH OF POSSIBILITIES OF CHEMICAL MODIFICATION OF CAVED LARCH WOOD Reaction of caved wood of larch with a number of chemical reagents leads to production of new potentially perspective materials. 194 In the course of a complex conversion of waste products of larch logging under cavitation procedure conditions the bulk isolated component is so called «caved wood» (CW). It consists mainly of cellulose–lignin composition. One of the versions to put CW into practice is its chemical modification. In this connection interactions between larch CW and highly active halides of phosphorus, silicon, sulfur and boron, formaldehyde, acetic acid derivatives, benzyl chloride, hydrogen peroxide and nitric acid have been studied. The reactions lead to production of new potentially perspective materials. Keywords: larch, caved wood, cellulose, lignin, chloroanhydrides of phosphorus acids, dichlorodimethylsilane, sulfuryl chloride, benzenesulfonyl chloride, carbo-xymethylation, sodium chloroacetate, hydroxymethylation, formaldehyde, furfural, formylation, hexamethylenetetramine, acetic acid, boron tribromide, demethylati-on, oxidation, hydrogen peroxide, acetylation, acetic anhydride, benzylation, benzyl chloride, nitration, nitric acid, IR-spectra. Vedernikov D.N., Shabanova N.Yu., Roshchin V.I. ALTERATION OF GROUP CHEMICAL COMPOSITION OF BIRCH (BETULA PENDULA ROTH.) BARK PARTS ON THE HEIGHT OF TREE Outer bark, inner bark and wood wet and content alteration all over the trunk have been determinate. Chemical compositions of birch (Betula pendula Roth.) outer bark and inner bark have been investigated. Alteration of the chemical composition of outer bark and inner bark all over the trunk has been determinate. Structures of fatty acids of inner bark and carbohydrates after methanolysis have been established. Keywords: Betula pendula Roth. (Betula verrucosa Ehrh.), outer bark, inner bark, group chemical composition, alteration on the height of trunk, lignin, fatty acids, products of methanolysis of inner bark, polysaccharides. Chuprova N.A., Rjazanova T.V. RECEPTION OF ETHУL ALCOHOL FROM A VEGETATIVE PART HELIANTHUS TUBEROSUS L. Helianthus tuberosus L, a chemical compound, carbohydrates, extraction, fermentation, ethуl alcohol. As object of research the vegetative part Helianthus tuberosus L. served. Its chemical compound is investigated. It is shown, that the high maintenance of carbohydrates (58% from a.d.m.) puts it in a number of raw material perspective for biochemical processing. Variants of extraction of carbohydrates are considered. It is carried out fermentation with use of yeast Sacharomices servis. From substratum ethуl alcohol on quality corresponding to requirements TC is received. The output of spirit makes 26,6–28,1 litre about 100 kg a.d.m. raw material. Keywords: Helianthus tuberosus L., the vegetative part, mono-and oligosaccharides, are easily hydrolyzed polysaccharides and difficult hydrolyzed polysaccharides, reducing substances, Hydrolyzed, wort, brew, fermentable sugar and ethanol. Drenin A.A., Botirov E.Kh., Turov U.P. A NOVEL ISOFLAVONE MONOGLYCOSIDE FROM TRIFOLIUM PRATENSE L. The article is dedicated to the phytochemical exploration of isoflavonoids from red clover (Trifolium pratense L.). Four isoflavones (formononetin, prunetin, genistein, prunetin-4'-О-β-D-glucopyranoside), three isoflavone galactosydes (formononetin7-О-β-D-galactopyranoside, inermin-3-О-β-D-galactopyranoside, genistein-7-О-βD-galactopyranoside), a novel monoglucoside prunetin-4'-О--D-glucopyranoside and (+)-pinitol were isolated from this plant. Their structures were determined on the basis of their UV, IR, 1Н-NMR, 13С-NMR, massspectroscopic and circular dichroism spectrum data analysis. This is the first time (+)-pinitol was isolated from red clover. Its biological activity is described. Keywords: Trifolium pratense L. – red clover, isoflavonoids, prunetin-4'-О--D-glucopyranoside, (+)-pinitol. Babaev B.N., Dalimov D.N. Tilyabaev Z., Tlegenov R.T. SYNTHESIS, STRUCTURE AND BIOLOGICAL PROPERTIES OF PHOSPHORYLATED DERIVATIVES OF ANABASINE In this work presented the obtained results on synthesis and determination of