Перспективы применения стволовых клеток в офтальмологии
реклама
Перспективы применения стволовых клеток в офтальмологии Беляковский П.В., Лобанок Е.С. ГП «Медицинский центр – МТЗ», Минск ГНУ «Институт биофизики и клеточной инженерии НАН Беларуси», Минск В настоящее время для лечения офтальмологических заболеваний предложен широкий спектр методов, среди которых наибольшее распространение получила медикаментозная терапия. Следует отметить, что отсутствуют достаточно эффективные методики лечения прежде всего дегенеративных процессов в сетчатке и зрительном нерве. В качестве альтернативы в последние годы предлагается трансплантация стволовых клеток. В связи с этим считаем целесообразным оценить возможный потенциал подобной терапии ряда глазных заболеваний, исходя из литературных данных. Стволовые клетки (СК) обладают высокими пролиферативными способностями и представляют собой самоподдерживающую популяцию клеток, способных дифференцироваться в различных направлениях, и занимают самую начальную ступень гистогенетического ряда. Среди изучаемых направлений в различных областях медицины в последние годы внимание привлекают исследования мультипотентных СК, так как способность данных клеток дифференцироваться в различных направлениях дает возможность высокой пластичности организма высших животных в обновлении соматических клеток в постнатальном онтогенезе. Это позволяет использовать стволовые клетки в терапии при широком круге заболеваний в разных отраслях медицины. Введение Понятие «стволовая клетка» было введено в биологию А.А. Максимовым в 1908 г. на съезде гематологического общества в Берлине. В 1961 г. в экспериментальной работе Till and McCulloch инъецировали клетки костного мозга летально облученным мышам той же генетической линии, что и доноры; некоторые из этих клеток, пролиферируя, сформировали в селезенке хозяина колонии, состоящие из предшественников эритроцитов, гранулоцитов, тромбоцитов. В ходе экспериментальной работы А.Я. Фриденштейн с соавт. обнаружили стволовые клетки в строме костного мозга [1], что позволило начать исследования роли этих клеток при трансплантации костного мозга. В процессе экспериментальных исследований в последующие годы стволовые клетки были обнаружены во всех органах взрослой особи животного и человека. Все нормальные органы и ткани сохраняют остатки зародышевой ткани в виде микровкраплений стволовых клеток. Стволовая клетка является как бы органом экстренной регенерации в случае аварийных, массивных повреждений ткани организма (травмы, вирусы, химические, тепловые повреждения). Дисбаланс количественного и качественного состава самообновляющихся клонов стволовых клеток в паренхиматозной и мезенхимальной ткани органов является первопричиной многих патологических состояний на клеточном уровне, в том числе и преждевременного старения организма [2]. В 1981 г. американский ученый Мартин Эванс впервые выделяет эмбриональные стволовые клетки из зародыша мыши. В 1998 г. Д. Томпсон и Д. Герхард из Медисонского университета изолировали эмбриональные стволовые клетки из клеточной массы 4-х дневного человеческого эмбриона, что позволило получать и выращивать стволовые клетки in vitro для дальнейших медицинских исследований. Эмбрионы были получены путем оплодотворения в лаборатории in vitro. 1 Понятие о СК и номенклатура Согласно современным знаниям, многоклеточный организм, состоящий из многих типов специализированных клеток, тканей и органов, формируется в результате деления одной оплодотворенной яйцеклетки, зиготы, с последующей пролиферацией и дифференцировкой ее дочерних клеток, так называемых плюрипотентных стволовых клеток. Зигота является тотипотентной стволовой клеткой (от лат. «totus» – полный, единый), от нее происходят все клетки организма, не исключая тех, которые не являются принадлежностью собственно эмбриона (экстраэмбриональные клетки трофобласта) – плаценту и пуповину. Последующие стволовые клетки (внутренней массы бластоцисты) являются плюрипотентными, т.