Хлоропласт функции и строение

Хлоропласт
Хлоропласт – органелла клетки, в которой происходит фотосинтез. Хлоропласты высших
растений обладают высокопроницаемой наружной мембраной и менее проницаемой
внутренней, в которую встроены специальные транспортные белки. Эти мембраны
отделяют внутреннее пространство хлоропласта от цитоплазмы клетки. Между
мембранами находится узкое межмембранное пространство. Внутренняя мембрана
окружает строму. В строме расположены тилакоиды – уплощенные дисковидные
мешочки. Внутренние полости тилакоидов сообщаются между собой, образуя
люминальное пространство. Люминальное пространство отделено от стромы
непроницаемой для ионов тилакоидной мембраной (Албертс et al., 1987).
Большая часть тилакоидов образует гранальные стопки, остальные тилакоиды
расположены в строме, при этом частично они могут входить в состав гран. Типичный
хлоропласт содержит от 40 до 60 стопок гран с диаметром 0.3–0.6 мкм (Staehelin et al.,
1996). Толщина тилакоида примерно равна 20 нм (Shimoni et al., 2005).
Тилакоидная мембрана отделяет от стромы люминальное пространство. В тилакоидной
мембране происходят световые реакции фотосинтеза – процессы преобразования энергии
солнечного света в энергию химических связей. Тилакоидная мембрана представляет
собой липидный бислой (Staehelin et al., 1996) и содержит мульти-ферментные комплексы,
осуществляющие разделение зарядов и перенос электрона через мембрану – комплексы
фотосистемы I, фотосистемы II, цитохромный b6f комплекс, АТФ-синтазу.
Тилакоидная мембрана имеет сложную пространственную организацию. Часть мембран
формируют стопки (граны), соединенные между собой перемычками (стромальными
ламеллами). Трансмембранные белковые комплексы распределены в мембране тилакоида
неоднородно. В гранальных участках тилакоидной мембраны находятся комплексы ФС2.
Комплексы ФС1 и ATФ-синтазы в основном встречаются в стромальных и краевых,
выдающихся в строму участках тилакоидной мембраны. Цитохромный b6f комплекс
распределен в мембране однородно.
Характерной особенностью тилакоидных мембран является их отрицательный
поверхностный заряд (Мокроносов et al., 1992). На наружной поверхности мембран
плотность зарядов выше. Поверхностный заряд играет важную роль в процессе
формирования гран. Катионы, экранируя отрицательные заряды на поверхности мембран,
снижают силы их отталкивания, что ведет к слипанию мембран и образованию стопки
тилакоидов – граны (процесс стэкинга). Arvidsson и Sundby предложили модель
пространственной организации тилакоидной мембраны хлоропласта (Arvidsson et al.,
1999). Согласно этой модели, сворачивание одной длинной тилакоидной везикулы с
единым интратилакоидным пространством (люменом) приводит к образованию
гранальных стопок.
Согласно модели (Albertsson et al., 2001), 20% мембран существует в виде стромальных
ламелл, а 80% существует в виде гранальных стопок. Линейный транспорт электронов
происходит в гранах, где ФС2, расположенная в спаренных участках, взаимодействует с
ФС1, локализованной в краевых, выдающихся в строму участках гранальных дисков.
Циклический транспорт электронов происходит в стромальных участках, которые в
основном содержат комплексы ФС1.
Фотосистема I
Комплекс фотосистемы имеет размер 11х11х7 нм и массу больше 300 кДа. У
цианобактерий ФС1 существует в виде тримера, мономеры которого состоят из 12
субъединиц, 96 молекул хлорофилла а, 22 молекул каротиноидов, 3 железо-серных
[4Fe4S] кластеров и 2 молекул филлохинона. У растений ФС1 существует в виде
мономера, образованного 14 субъединицами. 10 субъединиц похожи на соответствующие
субъединицы цианобактерий: PsaA, PsaB, PsaC, PsaD, PsaE, PsaF, PsaI, PsaJ, PsaK, PsaL. В
ФС1 растений отсутствует 2 субъединицы, характерные цианобактериям (PsaX и PsaM).