anti-cholinesterase and antimonooxygenase activities of the O-alkyl-O-(anabasinoisopropyl)- and O-alkyl-O-(anabasinobutin-2-yl)phenylphosphonates and diphenylphosphynates. Structures of these compounds are identified by IR, NMR and mass spectra analysis. Anticholinesterase activities of compounds are depend on structure of phosphoryle part and alkyl radical of the investigating molecule. Investigations of antimonooxygenase activity of these compounds are showed that, they are more active then standard inhibitor SKF. Keywords: Phosphorylated derivatives of anabasin, phenylphosphonates and diphenylphosphinates, synthesis, structure, reversed and non-reversed inhibitors of esterases of several origin and monooxygenases. 195 Mikhailenko M.A., Shakhtshneider T.P., Brezgunova M.E., Drebushchak V.A., Drebushchak T.N., Kuznetsova S.A., Boldyrev V.V. PREPARATION AND SOLID STATE CHARACTERIZATION SOLVATES OF BETULIN The results of study of products of crystallization of betuline from the solvents of various polarity (acetone, methanol, ethanol, propanol, butanol, ethyl acetate, chloroform, dichloromethane) are presented. The solvates of betuline were obtained. The methods of thermal analysis, x-ray diffraction and IR-spectroscopy have been used for investigation of their composition and the process of their desolvatation. It was shown that crystallization from the solvents used and the subsequent drying at temperature 170–180 °С allowed to lower the lupeol content in the samples up to less, than 1%. Keywords: solvates of betuline, thermal analysis, x-ray powder diffraction. Shestak O.P., Chaikina E.L., Novikov V.L., Anisimov M.M. INFLUENCE OF CYCLOPENTANE β,β'TRIKETONES AND THEIR METHYL ENOL ETHERS ON THE ROOT GROWTH OF CORN ZEA MAYS L. SEEDLINGS Effects of natural cyclopentane β,β'-triketones, сoruscanone B, and its methyl enol ether, coruscanone A, and also of 14-th synthetic analogues of these secondary metabolites of higher plants on the main root growth of Zea mays L. seedlings were investigated. It was shown, that сoruscanone A and B had weak effects on the root growth of seedlings at the concentrations 0,01–100,0 μg/mL. Compounds possessing only a slight stimulating effect on the root growth at the concentrations 0,01–10,0 μg/mL were found among synthetic cyclopentane β,β'-triketones and their methyl enol ethers. All of the tested synthetic compounds at the concentrations 100,0 μg/mL are active inhibitors of the root growth of corn seedlings. Chloro-containing compounds, 2-acetyl-4,5-dichlorocyclopent-4-ene-1,3dione and its methyl enol ether demonstrate the most inhibiting effects. Keywords: cyclopentane β,β'-triketones, 2-acylcyclopentane-1,3-diones, methyl enol ethers, coruscanones A and B, corn, Zea mays L., root growth, seedlings, stimulating (promotion) effect, inhibiting (inhibition) effect. Olennikov D.N., Chirikova N.K., Tankhaeva L.M. CHEMICAL CONPOSITION OF SCULLCAP (SCUTELLARIA BAICALENSIS GEORGI) Chemical investigation of skullcap (Scutellaria baicalensis Georgi, Lamiaceae) is carried out. It is studied dynamics of chemical compounds accumulation during plant vegetation, chemical composition of morphological groups and elemental composition of a plant. It is established, that the maximal content of biologically active substances in S. baicalensis aerial part is observed in a flowering phase. Morphological groups of S. baicalensis differ on chemical compositions. Presence of linear and nonlinear correlations between some elements content (Ba, Co, Cu, Mo, etc.) and flavonoids content is revealed, and also shown, that the structure of soil influences on some substances content in S. baicalensis aerial part. Keywords: Scutellaria baicalensis Georgi, Lamiaceae, dynamic of substances accumulation, vegetation period, morphological groups, elemental composition, linear and nonlinear correlations, soil. Tankhaeva L.M., Olennikov D.N. METHOD OF POLYFRUCTANES TOTAL CONTENT DETERMINATION IN A DANDELION ROOTS (TARAXACUM OFFICINALE WIGG.) Process of polysaccharides extraction from dandelion roots (Taraxacum officinale Wigg., Asteraceae) is investigated and optimum parameters of polyfructanes extraction