е. способными давать начало клеткам всех трех зародышевых листков – мезодермы, эндодермы и эктодермы [3]. Следовательно, стволовые клетки можно рассматривать как популяцию клеток, способных дифференцироваться в нескольких направлениях и формировать различные клеточные типы. Стволовые клетки занимают самую первую ступень гистогенетического ряда (дифферона). По мере дифференцировки пролиферативные способности постепенно уменьшаются, происходит ограничение проспективных потенций клеток (возможности дифференцировки в различных направлениях). Так, можно выделить клетки мультипотентные, занимающие следующую ступень после эмбриональных стволовых, но имеющие более узкий спектр дифференцирования (образовывают специализированные клетки нескольких типов, например клетки крови и печени) и коммитированные прогениторные клетки или унипотентные, которые затем в процессе завершения линии дифференцировки превращаются в специализированные зрелые формы определенного типа. По регенеративному потенциалу стволовые клетки преобладают над всеми другими пролиферирующими клетками, обеспечивают обновление тканей на протяжении жизни за счет способности к ассиметричному делению (одна из образовавшихся клеток пополняет запас пула стволовых клеток, другая дифференцируется в специализированную клетку через цепочку клеток-предшественниц и прогениторых клеток) [2, 4, 5]. Будучи мультипотентными, стволовые клетки являют собой мощный восстановительный резерв в организме и способствуют замещению дефектов, возникающих при соответствующих условиях [6, 7]. Ко всему прочему стволовые клетки являются надежным хранилищем всей информации, необходимой для экспрессии адекватных программ пролиферации и дифференцировки [8]. Копия этой информации переносится на потомков стволовых клеток, которые реализуют ее. Стволовая клетка и ее окружение Ясно, что стволовая клетка должна занимать привилегированное положение в пределах ткани, а ее пролиферация должна находиться под строгим контролем. Эта контрольная функция осуществляется специфическим микроокружением СК – «нишей», содержащей локальные элементы, поддерживающие ее жизнеспособность и пролиферацию [9]. На выбор той или иной линии дифференцировки, а также дальнейшую трансформацию стволовых клеток, влияют различные факторы. Одним из таких факторов является организация соответствующих генных сетей. Использование стволовых клеток в биологии позволило подтвердить существование взаимодействия так называемых ключевых и структурных генов. От первых зависит специфика развития данной ткани или органа. Ключевые гены запускают каскад структурных генов, обеспечивающих синтез тканеспецифических белков и соответственно формирование данной ткани или органа [10, 2, 4, 11]. Эта закономерность является универсальной и присуща всем животным. Так, у дрозофилы есть ген eyeless (безглазости), который обусловливает развитие глаза; если его заставить работать в необычном месте, то можно индуцировать развитие глаза на брюхе, лапках, крыле и в любом другом месте. Подобный ген существует у млекопитающих (Рах 2 6), если ввести его в геном дрозофилы, он будет давать тот же эффект, что и собственный ген хозяина, что свидетельствует об универсальности действия ключевых генов [12]. Виды стволовых клеток Принято подразделять стволовые клетки на эмбриональные (ЭСК) и региональные (РСК) – их выделяют из органов взрослых особей или из органов эмбрионов после стадии бластоцисты. Данный тип клеток направляет дифференцировку по определенному вектору [13, 14]. Региональные стволовые клетки можно выделить из костного мозга, тканей организма, в последнее время большую роль уделяют СК пуповинной крови и плаценты, их клиническому использованию в медицине [15]. Костный мозг имеет как минимум две субпопуляции. Во-первых, это гемопоэтические СК, дающие начало клеткам крови, вторым типом являются стромальные СК, дающие начало мезенхимальным тканям (костной, хрящевой, жировой). В последнее время на примере экспериментальных работ показана пластичность этих популяций к трансдифференцировке – способность этих клеток превращаться в зрелые клетки различных зародышевых листков [16]. Выраженная мультипотентность стволовых клеток дает возможность их использования в трансплантационных методах клеточной и генной терапии. Как эмбриональные, так и региональные стволовые клетки универсальны, способны поступать с кровотоком в поврежденный орган или ткань, и на месте под влиянием различных сигнальных веществ дают начало нужным специализированным клеткам, которые замещают погибшие. Недавно открытые гемопоэтические СК доказали существование клонов самоподдерживающихся клеток в костном мозге и селезенке, способных полностью восстанавливать гемопоэз у летально облученных сингенных реципиентов [17]. Возможное применение стволовых клеток Экспериментальные работы, связанные с применением бластоцист-производных стволовых клеток (эмбриональные стволовые клетки человека и млекопитающих), показали высокий потенциал для развития производных всех трех зародышевых листков, включая эпителий (эндодерма), хрящевую ткань, кости, гладкую и поперечно-полосатую мускулатуру (мезодерма), нейральный эпителий, многослойный эпителий (эктодерма). Несмотря на предварительный длительный период дедифференцировки и пролиферативной неактивности (5-6 месяцев), данные стволовые клетки имеют наибольший потенциал в плане трансдифференцировки (плюрипотентность ) [20]. Установлено, что введение стромальных клеток костного мозга в зону повреждения сердечной мышцы (зону инфаркта) устраняет явления постинфарктной сердечной недостаточности у экспериментальных животных по данным Американского кардиологического общества за 2000 г. (у крыс с искусственно вызванным инфарктом миокарда 90% стромальных клеток костного мозга, введенных в область сердца, трансформируются в клетки сердечной мышцы, а стромальные клетки, введенные свиньям с экспериментальным инфарктом, уже через 8 недель полностью перерождаются в клетки сердечной мышцы, восстанавливая ее функциональную активность). В настоящее время появилось мнение о том, что клеточная терапия стромальными стволовыми клетками наиболее перспективна, т.к. для восстановления сердечной мышцы используются собственные (аутологичные) ССК. Возможность отторжения маловероятна, кроме того, исключается возможность их злокачественного перерождения. Это заявление относится в большей степени к онкогенному потенциалу взрослых стволовых клеток (ASC), которое и по сей день остается неясным и неизученным. Большое значение придается стромальным и гемопоэтическим стволовым клеткам (а так же эмбриональным) при дифференцировке в нейральном направлении. 3 Результаты исследований показали, что стромальные стволовые клетки мозга человека и мыши, культивируемые in vitro в присутствии фактора роста эпителия (ЭФР) или нейротрофного фактора, синтезируемого в головном мозге (BDNF) , экспрессируют маркер нейральных предшественников нестин. Таким образом, в определенных условиях культивирования появлялись клетки с маркерами глии (GFAP) и нейронов (ядерный белок, NeuN). Мезенхимальные стволовые клетки из костного мозга человека могут дифференцироваться в макроглию in vitro и после трансплантации интегрироваться в структуры головного мозга крысы. Таким образом, мезенхимальные стволовые клетки, выделенные из костного мозга человека и трансплантированные в гиппокамп взрослых крыс, мигрируют в паренхиму мозга и дифференцируются в нейроны и глию [18]. В 2000 г. 2-мя группами исследователей были опубликованы работы, подвергающие сомнению данные нейрональной дифференцировки мезенхимальных стволовых клеток. Было установлено, что морфологические и фенотипические изменения мезенхимальных стволовых клеток при их индукции в нейрональном направлении есть не что иное, как артефакт [19]. Однако для окончательного решения вопроса о существовании трансдифференцировки мезенхимальных стволовых клеток по нейральному типу in vitro требуется ряд исследований для более детального изучения причин экспрессии генов, ответственных за дифференцировку. Применение стволовых клеток в офтальмологии В последние годы офтальмологи уделяют пристальное внимание стволовым клеткам. Прежде всего, это связано с разработкой современных методов терапии различных заболеваний глаза и является актуальной медицинской задачей. В литературе приводятся данные о возможности практического применения стволовых клеток в лечении заболеваний сетчатки [21]. Высказывается мнение о том, что СК имеют большой потенциал в лечение глазных болезней, характеризующихся необратимой потерей клеток, таких как глаукома и дегенерация фоторецепторов. Терапевтическое действие СК изучается на животных с наследственной ретинальной патологией [22, 23, 24, 25], исследуется влияние механического и ишемического поражения сетчатки [26, 27, 28, 29]. Наиболее перспективными являются эмбриональные СК, происходящие на ранней стадии эмбрионального развития. Эти клетки плюрипотентны и относительно просто поддерживаются в культуре, но они являются аллогенными к потенциальному реципиенту. ЭСК являются продолжающейся клеточной линией и имеют потенциал к дифференциации в нейроны сетчатки, такие как фоторецепторы, так что они могут выступать как неиссякаемый источник нервных прогениторов для клеточной терапии сетчатки [21]. Взрослые СК являются производными из взрослых