ФС1 растений содержит 4 субъединицы, которых нет у цианобактерий (PsaG, PsaH, PsaN,
PsaO).(Jolley, Ben-Shem et al. 2005)
В 1993 г. методами рентгеноструктурного анализа была получена первая структурная
модель фотосистемы 1 с разрешением 6 Å, позже улучшенная до 4 Å. В 2001 г. (Jordan,
FrommeІ et al. 2001) структура фотосистемы 1 цианобактерий определена с разрешением
2.5 Å (1JB0 в PDB). Рентгеноструктурный анализ PSI высших растений (Pisum sativum) с
разрешением 4.4 Å был сделан в 2003 году (Ben-Shem, Frolow et al. 2003) (1qzv и на основе
ее теоретическая модель 1YO9 в PDB).
Рисунок Вид сбоку мономера фотосистемы I Synechococcus elongatus. Стрелкой показана ось
симметрии тримера. По: Fromme, Jordan et al., 2001.
Литература
Ben-Shem, A., F. Frolow, et al. (2003). "Crystal structure of plant photosystem I." Nature 426:
630-635.
Jolley, C., A. Ben-Shem, et al. (2005). "Structure of Plant Photosystem I Revealed by
Theoretical Modeling." J. Biol. Chem. 280: 33627–33636.
Jordan, P., P. FrommeІ, et al. (2001). "Three-dimensional structure of cyanobacterial
photosystem I at 2.5 A resolution." Nature 411: 909-917.
Staehelin, L. A. and G. W. M. van der Staay (1996). Structure, Composition, Functional
Organization and Dynamic Properties of Thylakoid Membranes. Oxygenic Photosynthesis. The
Light Reactions. D. R. Ort and C. F. Yocum, Kluwer Academic Publishers: 11-30.
Субъединицы ФС1: Реакционный центр: Psa A, Psa B; Субъединицы стромальной
ориентации: Fe-S апапротеин (Psa C), Psa D, Сайт циклического транспорта (Psa E);
Пластоцианиновый сайт (Psa F), Psa G, Psa H, Psa I, Psa J, Psa K, Psa L, Psa M, Psa N, Psa O,
Psa X.
Фотосистема II
Фотосистема II (ФС2) представляет собой состоящий из нескольких субъединиц пигментбелковый комплекс, встроенный в мембрану тилакоидов высших растений, водорослей и
циановых бактерий (сине-зеленых микроводорослей). В ФС2 с использованием энергии
падающего света осуществляется последовательность электрон-транспортных реакций,
которая приводит к расщеплению воды на молекулярный кислород и водород. Реакция
разложения воды является источником электронов для линейного электронного
транспорта по фотосинтетической цепи.
Вторая реакция, которую осуществляет ФС2 - восстановление пластохинона (PQ).
Комплекс ФС2 состоит из более 15 полипептидов и по крайней мере девяти компонентов,
участвующих в переносе электрона и претерпевающих окислительно-восстановительные
превращения. Это хлорофилл P680, феофитин (Pheo), пластохинон (PQ), тирозин (Tyr) ,
Mn, Fe, цитохром b559, каротиноид и гистидин (Debus, 1992).
Известно, что пять из этих компонентов принимают участие в транспорте электрона от
воды на пул PQ. Это - Mn-содержащий кластер (Mn)4, аминокислота тирозин (Tyr),
хлорофилл реакционного центра (Р680), феофитин (Phe0) и молекулы пластохинона QA и
QB. Показано, что все эти компоненты связаны с двумя ключевыми полипептидами,
которые формируют гетеродимер центрального комплекса реакционного центра ФС2 - D1
и D2.