are also determined. The technique of quantitative definition of polyfructanes total contents recalculating on fructose is developed; relative error of definition no more than 2%. It is established that polyfructanes total contents in commercial samples of T. officinale roots makes 15–33%. Keywords: Dandelion root, Taraxacum officinale Wigg., fructanes, spectrophotometry, HPTLC, resorcinol assay (Selivanoff method). Fedina P.A., Jashin A.Ja., Chernousova N.I. DETERMINATION OF ANTIOXIDANTS IN PRODUCTS OF PLANT ORIGIN AMPEROMETRIC METHOD The specified the importance of identifying the major antioxidants in foodstuff and beverages in order to use them for timely antioxidant therapy. The results of determining the total content of antioxidants in products of plant origin (extracts of medicinal herbs, tea, coffee, wine, brandy, balms, beer, vegetables, fruits, berries) amperometric method. Keywords: Oxidative stress, antioxidant therapy, amperometric detection, natural antioxidants. 196 Khanina M.G., Khanina M.A., Rodin A.P. ELEMENT STRUCTURE OF AGRIMONIA PILOSA LEDEB. Objects of research – samples of elevated part Agrimonia pilosa Ledeb., Rosaceae and the dry extract received from an elevated part of a plant. The work purpose – studying of element structure of an elevated part of the A. pilosa and the dry extract received from it. A. pilosa is perspective plant for introduction in applied medicine. It is a long-term grassy plant, widespread on all territory of Russia. In national and traditional medicine all parts of a plant are applied at a wide spectrum of diseases (choleretic, anti-inflammatory, antiarrhythmic, hypoglycemic, anthelmintic, analgetic, haemostatic, antihypertensive, antitoxic, anticarcinogenic agent) In the European countries kinds Agrimonia are officinal and are used by herbs in applied medicine as astringent and resolven agentt. It is experimentally proved that, the given kind possesses antioxidant, antiviral, vasodilating, anticarcinogenic, anti-inflammatory, antibacterial activity, improves rheological properties of blood, restores abnormalities in balance of ions of sodium, calcium and potassium in a brain of experimental hepatitis rats. In elevated part A. pilosa there are substances of the phenolic nature (flavonoides, tannins, coumarins, isocoumarins, oxycorical acids), threeterpenoids, essences, polysaccharides are found out. In underground bodies of a plant are found out copper, zinc, iron, vanadium, nickel, chrome, the titan, manganese, strontium, zirconium, silver. There is no data on qualitative structure and the quantitative maintenance macro- and microcells in an elevated part in accessible sources of the information. Definition of qualitative structure both the quantitative maintenance macro- and microelements was spent by a method of mass spectroscopy with is inductive the connected plasma. 64 elements are revealed in an elevated part of the A. pilosa and in a dry extract: makro – microelements. Samples of an elevated part of the A. pilosa, collected of different points of an area on qualitative structure of elements are not differ. The dry extract on qualitative structure of elements corresponds to an elevated part. At the comparative analysis of an elevated part of the A. pilosa and a dry extract under the quantitative maintenance of elements was found out that the dry extract surpasses initial raw materials under the maintenance of macrocells (Na, K, Mg), separate vital elements (Zn, Mn, Se, I, Br) and toxic (As), concedes under maintenance Ca. The maintenance of toxic elements in an extract from elevated part A.pilosa does not exceed maximum concentration limit, accepted for tea and drinks. Keywords: macro- and microelements, Agrimonia pilosa, elevated part of the A. pilosa, dry extract. Sisoeva1 M.A., Ivanova G.A., Gamaiourova V.S., Ziyatdinova G.K., Budnikov Н.K., Zakharova L.Ya. THE INCREASING OF THE ANTIOXIDANT ACTIVITY OF CHAGA WATER EXTRACTS AND MELANINS. I. TREATMENT OF THE CHAGA WATER EXTRACTS BY WATER SOLUTIONS OF HYPERBRANCHED POLYMERS Chaga water extracts were treated by water solutions of hyperbranched polymers. It was shown that this treatment