организмов и присутствуют только в ограниченных клеточных компартментах [30]. Данный тип клеток обладает мультипотентностью. Стволовые клетки, выделенные из центральной нервной системы (ЦНС) и тканей глаза, идентифицированы как источники, которые могут быть использованы для восстановления повреждений головного, спинного мозга и сетчатки. Но более пристальное внимание привлекают СК, выделенные из здорового глаза пациента, из-за возможности их аутологичного использования на пораженном глазу [30]. В настоящее время доказано присутствие стволовых клеток в глазу рыб, млекопитающих (грызунов) и человека. Стволовые клетки обнаружены в пигментированных цилиарных складках, количеством до 0,2%, однако этого количества достаточно для проявления регенерационных способностей [64, 65]. Так, СК были обнаружены в маргинальном пигментном слое цилиарного тела сетчатки взрослой мыши [20]. Глаз мыши содержит около 100 этих клеток, в то время как человеческий глаз – около 10000. Они могут быть изолированы из глаз пациентов. Несмотря на то, что СК принято считать мультипотентными и низкодифференцированными, СК цилиарного тела являются дифференцированными клетками и даже продуцируют секретируемые в стекловидное 4 тело белки [66]. Несмотря на это, СК сохраняют пролиферативные и регенерационные способности, которые могут быть выявлены в искусственных условиях культивирования. Они депигментируются, дедифференцируются, активно пролиферируют, экспрессируют маркеры нейронального типа дифференцировки – нестин, а затем дифференцируются как нейроны и глиальные клетки. Параллельно были выделены ретинальные стволовые клетки. Они не дифференцировались до формирования мозговых клеток, но все же сохраняли способность продуцировать различные типы клеток сетчатки. Примечательно, что СК сетчатки не требуют никаких факторов роста и растут быстро, даже в полностью лишенной сыворотки среде. Ретинальные СК, выделенные из фетальной сетчатки, могут быть использованы для терапии глаз у пациентов с пигментным ретинитом или с другими дегенеративными заболеваниями [39]. Лимбальные СК локализованы в области базального лимба и участвуют в восстановлении роговичного эпителия. Их недостаток при аниридии, химических ожогах, с-ме Стива-Джонса ведет к неоваскуляризации и изъязвлению роговицы. Лимбальные СК могут быть пересажены с использованием аутотрансплантатов, в случае с односторонним поражением или от родственников [41]. В литературе приводятся сведения подобного использования культуры СК, когда участок ткани из здорового лимба был экспансирован ex vivo, а затем трансплантирован в глаза с дефицитом СК [41]. Системная иммуносупрессия желательна в случаях использования аллографт-лимбальных СК, хотя у некоторых пациентов может быть достигнуто состояние иммунологической толерантности, и иммуносупрессия прекращается. В настоящее время исследования сосредотачиваются на изучении потенциала использования взрослых плюрипотентных СК для реконструкции глазной поверхности с помощью аллографт-лимбальной трансплантации [42, 43]. Роговичный эндотелий также содержит СК. Область роговичного эндотелия, прилегающая к линии Швальбе, способна к транзиту slow-cycling клеток [44]. Плотность эндотелиальных клеток заметно больше в этой зоне по сравнению с центральной зоной роговицы [45, 46]. Высказывается мнение, что нишей для СК роговицы может являться трабекулярная сеть, куда могут мигрировать клетки линии Швальбе [47, 48]. Теоретически, СК трабекулярной сети могут быть изолированы из взрослой и эмбриональной трабекулы, и их трансплантация в глаукомные глаза может улучшить отток внутриглазной жидкости. В настоящее время получено большое количество энграфтов СК, дифференцирующихся в заданном направлении, и стратегия заключается в получении необходимого клеточного фенотипа [49]. Таким образом, есть несколько вероятных источников нейральных прогениторов с ретинальной потенцией, позволяющих использовать их в терапии ряда глазных болезней [34]. СК, полученные из взрослого пигментного цилиарного эпителия, являются превосходным источником прогениторов сетчатки, потому что они могут дифференцироваться в фоторецепторы [38]. Другой перспективный источник нейральных прародителей для аутологичной СК терапии является взрослый лимбальный эпителий. Прогениторы из эпителия могут образовывать нейроны и глию [40]. Повреждение ткани освобождает факторы реципиента, которые влияют на судьбу имплантированных СК и ограничивают их терминальные потенции [33]. Взрослые человеческие нервные прогениторные клетки, трансплантированные к больным реципиентам, могут выделять зрелые нейрональные маркеры, инициируя процессы в соответствующем плексиформном слое и в зрительном нерве [50]. В последние годы появились данные о возможном применении СК для лечения глаукомы. Лечение глаукомы, направленное только лишь на фармакологическое или хирургическое снижение ВГД, является неполноценным, так как болезнь многих пациентов продолжает прогрессировать. Есть 3 потенциальных мишени для клеточной терапии глаукомы: RGCs, трабекулярная сеть и диск зрительного нерва. 