Рисунок Строение ФС2 (по: THE PHOTOSYNTHETIC PROCESS, John Whitmarsh, Govindjee,
In: "Concepts in Photobiology: Photosynthesis and Photomorphogenesis", Edited by GS Singhal, G
Renger, SK Sopory, K-D Irrgang and Govindjee, Narosa Publishers/New Delhi; and Kluwer
Academic/Dordrecht, pp. 11-51).
Функции некоторых компонентов ФС2 до сих пор не ясны. Примером является cyt b559, в
отсутствие которого устойчивые комплексы ФС2 не формируются. Известно, что cyt b559
не принимает участие в электронном транспорте через ФС2.
Субъединицы ФС2: Реакционный центр: Psb A (D1), Psb D (D2); Антенна: Psb B (CP47), Psb
C (CP43), LHC b4, LHC b5, LHC b6; Кислород-выделяющий комплекс: Psb O, Psb P, Psb Q;
Цитохром b559: Psb E (α-cytb559), Psb F (β-cytb559); Psb H, Psb I, Psb J, Psb K, Psb L, Psb M, Psb
N, Psb S, Psb Tc (ycf8), Psb Tn, Psb W, Psb X, Psb Y, Psb Z.
Цитохромный комплекс b6f
Цитохромный b6f комплекс, наряду с фотосистемами I и II (ФС I и ФС II), является одним
из основных пигментбелковых комплексов, локализованных в тилакоидной мембране
хлоропласта и вовлеченных в процесс фотосинтетической трансформации энергии. В
электронтранспортной цепи фотосинтеза цитохромный комплекс занимает положение
между ФС II и ФС I, контролируя общую скорость транспорта электронов от первичного
донора к терминальному акцептору, и обеспечивая баланс между притоком электронов (от
ФС II в случае нециклического и от ферредоксина в случае циклического транспорта) и
оттоком электронов из ФС I. Важнейшей функцией цитохромного комплекса является
сопряжение транспорта электронов по электронтранспортной цепи с формированием
электрохимического потенциала протонов (ΔμH+) на мембране тилакоида, который
используется для синтеза АТФ. С точки зрения энзимологии b6/f комплекс является
пластохинол-пластоцианин оксидоредуктазой, т.е. катализирует окисление пластохинола
и восстановление пластоцианина (Hope, Huilgol et al. 1992; Hope 1993).
Размеры стромальной части цитохромного b6/f комплекса в латеральной плоскости
составляют 90 x 55Å, в люменальной части 120 x 75Å. В перпендикулярном мембране
направлении размер цитохром b6/f комплекса составляет 100A (Kurisu, Zhang et al. 2003).
Согласно данным рентгеноструктурного анализа (Kurisu, Zhang et al. 2003) цитохромный
b6/f комплекс содержит в себе четыре большие субъединицы с молекулярной массой от 17
до 34 кДа (цитохром f, цитохром b6, центр Риске и Qp-сайт). Также цитохромный b6/f
комплекс содержит четыре малые гидрофобные субъединицы PetG, PetL, PetM, PetN, что
приводит к димерному молекулярному весу 217 кДа (Whitelegge, Zhang et al. 2002).
Рисунок Восьмикомпонентный димерный цитохормный b6/f комплекс. Электронный и
протонный транспортные пути внутри b6/f комплекса и расстояния между кофакторами в
ангстромах(A, слева). Связанные кофакторы и белковые субъединицы (A, справа), где
цветовая кодировка имеет следующее значение: цитохром b6 - голубой, субъединица IV фиолетовая, цитохром f - красный, центр Риске - желтый, Pet G, Pet L, Pet M, Pet N - зелёные
и мембрана - желтая зона. (В) Плотность электронных простетических групп: гема x, TDS,
пластохинон, хлорофилл а, b-каротин и DOPC (Kurisu, Zhang et al. 2003).
Субъединицы: Цитохром f, Цитохром b6, Железо-серный центр Rieske (Fe-S), Qp сайт
(субъединица IV), Pet G, Pet L, Pet M, Pet N.
Комплекс сопрягающего фактора
Мембранные ATФ-синтазы представляют собой макромолекулярные комплексы,
встроенные в фотосинтетическую мембрану хлоропластов.