changed the size of melanin particles and increased the antioxidant activity of chaga water extracts and melanins. Keywords: chaga, water extract, hyperbranched polymer (HBP), antioxidant activity, melanin. Ryazanov M.A. THE ACID-BASE FEATURES OF SOME RED WINES It has been proposed method for the study acid-base features of homogeneous solutions containing complex components with the proton-donor abilities from results of their potentiometric titration. It was considered acid-base features of some red wines and grape juice on their pK-spectrums that allows estimating the pK values and the contents of different acid groups in substrate. Keywords: Acids, bases, acid-base features, pK-spectrums, aqueous solutions, dissociation constants, red wines, pH-metric titration, potentiometric titration, resveratrol. Melnikov O.M., Vereshchagin A.L., Koshelev Yu.A. STUDY OF THE BIOLOGICALLY ACTIVE COMPOUNDS OF BUDS AND LEAVES OF THE MALE PLANTS OF THE SEA BUCKTHORN Paper presents the results of investigating of chlorophyll, carotenoids, tocopherols and fatty acids of buds and leaves of the male plants of the sea buckthorn. It is shown, the buds of the male plants of the wild sea buckthorn can be considered as the promising source of the polyunsaturated fatty acids. Keywords: Buds, leaves of the male plants of the sea buckthorn, chlorophyll, carotenoids, tocopherols, fatty acids. 197 Kurkina A.V., Osipova A.A. THE NEW APPROACHES TO THE STANDARDIZATION OF AERVA LANATA DRUGS The method of the quantitative estimation of the total flavonoids in the Aerva lanata L. herbs by using of the differential spectrophotometry (analytical wave-length at 407 nm) and of state standard sample of rutin was developed. The contents of the total flavonoids in the drugs of in the Aerva lanata L. are varied with 0,51 to 1,02% (calculated on the rutin). The relative degree of the determination of the total flavonoids in developed method with confidence probability 0,95 is no more than +4,39%. Keywords: Aerva lanata L., flavonoids, tiliroside, narcissin, rutin, quantitative analysis. Kukushkina T.A., Sedelnikova L.L. DYNAMICS OF ACCUMULATION OF STORAGE SUBSTANCES IN BULBOTUBERS OF CROCUS ALATAVICUS AND GLADIOLUS HYBRIDUS A quantitative composition of storage substances in crocus and gladiolus bulbotubers was defined. Dynamics of accumulation of sugars, starch, saponins, ascorbic acid, pectins, protopectins, catechins and tanning matters in bulbotubers of the given taxa in the forest-steppe zone of West Siberia was established for the first time Keywords: storage substances, bulbotuber, crocus, gladiolus, Siberia Momotova M.V., Ivanov V.A., Levin B.D., Borisova T.V. THE DYNAMICS OF IRIDOIDS GUELDER-ROSE ORDINARY IN THE TIME OF VEGETATION The aim of work – establishment distribution of iridoids and extractive substances into biomass Siberian guelder-rose, and study its dynamics in the time of vegetation. It was determined, that maintenance bitter glycosides and extractive substances into leaves, crust and unarboreal sprouts practically equally and constantly in the time of vegetation. It is necessary note also, that it’s keeping into berries begin sharply and considerably increase at last days June. It is defined, that extracts of guelder-rose can be used at different directions. Keywords: guelder-rose ordinary (Viburnum Opulus L), biomass, crust, berries, leaves, unarboreal sprouts, bitter glycosides, extractive substances. Zhigzhitzhapova S.V., Soktoeva T.E., Radnaeva L.D. CHEMICAL COMPOSITION OF ESSENTIAL OILS FROM ARTEMISIA GMELINII WEB. ET STECHM., GROWING IN CENTRAL ASIA For the first time brought dates by chemical composition of essential oils from Artemisia gmelinii Web. et Stechm., growing in Central Asia. More than 70 components were detected and 60 of them were identified by GC-MS analysis. The main constituents were 1,8-cineol (21–40%), camphor (10–31%), borneol (4–17%), terpineol-4 (4–8%). Keywords: Essential oil, Artemisia gmelinii Web. et Stechm., chromato-mass-spectrometry. Efremov E.A., Efremov A.A. CHEMICAL COMPOSITION OF ESSENTIAL OIL OF A JULY PAD OF A SIBERIAN FIR FROM KRASNOYARSK REGION The method of distillation