5 Пока большинство работ сфокусировано на замене RGCs , потому что их гибель является общей причиной снижения зрения при глаукоме и других оптических нейропатиях. Поскольку человеческие RGCs относятся к нейронам ЦНС млекопитающих, которые не могут делиться и дифференцироваться, чтобы восполнять потерю клеток при болезни, слепота при глаукоме необратима. Обнаружение пути дифференциации СК позволяет сделать большой шаг в восстановлении нейронов при глаукоме. Например, нейрональные прогениторные клетки гиппокампа взрослой крысы были пересажены в стекловидное тело глаз крыс, пораженных глаукомой, в надежде, что они будут трансформироваться в сетчатке как RGCs. При этом установлено, что некоторые из прогениторных клеток, инъецированных в стекловидное тело, экспрессировали нейрональный тканеспецифический микротубулин ассоциированный белок 2, что указывает на то, что они начинают развиваться по нейрональному фенотипу (2003 г., D.S. Sakaguchi, PhD, et al., unpublished data). Нейропротекция RGCs и их аксонов [51] является альтернативным лечением благодаря проводимым рандомизированным исследованиям [52]. Другой путь в лечении глаукомы – вакцинация антигенами, что может индуцировать защитный аутоиммунитет [53] и улучшение тока крови в глазу [54]. Вторая мишень – усилия по восстановлению трабекулярной сети. Они могут, теоретически, улучшить регуляцию ВГД. В полном восстановлении трабекулярной сети нет необходимости, и простой замены корнеосклеральных клеток может быть достаточно, т.к. юкстаканаликулярные клетки не истощаются даже на последних стадиях глаукомы [55]. Третья мишень – восполнение клеток в ДЗН, которые подвергаются существенным изменениям при глаукоме. Происходящие изменения в ДЗН включают его экскавацию, инактивацию астроцитов, секрецию оксида азота, сосудистые осложнения [56-58]. Прогрессирование глаукомной оптической нейропатии в присутствии клинически адекватного снижения ВГД может отражать структурные и функциональные изменения клеток ДЗН. Замещение этих клеток астроцитамии и фибробластами из СК может быть альтернативной терапией глаукомы. Поиск оптимального источника СК для специфической терапии остается главной проблемой, так как не все СК могут дифференцироваться в типы клеток, необходимые для лечения глаукомы. Вселяет надежду то, что различные источники СК для лечения глазных болезней включают не только эмбриональные СК, но также клетки головного мозга, лимба, конъюнктивы, роговичного эндотелия и сетчатки. Проводимые экспериментальные работы еще в 80-х годах показали успешность трансплантации эмбриональной или ранней постнатальной сетчатки в сетчатку взрослых млекопитающих. Опираясь на полученные данные, утверждается, что трансплантаты растут, дифференцируются, формируют все клеточные типы и слои нормальной сетчатки. Имплантированная ткань интегрируется с сетчаткой реципиента, и при длительном воздействии появляется возможность установления морфологических контактов с первичными зрительными центрами. Трансплантированная ткань слабодифференцированной сетчатки выделяет трофические вещества, которые активизируют компенсаторные процессы в поврежденных клетках сетчатки реципиента, избавляя от дегенерации [59]. Дальнейшие работы были направлены на поиск условий, обеспечивающих регенерацию самого зрительного нерва у взрослых млекопитающих. Результаты показали влияние трансплантата периферического нерва или эмбриональных тканей-мишеней на восстановление ганглиозных клеток сетчатки после аксотомии и регенерацию их аксонов. Трансплантат содержал клеточные элементы и ряд растворимых и нерастворимых факторов внеклеточного матрикса, тем самым создавая специфическую среду, стимулирующую процессы репарации ганглиозных клеток сетчатки [60, 61, 62]. В дальнейшем стали использоваться стандартизированные культуры