Этот фермент является основным "производителем" молекул АТФ в живом организме
(будь-то растения, животные или бактерии). Скорость синтеза молекул АТФ FoF1-ATФсинтазой 100-300 с-1 (в зависимости от источника происхождения FoF1-ATФ-синтазы).
АТФ-синтазы из различных источников имеют схожее строение: этот комплекс состоит из
двух сравнительно крупных белковых комплексов Fo, F1 и "вала" (γ субъединицы),
механически соединяющей комплексы Fo и F1. Схематическое расположение белковых
комплексов FoF1-АТФсинтазы в мембране показано на рисунке.
Рисунок. Строение FoF1-ATФ-синтазы. Встроенный в мембрану комплекс Fo отвечает за
перенос протонов через мембрану, внемембранный комплекс F1 выполняет каталитические
функции по синтезу/гидролизу АТФ.
FoF1–ATФ-синтаза использует энергию трансмембранной разности электрохимических
потенциалов ионов водорода для вращения "ротора", состоящего из кольца cn,
механически связанного с субъединицами γ и ε. Вращение эксцентричной субъединицы γ,
расположенной внутри комплекса F1, вызывает конформационные изменения в
каталитических центрах, обеспечивая тем самым синтез АТФ. В режиме гидролиза АТФ
FoF1-АТФсинтаза работает как протонная помпа. За счет энергии, выделяющейся при
гидролизе АТФ, она вращает ротор (субъединицу γ и кольцо cn) и перекачивает ионы
водорода из области с низким протонным потенциалом в область с высоким протонным
потенциалом.
Ферредоксин:пластохиноноксидоредуктаза
Ферредоксин:пластохинон-оксидоредуктаза - гипотетический мембранный фермент,
который до настоящего времени не идентифицирован (Bendall and Manasse 1995; Scheller
1996; Malkin and Niyogi 2000). В работе (Allen 2003) предполагается, что недавно
открытый мембранный белок PGR5 может играть роль ферредоксин-пластохинон
редуктазы.
Одно из предположений состоит в том, что в роли белка, обладающего
ферредоксин:пластохинон-оксидоредуктазной активностью, может выступать Fd-NADPH
– редуктаза (ФНР) (Shahak, Crowther et al. 1981; Hosler and Yocum 1985; Кренделева,
Кукарских et al. 2001). Это предположение было сделано на эффекте действия
ингибиторов, но доказать специфичность их действия трудно. К тому же, ФНР не
чувствительна к антимицину и антитела ФНР не являются ингибиторами циклического
транспорта
(Shahak,
Crowther
et
al.
1981).
Ферредоксин:НАДФ-оксидоредуктаза
Ферредоксин-НАДФ-редуктаза (ФНР) принадлежит к семейству флавопротеинов (белков,
содержащих
простетические
группы
флавинмононуклеотид
–
ФМН
или
флавинадениндинуклеотид – ФАД). В качестве простетической группы содержит
нековалентно, но прочно связанный ФАД. Содержится у высших растений,
эукариотических водорослей и фотосинтезирующих бактерий (Carrillo et al., 1987). ФНР
из перца (Capsicum annuum) имеет молекулярную массу 33 кДа. У высших растений ФНР
катализирует восстановление НАДФ+ на последней стадии фотосинтетического
линейного транспорта электронов и также участвует циклическом транспорте электронов.
ФНР также была обнаружена в разных тканях и организмах, неспособных к фотосинтезу,
у которых она участвует в фиксации азота и гидроксилировании стероидов (Arakaki et al.,
1997).
При фотосинтезе ФНР катализирует восстановление НАДФ+ до НАДФН в соответствии с
реакцией:
2Fdred
+
НАДФ+
+
H+
=>
2Fdox
+
НАДФН
Эта реакция может быть разделена на 2 стадии. На первой стадии ФНР катализирует
последовательный перенос 2 электронов от 2 молекул восстановленного
одноэлектронного переносчика ферредоксина на молекулу ФАД. На второй стадии ФНР
использует эти 2 электрона для восстановления НАДФ+ до НАДФН (Carrillo et al., 1987).