with water steam studies process of allocation of essence of a pad of a Siberian fir. The essence allocated within 16 hours an exit of 5,40% is presented by 30 components with the maintenance more than 0,1%. The method by GC-MS identifies all basic components of the received oil. Keywords: essential oil of July pad of Siberian fir, the method by GC-MS, chemical composition. Mehdiyeva N.P., Serkerov S.V., Bahshaliyeva K.F. СHEMICAL COMPOSITION AND ANTIFUNGAL ACTIVITIES OF THE ESSENTIAL OILS OF EUPATORIUM CANNABINUM L. FROM THE FLORA AZERBAIJAN Composition and antifungal activities of the essential oils of Eupatorium cannabinum L. have been studied. The plants were collected in the Gax region of Azerbaijan at full flowering stage; oils were prepared by method of colomn chromatography from ethanol extract (sixth and seventh fraction) of over ground parts and analyzed by GC/MS. Linoleic acid ethyl ester (55,01 and 27,11%), 9,12,15-Oktadekatrienoic acid, ethyl ester, (Z,Z,Z)- (28,38 and 69,30%) and Hexadecanoic acid, ethyl ester (10,07 and 2,52%) were the main components among the 20 (sixth fraction) and 4 (seventh fraction) constituents characterized in the oil. The essential oil of Eupatorium cannabinum renders fungicidal action beyond the culture of the fungi of Aspergillus niger and fungistatic - down Trichoderma lignorum and Fusarium oxysporum. Keywords: Asteraceae, Eupatorium cannabinum L., essential oil, component composition, antifungal activity, culture fungi, Trichoderma lignorum, Fusarium oxysporum и Aspergillus niger. 198 Velikorodov А.V., Kovalev V.B., Tyrkov А.G., Fursov V.N. STUDY OF CHEMICAL COMPOSITION OF VOLATILE OIL AND EXTRACT OF LOPHANTUS ANISATUM BENTH. By hydro distillation method receives samples of volatile oil from Lophantus anisatum Benth. and dependence of its yield on type of ground part, term of vegetation plant is investigated; the limits of change of specific weight and parameter of refraction are determined. By liquid-gas chromatography method carries out the quantitative analysis of the basic components of volatile oil of Lophantus anisatum Benth. The dry extract from leaf of Lophantus anisatum Benth. is received and by chromatography-mass spectrometry method is investigated chemical composition of its samples. Keywords: Lophantus anisatum, hydro distillation, volatile oil, dry extract, methyl chavicol, eugenyl methyl ether. Semenov K.N., Charykov N.A., Arapov O.V., Proskurina O.V., Tarasov A.O., Strogonova E.N., Saf'jannikov N.M. SOLUBILITY OF LIGHT FULLERENES IN «WOOD OILS» Polythermal (in the range of temperatures 20-800C) solubility of industrial fullerene mixture (65% С60, 34% С70, 1% С76–90) in «wood oils» (cade (leafage) oil, cade (wood) oil, carnation oil, palm oil) is investigated; temperature dependences of solubility are presented and characterized. Keywords: fullerenes, diagrams of solubility, essential oils, natural oils. Churilina E.V., Korenman J.I., Sukhanov P.T., Bolotov V.M., Shatalov G.V. EXTRACTION OF NATURAL DYES BY HYDROPHYLIC POLYMERS Hydrophilic polymers – poly-N-vinylpyrrolidone (PVP), poly-N-vinylcaprolactam (PVC) and polyethylene glycol (PEG) were used for the extraction anthocyanins and carotinoids from vegetative raw material and aqueous solutions. Conditions of extraction for achievement of optimal extraction of natural dyes are designed. It is set influences of concentration and molecular weight of polymer, the nature of salt and pH on a degree of extraction of dyes. At single-pass extraction the maximal degree of extraction anthocyanic dye (95%) is achieved in systems PVP – ammonium sulphate – water; PVC – sodium chloride – water. It is shown, that application poly-N-vinylcaprolactam allows taking anthocyanic dye (up to 86%) from water solutions without salts due to heating system above temperatures of phase separation of polymer (33,5 °C). Obtained concentrates are recommended for coloring confectionery products, lactic yields and alcoholic drinks. Keywords: extraction, natural dyes, hydrophilic polymers. Prokofiev V.Yu., Razgovorov P.B. PHYSICO-CHEMICAL PROCESSES PASSING IN PRESENCE OF KAOLIN CLAY IN VEGETABLE OILS The character