нейральных стволовых клеток, так как они являлись более доступным материалом, чем ткань 6 эмбриональной сетчатки. Экспериментальные работы на крысах показали возможность нейральных стволовых клеток, полученных из гиппокампа взрослых особей и трансплантированных в стекловидное тело новорожденным и взрослым крысам, выживать и встраиваться в различные структурные слои сетчатки реципиента. Через 4 недели после трансплантации некоторые клетки экспрессировали маркеры, характерные для зрелых нейронов (NF – 200, MAP – 5) [63]. Хотелось бы отметить работы, связанные с индукционным влиянием факторов дифференцировки. Так, на основании экспериментальных исследований была доказана роль ретиноевой кислоты. При культивировании нейральных стволовых клеток в присутствии ретиноевой кислоты через 6 дней было замечено, что большая часть стволовых клеток начала экспрессировать МАР-2 и МАР-5 (маркеры зрелых нейронов). Однако лишь некоторые стволовые клетки стали экспрессировать ретино-специфичные маркеры (НРС-1, родопсин и калбидин) [32]. Кроме эмбриональных стволовых клеток применяются стромальные СК (костного мозга). Была доказана эффективность использования данных СК для дифференцировки в фоторецепторы, с экспрессией специфических маркеров. При определенной подготовке мезенхимальные стволовые клетки костного мозга могут быть трансплантированы RCS– крысам и, встраиваясь в сетчатку реципиента, они дифференцируются в зрелые нейроны, выделяя характерные маркеры (виментин, калбидин, родопсин, GFAP) [69]. Так, в исследованиях на кроликах показано положительное влияние интравитреального введения нейральных СК на выживание нейронов сетчатки в условиях экспериментальной токсической ретинопатии (Е.В. Ченцова , 2006 г.), а в условиях лазерного повреждения сетчатки кроликов авторы (Пак Н.В с соавторами, 2004 г.) [21] вводили нейральные стволовые прогениторные клетки (НСПК) полученные из ткани переднего мозга эмбрионов человека 1-го триместра гестации (8-12 недель) в ретробульбарное пространство и установили их стимулирующее влияние на процессы репарации и регенерации в сетчатке. По мнению вышеперечисленных авторов, НСПК способны выживать в сетчатке реципиента без применения иммуносупрессии, мигрировать в зону травмы и встраиваться в различные слои поврежденной сетчатой оболочки. Положительная роль нейральных стволовых клеток в репарации поврежденной сетчатки отмечено в обзоре (Ченцова Е.В., 2001 г.) [59]. Нейральные СК из мозга эмбрионов человека первого триместра гестации успешно применялись (Николаева) в лечении щелочного ожога роговицы, при субконъюнктивальном введении в дозе 300 тыс. клеток в 0,2 мл физиологического раствора (Ченцова , 2005 г.) [21]. Весьма интересны сведения авторов (Богатеева, 2005 г.) о применении культивированных стволовых клеток у пациентов с центральной хориоретинальной дистрофией с экссудативной фазой, при этом была показано более высокая эффективность протекции нервных клеток по сравнению с традиционными методами лечения. Представляя настоящие сведения о стволовых клетках и возможном их применении в офтальмологической практике мы полагаем, что данное направление в офтальмологии перспективно, но требует дополнительных исследований. 7 Литература 1. Фриденштейн А.Я., Лурия Е.А. Клеточные основы кроветворного микроокружения. М., Медицина, 1980. – С. 216. 2. Репин В.С., Ржанинова А.А., Шаменков Д.А. Эмбриональные стволовые клетки: фундаментальная биология и медицина. М., РеМетекс, 2002. – С. 160. 3. Сухих Г.Т., Малайцев В.В. Нейральная стволовая клетка: биология и перспективы нейротрансплантации. Бюл. эксперимент. биологии, 2001. – Т. 131. – №3. – С. 244-255. 4. Репин В.С., Сухих Г.Т. Медицинская клеточная биология, 1998. – М., БЭБим. – С. 250. 5. Barrandon Y. Developmental biologyi a hairy situation. Nature, 2003. – Vol. 422. – P. 273-274. a. Лосева Е.В. Успехи физиол. наук, 2001. – Т. 12. – №1. – С. 19-37. 6. Hofstetter C., Schwarz E., Hess D. et al. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 2002. – V.99. – №4. – Р. 2199-2204. 7. Barrandon Y. Dev. Biol., 1993. – Vol. 4. – P. 209-215. 8. Tavassoli M., Friedenstein A. Am. J. Hematol., 1983. – Vol. 15. – P. 195-203. 9. Гордеева О.В., Мануилова Е.С., Гривенников И.А. Онтогенез. 2003. – Т. 34. – №3. – С. 174-182. a. Barrandon Y. Developmental biologyi a hairy situation. Nature, 2003. – Vol. 422. – P. 273-274. 10. Полтавцева Р.А., Ревищин А.В., Александрова М.