Структура ФНР
Первая структура ФНР
была
получена
с
помощью
рентгеноструктурного
анализа в 1991 году с
разрешением
2.6Å
(Karplus et al., 1991), а в
1995 разрешение было
улучшено до 1.7Å (Bruns
et
al.,
1995;
PDB
структура 1FNB). Эта
была первая структура
белка, принадлежащего к
семейству
флавопротеинов. В 1999
году
были
получены
кристаллические
структуры
комплекса Рисунок Структура молекулы ФНР из Capsicum annuum (в
между НАДФ+ и двумя Protein Data Bank структура 1SM4). Рисунок получен с помощью
мутантными ФНР (Deng et программы Chimera. На рисунке ФАД-связывающий домен
+
al., 1999; PDB структуры обозначен синим цветом, НАДФ -связывающий – красным,
молекула
ФАД
–
серым.
1QFZ и 1QGA).
ФНР состоит из двух
доменов, соединенных петлей. Один домен ответственен за связывание простетической
группы ФАД – ФАД-связывающий домен (аминокислотные остатки 67–201), другой –
НАДФ+-связывающий домен (аминокислотные остатки 202–362). ФАД-связывающий
домен образован 6-тяжевым антипараллельным β-бочоноком и одной короткой αспиралью. НАДФ+-связывающий домен состоит из 5-тяжевого параллельного β-листа,
окруженного
6
α-спиралями
(Dorowski
et
al.,
2001).
Три вида ФНР
В листьях кукурузы было обнаружено 3 вида ФНР – ЛФНР1, ЛФНР2, ЛФНР3. Эти три
изофермента присутствуют в хлоропластах кукурузы примерно в одинаковых
концентрациях. Основное различие между изоферментами – это их локализация: ЛФНР1
связана с тилакоидной мембраной, ЛФНР3 – растворимый стромальный фермент, ЛФНР2
присутствует в обеих фракциях. При высоких значениях pH, которые наблюдаются в
строме активно фотосинтезирующего хлоропласта, Fd связывается с ЛФНР2 значительно
хуже, чем с ЛФНР1, в то время как с ЛФНР3 связывание не на много хуже. Было
показано, что количество ЛФНР1, ЛФНР2 увеличивается в условиях повышенного
запроса на НАДФН. Наличие нескольких видов ЛФНР позволяет высшим растениям
быстро реагировать на изменяющиеся условия (Okutani et al., 2005).
Участие ФНР в циклическом транспорте электронов
Кроме линейного транспорта электронов, у растений существует циклический транспорт
электронов, когда электроны от ФС1 возвращаются к цитохромному b6f комплексу. В
результате образуется АТФ без образования НАДФН.
ФНР в хлоропластах высших растений может быть субъединицей цитохромного b6f
комплекса (Zhang et al., 2001). Предполагается, что ФНР может быть также связанной с
ФС1 (Andersen et al., 1992) и комплексом НАД(Ф)Н дегидрогеназы (Quiles et al., 2000).
Bruns и Karplus (Bruns et al., 1995) предположили, что НАДФ+-связывающий домен ФНР
может состоять из двух субдоменов. Первый – ответственный за связывание НАДФ+ и
второй – содержащий гидрофобный карман, который образует сайт связывания ФНР с
мембраной или мембранными белками.
Связанная с цитохромным b6f комплексом или комплексом НАД(Ф)Н дегидрогеназы
ФНР может участвовать в циклическом электронном транспорте. Было предложено, что
ФНР может регулировать линейный и циклический поток электронов (Bojko et al., 2003).
Недавние исследования структуры цитохромного b6f комплекса (Stroebel et al., 2003)
выявили новый гемм на стромальной стороне комплекса, который мог бы поддерживать
такой циклический транспорт.