of interactions of accompanying compounds of vegetable oils with a surface of kaolin clay inserted for the purification of vegetable stocks and obtaining of ecologically harmless food products and biologically active media used in pharmacology is shown. The role of Lewis and Bronstead centers on kaolinite particles activated by acid and base agents at the formation of «oil–sorbent» compositions is explained. Keywords: vegetable oils, kaolin clay, accompanying compounds, Lewis centers, Bronstead centers. Vurasko A.V., Minakova A.R., Driker B.N., Sivakov V.P., Kosacheva A.M. THE TECHNOLOGY OF RECEPTION OF CELLULOSE FROM WASTE OF ONE YEARS PLANTS The technology of reception of cellulose is considered at complex processing waste of one year’s plants. Keyword: Pulping, peroxy-acetic acid, peroxide of hydrogen, cellulose, delignification, straw. Leonovich A.A., Sheloumov A.V. THE RESEARCH OF THE WOOD BOARDS COMPONENTS CONVERSIONS. 1. THE THERMOGRAVIMETRIC STUDY OF THE UREA-FORMALDEHYDE OLIGOMER CONVERSIONS With the purpose to rising of wood boards quality the influence of the phosphorus-nitrogen-containing modifier on velocity and profundity of urea-formaldehyde resin gelatinization process is studied. It was determined, that modifier does not educe ammonia practically and performs the function of gelling catalyst at the temperature 105 о С, where as at temperature rising the ammonia educing from modifier goes intensively, that delays the adhesive gelatinization process, but binds the formaldehyde and reduces the board’s toxicity. Combined using of the modifier and ammonium chloride promote the profounding of adhesive gelatinization process. Keywords: wood boards, urea-formaldehyde resin, oligomer, adhesive, modifiers, gelatinization. 199 Kurzin A.V., Evdokimov A.N., Pavlova O.S., Golikova V.S. SYNTHESIS OF 2-ALKENYL-3-BENZYL-2IMIDAZOLINIUM SALTS FROM TALL OIL FATTY ACIDS 2-Alkenyl- and 1-hydroxyethyl-2-alkenyl-3-benzyl-2-imidazolinium tetrafluoroborates were obtained. These salts are room temperature ionic liquids. The salts were prepared from 2-imidazoline derivatives of tall oil fatty acids by quaternization with benzyl chloride; the next step of the synthesis was a change chloride-ion to tetrafluoroborate-ion. Structure of synthesized products was confirmed by 1H and 13C NMR spectroscopy. Keywords: Tall oil fatty acids, imidazoline, imidazolinium salts. Kosolapova A.S., Lamberova M.E. RESEARCHING OF ULTRASONIC INFLUENCE ON THE SEPARATE STAGES AT THE TECHNOLOGY OF THE PLANT CELL AND TISSUE CULTURE IN VITRO. I. STERILIZATION OF THE EXPLANTS Method of the cell and tissue culture in vitro uses for the improvement of the properties of the known and receivment of sorts, multiply of their planting material, released from other types of the infections, steady to the unfavorable external actions and at the keeping. On the first stages of the method it is problem the sterilization of the selected explants without their ability to the further development, it is observe owing to use of the traditional chemical sterilization agents. The sterilization factor was ultra-sonic treatment by the apparatus «Volna» -0,4/22-М. It was selected optimal regimes US- treatment on the stage of the sterilization of explants of the potatoes, buckwheat and soybean without breach in them of the valuable properties of native plant. Chemical sterilization agents may be substituted partly or fully. Optimal regimes US- treatment selected on the extracts from thous plant parts, which then used as explants. Keywords: explants, ultra-sonic, sterilization. Научное издание ХИМИЯ РАСТИТЕЛЬНОГО СЫРЬЯ 2 • 2010 Зарегистрировано Министерством РФ по делам печати, телерадиовещания и средств массовых коммуникаций Свидетельство о регистрации ПИ №77-16614 от 24.10.2003. Литературный редактор: Н.Я. Тырышкина Издательство Алтайского государственного университета: 656049, Барнаул, пр. Ленина, 61 Изд. лиц. ЛР 020261 Подписано в печать 20.06.2010. Формат 60 84/8. Бумага типографская. Печать офсетная. Усл. печ. л. 23,3. Тираж 150 экз. Заказ 272 Цена свободная Типография Алтайского государственного университета : 656049, Барнаул, ул. Димитрова, 66