А. и др. Онтогенез, 2003. – Т. 34. – №3. – С. 204-210. 11. Gage F.H. Mammalian neural stem cells. Science. – 2000. – Vol. 287. – P. 1433-1438. 12. Mc. Kay R. Sciense, 1997. – Vol. 276. – P. 66-71. 13. Romanov Yu., Svintsitskaya V., Smirnov V. Stem Cells, 2003. – V. 21. – №1. – P. 105-110. 14. Krause D.S., Theise N.D., Collector M. Multi-organ, multy-lineage engraftment: by a single bone marrow-derived stem cells. Cell, 2001. – Vol. 105. – P. 369-377. 15. Till J.E., Mc Culloch E.A. Radiat. Res., 1961. – Vol. 14. – P. 213-222. 16. Zhao L-R., Duan W-M., Keen C.D. et al. Ibid. – P. 30. 17. Woodbury D., Schwarz E.J., Prockop D.J., Blak I.B. Adult rat and human bone marrow stromal cells differentiate into neurons. J Neurosci Res., 2000. – Vol.61. – P. 364-370. 18. Сухих Г.Т., Малайцев В.В. Нейральная стволовая клетка: биология и перспективы нейротрансплантации. Бюл. эксперимент. биологии, 2001. – Т. 131. – №3. – С. 244-255. 19. Пак Н.В., Ченцова Е.В., Зуева М.В., et al. Трансплантация нейрональных стволовых клеток при экспериментальной ретинопатии. Вестник офтальмологии, 2006. – №1. – Р. 21-24. 20. Radner W., Sadda S. et al. Increased spontaneous retinal ganglion cell activity in rd mice after neuronal retinal transplantation . Invest. Ophthalmol. Vis. Sci., 2002. – Vol. 43. – P. 3053-3058. 21. Young M.J., Ray J., Whitely S.J. et all. Neuronal differentiation and morphological integration of hippocampal progenitor cells transplanted to the retina of immature and mature distrophic rats. Mol. Cell Neurosci, 2000. – Vol. 16. – P. 197-205. 22. Sagdullaev B.T., Amarant R.B., Seiler M.J. et al. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci., 2003. – Vol. 44. – P. 1686-1695. 23. Woch G., Aramant R.B., Seiler M.J. et al. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci., 2001. – Vol. 42. – P. 1669-1676. 24. Nishida A., Takabasbi M., Tamibara H. et al. Incorporation and differentiation of hippocampus – derived neural stem cells transplanted in injured adult rat retina. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci., 2000. – Vol. 43. – P. 3053-3058. 8 25. Tomita M., Adachi Y., Yamada H. et al. Stem Cells, 2002. – Vol. 20. – P. 279-283. 26. Guo Y., Saloupis P., Shau S.J. et al. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci., 2003. – Vol. 44. – №7. – P. 3194-3201. 27. Kurimoto Y., Shibuki H. et al. Transplantation of adult rat hippocampus – derived neural stem cells into retina injured by transient ischemia. Neurosci. Lett., 2001. – Vol. 306. – P. 57-60. a. Presnell S.C., Petersen B., Heidaran M. Stem cells in adult tissues. Semin Cell Dev Biol., 2002. – №13. – Р. 369-376. 28. Uchida N., He D., Reitsma R. Et al. J. Neurosci, 1999. – Vol. 25. – P. 1767. 29. Akita J., Takahashi M., Hojo M. et al. Neural differentiation of adult rat hippocampusderived neural stem cells transplanted into embryonic rat explanted retinal with retinoic acid pretreatment. Brain Res., 2002. – Vol. 954. – P. 286-293. 30. Lovell-Badge R. The future for stem cell research. Nature, 2001. – Vol. 414. – Р. 8891. 31. Cao Q.L., Howard R.M., Dennison J.B., Whittemore S.R. Differentiation of engrafted neuronal-restricted is inhibited in the traumatically injured spinal cord. Exp Neurol., 2002. – Vol. 177. – Р. 349-359. 32. Ahmad I. Stem cells: new opportunities to treat eye diseases. Invest Ophthalmol Vis Sci., 2001. – Р. 42. 33. James J, Das A.V., Bhattacharya S., Chacko D.M., Zhao X., Ahmad I. In vitro generation of early-born I late retinal progenitors. J Neurosci, 2003. – Vol. 23. – Р. 8193-8203. 34. Tropepe V., Coles B.L., Chiasson B.J., et al. Retinal stem cells in the adult mammalian eye. Science, 2000. – Vol. 287. – Р. 2032-2036. 35. Link B.A., Nichi R. Development of the avian iris and ciliary body: Mechanisms of cellular differentiation during the smooth-to-striated muscle transition. Dev. Biol., 1998. – V.203. – P. 163-176. 36. Ahmad I., Tang L., Pham H. Identification of neural progenitors in the adult mammalian eye. Biochei Commun., 2000. – Vol. 270. – Р. 517-521. 37. Yang P., Seiler M.J., Aramant R.B., Whittemore S.R. In vitro isolation and expansion of human retinal progenitor cells. Exp Neurol., 2002. – Vol. 177. – Р. 326-331. 38. Zhao X., Das A.V., Thoreson W.B., et al. Adult corneal limbal epithelium: a model for studying neural pnonneural stem cells/progenitors. Dev Biol., 2002. – Vol. 250. – Р. 317-331. 