Комплекс Fd и ФНР
Первая структура комплекса Fd и ФНР из листьев кукурузы была получена с помощью
рентгеноструктурного анализа в 2000 году с разрешением 2.59Å (Kurisu et al., 2001; PDB
структура 1GAQ).
Сайт связывания Fd расположен в углублении между двумя доменами ФНР. Расстояние
между редокс центрами в комплексе – 2Fe–2S кластером в Fd и ФАД в ФНР составляет
6.0Å. Взаимодействия между молекулами Fd и ФНР в комплексе в основном
электростатические, но вблизи простетических групп – гидрофобные. При образовании
комплекса ФНР с Fd конформация ФНР немного изменяется – образуется новая
водородная связь, НАДФ+-связывающий домен слегка смещается (Kurisu et al., 2001).
Литература











Andersen B., Scheller H.V., Moller B.L. The PSI E subunit of photosystem I binds
ferredoxin:NADP+ oxidoreductase. FEBS Lett, 1992, Vol. 311, pp. 169–173.
Arakaki A. K., Ceccarelli E. A., Carrillo N. Plant-type ferredoxin-NADP+ reductases: a basal
structural framework and a multiplicity of functions. FASEB J., 1997, Vol 11, pp. 133-140.
Bojko M., Kruk J., Wieckowski S. Plastoquinones are effectively reduced by
ferredoxin:NADP+ oxidoreductase in the presence of sodium cholate micelles: significance
for cyclic electron transport and chlororespiration. Phytochemistry, 2003, Vol. 64, pp 1055–
1060.
Bruns C.M., Karplus P.A. Refined crystal structure of spinach ferredoxin reductase at 1.7 A
resolution: oxidized, reduced and 2'-phospho-5'-AMP bound states. J Mol Biol., 1995, Vol
247, pp. 125-145.
Carrillo N., Vallejos R.H. Ferredoxin-NADP+ oxidoreductase. In Topics in Photosynthesis
(Barber, J., ed.), 1987, pp. 527–560. Elsevier, Amsterdam, New York, Oxford.
Deng Z., Aliverti A., Zanetti G., Arakaki A. K., Ottado J., Orellano E. G., Calcaterra N. B.,
Ceccarelli E. A., Carrillo N., Karplus P. A. A productive NADP+ binding mode of
ferredoxin−NADP+ reductase revealed by protein engineering and crystallographic studies.
Nat. Struct. Biol., 1999, Vol 6, pp. 847–853.
Dorowski A., Hofmann A., Steegborn C., Boicu M., Huber R. Crystal Structure of Paprika
Ferredoxin-NADP+ Reductase. J. Biol. Chem. Vol. 276, No. 12, pp. 9253–9263, 2001
Karplus P.A., Daniels M.J., Herriott J.R. Atomic structure of ferredoxin-NADP+ reductase:
prototype for a structurally novel flavoenzyme family. Science, 1991, Vol 251, pp. 60-66.
Kurisu G., Kusunoki M., Katoh E., Yamazaki T., Teshima K., Onda Y., Kimata-Ariga Y., Hase
T. Structure of the electron transfer complex between ferredoxin and ferredoxin-NADP+
reductase. Nat. Struct. Biol., 2001, Vol. 8, pp 117-121.
Okutani S., Hanke G. T., Satomi Y., Takao T., Kurisu G., Suzuki A., Hase T. Three maize
leaf ferredoxin:NADPH oxidoreductases vary in subchloroplast location, expression, and
interaction with ferredoxin. Plant Physiology, 2005, Vol. 139, pp. 1451–1459.
Stroebel D., Choquet Y., Popot J.-L., Picot D. An atypical haem in the cytochrome b6f
complex. Nature, 2003, Vol. 426, pp 413-418.


Quiles M.J., Garcia A., Cuello J. Separation by blue-native PAGE and identification of the
whole NAD(P)H dehydrogenase complex from barley stroma thylakoids. Plant Physiol
Biochem, 2000, Vol. 38, pp 225–232.
Zhang H., Whitelegge J.P., Cramer W.A. Ferredoxin:NADP+ oxidoreductase is a subunit of
the chloroplast cytochrome b6f complex. J Biol. Chem., 2001, Vol. 276, pp. 38159–38165.
Люмен
Люмен – область между двумя мембранами тилакоидов. Толщина люмена – 5-10 нм. На
свету рН люмена примерно равен 5 (Албертс et al., 1987). В люмене происходит диффузия
белка пластоцианина, переносящего электроны с цитохромного комплекса на
фотосистему I. В люмен выступают фрагменты мембранных белков, по размеру
сравнимые с толщиной люмена, поэтому диффузия пластоцианина затруднена. При
работе фотосинтетической электронно-транспортной цепи в люмен накачиваются
протоны, за счет возникающего на тилакоидной мембране электрохимического
потенциала в строме происходит синтез АТФ из АДФ.
Пластохинон
Пластохинон служит подвижным переносчиком электронов и протонов в тилакоидной
мембране. Одна из возможных схем расположения молекулы пластохинона в мембране
показана на рисунке (из [Тихонов 1996]).
Белки люмена
Долгое время считалось, что накапливание протонного
градиента и управление ионными потоками через мембрану –
основные функции люмена.
Количество известных люминальных белков было мало, это
были 3 внешних белка фотосистемы II – PsbO, PsbP, PsbQ
(расщепление воды) и пластоцианин (электронный транспорт).
Позже к этой группе добавились виолаксантин деэпоксидаза
(регуляция ксантофиллового цикла) и внешний белок фотосистемы I – PsaN.
Однако в 2002 году было выявлено, что в люмене тилакоидов из Arabidopsis thaliana
содержится около 80 видов белков (Peltier et al., 2002; Schubert et al., 2002). Функция
только части этих белков выяснена. Это шапероны, карбоангидразы, пероксидазы,
протеазы, изомеразы, полифенолоксидаза, протеаза для процессинга белка D1, фактор
сборки
фотосистемы II.
Белки,
выполняющие
антиоксидантные
функции:
пероксиредоксины, тиоредоксины, люминальная аскорбат пероксидаза (Peltier et al., 2002).
Иммунофилины растений в противоположность родственникам из млекопитающих
открыты относительно недавно. Из люминальных иммунофилинов только функция
циклофилина TL40 из шпината выяснена – это регулирование дефосфорилирования
белков тилакоидной мембраны за счет связывания с фосфатазой. Предполагают, что
иммунофилины участвуют в активации и ингибировании других тилакоидных белков и
фолдинге и сборке белков. Возможной целью люминальных иммунофилинов могут быть
PsbO, PsbP, PsbQ, которые не только связаны с мембраной, но и живут в люмене в
разобранном состоянии довольно долго. Так как несобранные белки обычно быстро
разрушаются, предполагается, что люминальные иммунофилины участвуют в защите этих
несобранных внешних белков и их правильном встраивании в фотосистему II (Schubert et
al., 2002).
В люмене также содержится белок, катализирующий перенос фосфатной группы с ATP на
GDP (Spetea et al., 2004)
Концентрация самых многочисленных белков (пластоцианина и PsbO, PsbP, PsbQ) в 10000
раз выше, чем концентрация самых редко представленных белков люмена. (Peltier et al.,
2002).
Пластоцианин
Пластоцианин – это небольшой (10
кДа)
медный
белок,
осуществляющий
перенос
электронов между цитохромным b6f
комплексом и фотосистемой I
посредством
диффузии
в
люменальном
пространстве.
К
настоящему времени определена
структура около шести различных
пластоцианинов,
включая
пластоцианин тополя в окисленной
и восстановленной формах (Pearson
and Gross 1998). Атом меди связан с
четырьмя лигандами (H37, H87, C84
и M92). Пластоцианин обладает
двумя потенциальными сайтами
связывания.