39. Ramaesh K., Dhillon B. Ex vivo expansion of corneal limbal epithelial/stem cells for corneal surface reEur J Ophthalmol., 2003. – Vol. 13. – Р. 515-524. 40. Holland E.J., Djalilian A.R., Schwartz G.S. Management of aniridic keratopathy with keratolimbal allogra stem cell transplantation technique. Ophthalmology, 2003. – Vol. 110. – Р. 125-130. 41. Dua H.S., Azuara-Blanco A. Limbal stem cells of the corneal epithelium. Sun. Ophthalmol., 2000. –Vol. 44. – Р. 4. 42. Bedrarz J., Engelmann K. Indication of precursor cells in adult human corneal endothelium [abstraci Ophthalmol Vis Sci., 2001. – Vol. 42 (suppl). – Р. 5274. 43. Schimmelpfennig B.H. Direct and indirect determination of nonuniform cell density distribution in hiendothelium. Invest Ophthalmol Vis Sci., 1984. – Vol. 25. – Р. 223229. a. Amann J., Holley G.P., Lee S.B., Edelhauser H.F. Increased endothelial cell density in the paracentral at regions of the human cornea. Am J Ophthalmol., 2003. – Vol. 135. – Р. 584-590. 44. Lutjen-Drecoll E., Kaufman P.L. Echothiophate-induced structural alterations in the anterior chamber cynomolgus monkey. Invest Ophthalmol Vis Sci., 1979. – Vol. 18. – Р. 918-929. 9 45. Lutjen-Drecoll E., Kaufman P.L. Long-term timolol and epinephrine in monkeys: morphological alters trabecular meshwork and ciliary muscle. Trans Ophthalmol Soc U K, 1986. – Vol. 105(pt 2). – Р. 196-207. 46. Yang P., Seiler M.J., Aramant R.B., Whittemore S.R. Differential lineage restriction of rat retinal progen and in vivo. J Neurosci Res., 2002. – Vol. 69. – Р. 466-476. 47. Young M.J., Ray J., Whiteley S.J., Klassen H., Gage F.H. Neuronal differentiation and morphological intehippocampal progenitor cells transplanted to the retina of immature and mature dystrophic rats. Mol G., 2000. – Vol. 16 – Р. 197-205. 48. Wein F.B., Levin L.A. Current understanding of neuroprotection in glaucoma. Curr Opin Ophthalmol. 2002; 13:61-7. 49. Kilpatrick G.J., Tilbrook G.S. Memantine: Merz. Curr Opin Investig Drugs., 2002. – Vol. 3. – Р. 798-806. 50. Schori H., Kipnis J., Yoles E., et al. Vaccination for protection of retinal ganglion cells against death frcytotoxicity and ocular hypertension: implications for glaucoma. Proc Natl Acad Sci USA, 2001. – Vol. 98. – Р. 33. 51. Flammer J., Orgul S., Costa V.P., et al. The impact of ocular blood flow in glaucoma. Prog Retin Eye R., 2002. – Vol. 21. – Р. 359-393. 52. Alvarado J., Murphy C., Juster R. Trabecular meshwork cellularity in primary openangle glaucoma anonglaucomatous normals. Ophthalmology, 1984. – Vol. 91. – Р. 564-579. 53. Hernandez M.R., Andrzejewska W.M., Neufeld A.H. Changes in the extracellular matrix of the human оin primary open-angle glaucoma. Am J Ophthalmol., 1990. – Vol. 109. – Р. 180-188. 54. Neufeld A.H., Hernandez M.R., Gonzalez M. Nitric oxide synthase in the human glaucomatous optic ne Ophthalmol., 1997. – Vol. 115. – Р. 497-503. 55. Pena J.D., Agapova O., Gabelt В.Т., et al. Increased elastin expression in astrocytes of the lamina cribi response to elevated intraocular pressure. Invest Ophthalmol Vis Sci., 2001. –Vol. 42. – Р. 2303-2314. 56. Ченцова Е.В., Пак Н.В., Петриашвили Г.Г. и др. Нейральная стволовая клетка: биология и перспективы трансплантации в офтальмологии. Новое в офтальмологии, 2001. – Р. 31-37. 57. Александрова М.А., Биологические подходы к проблеме восстановления зрения. Успехи современной биологии, 1993. – Т.113. – Р. 741-751. 58. Cerro M., Humayun M.S.. Sadda S.R. et al. Histologic correlation of human neural retinal transplantation. Invest. Ophtalmol. Vis. Sci., 2000. – Vol. 41. – P. 3142-3148. 59. Humayun M.S., Juan Jr., Cerro M. et al. Human neural retinal transplantation . Invest. Ophtalmol. Vis. Sci., 2000. – Vol. 41. – P. 3100-3106. 60. Takahashi M., Palmer T.D., Takahashi J. Et al. Widespreas integration and survival of adult-derived neural progenitors cells in the developing optic . Mol. Cell. Neurosci., 1998. – Vol.12. – P. 340-348. 61. Tropepe V., Coles B., Cbiasson B.J. et all. Retinal stem cells in the adult mammalian eye. Science, 2000. – Vol. 287. – P. 2032-2036. 62. Ahmad I., Tang L., Phan H. Identification of neural progenitors in the adult mammalian eye. Biochem. Biophys. Res. Commun, 2000. – V. 270. – P. 517-521. 63. Link B.A., Nichi R. Development of the avian iris and ciliary body: Mechanisms of cellular differentiation during the smooth-to-striated muscle transition. Dev. Biol., 1998. – V.203. – P. 163-176. 10