Один
расположен
около лиганда H87. H87 –
единственный
лиганд
меди,
расположенный на поверхности
молекулы. Несмотря на то, что в
этой области нет заряженных
аминокислотных
остатков,
электростатические
вычисления
Рисунок Структура молекулы пластоцианина из
Spinacia Oleracea (структура 1AG6 в Protein Data
Bank). Рисунок получен с помощью программы SwissPdbViewer. На рисунке зеленым цветом обозначены
аминокислоты, которые являются лигандами к атому
Cu (показан в виде желтой сферы).
свидетельствуют о наличии положительного электростатического потенциала вокруг
атома меди. Второй сайт связывания состоит из остатка Y83 и окружающих отрицательно
заряженных аминокислотных остатков. Электронная тропа проходит от Y83 к медному
центру через С84. Расстояние между двумя центрами связывания 12.7 А (Gross 1996).
Некоторые факты указывают на электростатическую природу взаимодействия
пластоцианина и цитохрома f (Pearson and Gross 1998). Так, скорость переноса электронов
с cyt f на Рс уменьшалась при увеличении ионной силы, показывая, что взаимодействие
происходит зарядами разных знаков на двух белках. Химическая модификация
пластоцианина показала, что во взаимодействии с cyt f участвуют отрицательные заряды,
а химическая модификация cyt f показала, что положительные заряды на cyt f также
вовлечены во взаимодействие с пластоцианином.
Строма
Строма – область внутри хлоропласта, окружающая тилакоиды. В строме происходит
диффузия
мобильного
переносчика
электронов
–
белка
ферредоксина,
транспортирующего электроны от фотосистемы I к ферменту ферредоксин-НАДФредуктазе. Также в строму выступает комплекс F1, входящий в состав АТФ-синтазы, и
осуществляющий синтез или гидролиз АТФ. В строме происходит восстановление НАДФ,
синтез АТФ, а также реакции темновой фазы фотосинтеза (цикл Кальвина).
В строме содержится много разных растворимых ферментов (белкового синтеза, цикла
Кальвина, синтеза липидов и др.), примерно 300 копий ДНК (Staehelin et al., 1996), мРНК,
70S рибосомы. На свету рН стромы примерно равен 8 (Албертс et al., 1987).
Ферредоксин
Ферредоксин – это маленький растворимый белок (11 кДа), содержащий [2Fe-2S] кластер
как простетическую группу. Аминокислотные последовательности известны для многих
видов ферредоксинов. Рентгеноструктурный анализ, выполненный для четырех
бактериальных ферредоксинов и одного ферредоксина из высших растений, показал, что
их структуры очень схожи. В структуре присутствуют четыре молекулярные цепочки βслоёв, две α-спирали и спиральный изгиб на карбоксильном конце (Knaff 1996). В этих
ферредоксинах [2Fe-2S] кластер находится у внешней границы молекулы в петле,
простирающейся на 9Å от основной части белка. Эта кластер-связывающая петля
стабилизирована большим числом электростатических взаимодействий. В молекуле
ферредоксина распределение заряженных остатков ассиметрично. Две области
отрицательного поверхностного потенциала окружают [2Fe-2S] кластер. Дипольный
момент 377 Дебай был вычислен для окисленной формы ферредоксина. Отрицательный
конец вектора дипольного момента лежит около железосерного кластера примерно между
двумя отрицательно заряженными областями. Было предположено, что отрицательный
конец этого сильного диполя играет ключевую роль при ориентации молекулы
ферредоксина на начальных ступенях докинга.
Комплекс PSI/Fd цианобактерий был исследован методом электронной микроскопии,
совмещенной с анализом изображения отдельной частицы. Было найдено, что сайт
связывания ферредоксина находится на стромальной части ФС1 в непосредственной
близости от выступа, формируемого тремя субъединицами Psa C, Psa D и Psa E. Эти
наблюдения совпадают с выводами, сделанными при анализе структуры ФС1
(Мокроносов and Гавриленко 1992; Fromme, Jordan et al. 2001).